表型和慢性淋巴细胞性脉络丛脑膜炎病毒感染小鼠中分离激活调节性T细胞的功能分析

Immunology and Infection

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Park, H. J., Oh, J. H., Ha, S. J. Phenotypic and Functional Analysis of Activated Regulatory T Cells Isolated from Chronic Lymphocytic Choriomeningitis Virus-infected Mice. J. Vis. Exp. (112), e54138, doi:10.3791/54138 (2016).

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Abstract

调节性T( 调节性T细胞),其表达的Foxp3作为转录因子,是CD4 + T细胞的亚群。 调节性T细胞通过调节免疫应答发挥免疫耐受和内环境稳定的维护至关重要的作用。 调节性T细胞的主要作用是抑制效应T(T EFF)细胞的增殖和产生细胞因子如IFN-γ,TNF-α和IL-2的。它已被证明持久病原体感染和癌症发展过程中调节性T细胞的抑制T EFF细胞的功能能力得到增强。为了澄清调节性T细胞静息或发炎条件下的功能,已经制订了各种使用鼠标或人类T reg细胞在体外抑制测定的。这项研究的主要目的是建立一个比较表型和休息之间的抑制功能和差异激活调节性T方法细胞。以分离活化的T reg细胞,小鼠感染的淋巴细胞脉络丛脑膜炎病毒(LCMV)克隆13(CL13),LCMV的慢性菌株。与静息从幼稚小鼠分离的T reg细胞比从LCMV CL13感染小鼠的脾分离的T reg细胞表现出两个活化表型和增强的抑制活性。在这里,我们描述了体外的表型分析,从静止T reg细胞区分活化的T reg细胞的基本协议。此外,我们描述了完全活化的T reg细胞的抑制活性的测量的协议。

Introduction

调节性T( 调节性T细胞)表达叉头框P3(Foxp3的),作为其发育和功能1的转录因子。此外, 调节性T细胞表达的各种其它分子如CD25 2,淋巴细胞激活基因3(LAG-3)3,糖皮质激素诱导的肿瘤坏死因子受体4,和细胞毒性T淋巴细胞相关蛋白4(CTLA-4)5在其表面上或细胞内区域。在慢性感染多种病原体如病毒6,7,细菌8,9和寄生虫10-12,或在癌症发展13,14的过程中,T reg细胞变得分化成活化细胞,显示增强抑制功能靶向效应CD4 +和CD8 + T细胞。若干篇论文表明,扩展和活化的T reg细胞向受损CD8 + T细胞respons朋友逆转录病毒(FV)感染15-17时即FV诱导的T reg细胞抑制IFN-γ或颗粒酶B的表达和CD8 + T细胞15-17的细胞毒活性。此外,在单纯疱疹病毒感染模型,据报道CD4 + CD25 + 调节性T细胞的耗竭导致病毒特异性CD8 + T细胞和由免疫病理学CD4 + T细胞18-20的浸润严重的组织损伤的扩大。

与淋巴细胞脉络丛脑膜炎病毒的克隆13菌株慢性感染的小鼠(LCMV CL13)21-24已被广泛用于慢性病毒感染过程中表征效应T细胞(T EFF)和T reg细胞的表型和功能。期间持续LCMV感染,病毒特异性-T EFF细胞逐渐失去其效应器功能,并成为耗尽T(ŤEXH)细胞。另一方面,Treg细胞增强其抑制病毒特异性T细胞反应能力25。在T EFF细胞的功能能力的降低可以通过几个因素,如对T EFF细胞抑制性受体的上调,抗原呈递细胞的功能改变,生产免疫调节细胞因子,和增加的频率或增强调节性T的功能进行说明细胞26。间参与T细胞抑制因子,细胞程序性死亡蛋白-1(PD-1)-expressingŤEXH细胞和T reg细胞已被广泛认为是抗原持久性和抑制性环境的特点。最近,有人报告说, 调节性T细胞的PD-1途径和消融的封锁导致增强的T细胞功能和LCMV慢性感染27期间降低病毒载量。此外, 调节性T细胞的小鼠慢性感染过程中与LCMV 23,25激活25。 PD-1的高表达对T reg细胞以及为T EXH细胞,和PD-1被T reg细胞表达的水平与他们的抑制功能的强度,以抑制T细胞增殖25相关。

这里,我们描述一个比较来自感染LCMV CL13和从幼稚小鼠分离静止T reg细胞的小鼠中分离的活化T reg细胞的特性的方法。此外,我们解释一系列过程分离活化的T reg细胞,并考察其体外的表型,以及衡量其体外抑制活性。

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Protocol

在这项研究中,将小鼠保持在延世大学的延世实验动物研究中心的一个特定的无病原体的设施。所有的动物实验均按照利用在延世大学延世实验动物研究中心的国际动物护理和使用委员会批准协议的韩国食品和药物管理局的指导方针进行。

1.溶液的制备

  1. 通过在RPMI稀释牛胎儿血清(FBS),以2%和青霉素 - 链霉素1%制备2%RPMI培养基
  2. 准备完整的RPMI媒体。以RPMI培养基添加10%FBS的,青霉素 - 链霉素1%L-谷氨酰胺的1%,和50μM2-巯基乙醇。
  3. 制备荧光激活细胞分选(FACS)缓冲液。与FBS的2%这样做,补充磷酸盐缓冲盐水(PBS)。
  4. 准备T细胞的隔离缓冲。这样做,补充的PBS与FBS的2%和2mM ethylenediaminetetraacetic酸。

2.脾淋巴细胞的分离

  1. 如先前所述19从幼稚或LCMV CL13感染的小鼠中取出脾脏,并将其放置至60mm含有10ml 2%RPMI培养基的×15毫米的培养皿中。
    注意:在此研究中的实验中,5至6周龄C57B1L / 6J雌性小鼠接受LCMV CL13的2×10 6噬斑形成单位(pfu)通过经由尾静脉静脉内注射。在牺牲16天感染后(16天PI)25只。分析锗匹配的幼稚小鼠在同一天。
  2. 放置细胞过滤到50ml管中并用2ml的2%RPMI培养基的冲洗。广场上的70微米的细胞过滤健脾和使用注射器的活塞来转动。冲洗细胞过滤用2ml 2%RPMI培养基的并从50ml管中移除。
  3. 填满用2%RPMI培养基和离心管中,在300×g离心在4℃下5分钟。弃上清,悬浮在1ml的ACK裂解缓冲液的细胞沉淀。孵育在室温下(RT)将样品5分钟。
    注:ACK裂解缓冲液的上面指出的量是一个脾脏。相应地扩大该卷汇集脾样本。
  4. 填满用2%RPMI培养基和离心管中,在300×g离心在4℃下10分钟。弃去上清液,并在完全RPMI培养基一个1×10 7个细胞/ ml的密度重悬细胞。
    注:对于活细胞计数,染色细胞台盼蓝和计数只活了不使用血球染色的细胞。

3.脾常规T(T CONV)细胞和T reg细胞的表型

注意: 调节性T细胞的分离之前,检查通过用各种抗体染色细胞并通过流式细胞仪分析它们从幼稚或感染的小鼠分离脾淋巴细胞的表型。

  1. 转移50微升细胞(5×10 5细胞)的总脾淋巴细胞到一个新的U型底96孔板的每个孔中,并添加每孔150μl的流式细胞仪缓冲液中。离心机在300×g离心在4℃下2分钟。
  2. 弃去上清液。搅动细胞沉淀并每孔添加200μl的FACS缓冲液中。离心机在4℃(2次)300 xg离心2分钟。
  3. 制备用于染色的细胞表面标志物的抗体混合物中,每孔50微升FACS缓冲液中具有以下的抗体和试剂。抗CD4紫色染料,抗CD25绿色染料,抗PD-1紫色染料,抗CD8 PerCP-经Cy5.5染料和细胞生存力检测试剂的近红外(IR)荧光活性染料。
    注意:要进一步分析活化的T reg细胞的表型,抗CD103 23,25可以加入用于细胞表面标记物染色。
  4. 悬浮用50μl每孔抗体混合物的细胞沉淀。孵育在4℃下在黑暗中20分钟。用洗涤细胞两次FACS缓冲液在300×g离心2分钟离心在4℃下。
  5. 最后洗涤步骤后,倒出上清液,并用100微升固定缓冲液根据制造商的方案制备定为在黑暗中20分钟后的细胞于4℃。
  6. 与透洗涤缓冲液(根据制造商的方案制备)通过离心洗涤细胞两次,在300×g离心2分钟,在4℃。
  7. 制备用于细胞内的Foxp3染色的抗体溶液中,并重新悬浮用50μl抗Foxp3的抗体溶液中的细胞沉淀。
    注意:要进一步分析ŤCONV和T reg细胞,可以在这个步骤中加入抗CTLA的表型。
  8. 孵育在黑暗中20分钟,在4℃并重复步骤3.6。最后洗涤步骤后,重悬在200μlFACS缓冲液中的细胞沉淀,并用流式细胞仪25检查的细胞的表型。
  9. 门活细胞普惠化。分析ŧCONV细胞LCMV CL13感染过程中的表型,检查Foxp3的频 ​​率- PD-1 +细胞CD4 +和CD8 + T细胞中。
    注意:基于实验结果,Foxp3的百分比- PD-1 +为50%以上,在CD4 +和CD8 + T细胞群在含有LCMV CL13 16天圆周率。
    1. 分析调节性T细胞的频率和表型检验的Foxp3 +或FOXP3 + PD-1 +细胞的CD4 + T细胞中的频率。
      注意:基于实验结果,Foxp3的+或FOXP3 + PD-1 +细胞的百分比在CD4 + T细胞群体的20%以上,分 ​​别。

4.隔离CD4 + CD25 + T reg细胞的

注:所有试剂的量如下所示是一个开始1×10 7总脾细胞数。

  1. 准备细胞用天真和慢性LCMV感染小鼠第2节。通过加入10ml的T细胞分离缓冲液洗细胞。离心机在300×g离心在4℃下10分钟。完全弃上清,重悬细胞沉淀在40微升缓冲。
  2. 对于使用磁性细胞分离系统CD4 + T细胞富集,加入10微升生物素抗体混合物拌匀。孵育在4℃下10分钟。
  3. 添加缓冲液30微升,20微升抗生物素微珠用于非CD4 + T细胞的标记和10μlCD25-PE抗体对CD25 +细胞的荧光标记。拌匀,孵育在黑暗中15分钟。
  4. 加2ml缓冲液中,通过40微米的细胞过滤的细胞传递到一个新的50ml管中,以除去细胞碎片。离心300 xg离心洗细胞10分钟,在4℃。完全弃去上清液并以高达1.25×10 8个细胞的密度重新悬浮于500μl缓冲液细胞沉淀。
  5. 应用该细胞在柱上,并收集穿过所述列中的未标记细胞。通过在4℃下加入2ml缓冲液和离心机在300×g离心10分钟,洗柱。完全弃上清,悬浮隔离的CD4 + T细胞的90微升缓冲。
  6. 对于CD25 +细胞的磁贴标签,加10微升抗PE微珠,拌匀,并在4℃孵育在黑暗中15分钟。
  7. 加入2毫升缓冲液中,并在4℃以300 xg离心离心洗细胞10分钟。完全弃去上清液,并在高达1×10 8个细胞的密度重新悬浮于500μl缓冲液中的细胞沉淀。
  8. 以丰富的CD4 + CD25 + T reg细胞,应用细胞上的阳性选择列,洗柱通过加入2ml缓冲的n个。重复洗涤三次。
  9. 当列是最后的洗涤步骤后空,加入1毫升缓冲液上柱,并冲洗出磁性标记的CD4 + CD25 +使用柱塞细胞。
  10. 重复步骤4.8-4.9,以提高分离的CD4 + CD25 + T reg细胞的纯度。离心300 xg离心洗涤用FACS缓冲液将细胞10分钟,在4℃。弃去上清液,并在完全RPMI培养基上2×10 6个细胞/ ml的浓度重悬分离的CD4 + CD25 + T reg细胞。
  11. 要检查孤立的CD4 + CD25 + T reg细胞的纯度,使用2×10 5细胞从总的孤立的CD4 + CD25 + T reg细胞。细胞染色用含有抗CD4 FITC和细胞生存力检测近红外荧光活性染料试剂50微升FACS缓冲液。
    注:CD25已经被隔离在与PE标记。
  12. 孵育在4℃下在黑暗中20分钟。离心300 xg离心洗涤用FACS缓冲液将细胞2分钟,在4℃。洗涤后,悬浮于100μlFACS缓冲液中的细胞沉淀并通过流式细胞术检查纯度。
  13. 门活细胞群。分析调节性T细胞的纯度,确认CD4 + CD25 +细胞的百分比。
    注意:基于实验结果,CD4 + CD25 +细胞的纯化的细胞之间的比例是在约80%以上。

5.隔离CD8 + T细胞和CD8 + T细胞的标记

注:所有的试剂的体积如下所示是用于1×10 7个总脾细胞的起始细胞数。

  1. 由于使用天真的小鼠在第2节准备的细胞。通过加入10ml T细胞分离的buff洗涤细胞呃。离心机在300×g离心在4℃下10分钟。完全弃去上清液,并且重悬细胞沉淀在40微升缓冲液中。
  2. 对于使用磁性细胞分离系统CD8 + T细胞的分离,加入10微升非CD8 + T细胞标记生物素抗体混合物拌匀。孵育在4℃下5分钟。
  3. 添加缓冲液30微升和20微升抗生物素微珠。拌匀,并在4℃孵育10分钟。
  4. 应用该细胞在柱上,并收集穿过所述列中的未标记细胞。通过加入缓冲2毫升三次洗柱。
  5. 离心机在300×g离心在4℃下10分钟。完全弃上清,悬浮隔离的CD8 + T细胞在2毫升缓冲。
  6. 要检查分离细胞的纯度,准备50微升的FACS缓冲抗体溶液。其中重悬孤立的CD8 + T CEL的2×10 5个细胞LS在50μl抗体溶液。
    注:要准备抗体溶液,加入抗CD8 FITC和细胞活力检测试剂(近红外荧光活性染料)到FACS缓冲。
  7. 孵育在4℃下在黑暗中20分钟。离心300 xg离心洗涤用FACS缓冲液将细胞2分钟,在4℃。洗涤后,悬浮于100μlFACS缓冲液中的细胞沉淀,并通过流式细胞术检查细胞的纯度。
  8. 门活细胞群。要检查 CD8 + T细胞的纯度,确认CD8 + T细胞的百分比。
    注意:基于实验结果,CD8 +细胞的纯化的细胞之间的百分比超过约90%。
  9. 添加的PBS分离的CD8 + T细胞。离心机在300×g离心在4℃下10分钟。弃去上清液。悬浮分离CD8 + T细胞在PBS中1×10 7细胞/ ml的浓度。
  10. 标注的CD8 + T CE用于体外抑制测定法LLS,稀释细胞增殖跟踪紫色染料在PBS中在RT以获得为5μM的浓度。
    注:在该研究中使用的细胞增殖跟踪紫色染料的近似激发和发射峰405和450处,分别。
  11. 在一个15毫升管混合细胞增殖跟踪紫色染料(5微米)和细胞悬浮液(1×10 7个细胞/ ml的CD8 + T细胞的)的井等体积,并在20分钟孵育在37℃。涡管每隔10分钟。
  12. 填补了冷完全RPMI媒体管,并离开管在室温下10分钟。离心在300×g离心在RT 10分钟。完全弃去上清液,并以2×10 6个细胞/ ml用预温热的完全RPMI培养基的浓度重悬细胞。孵育所述细胞在室温下15分钟。

6.设置在体外抑制测定中使用的CD4 + CD25 + T <子>章和CD8 + T细胞

  1. 为了制备抗CD3 / CD28包被的珠子,磁珠适当体积转移到15毫升管(2.5微升/ 1×10 5个细胞)。添加的PBS等体积并混合。离心在300 xg离心洗净2分钟,在4℃,弃上清。稀释在完全培养基的磁性珠(50μl/孔)。
  2. 等分试样50的CD4 + CD25 + T reg细胞的微升每U型底96孔板的孔(1×10 5细胞/孔)。添加CD8 + T细胞作为应答T(T RESP)细胞每孔(1×10 5个细胞/孔)的50微升。加入50μl的稀释抗CD3 / CD28包被的珠子进入每孔。
    注意:在此步骤中,标签和设置对照孔如下:无抗CD3 / CD28包被的珠子“未刺激 CD8 + T仅细胞”; “只有CD8 + T细胞”用抗CD3 / CD28包被的珠子;只有“CD8 + T细胞“用抗CD3 / CD28包被的珠子;”。 调节性T细胞仅“用抗CD3 / CD28包被的珠子调节性T细胞可以通过完整的媒体和共培养和T RESP细胞在T的不同比例稀释RESP细胞: 调节性T细胞(1:0.25-1:1)。
  3. 加入50微升或介质适当的音量到所有的井200微升总体积。覆盖箔的板,并在37℃下在CO 2培养箱中孵育72小时。

7. CD8分析+ T细胞的增殖和细胞因子的产量从CD8 + T细胞

  1. 用于细胞因子产生的分析,在培养3天后,每个分离上清液以及到另一个板并执行酶联免疫吸附测定(ELISA)。
    注:上清液可被等分并储存在-70℃。在这个实验中,使用抗小鼠IFN-γ抗体包被的板,以检测IFN-γ的生产符合ING制造商的规程。来确定IFN-γ的生产上的单细胞水平增殖的CD8 + T细胞,能够进行细胞内细胞因子染色。
  2. 从每个孔中分离上清液后,冲洗含有用FACS缓冲液和离心将细胞板在300×g离心2分钟,在4℃(3次)。
  3. 洗涤后,弃上清。悬浮用50μl抗体混合物的对增殖 CD8 + T细胞的染色细胞沉淀。孵育在4℃下在黑暗中20分钟。
    注:要准备抗体混合,添加抗CD4 FITC,抗CD8 PerCP-经Cy5.5和细胞活力检测试剂(近红外荧光活性染料)到FACS缓冲。
    注:对各种标记物如CD44或CD69的抗体可以与其他抗体结合,以确认CD8 + T细胞的活化。请记住,CD8 + T细胞已被标记的细胞增殖跟踪v在步骤5.10 iolet染料。
  4. 在4℃以300 xg离心离心洗涤两次2分钟。最后洗涤步骤后,弃去上清液,并且用100μl的固定缓冲液中固定在黑暗中20分钟后的细胞于4℃。
  5. 在4℃以300 xg离心离心洗涤两次2分钟。悬浮细胞用200μlFACS缓冲液中,并测量细胞增殖跟踪紫色色素标记CD8 + T细胞的通过流式细胞术的扩散。
    1. 栅极活细胞中 CD8 + T细胞群。根据细胞增殖跟踪紫色染料,并根据下列等式 CD8 + T细胞稀释液的稀释测量分割和不可分割的细胞的百分比。 %抑制= [(增殖的CD8 + T细胞在不存在调节性T细胞的% -增殖的CD8 + T细胞的百分比在调节性T细胞的存在)/(增殖的CD8 + T细胞的百分比缺乏调节性T细胞的)]×100此外,通过使用流式细胞仪软件25进行数据分析。

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Representative Results

我们用2×10 6 PFU LCMV CL13的静脉注射为其生成与持续性病毒感染小鼠。调查在调节性T细胞和慢性病毒感染在t CONV细胞的表型的变化,从幼稚和被感染的小鼠获得脾淋巴细胞用各种抗体染色并通过流式细胞术进行分析。 CD4 + T CONV( 图1A,上图)和Foxp3 - - CD8 + T CONV( 图1B,上图)的细胞以16天PI,PD-1在两种Foxp3的上调。 FOXP3 + CD4 + T reg细胞的频率在LCMV CL13感染小鼠比天真的小鼠( 图1A)的两倍。特别是,大部分的Foxp3 + CD4 + T reg细胞的显示活化表型,表达高水平的PD-1在该时间点( 图1A)。

对于在体外抑制实验中,需要有相当数量的CD8 + T细胞的单次转换和CD4 + CD25 + T reg细胞的。以得到1×10 7个细胞的增殖跟踪紫色色素标记CD8 + T细胞,从幼稚小鼠两个脾脏的脾细胞合并。以获得2×10 6或3的CD4 + CD25 + T reg细胞的×10 6个 ,从幼稚和LCMV CL13感染的小鼠的至少三个脾脏,分别合并。 CD8 + T细胞为T RESP细胞成功地分离而不与其他免疫细胞( 图2A)显著污染。 调节性T细胞也可以被分离,用CD25 + CD4 + T细胞与%纯度超过80( 图2B)一个优势种群。

比较幼稚和慢性调节性T细胞的抑制功能,分离的调节性T和T RESP细胞一起下刺激用抗CD3 / CD28包被的珠粒在37℃下培养3天。 CD8 + T RESP细胞增殖的抑制%的调节性T细胞DESE依赖性( 图3A)中的增加。当CD8 + T RESP细胞与慢性调节性T细胞的共培养中的1:1的比例,CD8 + T RESP细胞增殖显著抑制( 图3B)。的IFN-γ产量 CD8 + T RESP细胞也显著抑制时 CD8 + T RESP细胞与来自慢性感染小鼠中,而不是在一个调节性T从幼稚小鼠静息T reg细胞活化的T reg细胞共培养图3C)。

图1
图1: 在天真的小鼠或LCMV CL13感染小鼠的脾脏 CD4 + 和CD8 + T细胞 的表型 在16天PI(A)PD-1或CD25上Foxp3的表达- CD4 + T CONV和Foxp3 + CD4 + 调节性T细胞。 ( )对Foxp3的PD-1或CD25的表达- CD8 + T细胞的单次转换 。脾淋巴细胞用针对CD4,CD8,CD25,PD-1,和Foxp3抗体染色。数据代表三次独立的实验。 A组已从25作为参考进行修改。 请点击此处查看该图的放大版本。

图2
图2: 天真或LCMV CL13感染的小鼠中分离 天真的小鼠和T reg 细胞 分离的 T 细胞 RESP 的纯度 (A)隔离后,CD8 + T细胞的百分比 (B)分离后CD25表达CD4 + T reg细胞的百分比。在(B)中的每个象限由CD4和CD25的表达水平来确定。数据代表三个独立的实验。 请点击此处查看该图的放大版本。

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图3:CD8 + T细胞应答 的活化T reg 细胞 的影响 (A)的CD8 + T细胞用在调节性T细胞以剂量依赖性方式调节性T细胞的共培养的%抑制 CD8 + T细胞和T reg细胞共培养的(B)的增殖的1:1的比例。 (C)产生IFN-γ CD8 + T细胞用在调节性T细胞以剂量依赖性方式调节性T细胞的共培养的。 CD8 + T细胞的增殖通过在增殖的CD8 + T细胞和IFN-γ分泌细胞的增殖跟踪紫色染料的稀释测定通过ELISA评估。细胞增殖跟踪紫色色素标记CD8 + T细胞用抗CD3 / CD28包被的珠子刺激在T的不存在或存在3天+ T细胞具有和不具有调节性T细胞,分别共培养的增殖百分率。直方图中的填充灰色峰表示CD8 + T细胞,而不调节性T细胞共培养增殖。每一组的设计一式三份。条形代表平均值+ SEM。这个数字已经从25修改为参考。 请点击此处查看本图的放大版本。

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Discussion

虽然在小鼠和人类只存在调节性T细胞的数量少,必须了解它们的功能,因为它们在调节免疫反应和维持免疫耐受了至关重要的作用是重要的。 T的数目和抑制功能的慢性病毒感染15-20以及癌症进展13,14期间reg细胞增加。这大概是由于持续抗原刺激。为了评估调节性T细胞的抗原下的持久性和疾病的发展发挥作用,其抑制活性需要测量。

这里,我们描述了协议分析调节性T细胞的离体的表型,并使用CD8 + T细胞和T reg细胞的体外共培养体系测定其抑制活性。在当前的协议的关键步骤是分析和T reg细胞的分离。 Live和新鲜分离的T 体外明确的抑制活性。慢性病毒感染过程中我们还研究牛逼CONV和T reg细胞的表型。 ŤCONV细胞, 也就是说 ,Foxp3的- CD4 +和CD8 + T细胞显示了慢性病毒感染( 图1)后,在细胞活性降低。该PD-1的表达均经t CONV细胞群上调。增加在调节性T细胞数目和上调的PD-1的表达是一种慢性病毒感染过程中的免疫应答的标志。此外,抗体对其它抑制性受体如TIM-3和CTLA-4可结合使用与PD-1来检查通过FACS合唱曲病毒感染后T细胞表型。

为了研究抑制活性,T RESP细胞和T reg细胞是在1比1共培养与调节性T的比率共培养与来自幼稚小鼠调节性T细胞时从慢性感染的小鼠的细胞显著降低CD8 + T细胞增殖和IFN-γ分泌。这意味着,增殖和细胞因子产生的CD8 + T细胞和T reg细胞共培养的负相关于T reg细胞的抑制功能。虽然该协议建议对调节性T细胞的分离,具有非T reg细胞污染使用磁性细胞分离系统的,不能排除。从的Foxp3-GFP报告小鼠28-30得到的调节性T细胞是更好的候选准确调查调节性T细胞比磁性细胞分离系统的功能,如CD25经常过表达在活化 CD4 + T 转换次数以及调节性T细胞。

调节性T细胞的抑制功能已经通过各种体外评估抑制试验16,28,31-34。 在体外抑制测定法的优点在于,它的计算结果调节性T细胞上的CD8 + T细胞应答的抑制的直接影响,因为只有ŤRESP细胞和T reg细胞共培养。除了​​CD8 + T细胞中,CD25 - CD4 + T细胞可以使用,而不是T. RESP细胞25。于免疫细胞调节性T或T CONV细胞如树突细胞或自然杀伤细胞的作用可以通过改变实验条件进行评估。

分子如CD103 35,LAG-3 36,糖蛋白的重复为主的37,CD43 38,CD11a 38或杀伤细胞凝集素样受体亚家族ģ部件1 38已被用作在特定疾病活化的T reg细胞的标志物。在这个协议中,我们使用的PD-1作为指标慢性病毒感染过程中标识激活的T reg细胞。该协议可以用于在特定条件下调节性T细胞的多方面的分析(表型和功能)。

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
FITC Rat Anti-Mouse CD4 RM4-5 BD Biosciences 553047
Cytofix/Cytoperm BD Biosciences 554714
U-Bottom Tissue Culture Plates BD Biosciences 353077
Fixation buffer BD Biosciences 554655
FITC Rat Anti-Mouse CD25 7D4 BD Biosciences 553072
Cell strainer, 70 mm BD Biosciences 352350
Cell strainer, 40 mm BD Biosciences 352340
Brilliant Violet 421 Anti-mouse CD279 (PD-1) 29F.1A12 BioLegend 135217
Brilliant Violet 605 Anti-Mouse CD4 RM4-5 Biolegend 100547
APC Anti-Mouse/Rat Foxp3  FJK-16s eBioscience 17-5773
Foxp3/Transcription Factor Staining Buffer Set eBioscience 00-5223
PerCP-Cyanine5.5 Anti-Mouse CD8a 53-6.7 eBiosicence 45-0081
Mouse IFN-gamma Platinum ELISA eBiosicence BMS606
RPMI 1640 GE Life Sciences SH30027
PBS (1x) GE Life Sciences SH30256
ACK Lysing Buffer Gibco A10492-01
L-Glutamine, 200 mM solution Gibco  25030
Penicillin-Streptomycin, 10,000 U/ml Gibco  10378-016
LIVE/DEAD Fixable Near-IR Dead Cell Stain Kit Life technologies L-34975
CD8a+ T Cell Isolation Kit, mouse Miltenyibiotec 130-104-075
CD4+ CD25+ Regulatory T Cell Isolation Kit, mouse Miltenyibiotec 130-091-041
MACS Separation Columns, LD columns Miltenyibiotec 130-042-901
MACS Separation Columns, LS columns Miltenyibiotec 130-042-401
EDTA, 0.5 M (pH 8.0) Promega V4231
2-Mercaptoethanol Sigma Life Science M7522
Fetal Bovine Serum Thermo Fisher Scientific SH30919.03
CellTrace Violet Cell Proliferation Kit Thermo Fisher Scientific C34557
BD Canto II flowcytometer BD Biosciences
Flowjo TreeStar
Hematocytomer Marienfeld superior

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References

  1. Hori, S., Nomura, T., Sakaguchi, S. Control of regulatory T cell development by the transcription factor Foxp3. Science. 299, (5609), 1057-1061 (2003).
  2. Sakaguchi, S., Sakaguchi, N., Asano, M., Itoh, M., Toda, M. Immunologic self-tolerance maintained by activated T cells expressing IL-2 receptor alpha-chains (CD25). Breakdown of a single mechanism of self-tolerance causes various autoimmune diseases. J Immunol. 155, (3), 1151-1164 (1995).
  3. Huang, C. T., et al. Role of LAG-3 in regulatory T cells. Immunity. 21, (4), 503-513 (2004).
  4. McHugh, R. S., et al. CD4(+)CD25(+) immunoregulatory T cells: gene expression analysis reveals a functional role for the glucocorticoid-induced TNF receptor. Immunity. 16, (2), 311-323 (2002).
  5. Takahashi, T., et al. Immunologic self-tolerance maintained by CD25(+)CD4(+) regulatory T cells constitutively expressing cytotoxic T lymphocyte-associated antigen 4. J Exp Med. 192, (2), 303-310 (2000).
  6. Manigold, T., et al. Foxp3+CD4+CD25+ T cells control virus-specific memory T cells in chimpanzees that recovered from hepatitis. C. Blood. 107, (11), 4424-4432 (2006).
  7. Andersson, J., et al. The prevalence of regulatory T cells in lymphoid tissue is correlated with viral load in HIV-infected patients. J Immunol. 174, (6), 3143-3147 (2005).
  8. Chen, X., et al. CD4(+)CD25(+)FoxP3(+) regulatory T cells suppress Mycobacterium tuberculosis immunity in patients with active disease. Clin Immunol. 123, (1), 50-59 (2007).
  9. Shafiani, S., Tucker-Heard, G., Kariyone, A., Takatsu, K., Urdahl, K. B. Pathogen-specific regulatory T cells delay the arrival of effector T cells in the lung during early tuberculosis. J Exp Med. 207, (7), 1409-1420 (2010).
  10. Belkaid, Y., Piccirillo, C. A., Mendez, S., Shevach, E. M., Sacks, D. L. CD4+CD25+ regulatory T cells control Leishmania major persistence and immunity. Nature. 420, (6915), 502-507 (2002).
  11. Grainger, J. R., et al. Helminth secretions induce de novo T cell Foxp3 expression and regulatory function through the TGF-beta pathway. J Exp Med. 207, (11), 2331-2341 (2010).
  12. cells in helminth infection: the regulators and the regulated. Trends Immunol. Taylor, M. D., van der Werf, N., Maizels, R. M. 33, (4), 181-189 (2012).
  13. You, Z. Tumor regulatory T cells potently abrogate antitumor immunity. J Immunol. 182, (10), 6160-6167 (2009).
  14. Curiel, T. J., et al. Specific recruitment of regulatory T cells in ovarian carcinoma fosters immune privilege and predicts reduced survival. Nat Med. 10, (9), 942-949 (2004).
  15. Dittmer, U., et al. Functional impairment of CD8(+) T cells by regulatory T cells during persistent retroviral infection. Immunity. 20, (3), 293-303 (2004).
  16. Robertson, S. J., Messer, R. J., Carmody, A. B., Hasenkrug, K. J. In vitro suppression of CD8+ T cell function by Friend virus-induced regulatory T cells. J Immunol. 176, (6), 3342-3349 (2006).
  17. Iwashiro, M., et al. Immunosuppression by CD4+ regulatory T cells induced by chronic retroviral infection. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, (16), 9226-9230 (2001).
  18. Suvas, S., Kumaraguru, U., Pack, C. D., Lee, S., Rouse, B. T. CD4+CD25+ T cells regulate virus-specific primary and memory CD8+ T cell responses. J Exp Med. 198, (6), 889-901 (2003).
  19. Suvas, S., Azkur, A. K., Kim, B. S., Kumaraguru, U., Rouse, B. T. CD4+CD25+ regulatory T cells control the severity of viral immunoinflammatory lesions. J Immunol. 172, (7), 4123-4132 (2004).
  20. Veiga-Parga, T., et al. On the role of regulatory T cells during viral-induced inflammatory lesions. J Immunol. 189, (12), 5924-5933 (2012).
  21. Wherry, E. J., et al. Molecular signature of CD8+ T cell exhaustion during chronic viral infection. Immunity. 27, (4), 670-684 (2007).
  22. Jin, H. T., et al. Cooperation of Tim-3 and PD-1 in CD8 T-cell exhaustion during chronic viral infection. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, (33), 14733-14738 (2010).
  23. Punkosdy, G. A., et al. Regulatory T-cell expansion during chronic viral infection is dependent on endogenous retroviral superantigens. Proc Natl Acad Sci U S A. 108, (9), 3677-3682 (2011).
  24. Blackburn, S. D., et al. Coregulation of CD8+ T cell exhaustion by multiple inhibitory receptors during chronic viral infection. Nat Immunol. 10, (1), 29-37 (2009).
  25. Park, H. J., et al. PD-1 upregulated on regulatory T cells during chronic virus infection enhances the suppression of CD8+ T cell immune response via the interaction with PD-L1 expressed on CD8+ T cells. J Immunol. 194, (12), 5801-5811 (2015).
  26. Virgin, H. W., Wherry, E. J., Ahmed, R. Redefining chronic viral infection. Cell. 138, (1), 30-50 (2009).
  27. Penaloza-MacMaster, P., et al. Interplay between regulatory T cells and PD-1 in modulating T cell exhaustion and viral control during chronic LCMV infection. J Exp Med. 211, (9), 1905-1918 (2014).
  28. Chang, M., et al. The ubiquitin ligase Peli1 negatively regulates T cell activation and prevents autoimmunity. Nat Immunol. 12, (10), 1002-1009 (2011).
  29. Krishnamoorthy, N., et al. Early infection with respiratory syncytial virus impairs regulatory T cell function and increases susceptibility to allergic asthma. Nat Med. 18, (10), 1525-1530 (2012).
  30. Yadav, M., et al. Neuropilin-1 distinguishes natural and inducible regulatory T cells among regulatory T cell subsets in vivo. J Exp Med. 209, (10), 1713-1722 (2012).
  31. Tai, X., et al. Basis of CTLA-4 function in regulatory and conventional CD4(+) T cells. Blood. 119, (22), 5155-5163 (2012).
  32. Rushbrook, S. M., et al. Regulatory T cells suppress in vitro proliferation of virus-specific CD8+ T cells during persistent hepatitis C virus infection. J Virol. 79, (12), 7852-7859 (2005).
  33. Sekiya, T., et al. The nuclear orphan receptor Nr4a2 induces Foxp3 and regulates differentiation of CD4. T cells. Nat Commun. 2, (269), (2011).
  34. Merianos, D. J., et al. Maternal alloantibodies induce a postnatal immune response that limits engraftment following in utero hematopoietic cell transplantation in mice. J Clin Invest. 119, (9), 2590-2600 (2009).
  35. Allakhverdi, Z., et al. Expression of CD103 identifies human regulatory T-cell subsets. J Allergy Clin Immunol. 118, (6), 1342-1349 (2006).
  36. Camisaschi, C., et al. LAG-3 expression defines a subset of CD4(+)CD25(high)Foxp3(+) regulatory T cells that are expanded at tumor sites. J Immunol. 184, (11), 6545-6551 (2010).
  37. Wang, R., et al. Expression of GARP selectively identifies activated human FOXP3+ regulatory T cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, (32), 13439-13444 (2009).
  38. Myers, L., et al. IL-2-independent and TNF-alpha-dependent expansion of Vbeta5+ natural regulatory T cells during retrovirus infection. J Immunol. 190, (11), 5485-5495 (2013).

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