Tissue engineering: Bouw van een Meercellige 3D Steiger voor de levering van Layered Cell Sheets

1School of Engineering, University of California, Merced
Published 10/03/2014
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Bioengineering

Your institution must subscribe to JoVE's Bioengineering section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Cite this Article

Copy Citation

Turner, W. S., Sandhu, N., McCloskey, K. E. Tissue Engineering: Construction of a Multicellular 3D Scaffold for the Delivery of Layered Cell Sheets. J. Vis. Exp. (92), e51044, doi:10.3791/51044 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Vele weefsels, zoals de volwassen menselijke harten, zijn niet in staat om na schade adequaat te regenereren. 2,3 Strategies in tissue engineering stellen innovaties om het lichaam te helpen bij het ​​herstel en reparatie. Bijvoorbeeld kan TE benaderingen kunnen hart remodeling na myocardiaal infarct (MI) verzwakken en kunnen verhogen totale hartfunctie een bijna normale pre-MI niveau. 4 Zoals met alle functionele weefsel succesvolle regeneratie van hartweefsel omvat de aanlevering van meerdere celtypen met omgevingsfactoren gunste integratie en het voortbestaan ​​van de geïmplanteerde cellen / weefsel transplantaat. Gemanipuleerde weefsels moeten aanpakken meerdere parameters, waaronder: oplosbare signalen, cel-cel interacties, en matrix materialen geëvalueerd als bestelauto's, hun effecten op overleving van de cel, materiaal sterkte, en faciliteren van cel-weefsel organisatie. Onderzoeken waarin de directe injectie van transplantaat cellen alleen deze essentiële elementen te negeren. 2,5,6Een weefsel ontwerp combineert deze ingrediënten moet nog worden ontwikkeld. Hier presenteren we een voorbeeld van geïntegreerde ontwerpen middels lagen van patroon celvellen met twee verschillende types van biologisch afgeleide materialen die het type doelorgaan cellen en endotheelcellen voor het verhogen nieuwe vaartuigen formatie in het "weefsel". Hoewel deze studies richten zich op het genereren van hart-achtige weefsel, kan dit weefsel ontwerp worden toegepast op andere dan hart met minimalistisch design en materiële veranderingen veel organen, en is bedoeld om een ​​off-the-shelf product voor regeneratieve therapieën. Het protocol bevat vijf gedetailleerde stappen. Een temperatuurgevoelige poly (N -isopropylacrylamide) (PNIPAAm) wordt gebruikt voor het bekleden weefselkweekplaten. Dan, weefselspecifieke cellen gekweekt op het oppervlak van de beklede platen / micropattern oppervlakken celvellen sterke laterale verklevingen vormen. Ten derde wordt een basismatrix gemaakt voor het weefsel door het combineren poreuze matrix met neovasculaire permissive hydrogels en endotheelcellen. Tenslotte worden de celvellen vanop PNIPAAm beklede schotels en naar het basiselement, waardoor het volledige construct.

Protocol

1 Oprichting van PNIPAAm-gecoate platen

  1. Los op in 2 ml van een 60% tolueen / 40% hexaanoplossing de 2,6 g PNIPAAm.
  2. Verwarm het mengsel tot 60 ° C gedurende 10 minuten geroerd, totdat de PNIPAAm opgelost.
  3. Snijd filtreerpapier in een 60 mm cirkel met een diameter en plaats papier in de Buchner-trechter.
  4. Filtreer de oplossing door Buchner trechter in de vooraf gewogen glazen beker (gebruik geen kunststof, als hexaan kunststoffen smelten).
  5. Plaats het bekerglas en de inhoud in een bel vacuüm (24 psi) O / N (16 uur). Let op: Tot het residu wordt omgezet met isopropyl zal oxideren dus zorg ervoor dat het niet in contact komt met zuurstof komen.
  6. Weeg het bekerglas om het gewicht van de PNIPAAm vast.
  7. Voeg isopropylalcohol aan de PNIPAAm, waardoor een 50/50 w / w oplossing.
  8. Breng 2 ml van de oplossing op het oppervlak van de weefselkweekplaat en laag gedurende 5 minuten onder UV licht.
  9. Was de plaat met 2 ml warm PBS tweemaalvoordat u voor celcultuur.

