Tissue Engineering: Opførelse af en multicellulært 3D Stillads for levering af Layered celleark

1School of Engineering, University of California, Merced
Published 10/03/2014
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Bioengineering

Your institution must subscribe to JoVE's Bioengineering section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Cite this Article

Copy Citation

Turner, W. S., Sandhu, N., McCloskey, K. E. Tissue Engineering: Construction of a Multicellular 3D Scaffold for the Delivery of Layered Cell Sheets. J. Vis. Exp. (92), e51044, doi:10.3791/51044 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Mange væv, såsom de voksne menneskers hjerter, er i stand til i tilstrækkelig grad at regenerere efter skader. 2,3 Strategier i tissue engineering foreslå innovationer for at hjælpe kroppen i genopretning og reparation. For eksempel kan TE metoder være i stand til at dæmpe hjerte remodellering efter myokardieinfarkt (MI) og eventuelt øge den samlede hjerte funktion til en næsten normal præ-MI niveau. 4. Som med enhver funktionel væv vellykket regenerering af hjertevæv indebærer korrekt levering af flere celletyper med miljømæssige signaler, der fremmer integration og overlevelsen af ​​den implanterede celler / væv graft. Manipuleret væv bør tage flere parametre, herunder: opløselige signaler, celle-til-celle interaktioner og matrixmaterialer evalueret som levering køretøjer, deres virkninger på celle overlevelse, materielle styrke og fremme af celle-til-væv organisation. Undersøgelser der anvender direkte injektion af graft celler kun ignorere disse væsentlige elementer. 2,5,6Et væv design kombinere disse ingredienser er endnu ikke udviklet. Her præsenterer vi et eksempel på integreret design ved hjælp lagdeling af mønstrede celleark med to forskellige former for biologiske-afledte materialer, der indeholder målorgan celletype og endotelceller for at forbedre nye fartøjer dannelse i "væv". Selv om disse undersøgelser fokuserer på generering af hjerte-lignende væv, kan dette væv design kan anvendes til mange andre end hjerte med minimalistisk design og væsentlige ændringer organer, og menes at være en off-the-shelf produkt til regenerative behandlinger. Protokollen indeholder fem detaljerede trin. En temperaturfølsom poly (N -isopropylacrylamide) (pNIPAAM) anvendes til at coate vævskulturskåle. Derefter vævsspecifikke celler dyrkes på overfladen af ​​de coatede plader / micropattern overflader til dannelse af cellelag med stærke laterale adhæsioner. For det tredje er skabt en base matrix til vævet ved at kombinere porøs matrix med neovaskulær permissive hydrogeler og endotelceller. Endelig er celleark løftes fra pNIPAAM overtrukne skåle og overført til basiselementet, hvilket gør hele konstruktionen.

Protocol

1. Oprettelse af pNIPAAM-coatede plader

  1. 2.6 g pNIPAAM opløses i 2 ml af en 60% toluen / 40% hexanopløsning.
  2. Blandingen opvarmes til 60 ° C i 10 minutter omrøres, indtil pNIPAAM er opløst.
  3. Skær filtrerpapir over i et cirkel 60 mm og sted papir i Buchnertragt.
  4. Opløsningen filtreres gennem Buchner tragt i forvejet bægerglas (brug ikke plast som hexan vil smelte plast).
  5. Bægerglasset og indholdet i en klokke vakuum (24 psi) O / N (16 timer). Bemærk: Indtil resten omsættes med isopropyl det oxiderer så sørg for at det ikke kommer i kontakt med ilt.
  6. Bægeret for at etablere vægten af ​​pNIPAAM afvejes.
  7. Tilføj isopropylalkohol til pNIPAAM skabe en 50:50 w / w opløsning.
  8. Anbringes 2 ml af opløsningen på overfladen af ​​vævskulturpladen, og pels i 5 minutter under UV-lys.
  9. Vask pladen med 2 ml varmt PBS to gangefør de anvendes til cellekultur.

2. Oprettelse af celleark

Bemærk: Der kan skabes Cell ark af primære celler til målorganet hjælp af en række forskellige metoder, eller ved at overtrække vævskulturplader overflader med termo-responsiv polymer som beskrevet her. Pre-overtrukne temperaturfølsomme plader er også tilbydes af en række leverandører.

Bemærk: Denne protokol er for kulturen ved hjælp af en 35 mm skål. Kort fortalt celler først inkuberet ved 37 ° C i minimum 24 timer ved sammenløbet at etablere laterale forbindelser mellem tilstødende celler. For at frigøre cellelag, pladerne udsættes for temperaturer under 32 ° C. Cellen ark overføres derefter til den stærke base fibrøse matrix indeholdende en neovaskulær tolerant hydrogel med vaskulære endotelceller.

  1. Isoler cellepopulationen. Bemærk: Denne metode er afhængig af de enkelte afledningen procedurer og typen af ​​celler. Rotte aorta glat muscle celler (RASMC) anvendes i dette eksempel. Disse er de primære glatte muskelceller isoleret fra den abdominale aorta af en rotte.
  2. Vask cellerne med 2 ml varmt PBS.
  3. Tilsæt 3 ml trypsin (eller en anden spaltning / dissocierende opløsning) til cellerne i 5 minutter.
  4. Inhibit trypsinet ved tilsætning af 3 ml af dyrkningsmediet eller phosphatbufferopløsning (PBS) indeholdende 10% føtalt bovint serum (FBS).
  5. Opsaml cellerne i et konisk rør og tælle en portion.
  6. Spin cellerne ved 1.000 rpm (228 x g) i 5 minutter.
  7. Aspirer supernatanten og resuspender cellerne i deres vækstmedier (SmGM2 plus kugle kit dyrkningsmedium anvendes til RASMC).
  8. Placer de medier, der indeholder cellerne på en 35 mm termo-følsomme plade - pNIPAAM overtrukket plade ved en koncentration, der vil opnå 100% konfluens. Note: For RASMCs dette nummer blev bestemt til at være 100.000 celler / cm 2. Men på grund af tab af celler i forbifarten, 120% af va lue anvendes.
  9. Anbringes i en inkubator ved 37 ° CO / N. Bemærk: Det er vigtigt at opretholde cellerne ved 37 ° C for at opretholde celleadhæsion til pladen.

3. Forberedelse af Foundational Matrix

Note: Forskellige 3D fibrøse matricer kan anvendes til lag stærk fibrøs matrix mellem de fine celleark. Nogle eksempler kan nævnes: Gelfoam, bioglas naturlige acellularized materialer 26 eller nanospun materialer 27,28 Svine urinblære matrix (UBM), der anvendes i disse undersøgelser var generøst leveres fra vores samarbejdspartner, dr Badylak 29.

  1. Inden brug bestemme matrix karakteristika, herunder den manglende cellulære indhold, hvis der anvendes decellulariserede matrix 27,28 celle specifik levedygtighed, og hulrum. 22
  2. Skær præ-steriliseret matrix til en ønsket størrelse og form. Bemærk: Her er en hulning bruges til at klippe en cirkel med en diameter på 4 mm.
ve_title "> 4. Seeding endotelceller i en Neovaskulært Permissive- Hydrogel

Bemærk: Endotelceller kan opnås fra en række kilder, herunder differentiering fra stamceller eller progenitorceller. Her er HUVEC'er anvendes.

  1. Brug en eftergivende hydrogel (fibrin, kollagengeler), så længe det tværbindende tiden er kort nok til at tillade cellerne forblive levedygtige. Bemærk: Her en Hyaluronan (HA) baseret gel tværbundet med en disulfidbro anvendes.
  2. Forbered HA hydrogel i overensstemmelse med selskabets protokol.
  3. Saml endotelcellerne og spredes i en enkelt celle løsning med 1x trypsin. Bemærk: Accutase eller celledissociationsbuffer puffer kan også anvendes til enkelt-celle dispersion.
  4. Deaktiver trypsin enzymet ved hjælp af et tilsvarende beløb af sojabønnetrypsininhibitor (hvis det er vigtigt, at cellerne ikke komme i kontakt med serum) eller 10% FBS i PBS, indsamling løsningen / celler i en 15 ml konisk rør.
  5. Count cellerne og beregne volumen nødvendig for patch dimensioner (tidligere kvantificeret). Bemærk: Ved en 4 mm plaster, er her 2 millioner endotelceller anvendes.
  6. Uddrag 2 millioner celler, og anbringes i en ny 15 ml konisk rør.
  7. Spin på (228 x g) i 5 minutter.
  8. Aspirer supernatanten, hvilket efterlader cellerne som en pellet i et konisk rør.
  9. Bland HA og Gelatine flydende materialer i en 1: 1 ration. Derefter tilsættes 80% af det samlede volumen i den koniske rør indeholdende pelleten.
  10. Resuspender endotelceller i 1: 1 HA / Gelatine blanding
  11. Placer de suspenderede celler i HA / Gelatine blandingen ind i basen fibrøse matrix fra trin 2.
  12. Tilføj 1/5 (20 procent) af den samlede ønskede af cross-linker volumen
  13. Der inkuberes i 1 time ved 37 ° C.

5. Isolering af celleark

  1. Fjern de 35 mm pNIPAAM-behandlede plader indeholdende celler fra inkubatoren og sted i en cellekultur hætte påRT.
  2. Hurtigt aspirere mediet fra cellerne, og der tilsættes 2 ml 6% normalt gelatine, der har været opvarmet til 37 ° C.
  3. Mens gelatine stadig er varm, anbringes metalgitter i gelatine, placere den under overfladen af ​​den normale gelatine (film 1).
  4. Anbring hele pladen på is i 5 til 7 minutter, hvilket tillader gelatinen til at hærde.
  5. Efter 7 min, skal du bruge en spatel til forsigtigt at adskille gelatine kanter fra den side af pladen, og derefter bruge en pincet til at løfte metal gitter fra pladen Bemærk: 6% gelatine, og cellen ark skal løfte med gitter.
  6. Flyt cellelaget i skålen og placere oven på matrixen-hydrogel kombination basen fibrøse forsigtigt sætte gitter på toppen af ​​konstruktionen. Bemærk: Den apikale side af cellelaget stadig vil være i den øverste position.
  7. Tilsæt 2 ml varmt medier (37 ° C).
  8. Inkuber O / N tillader ark af celler til at klæbe til hydrogel overflade.
  9. Fjern than metalgitter efter opløsningen varmer (ca. 1 time), eller den næste dag.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Rutediagrammet (figur 1) viser den samlede fremgangsmåde til fremstilling af flerlagede plaster. Cell ark løsrevet fra pNIPAAM behandlet plade ved at droppe temperaturen under 32 ° C. Så cellen ark placeret på toppen af den tværbundne hydrogel indeholdende endotelcellerne podet i det underliggende fibrøse matrix (figur 1). De forbehandlede temperaturfølsomme plader kan også anvendes til at skabe de cellelag. Særlige topologiske overflader anvendes til specifikt mønster (dvs. tilpasse) cellerne 30.

Kan genereres basen fibrøse matrix fra decellularizing Native væv matrix eller electrospun. Her blev det fibrøse materiale ark skæres til en diameter på 4 mm til plasteret basen (figur 2A). Karakteriseringen af ​​dette materiale er vigtig for bestemmelse af den mængde hydrogel, der kan anvendes til at udfylde hulrummene. Matricen, der anvendes her er previousmug karakteriseret og offentliggjort. 22

De hydrogeler indeholdende endothelceller er tværbundet efter anvendelse af HA hydrogel flydende komponenter til den fibrøse matrix. Fluorescens / transmissionsmikroskopi viser levende celler farvet med calcein AM (figur 2B), der er blevet fanget i den tværbundne hydrogel.

Processen med at skabe cellen ark afbildes (Figur 3), herunder sammenligning mellem vore egne pNIPAAM-belagte plader og præ-coatede plader er købt hos en leverandør. RASMC udplades på pNIPAAM behandlede overflade i mindst 16 timer ved 37 ° C. Dette minimum tiden tillader cellerne at etablere deres laterale boarder sammenvoksninger med naboceller (figur 3A). Bemærk: Cellerne skal være sammenløb at fastlægge disse laterale pensionærer. Efter dyrkning i mindst 16 timer, skal pladen af ​​celler flyttes til RT for en dråbe under 32 ° C og ved hjælp af is feller 5-8 min fremskynder køleprocessen (figur 3B). Den temperaturfald ændrer konformationelle trykvinkel af materialet belægning tillader cellen arket løftes af pladen. Figur 3C viser cellelaget løft fra pladen.

Plader belagt i laboratoriet fungerede godt, efter nogle optimering, for at skabe og flytte celleark. Figur 4D viser et sammenflydende monolag af RASMC før overførsel. Når cellerne fik lov til at løfte, arkene tendens til at folde og holde sig til sig selv (figur 3E). Faktisk manipulere celleark på in-house skabte pNIPAAM eller de købte var vanskeligt og ofte ført til rivning af pladerne (figur 3F). Derfor blev en løsning til at overføre arkene udvikles. Når cellerne er fjernet fra inkubatoren og begynder at afkøles, blev 6% gelatine anvendes til at dække cellerne med en ekstra metal lAttice indlejret i gelen (figur 3G). Da pladen afkøles cellerne løftet, og gelatinen størkner. Ved hjælp af en pincet, kan gelatin- gitter og cellelag fjernes sammen fra kulturen plade; alle på samme tid (figur 3H). Så disse tre komponenter er placeret på toppen af baseret konstruktion (figur 3I). Her cellelaget (lyserød) er meget større end det underliggende basismatrixen (tyk hvid matrixen under den lyserøde celle ark). Cellen ark kan nemt trimmes til størrelse.

Den endelige celle patch (figur 4) er skabt ved lagdeling cellelaget på foruddannede kompleks af plasteret base og eftergivende hydrogel. Fra bund til top, plasteret består af en fibrøs matrix podet med hyaluronan hydrogel indeholdende endothelcellerne, og cellelaget er lagt oven på denne matrix. Tidligere forsøg på at manipulere celleark uden anvendelse af gelatine / gitter tilsynerater resulterede i meget små cellelag, der ofte foldet og blev revet (Figur 4A-D set fra oven). 4A repræsenterer et tidligt patch design sammensat billede kombinere mitotracker rødt farvet RASMC (figur 4B), calcein AM grønne fluorescerende HUVEC'er (figur 4C), og det transmitterede lys billede (figur 4D). Tættere 10x billeder leveres til cellelaget og HA / hydrogel uden matrix (Figur 4E-H). Figur 4E er sammensat af mitotraker rød (figur 4F) i calcein AM grøn HUVEC'er (figur 4G), og det transmitterede lys ( Figur 4H). Udsigten nedefra (basismatrix, HA / HUVEC), og celle sheet billeder af hver komponent er udstilling i figurerne 4I-L. De sammensatte billeder er figur 4I, med de enkelte dele, der er repræsenteret i figur 4J-L, figur 4J shOWS cellelaget (rød), endothelceller (grøn) er i figur 4K, og transmissionen billede (figur 4L) Den sammensatte billede (figur 4M) viser plaster med en ensartet celle-ark, der dækker hele området af matrixen uden foldning eller iturivning. Tal 4M-P er også nedefra ser op i matrixen. Figur 4N er cellelaget indeholdende Neutral Red. Igen synes røde tykke strimler omkring matricen, fordi arket foldes på disse områder der støder direkte op til kanten af ​​matrixen. Transmission lys billeddannelse (figur 4O) viser morfologien af cellerne, og strukturen af matricen. Endelig (Figur 4P), matricen har en særlig kvalitet af fluorescerende på samme bølgelængde som Dapi. Derfor er den ultraviolette excitation af matricen anvendes til tydeligt se den adskilt fra cellelaget (rød). Kanterne af patch kan trimmes tilfjerne eventuelle kanter af arket, der hænger over kanterne af matrixen.

Figur 1
Figur 1. Flow Chart af Tissue forsamling. Cell-sheets er skabt ved at pode celler på de termoresponsive pNIPAAM-coatede plader, og giver tid nok til celler til at nå konfluens og etablere laterale forbindelser til de omkringliggende celler. Cellen ark frigives ved at reducere temperaturen (gul disk). Samtidig er endotelceller indlejret i en neovaskulær eftergivende HA hydrogel, indsprøjtes i hulrum rum af stærkere grundlag fibrøse matrix, og kemisk tværbundet (hvid disk). Cellen ark (gul disk) er så lagdelt med endotel matrix kombination (hvid), som er nødvendigt. Klik her for atfå vist en større udgave af dette tal.

Figur 2
Figur 2. Billeder af Base Matrix og Endotel indkapsling. (A) stærkere grundlag fibrøse matrix udstanset i en rund form. Her en 4 mm i diameter bruges baseret på in vivo-dyremodel. (B) HUVEC'er farvet med mitotracker grøn (Calcein AM) suspenderet i HA hydrogeler på overfladen af basismatrixen (10X). Klik her for at se et større version af denne figur.

Figur 3
Figur 3. Oprettelse af celleark. (A) RASMC cultured om pNIPAAM behandlet 35 mm-skåle i 16 timer (10X). (B) RASMC ophævet efter anbringelse af pladen på is i 5-7 min. (C) Billede af kanten af en celle ark frigivelse fra den kommercielt købt termoresponsiv celledyrkningsskål (10X). (DF) Billeder skildrer lignende resultater til generering af cellelag fra in-house skabt pNIPAAM-overtrukne skåle. (D) Konfluente RASMC dyrket på 35 mm standard vævskulturplader (4X). (E ) Efter afkøling celleark kontraherede og foldes som de fritliggende (4X). (F) På grund af den skrøbelige encellede ark, er celleark ofte beskadiget ved optagningen eller andre manipulationer (4X). (G) I For at afbøde perforeringer i cellelaget blev en metalskærm anvendes som en fysisk støtte til at hjælpe overførslen af ​​cellelag. RASMC blev farvet med neutral rød, dækket med 6% gelatine og et porøst metal skærm støtte, ennd lov til at hærde. (H) Med støtte skærmen er celleark overføres med minimal skade (4X). (I) større RASMC cellelag lag (lyserød farve) blev derefter placeret på toppen af den fibrøse patch-hydrogel kombination stærkere base (pilen). Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 4
Figur 4. Billeder af lagdelte Cellular Patch. Celler blev dyrket på en pNIPPAM overflade og derefter flyttet som et ark til overfladen af den fibrøse matrix. Tidlige forsøg, der ikke blev overført med gelatine / metal gitter resulterede i små lasede lapper (AD). (A) Sammensat billede af (BD),(B) RASMCs i to ark farvet med Mitotracker rød, og (C) HUVEC'er farvet med grøn, og (D) i transmitteret lys. (E) Sammensat billede af en celle ark kombineret med den fibrøse matrix-hydrogel kombination stærkere base, der Calceing AM farvet HUVEC'er (grøn) og (F) Mitotracker Rød RASMCs. (G) grønt fluorescerende HUVEC'er suspenderet i en hydrogel. (H) Transmission billede af den fibrøse matrix-hydrogel kombination stærkere base. (I) Sammensat billede set fra bunden af plasteret opad gennem stærkere grundlag fibrøse matrix (ikke farvede), HA indeholdende HUVEC'er (grøn), og celle ark RASMCs (rød), hhv. (J) Rød fluorescerende RASMCs ark, som set gennem bunden fibrøse Matrix- hydrogel kombination. (K) Grønne fluorescerende HUVEC'er. (L) Transmission billede af plasteret konstruktionen.(M) Sammensat billede af celle-sheets (rød) over basen fibrøse matrix-hydrogel kombination (autofluorescerende-blå). (N) Celler i omslaget basen fibrøse matrix-hydrogel kombination show øget fluorescens ved kanterne skyldes sammenkrølning af cellerne. (O) Transmission billede af konstruktionen. (P) naturfibre basismatrix er autofluorescerende i DAPI (blå bølgelængde). Klik her for at se en større version af dette tal.

Movie 1 . Processen med at overføre plader af celler er fremhævet i den supplerende film indsendt sammen med dokumentet. Filmen viser, i trinvis proces, fjernelse af cellerne fra rugemaskine udskiftning af mediet med 6% gelatine, indsættelse af the metalskærm, nedkøling af cellerne på is, overførsel af cellerne fra pNIPAAM belagt skål til en anden skålen, et billede af cellerne under overførsel, og endelig fjernelse af skærmen fra arket.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De kritiske trin i protokollen nævnes: belægge Pladeoverfladerne med termoresponsiv polymer og manipulere celleark efter afkøling pladerne. Fordi forskellige celler udviser forskellige fysiske egenskaber, såsom klæbeevne, ophævelse tid skal optimeres for hver enkelt celletype. Den anden, og mest markant udfordrende del af denne protokol, centrerer sig om manipulation af cellen ark, et kritisk aspekt af metoder til væv forsamling. Det indre cellelag i cellelaget er ganske skrøbelig og kan rive let, hvis manipuleret med en pincet. Desuden, når cellen ark ikke holdes på plads, har de tendens til at trække sig sammen og kan foldes let. Den foreslåede overførsel celle plade ved hjælp af en støttende skærm hjælper manipulation af den skrøbelige celle ark.

Udformningen metode præsenteres i dette manuskript giver en forholdsvis lav pris tilgang til at skabe en celle ark til en række vævsdyrkningsapplikationer ansøgkationer. Desuden skaber pNIPAAM coatede plader indenfor et universitet laboratorium kan standardiseres med denne metode, og ændringer til protokollen kan gøres for at rumme flere celletyper og overflader. Brugen af ​​celleark snarere end uorganiserede enkelte celler, hjælpemidler væv samling, og kan også øge sandsynligheden for overlevelse og integration af implanterede væv. Men in vivo leveringsmetode (ikke nævnt i denne protokol) af disse konstruktioner har brug for, skal optimeres for hver vævstype. Fremtidige applikationer omfatter udforskninger og optimerede metoder til generering af væv til specifikke organsystemer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagents
Calcein-AM Invitrogen C3099 Cell tracker / live dye
Lysotracker Red Invitrogen L7528 Cell tracker
Neutral Red Sigma N7005 Visible Cell dye
pNIPAAM Sigma Aldrich 412780250 Poly(N-isopropylacrylamide)
Toluene Sigma Aldrich 244511-1L
Hexane Sigma Aldrich 296090-1L
RAOSMC Lonza R-ASM-580 Rat Aortic Smooth Muscle Cells
SmGM2 Lonza CC-4149 Smooth Muscle Media
HUVEC Invitrogen C-003-5C Human Venous Endothelial Cells
HyStem Glycosan/Biotime
Isopropyl alcohol VWR International BDH1133-4LP
Trypsin Corning Cellgro 25-053-C1
PBS Gibco 14287-072
FBS Gibco 16140-071
Specific Equipment
Filter paper Ahlstrom  6310-0900 
Buchner Funnel  Sigma Aldrich  Z247308 
UpCell Plates  Nunc  2014-11 
UV light Jelight Company  UVO Cleaner Model No.42

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ohashi, K., Okano, T. Functional tissue engineering of the liver and islets. Anat Rec (Hoboken). 297, 73-82 (2014).
  2. Chen, Q. Z., Harding, S. E., Ali, N. N., Lyon, A. R., Boccaccini, A. R. Biomaterials in cardiac tissue engineering: Ten years of research survey. Mat Sci Eng R. 59, 1-37 (2008).
  3. Jakob, P., Landmesser, U. Current status of cell-based therapy for heart failure. Curr Heart Fail Rep. 10, 165-176 (2013).
  4. Tongers, J., Losordo, D. W., Landmesser, U. Stem and progenitor cell-based therapy in ischaemic heart disease: promise, uncertainties, and challenges. Eur Heart J. 32, 1197-1206 (2011).
  5. Etzion, S., et al. Influence of embryonic cardiomyocyte transplantation on the progression of heart failure in a rat model of extensive myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 33, 1321-1330 (2001).
  6. Masuda, S., Shimizu, T., Yamato, M., Okano, T. Cell sheet engineering for heart tissue repair. Adv Drug Deliv Rev. 60, 277-285 (2008).
  7. Koh, G. Y., Soonpaa, M. H., Klug, M. G., Field, L. J. Strategies for myocardial repair. J Interv Cardiol. 8, 387-393 (1995).
  8. Li, R. K., et al. Construction of a bioengineered cardiac graft. J Thorac Cardiovasc Surg. 119, 368-375 (2000).
  9. Muller-Ehmsen, J., et al. Rebuilding a damaged heart: long-term survival of transplanted neonatal rat cardiomyocytes after myocardial infarction and effect on cardiac function. Circulation. 105-1720 (2002).
  10. Reinecke, H., Zhang, M., Bartosek, T., Murry, C. E. Survival, integration, and differentiation of cardiomyocyte grafts: a study in normal and injured rat hearts. Circulation. 100-193 (1999).
  11. Roell, W., et al. Cellular cardiomyoplasty improves survival after myocardial injury. Circulation. 105, 2435-2441 (2002).
  12. Soonpaa, M. H., et al. Potential approaches for myocardial regeneration. Ann N Y Acad Sci. 752, 446-454 (1995).
  13. Akins, R. E. Can tissue engineering mend broken hearts. Circ Res. 90, 120-122 (2002).
  14. Goodell, M. A., et al. Stem cell plasticity in muscle and bone marrow. Ann N Y Acad Sci. 938, 208-218 (2001).
  15. Menasche, P., et al. Myoblast transplantation for heart failure. Lancet. 357, 279-280 (2001).
  16. Murry, C. E., Wiseman, R. W., Schwartz, S. M., Hauschka, S. D. Skeletal myoblast transplantation for repair of myocardial necrosis. J Clin Invest. 98, 2512-2523 (1172).
  17. Orlic, D., et al. Transplanted adult bone marrow cells repair myocardial infarcts in mice. Ann N Y Acad Sci. 938, 221-229 (2001).
  18. Elia, R., et al. Silk-hyaluronan-based composite hydrogels: a novel, securable vehicle for drug delivery. J Biomater Appl. 27, 749-762 (2013).
  19. Kai, D., et al. Stem cell-loaded nanofibrous patch promotes the regeneration of infarcted myocardium with functional improvement in rat model. Acta Biomater. (2014).
  20. Hong, H. J., et al. Tracheal reconstruction using chondrocytes seeded on a poly(l-lactic-co-glycolic acid)-fibrin/hyaluronan. J Biomed Mater Res A. (2014).
  21. Serpooshan, V., et al. The effect of bioengineered acellular collagen patch on cardiac remodeling and ventricular function post myocardial infarction. Biomaterials. 34, 9048-9055 (2013).
  22. Turner, W. S., et al. Cardiac tissue development for delivery of embryonic stem cell-derived endothelial and cardiac cells in natural matrices. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 100, 2060-2072 (2012).
  23. Sato, M., Yamato, M., Hamahashi, K., Okano, T., Mochida, J. Articular cartilage regeneration using cell sheet technology. Anat Rec (Hoboken). 297, 36-43 (2014).
  24. Sawa, Y., Miyagawa, S. Present and future perspectives on cell sheet-based myocardial regeneration therapy. Biomed Res Int. 2013, 583912 (2013).
  25. Demirbag, B., Huri, P. Y., Kose, G. T., Buyuksungur, A., Hasirci, V. Advanced cell therapies with and without scaffolds. Biotechnol J. 6, 1437-1453 (2011).
  26. Song, J. J., Ott, H. C. Organ engineering based on decellularized matrix scaffolds. Trends Mol Med. 17, 424-432 (2011).
  27. Badylak, S. F., et al. The use of extracellular matrix as an inductive scaffold for the partial replacement of functional myocardium. Cell Transplant. 15, Suppl 1. S29-S40 (2006).
  28. Wang, Y., et al. Lineage restriction of human hepatic stem cells to mature fates is made efficient by tissue-specific biomatrix scaffolds. Hepatology. 53, 293-305 (2011).
  29. Gilbert, T. W., et al. Collagen fiber alignment and biaxial mechanical behavior of porcine urinary bladder derived extracellular matrix. Biomaterials. 29, 4775-4782 (2008).
  30. Luna, J. I., et al. Multiscale biomimetic topography for the alignment of neonatal and embryonic stem cell-derived heart cells. Tissue Eng Part C Methods. 17, 579-588 (2011).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats