Summary
Dans cette étude, nous avons développé une nanosonde d’empreintes digitales basée sur la diffusion Raman améliorée en surface (SERS) à faible coût avec une biocompatibilité favorable pour montrer la bioimagerie de cellules vivantes sans marquage et détecter deux souches bactériennes, montrant en détail comment obtenir des spectres SERS de cellules vivantes dans une méthode non destructive.
Abstract
La technologie de diffusion Raman améliorée en surface (SERS) attire de plus en plus l’attention dans le domaine biomédical en raison de sa capacité à fournir des informations moléculaires sur les empreintes digitales d’échantillons biologiques, ainsi que de son potentiel dans l’analyse de cellules uniques. Ce travail vise à établir une stratégie simple de bioanalyse SERS sans marquage basée sur Au@carbon nanosondes à points (Au@CDs). Ici, les CD dérivés de polyphénols sont utilisés comme réducteur pour synthétiser rapidement des nanostructures de noyau et de coquille Au@CD, ce qui permet de puissantes performances SERS même lorsque la concentration de bleu de méthylène (MB) est aussi faible que 10-9 M, en raison du mécanisme coopératif d’amélioration Raman. Pour la bioanalyse, Au@CDs peut servir de nanocapteur SERS unique pour identifier les composants cellulaires des échantillons biologiques (par exemple, les cellules cancéreuses et les bactéries). Les empreintes moléculaires de différentes espèces peuvent être distinguées après combinaison avec l’analyse en composantes principales. En outre, Au@CDs permettent également l’imagerie SERS sans marquage pour analyser les profils de composition intracellulaire. Cette stratégie offre une bioanalyse SERS réalisable et sans marque, ouvrant de nouvelles perspectives pour le nanodiagnostic.
Introduction
L’analyse unicellulaire est essentielle pour l’étude de la révélation de l’hétérogénéité cellulaire et l’évaluation de l’état global de la cellule. La réponse instantanée de la cellule au microenvironnement justifie également une analyse unicellulaire1. Cependant, il y a certaines limites aux techniques actuelles. La détection de fluorescence peut être appliquée à l’analyse d’une seule cellule, mais elle est limitée par une faible sensibilité. D’autres défis découlent du fond de fluorescence complexe des cellules et du photoblanchiment en fluorescence sous irradiation à long terme2. La diffusion Raman améliorée en surface (SERS) peut être qualifiée en termes d’analyse unicellulaire en raison de ses avantages, notamment (1) reflétant les informations moléculaires intrinsèques de l’empreinte digitale et la situation instantanée, (2) sensibilité de surface ultra-élevée, (3) détection multiplex pratique, (4) photostabilité élevée, (5) détection peut être quantifiée pour une analyse comparative, (6) éviter l’autofluorescence cellulaire avec l’excitation de longueur d’onde NIR, (7) la détection peut être effectuée dans un aqueux cellulaire environnement, et (8) la détection peut être dirigée vers une région spécifique de la cellule 3,4,5.
Il existe deux mécanismes largement reconnus pour comprendre le SERS comme un phénomène fondamental : l’amélioration électromagnétique (EM) comme raison dominante et l’amélioration chimique (CM). EM se réfère, dans une fréquence donnée du champ excitant, à l’oscillation d’électrons collectifs entraînés par des ondes électromagnétiques lorsque la fréquence de la lumière incidente correspond à la fréquence des électrons libres oscillant dans le métal, donnant lieu à la résonance plasmonique de surface (SPR). Lorsque la SPR localisée (LSPR) se produit par le laser incident qui frappe les nanoparticules métalliques (NP), elle conduit à l’absorption ou à la diffusion par résonance de la lumière incidente. Par conséquent, l’intensité du champ électromagnétique de surface des NP métalliques peut être augmentée de deux à cinq ordres4. Cependant, la clé de l’énorme amélioration du SERS n’est pas un seul NP métallique, mais l’écart entre deux NP, ce qui crée des points chauds. La CM est générée de deux côtés, y compris (1) les interactions entre les molécules cibles et les NP métalliques et (2) les molécules cibles capables de transférer des électrons vers/depuis les NP métalliques 4,5. Des détails plus exhaustifs peuvent être trouvés dans ces articles 4,5. Plusieurs méthodes prometteuses de biodétection et d’imagerie SERS dans les cellules vivantes ont été présentées dans la littérature antérieure, par exemple, la détection des cellules apoptotiques6, des protéines dans les organites7, des miARN intracellulaires8, des membranes lipidiques cellulaires9,des cytokines10 et des métabolites11 dans les cellules vivantes, ainsi que l’identification et la surveillance des cellules par imagerie confocale SERS2, 11,12,13. Fait intéressant, le SERS sans marquage présente l’avantage unique du SERS, qui peut décrire les spectres moléculaires internes5.
Un problème majeur pour le SERS sans étiquette est un substrat rationnel et fiable. Les substrats SERS typiques sont des NP de métaux nobles en raison de leur excellente capacité à diffuser beaucoup de lumière14. De nos jours, de plus en plus d’attention est accordée aux nanocomposites en raison de leurs propriétés physiques et chimiques remarquables et de leur biocompatibilité. Plus important encore, les nanocomposites peuvent présenter une meilleure activité SERS en raison de l’intense EM induite par les points chauds sur les nanohybrides et de l’amélioration chimique supplémentaire provenant d’autres matériaux non métalliques15. Par exemple, Fei et coll. ont utilisé des pointsquantiques MoS 2 (QD) comme réducteurs pour synthétiser des nanocomposites AuNP@MoS 2 QD pour l’imagerie SERS dans le proche infrarouge (NIR) sans marquage de cellules cancéreuses du sein 4T1 de souris (cellules 4T1)16. En outre, Li et al. ont fabriqué un substrat SERS 2D composé de NP Au et de nanofeuilles de ditellurure de hafnium 2D pour des mesures SERS sans marquage de bactéries pathogènes d’origine alimentaire17. Récemment, les points de carbone (CD), bons donneurs d’électrons, ont été utilisés comme réducteurs sans autres réducteurs ni irradiation pour synthétiser Au@carbon nanosondes à points (Au@CDs)18, qui ont été signalées comme des matériaux efficaces pour améliorer l’activité SERS basée sur l’effet de transfert de charge (CT) entre les noyaux Au et les coquilles CD19,20. De plus, les CD sont reconnus comme l’agent de coiffage et un stabilisateur pour empêcher les NP Au d’agréger21. En outre, il ouvre plus de possibilités de réactions avec les analytes, car il peut fournir un grand nombre de sites de liaison et actifs20. Tirant parti de ce qui précède, Jin et al. ont développé une méthode rapide et contrôlable pour fabriquer des NP Ag@CD dotés de propriétés SERS uniques et d’excellentes activités catalytiques pour surveiller des réactions catalytiques hétérogènes en temps réel18.
Ici, une méthode facile et peu coûteuse pour fabriquer des substrats de base Au@CD de SERS afin d’identifier les composants cellulaires et la bioimagerie de cellules vivantes SERS sans marque, ainsi que de détecter et de différencier Escherichia coli (E. coli) et Staphylococcus aureus (S. aureus) a été démontrée, ce qui est prometteur pour le diagnostic précoce de la maladie et une meilleure compréhension des processus cellulaires.
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Protocol
1. Fabrication de Au@CDs
REMARQUE : La figure 1 illustre une procédure de fabrication pour Au@CDs.
- Préparer la solution CD en utilisant de l’acide citrique (CA) et de l’acide gallique (AG) par un traitement hydrothermal typique18. Ajouter 100 μL de 3,0 mg mL-1 de la solution CD préparée dans 200 μL d’acide chloroaurique 10 mM (HAuCl4) (voir le tableau des matières) à température ambiante pendant 10 s jusqu’à ce qu’une suspension violette soit produite.
- Centrifuger la suspension pourpre à 4 000 × g pendant 10 min à température ambiante et retirer délicatement le surnageant à l’aide d’une pipette si l’élimination des colloïdes Au@CD est difficile.
- Remettez le Au@CDs en suspension avec 200 μL d’eau désionisée (résistivité de 18,2 MΩcm) pour laver les CD en excès.
- Répéter l’étape 1.2 et obtenir les NP noyau-enveloppe, redispersés dans 100 μL d’eau désionisée, et stocker à 4 °C. Les NP peuvent être stockés pendant 1 mois.
2. Caractérisation des Au@CDs
- Microscopie électronique à transmission (MET)
- Laisser les échantillons CD et Au@CD toute la nuit à -80 °C pour les lyophiliser à partir d’une solution congelée et les écraser après lyophilisation en poudre.
- Disperser les échantillons de poudre obtenus dans l’eau désionisée de manière adéquate par sonication, à 100% de puissance, pendant 5 min.
- Déposer quelques gouttes de la suspension de l’échantillon sur une grille TEM recouverte d’un film de carbone laceté et capturer des images après séchage à l’aide d’un microscope électronique à transmission à une tension d’accélération de 200 kV (voir le tableau des matériaux).
- Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FT-IR)
- Répétez l’étape 2.1.1 pour obtenir des échantillons de puissance, broyez quelques particules de KBr préséchées en poudres dans un mortier, ajoutez une pincée de l’échantillon et mélangez simultanément avec les poudres KBr pour la caractérisation IR16.
- Spectroscopie d’absorbance ultraviolet-visible-proche infrarouge (UV-vis-NIR)
- Préparer la suspension des CD et des Au@CDs avec une concentration appropriée pour s’assurer que l’absorbance est inférieure à un et effectuer la caractérisation UV-vis-NIR16.
- Spectres Raman
- Allumez le laser à semi-conducteurs 785 nm, avec une puissance laser de 10 mW et un grossissement d’objection de 20x. Réglez la durée d’exposition à 5 s et le nombre d’accumulations à trois.
- Ajouter un volume égal d’échantillons de Au@CDs préparés dans 5 μL de solution de bleu de méthylène (MB) et bien mélanger.
- Placez une goutte de suspension sur le substrat en laiton pour recueillir les spectres SERS.
3. Culture cellulaire
- Culture de cellules de carcinome pulmonaire épithélial humain (cellules A549, passage en laboratoire) dans le milieu Eagle modifié (DMEM) de Dulbecco supplémenté avec 10% de sérum bovin fœtal (FBS) et 1% de pénicilline-streptomycine et incuber dans un incubateur humidifié à 37 °C avec 5% de CO2.
- Ensemencer les cellules dans des plaques de 96 puits (1 × 105 cellules/puits) et traiter avec Au@CDs à différentes concentrations comprises entre 20 et 100 μM. Utilisez une trousse d’essai CCK-8 pour mesurer la viabilité cellulaire (voir le tableau des matériaux). Trois doublons indépendants sont utilisés dans chaque traitement.
- Pour effectuer les expériences SERS, procédez comme suit :
- Placez une puce de saphir stérile (voir le tableau des matériaux) dans les plaques de 12 puits, puis ensemencez les cellules sur un seul puits avec 1 ml de milieu. Incuber les plaques dans un incubateur humidifié à 37 °C avec 5% de CO2pendant la nuit pour atteindre 70%-80% de confluence.
- Ajouter le Au@CDs dans le puits unique et incuber pendant 4-6 h.
NOTE: Avant l’incubation, tester la stabilité des substrats, en particulier les NP de phase de solution. Ces matières sont susceptibles de se dégrader par des processus de dissolution, d’agrégation et de sédimentation pendant le stockage et l’utilisation, ce qui peut réduire les pertes EM et diminuer l’activité SERS. Plus important encore, pour l’absorption cellulaire, elle pourrait être largement affectée par la taille des NP22. - Pendant l’incubation, les substrats pénètrent dans les cellules par absorption endocytaire. Après l’incubation, observez les cellules au microscope optique jusqu’à ce que quelques particules noires soient vues à l’intérieur des cellules.
REMARQUE: Si l’intensité du SERS est faible, essayez d’augmenter la concentration de Au@CD ou de prolonger le temps d’incubation. - Retirez le milieu, rincez doucement les copeaux de saphir avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) et trempez-les dans du PBS pour la détection SERS16.
4. Expériences SERS cellulaires
- Ouvrez l’ordinateur, allumez le spectromètre Raman, démarrez le logiciel, puis allumez le laser 785 nm (voir Tableau des matériaux).
- Cliquez sur Nouvelle mesure et commencez une nouvelle acquisition spectrale. Calibrer17 avec des plaquettes de silicium avant la mesure de l’échantillon.
- Prenez un objectif 20x pour vous assurer qu’une image cellulaire claire est observée, puis changez l’objectif à 50x. Réglez la puissance laser de faible à élevée et le temps d’exposition et les accumulations appropriés.
REMARQUE: Avant la mesure SERS, vérifiez la puissance laser appropriée pour éviter des dommages irréversibles à la cellule et assurez-vous que les paramètres d’acquisition sont cohérents. L’intensité du SERS est liée à la puissance du laser, à la taille du spot, à l’accumulation et au temps d’exposition. - Choisissez un point de cellules à mesurer et cliquez sur Exécuter. Chaque cellule est mesurée par 20 points, et 10 cellules sont mesurées pour prendre la moyenne.
REMARQUE: Les composants intracellulaires sont compliqués, ce qui entraîne une grande disparité spectrale. Par conséquent, prenez des spectres dans des régions cellulaires similaires et prenez autant de spectres que possible. - Enregistrez les spectres.
- Cliquez sur Nouvelle acquisition d’image Rationaliser, puis cliquez sur Révision vidéo, sélectionnez la plage à photographier et cliquez sur OK. Réglez les paramètres : ligne de bord de 785 nm, centre de 1 200 cm-1, durée d’exposition de 5 s, nombre d’accumulations de trois et puissance laser à 50 %.
- Cliquez sur Nouvelle image vivante, choisissez Signal à la ligne de base, définissez la plage de la première limite 625 à la deuxième limite 1 700, puis cliquez sur Configuration de la zone. Ensuite, définissez les étapes appropriées, puis cliquez sur Appliquer et OK. Enfin, cliquez sur Exécuter pour commencer à effectuer l’imagerie SERS.
5. Culture bactérienne et mesures SERS
- Diluer pendant la nuit les cultures d’E. coli et de S. aureus (1:100) dans 5 mL du nouveau milieu Luria-Bertani (LB) (voir le tableau des matériaux). Après croissance à 37 °C à A 600 0,4 à 0,6, centrifuger la culture à 5000 × g pendant 5 min pour granuler les cellules.
- Remettez les pastilles en suspension dans 1 mL de PBS suivie d’une centrifugation de 5 min 5 000 × g (à température ambiante) deux fois.
- Mélanger la culture bactérienne avec le Au@CDs et observer le mélange directement sous la plateforme SERS.
6. Analyse des données
- Lissez les spectres et corrigez la ligne de base.
- Effectuer une analyse en composantes principales (ACP)16 avec les données traitées.
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Representative Results
La fabrication de la Au@CDs est illustrée à la figure 1. Les CD ont été préparés à partir d’AC et de GA par un procédé hydrothermal typique18. Au@CDs ont été rapidement synthétisés en réduisant HAuCl4 par des CD en milieu aqueux à température ambiante. La taille et la morphologie des CD et des Au@CDs peuvent être observées par TEM et TEM23 à haute résolution (HR). Les CD préparés sont monodispersés avec de petites tailles de près de 2-6 nm (Figure 2A). Le noyau Au sphérique est recouvert d’une couche de coquille CD d’environ 2,1 nm (Figure 2B,C et Figure supplémentaire 1).
Pour confirmer les structures des CD et des Au@CDs, des spectres FT-IR ont été enregistrés pour analyser les groupes fonctionnels organiques (Figure 2D). La bande à 3 000-3 600/2 500-2 800 cm-1, 1 251/1 629 cm-1 et 1 471 cm-1 peut être affectée à la vibration d’étirement O-H, à la vibration d’étirement C = O et à la vibration d’étirement C-O, respectivement 24,25. En outre, la bande vibratoire d’étirement à 1 741 cm-1 est liée à C-C 24. Quelques-uns de ces groupes fonctionnels de GA et CA sont également présents dans les CD et les Au@CDs, suggérant la synthèse réussie des NP. Les spectres d’absorption UV-vis des CD ont un pic caractéristique à 265 nm, indiquant une structure aromatique isolée dans les carottes de carbone26, qui disparaît lors de la réduction. Le spectre de Au@CDs présente un pic caractéristique à 545 nm, qui est associé à la bande d’absorption SPR du noyau Au, indiquant la fabrication de la nanostructure composite (Figure 2E).
Comme le montre la figure 3A, B, même lorsque la concentration de MB est aussi faible que 10-9 M, Au@CDs présentent d’excellentes performances SERS par rapport aux Au NP. Le facteur d’amélioration (FE) peut être calculé par l’équation16 suivante, où I SERS et I0 se réfèrent aux intensités Raman du spectre SERS et du Raman normal, respectivement, et C SERS et C 0 se réfèrent aux concentrations des molécules de substrat utilisées pour les mesures SERSet Raman, respectivement. En prenant 1 620 cm-1 de Mo à calculer, le FE de Au@CDs est de près de 2,1 × 105, ce qui est environ trois fois plus fort que celui des NP Au (6,8 × 104).
Quelques pics caractéristiques peuvent être détectés, tels que 770 cm-1 (flexion dans le plan de C-H), 1 398 cm-1 (étirement symétrique de C-N) et 1 625 cm-1 (étirement de l’anneau C-C), ce qui est cohérent avec la littérature rapportée27. Dans le même temps, 10-5 M à 10-9 M de Mo sont détectés, ce qui amène la bande SERS à 1 620 cm-1 pour la quantification; la relation linéaire est définie comme y = 0,2437x + 2,1756 (R2 = 0,9922) (Figure 3B). Outre la sensibilité, la reproductibilité et la stabilité à long terme sont deux indicateurs importants pour les substrats SERS. Par conséquent, les spectres SERS ont été acquis sur 20 points au hasard, présentant une grande similitude entre eux (Figure 3C, D); quatre spectres ont été collectés pendant 1 mois, les pics caractéristiques de MB ont encore été détectés 1 mois après le placement à 4 °C, et l’activité moyenne du SERS à 950 cm-1, 1 185 cm-1 et 1 620 cm-1 n’a montré qu’un degré de désintégration d’environ 5,43%, 11,44% et 13,94%, respectivement (Figure 3E), indiquant la bonne reproductibilité et la stabilité à long terme des substrats Au@CD.
Dans les mesures SERS cellulaires actuelles, la cytotoxicité des NPs a d’abord été testée. Au@CDs (20-100 μM) ont à peine montré une cytotoxicité pour les cellules A549 (Figure 3F). Les résultats ci-dessus suggèrent le potentiel élevé de Au@CDs à appliquer aux mesures SERS sans marquage dans les cellules vivantes. Comme le montre la figure 4, le substrat SERS assemblé en Au@CD fournit une cartographie SERS intégrée des composants cellulaires de 800 à 1 700 cm-1. Il a été observé que Au@CD agrégats NP présentent des signaux SERS évidents sans bruit de fond dans la cartographie SERS des cellules A549 (Figure 4B). Trois spectres provenant de différents points cellulaires sont représentés à la figure 4C, démontrant l’hétérogénéité des composants dans diverses régions cytoplasmiques et la supériorité de la Au@CDs en tant que sondes SERS pour l’analyse unicellulaire. Le spectre moyen des cellules A549 est illustré à la figure 4A, et une information cellulaire abondante peut être observée. Les affectations détaillées des pics caractéristiques sont fournies dans le tableau 1.
En outre, Au@CDs également démontrer une bonne capacité à détecter et à différencier deux souches bactériennes. Les spectres obtenus sont assez similaires à la littérature publiée pour E. coli et S. aureus, tels que la phénylalanine à 1 030 cm-1 et une respiration en anneau d’acide nucléique à 741 cm-1 (Figure 5A, B), qui vérifie la fiabilité des mesures SERS28. Les affectations de pics caractéristiquesdétaillées 28,29,30,31 sont fournies dans le tableau 2. Le modèle de l’ACP est également bien discriminatoire (figure 5C,D).
Figure 1 : Illustration schématique de la voie de synthèse du Au@CDs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Caractérisation représentative des CD et Au@CDs. (A) Image HRTEM des CD. Barre d’échelle: 10 nm. B) Image TEM de Au@CDs. Barre d’échelle: 100 nm. C) Image HRTEM de la région d’interface de Au@CDs. Barre d’échelle: 10 nm; Encart : 2 nm. (D) Spectres FT-IR des CD et Au@CDs bruts GA, CA et tels que préparés. (E) Spectres d’absorption UV-vis des CD, des Au NP et des Au@CDs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Activités SERS de Au@CDs. (A) Spectres SERS de MB en vrac (10-5 M, ligne noire) et de la solution 10-9 M MB (ligne bleue et ligne verte). (B) Spectres SERS de MB à différentes concentrations (10-9-10-5 M). Insérer : La relation linéaire de la bande SERS à 1 620 cm-1 de Mo, y = 0,2437x + 2,1756 (R2 = 0,9922). Résultats des expériences de reproductibilité du substrat SERS (C), d’histogramme de l’écart-type relatif (RSD) (pic de 1 620 cm-1 de Mo à 10-7 M) (D) et de stabilité à long terme (E). (F) Viabilité cellulaire des cellules A549 après 24 h d’incubation avec le gradient de concentration Au@CD. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Analyse des empreintes digitales et imagerie SERS sans marquage des cellules A549. (A) Spectre SERS moyen des cellules A549. (B) Le champ lumineux, la cartographie SERS et les images fusionnées des cellules A549. Barres d’échelle: 20 μm. (C) Spectres SERS de différents points cellulaires marqués dans l’image fusionnée de 1, 2 et 3. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Analyse des empreintes digitales de deux souches bactériennes. Les spectres SERS moyens d’E. coli (A) et de S. aureus (B). Le PCA 2D (C) et le PCA 3D (D) sur l’analyse différentielle de deux souches bactériennes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Tableau 1 : Affectations pour les pics Raman des cellules A549. Abréviations : Pro = proline; HYP = hydroxyproline; Tyr = tyrosine; Trp = trypotopane; Phe = phénylalanine; A = adénine; T = thymine; C = cytosine; G = guanine; pliage = flexion; str = étirement; def = déformation; torsion = torsion; souffle = respiration; wag = remue; sym = symétrique; asym = asymétrique; bk = épine dorsale. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau 2 : Affectations pour les pics Raman d’E. coli et de S. aureus. Abréviations : Tyr = tyrosine; Phe = phénylalanine; A = adénine; G = guanine; str = étirement; def = déformation; souffle = respiration; sym = symétrique. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Figure supplémentaire 1 : Étude de la diffusion dynamique de la lumière de Au@CDs. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
En résumé, Au@CDs avec une coque CD ultramince de 2,1 nm ont été fabriquées avec succès. Les nanocomposites présentent une sensibilité SERS supérieure à celle des NP Au purs. En outre, Au@CDs possèdent d’excellentes performances en termes de reproductibilité et de stabilité à long terme. D’autres recherches comprennent la prise de Au@CDs comme substrats pour effectuer l’imagerie SERS des cellules A54931 et pour détecter deux souches bactériennes32. Il a été prouvé que Au@CDs peut être utilisé comme sonde SERS ultrasensible principalement basée sur l’amélioration chimique entre les Au NP et les CD.
Il y a quelques points clés lors des mesures SERS dans le protocole précédent. Tout d’abord, avant d’appliquer Au@CDs dans les cellules et les échantillons bactériens, il est nécessaire de garantir une formule de substrat SERS supérieure ainsi que la bonne concentration, qui peut être vérifiée par des molécules de colorant. Par la suite, le spectre SERS est incohérent à chaque point cellulaire parce que les échantillons biologiques sont complexes et dynamiques.
Si vous prenez un spot laser plus grand, le spectre SERS de différents points sera plus similaire. Il convient de noter que le spectre SERS du même point cellulaire peut ne pas être conforme à une puissance laser différente. Il est bien admis que le spectre SERS moyen des échantillons biologiques est cohérent; par conséquent, il est essentiel d’obtenir le spectre SERS dans les mêmes régions cellulaires autant que possible, puis de faire la moyenne de plusieurs régions cellulaires différentes. De plus, la sensibilité de détection du SERS intracellulaire est facilement affectée par les signaux de fond. Les signaux de fond Raman proviennent principalement de trois aspects, y compris (1) un substrat, tel que le saphir, la plaquette de silicium, etc., (2) une sonde SERS et (3) des échantillons biologiques. Par conséquent, il est recommandé de choisir des substrats sans bruit de fond chaque fois que possible, bien que cela soit difficile.
Par rapport à la spectroscopie Raman conventionnelle, le SERS peut améliorer considérablement l’intensité du signal de plusieurs ordres de grandeur33. Dans ce travail, l’or a été choisi pour la fabrication de NP composites parce qu’il possédait une meilleure capacité à optimiser la taille et la forme, étant moins cytotoxique ainsi que plus chimiquement inerte et robuste que l’argent34. Pendant ce temps, les coquilles CD attachées aux surfaces Au peuvent réduire les interactions entre les cellules et les NP métalliques33. En conclusion, les résultats ci-dessus ont démontré que le SERS sans marquage est une technique non invasive et non destructive, qui peut fournir une composition chimique intrinsèque des analytes au niveau d’une seule cellule35.
Des études antérieures ont montré qu’il est essentiel de contrôler l’environnement et le temps de détection appropriés en cas de distorsion des informations digitales natives5. Par conséquent, il est essentiel de s’assurer qu’il n’y a pas de dommages sur les cellules, dans le but d’obtenir des spectres fiables. D’autres défis incluent: (1) pour les mesures SERS intracellulaires, les NP Au actifs SERS peuvent interagir avec des composants intracellulaires tels que les protéines, les lipides ou les acides nucléiques4. Par conséquent, la biocompatibilité et les assignations de signaux SERS doivent être prises en compte; (2) l’exposition constante au laser pendant la détection du SERS peut endommager la cytotoxicité cellulaire ou les échantillons biologiques; et (3) comme le montre la figure 5A, B, la plate-forme SERS portable présente encore certaines limites - l’intensité Raman ou les signaux qui peuvent être détectés ne sont pas bons comme le montre la figure 4.
En outre, lorsqu’elles sont combinées à d’autres technologies telles que la microfluidique des gouttelettes 36, l’apprentissage profond37, l’apprentissage automatique 38, la technologie d’amplification catalytique de l’assemblage en épingle à cheveux39 et la technologie de fluorescence40, ces stratégies intégrées peuvent développer la supériorité du SERS.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (32071399 et 62175071), le Programme pour la science et la technologie de Guangzhou (2019050001), la Fondation de recherche fondamentale et appliquée du Guangdong (2021A1515011988) et la Fondation ouverte du Laboratoire clé des sciences et technologies optoélectroniques pour la médecine (Université normale du Fujian), Ministère de l’éducation, Chine (JYG2009).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10x PBS buffer (Cell culture) | Langeco Technology | BL316A | |
| 6 well cell culture plate | LABSELECT | 11110 | |
| Cell Counting Kit-8 (CCK-8) | GLPBIO | GK10001 | |
| Citric acid | Shanghai Aladdin Biochemical Technology | C108869 | |
| CO2 incubator | Thermo Fisher Technologies | 3111 | |
| Constant temperature magnetic agitator | Sartorius Scientific Instruments | SQP | |
| Cryogenic high speed centrifuge | Shanghai Boxun | SW-CJ-2FD | |
| DMEM high glucose cell culture medium | Procell | PM150210 | |
| Electronic balance | Sartorius Scientific Instruments | SQP | |
| Enzyme marker | Thermo Fisher Technologies | 3111 | |
| Fetal bovine serum | Zhejiang Tianhang Biological Technology | 11011-8611 | |
| Figure 1 | Figdraw. | ||
| Fourier infrared spectrometer | Thermo, America | Nicolet 380 | |
| Freeze dryer | Tecan | Infinite F50 | |
| Gallic acid | Shanghai Aladdin Biochemical Technology | G104228 | |
| Handheld Raman spectrometer | OCEANHOOD, Shanghai, China | Uspectral-PLUS | |
| HAuCl4 | Guangzhou Pharmaceutical Company (Guangzhou) | ||
| High resolution transmission electron microscope | Thermo Fisher Technologies | FEI Tecnai G2 Spirit T12 | |
| High temperature autoclave | Shanghai Boxun | YXQ-LS-50S  |
|
| Inverted microscope | Nanjing Jiangnan Yongxin Optical | XD-202 | |
| LB Broth BR | Huankai picoorganism | 028320 | |
| Medical ultra-low temperature refrigerator | Thermo Fisher Technologies | ULTS1368 | |
| Methylene blue | Sigma-Aldrich | ||
| Pancreatin Cell Digestive Solution | beyotime | C0207 | |
| Penicillin streptomycin double resistance | Shanghai Boxun | YXQ-LS-50S |
|
| Pure water meter | Millipore, USA | Milli-Q System | |
| Raman spectrometer | Renishaw | ||
| Sapphire chip | beyotime | ||
| Thermostatic water bath | Changzhou Noki | ||
| Ultra-clean table | Shanghai Boxun | SW-CJ-2FD | |
| Uv-visible light absorption spectrometer | MADAPA, China | UV-6100S | |
| Wire 3.4 | Renishaw |
References
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