2 Oprichting van de Cel Sheets

Opmerking: Cell vellen primaire cellen voor het doelorgaan kan worden gemaakt met een aantal verschillende methoden, of door het bekleden weefselcultuuroppervlakken met thermo-responsieve polymeer zoals hier beschreven. Pre-coated thermo-gevoelige platen worden ook bij een aantal leveranciers.

Opmerking: Dit protocol is voor cultuur met behulp van een 35 mm schaal. In het kort worden cellen eerst geïncubeerd bij 37 ° C gedurende ten minste 24 uur bij samenvloeiing zijdelingse verbindingen tussen aangrenzende cellen vastgesteld. Om celvellen vrijgeven, worden de platen blootgesteld aan temperaturen onder 32 ° C. De cellaag wordt dan overgebracht naar de sterke base vezelige matrix die een neovasculair permissieve hydrogel met vasculaire endotheelcellen.

  1. Isoleer de celpopulatie. Opmerking: Deze methode is afhankelijk van de individuele procedures afleiding en het type cellen. Rat aorta gladde muSCLE cellen (RASMC) worden in dit voorbeeld. Dit zijn primaire gladde spiercellen geïsoleerd uit de abdominale aorta van een rat.
  2. Was de cellen met 2 ml warm PBS.
  3. Voeg 3 ml trypsine (of andere splitsen / disassociating oplossing) aan de cellen gedurende 5 minuten.
  4. Remmen de trypsine door de toevoeging van 3 ml van het kweekmedium of fosfaatbufferoplossing (PBS) bevattende 10% foetaal runderserum (FBS).
  5. Verzamel de cellen in een conische buis en telt een aliquot.
  6. Draai de cellen bij 1000 rpm (228 xg) gedurende 5 minuten.
  7. Zuig het supernatant en resuspendeer de cellen in hun groei media (SmGM2 plus kogel kit kweekmedium wordt gebruikt voor RASMC).
  8. Plaats het medium dat de cellen op een 35 mm thermisch gevoelige plate - PNIPAAm beklede plaat bij een concentratie die 100% confluentie te bereiken. Opmerking: Voor RASMCs werd dat aantal bepaald op 100.000 cellen / cm 2 is. Vanwege celverlies tijdens het passeren, 120% van die va lue wordt gebruikt.
  9. Plaatst in een incubator bij 37 ° CO / N. Opmerking: Het is belangrijk om de cellen te handhaven op 37 ° C om de celadhesie aan de plaat te handhaven.

3 Voorbereiding van Foundational Matrix

Opmerking: Verschillende 3D vezelachtige matrices kunnen worden gebruikt om sterke vezelachtige matrix laag tussen de delicate celvellen. Enkele voorbeelden zijn: Gelfoam, bioglas, natuurlijke materialen acellularized 26 of nanospun materialen 27,28 De varkens urineblaas matrix (UBM) die in deze studies werd royaal voorzien van onze medewerker, Dr Badylak 29.

  1. Voor gebruik bepalen matrix kenmerken, waaronder het gebrek aan cellulaire gehalte voor ontceld matrix wordt gebruikt, 27,28 celspecifieke levensvatbaarheid en lege ruimte. 22
  2. Snijd de vooraf gesteriliseerde matrix in een gewenste grootte en vorm. Opmerking: Hier wordt een hole-punch gebruikt om een ​​4 mm cirkel diameter gesneden.
ve_title "> 4. Zaaien endotheelcellen in een Neovasculaire Tolerante Hydrogel

Opmerking: Endotheliale cellen kunnen worden verkregen uit diverse bronnen, waaronder differentiatie van stamcellen en progenitorcellen. Hier HUVEC gebruikt.

  1. Gebruik een permissieve hydrogel (fibrine, collageen gels) zolang de verknoping is kort genoeg om de cellen levensvatbaar blijft. Opmerking: Hier, een hyaluronan (HA) gel verknoopt met een disulfidebrug wordt gebruikt.
  2. Bereid de HA hydrogel overeenkomstig de vennootschap protocol.
  3. Verzamel de endotheelcellen en verspreiden in een enkele cel oplossing met 1x trypsine. Opmerking: Accutase of Cell Dissociation Buffer kan ook worden gebruikt voor enkele cel dispersie.
  4. Schakel de trypsine enzym met gelijkmatige sojaboon trypsine remmer (als het belangrijk dat cellen niet in contact met serum kan komen) of 10% FBS in PBS, het verzamelen van de oplossing / cellen in een 15 ml conische buis.
  5. Conteer de cellen, en bereken de hoeveelheid die nodig is voor de patch afmetingen (voorheen gekwantificeerd). Opmerking: Voor een 4 mm patch, zijn hier 2 miljoen endotheelcellen gebruikt.
  6. Extraheer 2 miljoen cellen en plaats in een nieuwe 15 ml conische buis.
  7. Draaien op (228 xg) gedurende 5 minuten.
  8. Zuig het supernatant, waardoor de cellen een pellet in een conische buis.
  9. Meng de HA en gelatine vloeibare materialen in een 1: 1 verhouding. Voeg dan 80% van het totale volume in de conische buis met de pellet.
  10. Resuspendeer de endotheelcellen in het 1: 1 HA / Gelatine mengsel
  11. Plaats de gesuspendeerde cellen in de HA / gelatine mengsel in de basis vezelige matrix uit stap 2.
  12. Voeg 1/5 (20 procent) van de totale gewenste van de verknoper volume
  13. Incubeer gedurende 1 uur bij 37 ° C.

5 Isolatie van de Cel Sheets

  1. Verwijder de 35 mm PNIPAAm-behandelde platen die de cellen uit de incubator en in een celkweek kap bijRT.
  2. Snel zuigen de media uit de cellen, en voeg 2 ml van 6% normale gelatine die tot 37 ° C is verhit.
  3. Terwijl het nog warm gelatine, zet de metalen rooster in de gelatine, onder te dompelen onder het oppervlak van de normale gelatine (Film 1).
  4. Plaats het gehele bord op ijs gedurende 5 tot 7 minuten, waardoor de gelatine uitharden.
  5. Na 7 min, met een spatel de gelatine randen nauwkeurig scheiden van de zijkant van de plaat, en een tang om het metaalrooster van de plaat Opmerking lift: de 6% gelatine en de cellaag moet tillen met het rooster.
  6. Verplaats de cellaag aan de schaal en boven op de basis vezelachtige matrix-hydrogel combinatie voorzichtig waarin het rooster bovenop het construct. Opmerking: de apicale zijde van de cellaag nog steeds in de bovenste positie.
  7. Voeg 2 ml warm medium (37 ° C).
  8. Incubeer O / N zodat het vel van de cellen om zich te houden aan de hydrogel oppervlak.
  9. Verwijder thij metaalrooster na de oplossing opwarmt (ongeveer 1 uur) of de volgende dag.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Het stroomschema (figuur 1) toont de algemene werkwijze voor het maken het meerlagige patch. Cell vellen los van de PNIPAAm behandelde plaat laat vallen de temperatuur onder 32 ° C. Toen de cellaag wordt bovenop de verknoopte hydrogel die de endotheelcellen gezaaid in de onderliggende vezelachtige matrix (figuur 1). De voorbehandelde thermo-gevoelige platen kunnen ook worden gebruikt voor het maken van de celvellen. Speciale topologische oppervlakken worden gebruikt om specifiek patroon (dat wil zeggen, uitlijnen) van de cellen 30.

De basis vezelachtige matrix kan worden gegenereerd uit decellularizing inheemse weefsel matrix of elektrogesponnen. Hier werd het vezelachtige vel materiaal gesneden tot een 4 mm diameter voor de patch base (Figuur 2A). De karakterisering van dit materiaal is van belang voor het bepalen van de hoeveelheid hydrogel die kunnen worden gebruikt om de ruimten leegte te vullen. De hier gebruikte matrix is ​​Previousluwe gekarakteriseerd en gepubliceerd. 22

De hydrogels die endotheelcellen zijn verknoopt na toepassing van de HA hydrogel vloeibare componenten aan de vezelachtige matrix. Fluorescentie / transmissiemicroscopie toont levende cellen gekleurd met Calceïne AM (Figuur 2B) die zijn gevangen in de verknoopte hydrogel.

De totstandbrenging van de cellaag wordt afgebeeld (figuur 3), waaronder vergelijking van onze PNIPAAm beklede platen en pre-beklede platen gekocht van een leverancier. RASMC worden uitgeplaat op het PNIPAAm behandelde oppervlak ten minste 16 uur bij 37 ° C. Deze minimale tijd het toelaat de cellen aan hun zijdelingse grens verklevingen stellen samen met aangrenzende cellen (Figuur 3A). Opmerking: De cellen moeten bij samenvloeiing deze laterale grenzen stellen. Na kweken gedurende ten minste 16 uur, moet de plaat van cellen tot kamertemperatuur worden verplaatst voor de onderschrijding 32 ° C en met ijs fof 5-8 min versnelt het koelproces (Figuur 3B). De temperatuurdaling verandert de conformatie contacthoek van het materiaal coating waardoor de cellaag te tillen van de plaat. Figuur 3C toont de cellaag tillen van de plaat.

Platen bekleed in het laboratorium werkte goed, na optimalisatie, voor het creëren en het verplaatsen van de celvellen. Figuur 4D toont een confluente monolaag van RASMC vóór de overdracht. Wanneer de cellen werden toegestaan ​​te tillen, de vellen neiging te vouwen en kleven aan zichzelf (figuur 3E). In feite, het manipuleren van de celvellen de in-house gecreëerd PNIPAAm of die aangeschaft was moeilijk en vaak tot scheuren van de platen (figuur 3F). Daarom is een oplossing voor het overbrengen van de platen ontwikkeld. Zodra de cellen verwijderd uit de incubator en beginnen koel was 6% gelatine gebruikt om de cellen te bedekken met een extra metalen lattice ingebed in de gel (Figuur 3G). Omdat de plaat afgekoeld, de cellen opgeheven en de gelatine verhardt. Behulp van een tang kan de gelatine-rooster en cellaag samen worden verwijderd uit de kweek plaat; allemaal op hetzelfde moment (Figuur 3H). Dan zijn deze drie componenten worden op de top van de basis construct (Figuur 3I) geplaatst. Hier, de cellaag (roze) is veel groter dan de onderliggende bodem matrix (dikke witte matrix onder de roze cellaag). De cellaag kunnen gemakkelijk worden bijgesneden formaat.

De uiteindelijke cel patch (figuur 4) wordt gemaakt door lagen de cellaag op het vooraf gevormde complex van de patch basis en tolerante hydrogel. Van beneden naar boven de pleister uit een vezelachtige matrix geënt met hyaluronan hydrogel die de endotheliale cellen, en vervolgens de cellaag is gelaagd bovenop de matrix. Vroeg probeert de celvellen manipuleren zonder het gebruik van de gelatine / rooster apparAtus resulteerde in zeer kleine cel platen die vaak gevouwen en gescheurd waren (Figuur 4A-D van boven gezien). Figuur 4A is een vroege patch ontwerp samengestelde afbeelding combineert de Mitotracker rood geverfd RASMC (Figuur 4B), calceïne AM groen fluorescerend HUVECs (Figuur 4C), en het doorgelaten licht afbeelding (Figuur 4D). Dichter 10x beelden worden geleverd voor de cellaag en HA / Hydrogel zonder matrix (Figuur 4E-H). Figuur 4E is de samenstelling van de mitotraker rode (figuur 4F), de Calcein AM groene HUVEC (Figuur 4G) en het uitgezonden licht ( Figuur 4H). Het uitzicht van onderen (basis matrix, HA / HuVEC), en cellaag beelden van elke component is zien in de figuren 4I-L. De samengestelde beelden is Figuur 4I, de afzonderlijke onderdelen weergegeven in figuur 4J-L, figuur 4J shows de overbrenging beeld (figuur 4L) de cellaag (rood), de endotheelcellen (groen) zijn in figuur 4K en het samengestelde beeld (figuur 4M) toont de patch met een uniforme cel-sheet dat de volledige oppervlakte van de matrix zonder vouwen of scheuren. Cijfers 4M-P zijn ook uit de bodem te zoeken in de matrix. Figuur 4N is de cellaag, met neutraal rood. Nogmaals, dikke rode strips verschijnen rond de matrix, omdat het blad vouwt deze gebieden direct naast de rand van de matrix. Transmissielicht imaging (figuur 4O) toont de morfologie van de cellen en de structuur van de matrix. Tenslotte (figuur 4P), de matrix heeft een speciale kwaliteit van fluorescerende bij dezelfde golflengte als Dapi. Daarom wordt de ultraviolette excitatie van de matrix gebruikt om goed zichtbaar te scheiden van de cellaag (helder rood). De randen van de pleister kunnen worden bijgesneden omverwijder randen van de plaat die opknoping over de randen van de matrix.

Figuur 1
Figuur 1 Stroomschema van Tissue Vergadering. Cell-platen zijn gemaakt door zaaien cellen op de warmteresponsieve PNIPAAm-gecoate platen, en het toestaan ​​van voldoende tijd voor cellen om samenvloeiing bereiken en laterale verbindingen tot stand te naburige cellen. De cellaag wordt vrijgegeven door de temperatuur te verlagen (gele schijf). Tegelijkertijd worden endotheelcellen ingebed in een neovasculair permissieve HA hydrogel, geïnjecteerd in holten ruimte van de sterkere base vezelachtige matrix en chemisch verknoopt (white disk). De cellaag (gele schijf) is dan gelaagd met de endotheliale matrix combinatie (wit), als dat nodig is. Klik hier om tebekijk een grotere versie van deze figuur.

Figuur 2
Figuur 2 Afbeeldingen van Base Matrix en endotheliale Encapsulation. (A) De sterkere base vezelachtige matrix wordt geponst in een ronde vorm. Hier een 4 mm in diameter wordt gebruikt op basis van de in vivo diermodel. (B) HUVECs gekleurd met Mitotracker groene (Calceïne AM) gesuspendeerd in HA hydrogels op het oppervlak van de basis-matrix (10X). Klik hier voor een vergroting versie van deze figuur.

Figuur 3
Figuur 3 Oprichting van Cell Sheets. (A) RASMC cultured on PNIPAAm-behandelde 35 mm-schotels 16 uur (10X). (B) RASMC opgeheven na plaatsing van de plaat op ijs gedurende 5-7 minuten. (C) beeld van de rand van een cellaag vrijgeven van de handel gekochte warmteresponsieve celkweekschaaltje (10X). (DF) Afbeeldingen tonen vergelijkbare resultaten voor de generatie van de cel vellen van in-house gemaakt PNIPAAm-gecoate gerechten. (D) Confluente RASMC gekweekt op 35 mm standaard weefselkweek platen (4X). (E ) Na het afkoelen van de cel vellen gecontracteerd en gevouwen als ze los (4X). (F) Vanwege de kwetsbaarheid van de eencellige vel, worden de cel vellen vaak beschadigd tijdens het tillen of andere manipulaties (4X). (G) In Om perforaties in de cellaag te beperken, werd een metalen scherm gebruikt als een fysieke drager voor de overdracht van de celvellen helpen. RASMC werden gekleurd met neutraal rood, bedekt met 6% gelatine en een poreuze metalen screen ondersteuning, eennd uitharden. (H) Met de steun scherm, zijn cel vellen overgebracht met minimale schade (4X). (I) De grotere RASMC cellaag laag (roze kleur) werd vervolgens op de top van de sterkere basis vezelige patch-hydrogel combinatie (pijl) geplaatst. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Figuur 4
Figuur 4 Afbeeldingen Layered Cellular Patch. Cellen werden gekweekt op een oppervlak pNIPPAM gecoat en vervolgens verplaatst als een blad aan het oppervlak van de vezelachtige matrix. De eerste experimenten die niet zijn overgedragen aan de gelatine / metalen traliewerk resulteerde in kleine flarden van patches (AD). (A) Samengesteld beeld van (BD),(B) RASMCs in twee platen gekleurd met Samengesteld beeld van een cel vel gecombineerd met de sterkere base vezelachtige matrix-hydrogel combinatie met Mitotracker Red, en (C) HUVEC gekleurd met groene, en (D) in doorvallend licht. (E) Calceing AM gekleurd HUVEC (groen), en (F) Mitotracker Red RASMCs. (G) Groene fluorescerende HUVEC gesuspendeerd in een hydrogel. (H) Transmission beeld van de sterkere base vezelachtige matrix-hydrogel formatie. (I) Samengesteld beeld kijken vanaf de onderzijde van de pleister boven door de sterkere base vezelachtige matrix (niet gekleurd), HA bevattende HUVEC (groen) en cellaag RASMCs (rood), respectievelijk. (J) fluorescerende RASMCs vel gezien door de basis vezelige matrix- Transmissie beeld van de patch constructie hydrogel combinatie. (K) Groen fluorescerende HUVECs. (L).(M) Samengesteld beeld van cel-platen (red) via base vezelachtige matrix-hydrogel combinatie (autofluorescente-blauw). (N) cellen in de plaat De bodem vezelachtige matrix-hydrogel combinatie toont verhoogde fluorescentie op de randen wordt veroorzaakt door opeenhoping van de cellen. (O) Transmissie beeld van het construct. (P) Natuurlijke vezelachtige basis matrix wordt Autofluorescente in de DAPI (blauw golflengte). Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Film 1 . Het proces van de overdracht van de bladen van de cellen wordt gemarkeerd in de aanvullende film met het document ingediend. De film toont, bij stapsgewijze werkwijze het verwijderen van de cellen uit de incubator; vervanging van het medium met 6% gelatine, het inbrengen van ee metalen scherm, het koelen van de cellen op ijs, overdracht van de cellen van de PNIPAAm beklede schotel ander schotel, een beeld van de cellen tijdens de overdracht, en uiteindelijk het verwijderen van het scherm van de plaat.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De kritische stappen in het protocol zijn onder meer: ​​het coaten van de plaat oppervlakken met de warmteresponsieve polymeer en het manipuleren van de cel vellen na het afkoelen van de platen. Omdat verschillende cellen vertonen verschillende fysische eigenschappen, zoals kleefkracht, het opheffen tijd worden geoptimaliseerd voor elk ander celtype. De tweede, en meest significant uitdagende onderdeel van dit protocol, draait om het manipuleren van de cellaag, een cruciaal aspect van de methoden voor het weefsel montage. De eencellige laag in de cellaag is zeer kwetsbaar en kan scheurt of gemanipuleerd met een pincet. Bovendien, wanneer de cel vellen niet op hun plaats gehouden, ze de neiging samen te trekken en kan gemakkelijk vouwen. De voorgestelde cellaag overdracht met behulp van een ondersteunend scherm helpt bij het manipuleren van de kwetsbare cellaag.

De in dit manuscript ontwerp methodologie verschaft een relatief goedkope benadering tot een cellaag voor een verscheidenheid van tissue engineering toepaskationen. Bovendien creëren PNIPAAm beklede platen bij een universiteitslabo kan worden geijkt deze methode en wijzigingen aan het protocol kan worden gemaakt om meerdere celtypes en oppervlakken geschikt. Het gebruik van mobiele bladen, dan ongeorganiseerde enkele cellen, hulp tissue assemblage, en kunnen ook de kans op overleving en integratie van geïmplanteerde weefsels verhogen. Echter, de in vivo afgifte methode (niet in dit protocol genoemd) van deze constructen moeten worden geoptimaliseerd voor elk weefseltype. Toekomstige toepassingen zijn verkenningen en geoptimaliseerd methodologieën voor het genereren van weefsels voor specifieke orgaansystemen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagents
Calcein-AM Invitrogen C3099 Cell tracker / live dye
Lysotracker Red Invitrogen L7528 Cell tracker
Neutral Red Sigma N7005 Visible Cell dye
pNIPAAM Sigma Aldrich 412780250 Poly(N-isopropylacrylamide)
Toluene Sigma Aldrich 244511-1L
Hexane Sigma Aldrich 296090-1L
RAOSMC Lonza R-ASM-580 Rat Aortic Smooth Muscle Cells
SmGM2 Lonza CC-4149 Smooth Muscle Media
HUVEC Invitrogen C-003-5C Human Venous Endothelial Cells
HyStem Glycosan/Biotime
Isopropyl alcohol VWR International BDH1133-4LP
Trypsin Corning Cellgro 25-053-C1
PBS Gibco 14287-072
FBS Gibco 16140-071
Specific Equipment
Filter paper Ahlstrom  6310-0900 
Buchner Funnel  Sigma Aldrich  Z247308 
UpCell Plates  Nunc  2014-11 
UV light Jelight Company  UVO Cleaner Model No.42

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ohashi, K., Okano, T. Functional tissue engineering of the liver and islets. Anat Rec (Hoboken). 297, 73-82 (2014).
  2. Chen, Q. Z., Harding, S. E., Ali, N. N., Lyon, A. R., Boccaccini, A. R. Biomaterials in cardiac tissue engineering: Ten years of research survey. Mat Sci Eng R. 59, 1-37 (2008).
  3. Jakob, P., Landmesser, U. Current status of cell-based therapy for heart failure. Curr Heart Fail Rep. 10, 165-176 (2013).
  4. Tongers, J., Losordo, D. W., Landmesser, U. Stem and progenitor cell-based therapy in ischaemic heart disease: promise, uncertainties, and challenges. Eur Heart J. 32, 1197-1206 (2011).
  5. Etzion, S., et al. Influence of embryonic cardiomyocyte transplantation on the progression of heart failure in a rat model of extensive myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 33, 1321-1330 (2001).
  6. Masuda, S., Shimizu, T., Yamato, M., Okano, T. Cell sheet engineering for heart tissue repair. Adv Drug Deliv Rev. 60, 277-285 (2008).
  7. Koh, G. Y., Soonpaa, M. H., Klug, M. G., Field, L. J. Strategies for myocardial repair. J Interv Cardiol. 8, 387-393 (1995).
  8. Li, R. K., et al. Construction of a bioengineered cardiac graft. J Thorac Cardiovasc Surg. 119, 368-375 (2000).
  9. Muller-Ehmsen, J., et al. Rebuilding a damaged heart: long-term survival of transplanted neonatal rat cardiomyocytes after myocardial infarction and effect on cardiac function. Circulation. 105-1720 (2002).
  10. Reinecke, H., Zhang, M., Bartosek, T., Murry, C. E. Survival, integration, and differentiation of cardiomyocyte grafts: a study in normal and injured rat hearts. Circulation. 100-193 (1999).
  11. Roell, W., et al. Cellular cardiomyoplasty improves survival after myocardial injury. Circulation. 105, 2435-2441 (2002).
  12. Soonpaa, M. H., et al. Potential approaches for myocardial regeneration. Ann N Y Acad Sci. 752, 446-454 (1995).
  13. Akins, R. E. Can tissue engineering mend broken hearts. Circ Res. 90, 120-122 (2002).
  14. Goodell, M. A., et al. Stem cell plasticity in muscle and bone marrow. Ann N Y Acad Sci. 938, 208-218 (2001).
  15. Menasche, P., et al. Myoblast transplantation for heart failure. Lancet. 357, 279-280 (2001).
  16. Murry, C. E., Wiseman, R. W., Schwartz, S. M., Hauschka, S. D. Skeletal myoblast transplantation for repair of myocardial necrosis. J Clin Invest. 98, 2512-2523 (1172).
  17. Orlic, D., et al. Transplanted adult bone marrow cells repair myocardial infarcts in mice. Ann N Y Acad Sci. 938, 221-229 (2001).
  18. Elia, R., et al. Silk-hyaluronan-based composite hydrogels: a novel, securable vehicle for drug delivery. J Biomater Appl. 27, 749-762 (2013).
  19. Kai, D., et al. Stem cell-loaded nanofibrous patch promotes the regeneration of infarcted myocardium with functional improvement in rat model. Acta Biomater. (2014).
  20. Hong, H. J., et al. Tracheal reconstruction using chondrocytes seeded on a poly(l-lactic-co-glycolic acid)-fibrin/hyaluronan. J Biomed Mater Res A. (2014).
  21. Serpooshan, V., et al. The effect of bioengineered acellular collagen patch on cardiac remodeling and ventricular function post myocardial infarction. Biomaterials. 34, 9048-9055 (2013).
  22. Turner, W. S., et al. Cardiac tissue development for delivery of embryonic stem cell-derived endothelial and cardiac cells in natural matrices. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 100, 2060-2072 (2012).
  23. Sato, M., Yamato, M., Hamahashi, K., Okano, T., Mochida, J. Articular cartilage regeneration using cell sheet technology. Anat Rec (Hoboken). 297, 36-43 (2014).
  24. Sawa, Y., Miyagawa, S. Present and future perspectives on cell sheet-based myocardial regeneration therapy. Biomed Res Int. 2013, 583912 (2013).
  25. Demirbag, B., Huri, P. Y., Kose, G. T., Buyuksungur, A., Hasirci, V. Advanced cell therapies with and without scaffolds. Biotechnol J. 6, 1437-1453 (2011).
  26. Song, J. J., Ott, H. C. Organ engineering based on decellularized matrix scaffolds. Trends Mol Med. 17, 424-432 (2011).
  27. Badylak, S. F., et al. The use of extracellular matrix as an inductive scaffold for the partial replacement of functional myocardium. Cell Transplant. 15, Suppl 1. S29-S40 (2006).
  28. Wang, Y., et al. Lineage restriction of human hepatic stem cells to mature fates is made efficient by tissue-specific biomatrix scaffolds. Hepatology. 53, 293-305 (2011).
  29. Gilbert, T. W., et al. Collagen fiber alignment and biaxial mechanical behavior of porcine urinary bladder derived extracellular matrix. Biomaterials. 29, 4775-4782 (2008).
  30. Luna, J. I., et al. Multiscale biomimetic topography for the alignment of neonatal and embryonic stem cell-derived heart cells. Tissue Eng Part C Methods. 17, 579-588 (2011).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats