Modeling Kemoterapi Resistant leukæmi * These authors contributed equally

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Slone, W. L., Moses, B. S., Evans, R., Piktel, D., Martin, K. H., Petros, W., Craig, M., Gibson, L. F. Modeling Chemotherapy Resistant Leukemia In Vitro. J. Vis. Exp. (108), e53645, doi:10.3791/53645 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

1. Avanceret Forberedelse

  1. Forberedelse dextran G10-partikler.
    1. Forbered G10 opslæmning ved tilsætning af 50 ml 1x PBS til 10 g G10 partikler. Bland ved inversion og tillade G10 at fælde ud af phosphatbufret saltvand (PBS) ved 4 ° CO / N.
    2. Dagen for G10 kolonne separation, aspireres PBS fra afviklede G10-partikler, og der tilsættes 50 ml frisk PBS. Bland ved at vende. Gentag to gange, tilføjer 50 ml frisk PBS afviklede G10 partikler og opbevares ved 4 ° C, indtil klar til brug.
  2. Dyrkning BMSC og OB.
    1. Opretholde både BMSC eller OB ved 37 ° C i 6% CO2 og dyrket på 10 cm vævsdyrkningsplader indtil 90% konfluens er nået.
    2. Trypsinisér BMSC eller OB celler og opdele 1: 2 på nye 10 cm plader. Cellerne dyrkes til disse standarder indtil det skal bruges til leukæmisk co-dyrkning.

2. Etablering og vedligeholdelse af Co-kultur

  1. Tilføj 5-20 x 10 6 leukæmiceller in 10 ml tumorspecifik dyrkningsmedier på en 80% -90% konfluente BMSC eller OB plade.
    BEMÆRK: Vores lab opretholder co-kulturer ved 37 ° C i 5% O 2 for bedre at rekapitulere knoglemarvens mikromiljø, som har vist sig at ligge i området fra 1% til 7% 16-18. Men opretholde co-kulturer på denne ilt spænding er ikke kritisk for etableringen af ​​de tre leukæmiske subpopulationer og er på foranledning af laboratoriet.
  2. Hver 4. dag fjerne alle men 1 ml medier (herunder leukæmiceller i suspension), og udskift med 9 ml frisk leukæmisk kulturmedier. Når du fjerner 9 ml medier fra pladen, pas på ikke at forstyrre BMSC eller OB klæbende lag.
    1. Fjern mediet ved at vippe pladen til siden og aspirat medier i hjørnet af pladen. Derudover når du tilføjer frisk medier, skal du huske at tilføje drop klogt i hjørnet af pladen mod sidevæggen at sikre minimal afbrydelse af BMSC eller OB klæbende lag.
  3. Efter den 12. dag i co-kultur, skylles leukæmiceller fra BMSC eller OB lag ved pipettering dyrkningsmedier fra parabol op og ned forsigtigt over fadet cirka 5 til 10 gange, og derefter indsamle i 15 ml konisk rør. Reseed på ny 80% -90% konfluente BMSC eller OB plade som beskrevet i trin 2.1.
    BEMÆRK: blid skylning af co-kultur som beskrevet i trin 2.3, fjernes S og PB leukæmiceller uden at forstyrre BMSC eller OB monolag. Dette tillader kun tumorceller, der skal overføres til næste co-dyrkningsplade. Denne 12 dages cyklus kan gentages så mange gange som nødvendigt baseret på brugernes behov.

3. Forberedelse G10 Bead kolonner

BEMÆRK: Hvis der kræves steril nedstrøms analyse eller dyrkning efter G10 kolonne separation skal udføres følgende trin ved hjælp af steril teknik og G10 kolonner skal være setup i et sterilt biologisk hætte.

  1. Pre-warm celledyrkningsmedier til 37 ° C i vandbad (~ 30 ml pr kolonne). Ved hjælp af en 10 ml engangssprøjte, fjerne og kassere stemplet. Tilføj glasuld til sprøjten.
  2. Ved hjælp af en pincet, træk fra hinanden glasuld i tynde løse tråde. Tilføj flere lag af let pakket glasuld til sprøjten indtil 2/3 af sprøjten er fyldt med glasuld.
    BEMÆRK: glasuld er afgørende for at forhindre løse G10 partikler i at forurene leukæmicellepopulationen kollektion. Sørg glasuld er pakket nok til at støtte G10-partikler, men ikke for tæt pakket for at blokere mediestrømmen gennem søjlen.
  3. Vedhæfte 1-vejs stophane til spidsen af ​​sprøjten i den lukkede stilling.
  4. Clamp sprøjte kolonne til ringen stå højt nok, så en 50 ml konisk rør (opsamlingsrør) kan placeres under stophane. Placer opsamlingsrør under sprøjte kolonne.
  5. Ved hjælp af en 10 ml pipette tilføje, drop-wise, G10-partikler resuspenderet i PBS til søjlen på toppen afglasulden. Fortsæt med at tilføje G10-partikler, indtil en ~ 2 ml pellet (målt ved gradueringer på sprøjte) i G10 partikler former oven på glasuld.
  6. Ækvilibrere G10 kolonnen med forvarmet medier.
    1. Tilsæt 2 ml forvarmet medier til kolonne. Åben stophaneventil langsomt, således at mediet strømmer ud af søjlen dråbevis.
    2. Gentag trin 3.6.1, indtil i alt 10 ml forvarmet medier er blevet løb over kolonnen.
      BEMÆRK: Hvis G10 partikler set i strømningsretningen igennem på opsamlingsrør, enten 1) tilføje flere G10 partikler til at opretholde ~ 2 ml pellet at sikre ingen yderligere G10 partikler undslippe fra søjlen eller 2) udskifte søjle med en ubrugt én og gentag trin 3.4-3.6.1.
    3. Efter det foropvarmede medier afløb fra kolonnen, lukke stophanen og kassér samling rør med flow igennem. Tilføj ny kollektion rør under kolonnen. Kolonne er klar til at blive lastet med medier + celleblandingen.
      BEMÆRK: Kolonnerskal anvendes straks og ikke lov til at tørre.

4. Adskillelse 3 subpopulationer i Co-kultur

  1. Indsamling af suspension (S) tumor delpopulation.
    1. Aspirer medier fra co-kultur plade med pipette og forsigtigt igen anvende de samme medier til at skylle pladen og indsamle medier, der indeholder leukæmiceller i en 15 ml konisk rør. De leukæmiceller indsamlede er S delpopulation.
  2. Indsamling af fase Bright (PB) tumor delpopulation.
    1. Tilsæt 10 ml frisk medium tilbage på co-kultur plade. Skyl kraftigt ved pipettering tilføjede medier op og ned ca. 5 gange for at fjerne vedhængende leukæmiceller, men ikke hårdt nok til at løsne klæbende BMSC / OB komponent.
    2. Aspirer med pipette og indsamle medier i et 15 ml konisk rør. De opsamlede celler er PB delpopulation.
  3. Indsamling af fase Dim (PD) tumor delpopulation.
    1. Skyl plade med 1 ml PBS til remove resterende medier. Trypsinisér co-kultur plade med 3 ml trypsin og sted i 37 ° C inkubator i 5 min.
    2. Fjern plade ud af inkubatoren og forsigtigt trykke sider af pladen for at fjerne vedhæftende BMSC / OB.
    3. Tilsæt 1 ml føtalt bovint serum (FBS) og pipette op og ned 3-5 gange for at bryde ud store celle aggregater.
    4. Saml medier med celler i en 15 ml konisk rør. Disse celler er det urensede PD subpopulationen med BMSC / OB så godt.
  4. Centrifuge 3 isolerede subpopulationer ved 400 xg i 7 min. Aspirer og kassér supernatanten derefter individuelt resuspenderes pellets i 1 ml forvarmet medier. Celler er klar til at blive lastet på en G10-søjle.

5. Ilægning Co-kultur celler på G10 Column

BEMÆRK: Sørg for stophane er helt lukket, før du tilføjer medier indeholder celler til G10 kolonne. Desuden skal hver delpopulation være løb over en separat G10 kolonne, så ikke at Introduke enhver skævhed mellem befolkningerne i downstream analyse.

  1. Ved hjælp af en 1000 pi pipette, tilsættes 1 ml af hver celle delpopulation i forvarmet medier til en separat G10 kolonne dråbevis. Sørg for, at medier, der indeholder cellerne forbliver på toppen eller inden G10 pellet. Tillad celler til at inkubere på G10 pellet i 20 minutter ved stuetemperatur.
    BEMÆRK: stophane forbliver lukket for varighed af inkubationen.

6. Indsamling leukæmiceller fra G10 Column

  1. Tilføj 1-3 ml forvarmet medium til hver G10 kolonne. Åben stophaneventil og tillade medier til langsomt forlade kolonnen dråbevis.
    BEMÆRK: Det er afgørende at fastholde en langsom flow fra kolonnen eller G10 pellet indeholder BMSC / OB kan vaske ud af kolonnen og forurene de isolerede leukæmiceller.
  2. Fortsæt med at tilføje forvarmet medier i små trin (1-2 ml) til G10-søjle, indtil alt 15 til 20 ml er løbet igennem kolonnen og er blevet opsamlet. Luk stophane valve og cap opsamlingsrøret.
    BEMÆRK: Hvis en G10 partikel pellet ses i bunden af samlingen rør, forsigtigt fjerne mediet fra røret forlader G10 partikel pellet uforstyrret og overførsel til nye rør.
  3. Centrifuger indsamlede medier ved 400 xg i 7 minutter ved stuetemperatur. Fjern supernatanten og resuspender cellepelleten i buffer passende for downstream program.
  4. Celler er nu en ren population af leukæmiceller fri for BMSC eller OB kontaminering og er klar til at blive anvendt til senere applikationer på brugerens skøn.
    BEMÆRK: leukæmiske celle levedygtighed bør forblive uændret, når de passerer celler gennem G10 kolonner.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Vellykket opsætning og kultur i dette co-kultur model vil resultere i etableringen af 3 subpopulationer af leukæmiske celler i forhold til den klæbende BMSC eller OB monolag. Figur 1 viser, hvordan ALL-celler podet i en BMSC monolag første omgang synes da kun en enkelt population af suspenderet leukæmiceller. I løbet af 4 dage leukæmiceller interagerer med BMSC at danne 3 rumlige subpopulationer af leukæmiceller (suspenderet (S), fase lyse (PB), og fase dim (PD)). Mens de 3 subpopulationer af tumorceller almindeligvis kan ses efter 24 timers co-dyrkning med BMSC eller OB vi co-kultur cellerne i 4 dage for at tillade den fulde dynamik og interaktioner mellem de leukæmiske celler og BMSC / OB celler kan finde sted før nogen manipulation eller eksperimenter finder sted (figur 1). Bemærk også, at vi fastholder de co-kulturer på en ilt spænding på 5% at rekapitulere knoglemarven fysiologi, der har bin rapporteret at variere fra 1% -7% 16-18.

Et stort flertal af nedstrøms analyse kræver adskillelsen af ​​de leukæmiske celler fra BMSC eller OB. For at opnå dette anvender vi G10 kolonner til at høste en ren population af leukæmiceller (figur 2A). Efter trypsinisering af BMSC og PD ReH celler en blandet population er set af to forskellige frem / side populationer ved flowcytometri (figur 2B, top panel). Efter G10 separation en ren population af kun REH ALL-celler udvindes, hvilket blev bekræftet af fremad / sidespredning flowcytometri (figur 2B, bundpanel).

Brug af dette co-kultur model og evnen til at isolere leukæmiceller fra 3 subpopulationer når i co-kultur med BMSC eller OB muliggør interrogation af leukæmisk cellefænotype med relation til dets rumlige placering i forhold til det klæbende BMSC eller OBmonolag. Af særlig interesse, er, at alle celler udvundet fra PD population af en BMSC eller OB co-kultur har lidt at ingen celledød efter udsættelse for cytotoksisk kemoterapi (figur 3A, B).

Figur 1
Figur 1. ALL-celler i co-kultur med BMSC eller OB danner tre rumlige populationer. Vores laboratorium anvender en in vitro co-dyrkningssystem til model leukæmiske celle-interaktioner med knoglemarvens mikromiljø afledte stromale celler (BMSC eller OB). At etablere co-kultur, er leukæmiceller (Rød) podes på en 80% -90% konfluente monolag af BMSC eller OB (blå), der er betegnet som Tid 0 '. Co-kulturer holdes ved 37 ° C ved 5% oxygen at tilnærme betingelserne for knoglemarvens mikromiljø. Leukæmiceller vil begynde at danne 3 subpopulationer så tidligt som 24 timer, men at give mulighed for komplette interaktioner at form vi tillader co-kulturer 4 dage til at etablere før udnytte leukæmiceller til eksperimenter. På dag 4 (højre paneler), vil tre subpopulationer af leukæmiceller dannes i forhold til den vedhæftende monolag. Den skematiske (øverst til højre), og den fase kontrast mikroskopi (nederst til højre) viser den suspenderede (S) leukæmiceller frit svævende i medierne; fase lyse (PB) leukæmiceller, der er klæbet til overfladen af ​​BMSC eller OB monolag; og fase dim (PD) leukæmiceller, der har migreret under BMSC eller OB monolag. Scale søjle repræsenterer 10 mikrometer. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 2
Figur 2. Brug af G10 søjler giver mulighed for adskillelse af alle celler fra BMSC / OB. (A) Demonstration af processen med at bruge en G10 collonne at adskille ALL-celler fra BMSC / OB co-kultur for at opnå en ren population af tumorceller for downstream analyse. Fra venstre til højre, er en blanding af alle celler og BMSC / ob-celler tilsat til toppen af ​​G10-søjle; (Center) celle Blandingen vil bosætte sig i G10 gylle og bør inkuberes ved stuetemperatur i 20 min (Bemærk: stophane er i lukket position i hele første to trin); (højre) leukæmiceller udvindes ved at åbne stophanen og skylning søjle med foropvarmet medier. (B) Øverste panel viser før G10 adskillelse, at der er en blandet population af celler indeholdende BMSC (blå port) og REH ALL-celler (røde port ) ved at vurdere fremad (FSC) og sidespredning (SSC) analyse. Bundpanel, efter G10 adskillelse kun ren population af REH ALL celler (rød gate) forbliver hos mindre end 1% stromacelle- forurening (blå port). Klik her for at se en større udgave af thi s figur.

Figur 3
Figur 3. PD leukæmiceller har øget resistens over for kemoterapi eksponering. SD-1 leukæmiceller udvundet fra PD befolkningen i et BMSC co-kultur (A) vises ikke nedsat levedygtighed efter en 4 dages udsættelse for Ara-C [1 uM] , MTX [50 pM], eller VCR [25 pM], svarende til ubehandlede kontroller (bemærk, at en anden dosis af Ara-C tilsat ved 48 timer for at tage højde for tab lægemidlet på grund af stabilitet). Leukæmiceller fra alene medierne, har S, og PB befolkninger væsentligt reduceret levedygtighed som bestemt ved trypanblåt exclusion.SD-1 leukæmiceller co-dyrkede med OB celler vise lignende tendenser i levedygtighed (B). Resultater er udtrykt som gennemsnit ± SEM. (*) Angiver p <0,05, parret t-test i forhold til ubehandlede kontroller.5fig3large.jpg "target =" _ blank "> Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Minimal residual sygdom (MRD), som bidrager til tilbagefald af sygdommen er fortsat en vigtig klinisk udfordring i behandlingen af ​​aggressiv refraktær ALL, samt en række andre hæmatologiske maligniteter. Knoglemarvens mikromiljø er det mest almindelige sted for tilbagefald i ALL 3,8. Som sådan modeller denne model knoglemarvens mikromiljø er vigtige værktøjer til at teste hypoteser om leukæmisk tumorcelleoverlevelse og vedligeholdelse af MRD under kemoterapi eksponering. Mens musemodeller definerer den gyldne standard for test spørgsmål vedrørende narkotika effektivitet, 2D co-kultur fortsætter med at være en omkostningseffektiv metode til hypoteser test og narkotika strategier i forbindelse med knogle imorgen mikromiljø støtte til leukæmisk celle overlevelse. Mange grupper har vist, at co-kultur af leukæmiceller med BMSC eller OB giver en overlevelse fordel, når udfordret med kemoterapeutiske stoffer 9,10,12-14,19-21. Arbejde modellering normale umodne CD34 + HEMAtopoietic celler i co-kultur med mesenchymstamceller (MSC) viste, at hæmatopoietiske celler vil interagere med det vedhængende monolag af MSC'er til dannelse tre forskellige rumlige populationer af hæmatopoietiske celler 22,23. Proliferation og differentiering af CD34 + -celler blev udført i forhold til deres placering i co-kultur 22. Vi har udvidet på denne observation til at teste spørgsmål relateret til knoglemarv mikromiljø stromacelle støtte fra en resistent population af tumorceller i et 2D co-kultur og dens isolation for downstream analyse.

I modsætning til standard 2D co-kultur modeller, som typisk prøve leukæmiceller ved fjernelse af suspenderede tumor, vores model viser, at co-kultur repræsenterer en mere dynamisk interaktion i hvilke leukæmiske celler i co-kultur med BMSC eller OB danner tre subpopulationer forhold til BMSC eller OB monolag (figur 1). Tumoren delpopulationer, der danner er suspenderet (S) tumor, which frit flydende i medierne; fase lyse (PB), der er klæbet til overfladen af ​​BMSC eller OB; og fase dim (PD), der har begravet under BMSC eller OB monolag (figur 1). I denne model, fandt vi, at en streng fodring og tilsået tidsplan er vigtigt at opnå ensartede resultater i en co-kultur model og derfor vi fodre co-kulturer med 4 dages mellemrum og overføre tumor til nye BMSC eller OB monolag hver 12. dag. Dette kan kræve modifikation for alternative tumortyper efter behov. Antallet af tumorceller, der vil migrere under BMSC eller OB til dannelse PD befolkning kan variere mellem forskellige leukæmiceller. Dette kan være en begrænsning af modellen, når antallet af PD tumorceller er lave gør det vanskeligt at indsamle nok celler til nedstrøms analyse. I nogle tilfælde kan dette problem løses ved at etablere replikere co-kulturer for at muliggøre sammenlægning af de tre individuelle subpopulationer.

Da denne model religger på tumorceller interaktion med BMSC eller OB er det vigtigt at have en effektiv metode til at fjerne stromal kontaminering celle for at løse specifikke biologi leukæmiceller. For at opnå denne adskillelse af tumorceller fra stroma vi bruger G10 kolonner. Korrekt opsætning og brug af disse kolonner er afgørende for isolation af rene med tumorer i for downstream analyse. Som fremhævet i figur 2B, korrekt udførelse af kolonne adskillelse resulterer G10 i inddrivelse af tumorceller på mere end 99% renhed. Dette giver mulighed for nedstrøms analyse af de leukæmiceller uden komplikation af fortolkning af resultater, der ville følge af forurening stromale celle. Det er vigtigt at bemærke, at alle leukæmiske celletyper, om cellelinier eller primære patientprøver varierer en smule i deres evne til at passere gennem G10 kolonner. Før brug i forsøg i stor skala brugere bør bestemme antallet af leukæmiceller de skal input til at inddrive den ønskede mængde nødvendig feller deres specifikke downstream behov. Desuden er mængden af ​​vask medier løb over G10 kolonne efter inkubation kan øges for at forsøge at øge antallet af celler inddrives. Der bør drages omsorg for at sikre, at de yderligere vaske ikke forårsager stromal celle forurening, som kan bestemmes efter vask ved celletal eller flowcytometrianalyse af gennemstrømningen.

Ved etableringen af ​​denne model, observerede vi, at leukæmiceller udvundet fra PD populationen har øget levedygtighed sammenlignet med leukæmiske celler dyrket i medier alene, såvel som dem, udvundet fra S eller PB populationer i samme co-dyrkning, når de udsættes for cytotoksisk kemoterapi (Figur 3 AB). Dette er vigtigt, fordi den repræsenterer en population af leukæmiceller in vitro, der stammer udtalt beskyttelse mod kemoterapi. Dette giver et nyttigt værktøj til at teste behandlingsstrategier sigte på den mest modstandsdygtige tumor population, som støttes afknoglemarvens mikromiljø. Endvidere fordi disse leukæmiceller er så godt beskyttet af BMSC eller OB co-kultur er det muligt at foretage en in vitro-kombination behandlingsstrategier, der i medier alene eller standard co-kultur modeller forekommer eller vil helt dræbe tumoren, som ikke er altid repræsentant for effekter set i resistente microenvironment understøttet leukæmiske populationer.

Endelig mener vi, at brugen af ​​denne model kan give værdifuld indsigt i samspillet mellem BMSC / OB, og leukæmiceller, der er ansvarlige for resistens over for behandling med kemoterapi, føre til MRD, og ​​efterfølgende tilbagefald. Denne model giver en in vitro platform til at designe eksperimenter, som bedre vil informere downstream prækliniske modeller. Selvom vi viser brug af denne model til at teste samspillet mellem knoglemarvs stromale celler og ALLE afledte leukæmiceller, vi håber, at fremtidige retninger og anvendelser af denne model vil være oseful i en række forskellige maligniteter, hvor knoglemarvens mikromiljø tilvejebringer et sted for fristed for tumorer under kemoterapeutisk indgriben.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
G10 sephadex beads Sigma G10120 Referred to in manuscript as gel type 10 cross-linked dextran particles
10 ml sterile syringe BD 309604
Glass wool Pyrex 3950
1-way stopcocks World Precision Instruments, Inc. 14054-10
50 ml conical centrifuge tubes World Wide Medical Products 41021039 Used as collection tubes
15 ml conical centrifuge tubes World Wide Medical Products 41021037 Used for cell collection
Fetal Bovine Serum Sigma F6178
0.05% Trypsin  Mediatech, Inc. 25-053-CI
100 x 20 mm Cell Culture Dishes Greiner Bio-One 664160
Culture media
Osteoblast culture media  PromoCell C-27001 For human osteoblast media 
RPMI 1640 media Mediatech, Inc. 15-040 For tumor media prepation 
Cell lines
Adherent Cells:
Human Osteoblasts PromoCell C-12720 Human osteoblast were cultured according to the supplier’s recommendations. 
Human Bone Morrow Stromal Cells WVU Biospecimen Core De-identified primary human leukemia and bone marrow stromal cells (BMSC) were provided by the Mary Babb Randolph Cancer Center (MBRCC) Biospecimen Processing Core and the West Virginia University Department of Pathology Tissue Bank. BMSC cultures were established as previously described (*)
Leukemic Cells:
REH ATCC ATCC-CRL-8286 REH cells were cultured according to the supplier’s recommendations and recommended media. 
SD-1 DSMZ ACC 366 SD-1 were cultured according to the supplier’s recommendations and recommended media. 
(*) Gibson LF, Fortney J, Landreth KS, Piktel D, Ericson SG, Lynch JP. Disruption of bone marrow stromal cell function by etoposide. Biol Blood Marrow Transplant J Am Soc Blood Marrow Transplant. 1997 Aug;3(3):122–32.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ayala, F., Dewar, R., Kieran, M., Kalluri, R. Contribution of bone microenvironment to leukemogenesis and leukemia progression. Leukemia. 23, (12), 2233-2241 (2009).
  2. Coustan-Smith, E., Sancho, J., et al. Clinical importance of minimal residual disease in childhood acute lymphoblastic leukemia. Blood. 96, (8), 2691-2696 (2000).
  3. Gaynon, P. S., Qu, R. P., et al. Survival after relapse in childhood acute lymphoblastic leukemia. Cancer. 82, (7), 1387-1395 (1998).
  4. Kikuchi, M., Tanaka, J., et al. Clinical significance of minimal residual disease in adult acute lymphoblastic leukemia. Int. J. Hematol. 92, (3), 481-489 (2010).
  5. Krause, D. S., Scadden, D. T., Preffer, F. I. The hematopoietic stem cell niche-home for friend and foe? Cytometry B Clin. Cytom. 84, (1), 7-20 (2013).
  6. Meads, M. B., Hazlehurst, L. A., Dalton, W. S. The Bone Marrow Microenvironment as a Tumor Sanctuary and Contributor to Drug Resistance. Clin. Cancer Res. 14, (9), 2519-2526 (2008).
  7. Nguyen, K., Devidas, M., et al. Factors Influencing Survival After Relapse From Acute Lymphoblastic Leukemia: A Children's Oncology Group Study. Leuk. Off. J. Leuk. Soc. Am. Leuk. Res. Fund UK. 22, (12), 2142-2150 (2008).
  8. Szczepanek, J., Styczyński, J., Haus, O., Tretyn, A., Wysocki, M. Relapse of Acute Lymphoblastic Leukemia in Children in the Context of Microarray Analyses. Arch. Immunol. Ther. Exp. (Warsz.). 59, (1), 61-68 (2011).
  9. Boyerinas, B., Zafrir, M., Yesilkanal, A. E., Price, T. T., Hyjek, E. M., Sipkins, D. A. Adhesion to osteopontin in the bone marrow niche regulates lymphoblastic leukemia cell dormancy. Blood. 121, (24), 4821-4831 (2013).
  10. Bradstock, K., Bianchi, A., Makrynikola, V., Filshie, R., Gottlieb, D. Long-term survival and proliferation of precursor-B acute lymphoblastic leukemia cells on human bone marrow stroma. Leukemia. 10, (5), 813-820 (1996).
  11. Clutter, S. D., Fortney, J., Gibson, L. F. MMP-2 is required for bone marrow stromal cell support of pro-B-cell chemotaxis. Exp. Hematol. 33, (10), 1192-1200 (2005).
  12. Manabe, A., Murti, K. G., et al. Adhesion-dependent survival of normal and leukemic human B lymphoblasts on bone marrow stromal cells. Blood. 83, (3), 758-766 (1994).
  13. Mudry, R. E., Fortney, J. E., York, T., Hall, B. M., Gibson, L. F. Stromal cells regulate survival of B-lineage leukemic cells during chemotherapy. Blood. 96, (5), 1926-1932 (2000).
  14. Tesfai, Y., Ford, J., et al. Interactions between acute lymphoblastic leukemia and bone marrow stromal cells influence response to therapy. Leuk. Res. 36, (3), 299-306 (2012).
  15. Hathcock, K. S. Depletion of Accessory Cells by Adherence to Sephadex G-10. Curr. Protoc. (2001).
  16. Berniakovich, I., Giorgio, M. Low oxygen tension maintains multipotency, whereas normoxia increases differentiation of mouse bone marrow stromal cells. Int. J. Mol. Sci. 14, (1), 2119-2134 (2013).
  17. Chow, D. C., Wenning, L. A., Miller, W. M., Papoutsakis, E. T. Modeling pO(2) distributions in the bone marrow hematopoietic compartment. II. Modified Kroghian models. Biophys. J. 81, (2), 685-696 (2001).
  18. Holzwarth, C., Vaegler, M., et al. Low physiologic oxygen tensions reduce proliferation and differentiation of human multipotent mesenchymal stromal cells. BMC Cell Biol. 11, (2010).
  19. O'Leary, H., Akers, S. M., et al. VE-cadherin Regulates Philadelphia Chromosome Positive Acute Lymphoblastic Leukemia Sensitivity to Apoptosis. Cancer Microenviron. Off. J. Int. Cancer Microenviron. Soc. 3, (1), 67-81 (2010).
  20. Wang, L., Chen, L., Benincosa, J., Fortney, J., Gibson, L. F. VEGF-induced phosphorylation of Bcl-2 influences B lineage leukemic cell response to apoptotic stimuli. Leukemia. 19, (3), 344-353 (2005).
  21. Wang, L., Coad, J. E., Fortney, J. M., Gibson, L. F. VEGF-induced survival of chronic lymphocytic leukemia is independent of Bcl-2 phosphorylation. Leukemia. 19, (8), 1486-1487 (2005).
  22. Jing, D., Fonseca, A. V., et al. Hematopoietic stem cells in co-culture with mesenchymal stromal cells--modeling the niche compartments in vitro. Haematologica. 95, (4), 542-550 (2010).
  23. Jing, D., Wobus, M., Poitz, D. M., Bornhäuser, M., Ehninger, G., Ordemann, R. Oxygen tension plays a critical role in the hematopoietic microenvironment in vitro. Haematologica. 97, (3), 331-339 (2012).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics