Détection visuelle de plusieurs acides nucléiques dans une gamme capillaire

* These authors contributed equally
Bioengineering

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Summary

Ce protocole décrit la fabrication d’une cassette de petite, prêt à l’emploi qui peut être appliquée pour la détection visuelle de plusieurs acides nucléiques lors d’un test unique, qui est facile à utiliser. Dans cette approche, une gamme capillaire a été utilisée pour multiplexe et très efficace de détection des cibles de l’OGM.

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Chen, J., Shao, N., Hu, J., Li, R., Zhu, Y., Zhang, D., Guo, S., Hui, J., Liu, P., Yang, L., Tao, S. C. Visual Detection of Multiple Nucleic Acids in a Capillary Array. J. Vis. Exp. (129), e56597, doi:10.3791/56597 (2017).

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Abstract

Multicibles, peu de temps et ressources-abordable méthodes pour la détection des acides nucléiques multiples en un seul, facile à utiliser le test sont urgent dans le diagnostic des maladies, la surveillance microbienne, la détection de l’organisme génétiquement modifié (OGM), et analyse médico-légale. Nous avons déjà décrit la plateforme appelée calme (Capillary Aaxée sur les Maya Loop-mediated amplification isotherme pour Multiplex de détection optique des acides nucléiques). Nous décrivons ci-après, fabrication améliorée et des processus de performance pour cette plateforme. Ici, nous appliquons une cassette petite, prêt-à-utiliser Assemblée par matrice capillaire pour multiplexe détection visuelle d’acides nucléiques. Le tableau capillaire est pré-traité dans un modèle hydrophobe et hydrophile avant de fixer les amorces amplification isotherme boucle-négociée (lampe) dans les capillaires. Après le montage de l’adaptateur de chargement, le mélange réactionnel lampe est chargé et isolé dans chaque capillaire, en raison de la force capillaire par une seule étape de pipetage. Les réactions de la lampe sont exécutées en parallèle dans les vaisseaux capillaires. Les résultats sont lus visuellement par un éclairage avec une lampe de poche UV à main. En utilisant cette plateforme, nous démontrons suivi de 8 apparaissant fréquemment des éléments et des gènes dans les échantillons de l’OGM avec sensibilité et une spécificité élevée. En résumé, la plate-forme décrite ci-après est destinée à faciliter la détection des acides nucléiques multiples. Nous pensons que ce sera largement applicable dans des domaines où l’analyse des acides nucléiques haut débit est requise.

Introduction

Des systèmes peu coûteux, rapides et facile à utiliser pour la détection simultanée de plusieurs acides nucléiques sont nécessaires d’urgence dans un large éventail de domaines, tels que les diagnostics cliniques1,2,3, OGM détection4, 5,6, microbienne surveillance7,8,9, analyse médico-légale10,11et surtout point-of-care tests (POCTs), où des ressources sont habituellement limitées12,13,14.

Amplification génique (PCR), y compris ses dérivés méthodes PCR en temps réel et PCR multiplex, est la technique la plus largement appliquée pour détecter dans ces domaines. Cependant, ces méthodes typiquement seulement détectent une cible dans un test15 et dont ils ont besoin d’électricité et équipements professionnels sophistiqués.

Une autre technologie prometteuse pour la détection des acides nucléiques est boucle-mediated amplification isotherme (lampe), qui a été décrite en 200016. LAMP est une méthode de détection de l’ADN à rendement élevé. Théoriquement, il peut amplifier de 1 exemplaire à 109 copies des amplicons dans l’heure, toutes réalisées à une température constante, (c.-à-d., entre 60 et 65 ° C). Amplification réussie produira une grande quantité du pyrophosphate de sous-produit insoluble et provoquer un changement de turbidité17, ce qui pourrait être directement observée à le œil nu. Un changement de couleur peut également être observé par l’addition d’ions métalliques ou des colorants fluorescents comme calcéine18, acide nucléique colorant19et hydroxyle naphtol bleu20. En raison des avantages de haute sensibilité et la commodité d’opération, lampe est largement appliquée dans la détection des acides nucléiques.

Actuellement, il y a essentiellement deux stratégies pour les dosages de lampe multiplex. On doit effectuer plusieurs essais de lampe en ayant plusieurs lampe apprêt définit dans un tube21,22,23. Cependant, la multiplicité et l’efficacité de l’amplification seraient limitées par l’interférence intrinsèque et la concurrence entre les différentes amorces. En outre, il peut être difficile d’identifier les différents produits de lampe dans la même réaction. Une autre stratégie repose sur l’isolement physique. Différentes amorces ont été isolées dans différents compartiments miniaturisés, et des réactions multiples de lampe sont ensuite exécutées simultanément24,25. Ces approches, qui sont généralement basées sur les puces microfluidiques, offrent une solution potentielle pour les réactions de lampe haut débit. Cependant, la fabrication des chips et du revêtement de pré multiplex des amorces sont compliqués, qui peut augmenter les coûts et réduire le reproductibilité.

Récemment, quelques études ont décrit performante lampe réactions dans les capillaires de contourner la fabrication compliquée de puces microfluidiques et ont atteint des détection faible coût26,27. Toutefois, en ce qui concerne l’analyse de haut-débit, ces capillaires sont semblables à des versions miniatures des tubes PCR de bande, car les échantillons et les réactifs de la réaction (y compris les différentes amorces) doivent être préparés et livrés à différents individuellement unités de réaction dans les capillaires. Pour réaliser une analyse parallèle et multiplexe, équipement supplémentaire, par exemple une pompe à seringue multicanaux, est requis pour le chargement parallèle des échantillons ou des réactifs.

Pour surmonter les limitations associées aux méthodes actuelles de détection multiplexe d’acides nucléiques, nous avons développé une plate-forme miniaturisée qui combine la technologie de lampe visuelle avec une gamme capillaire. Cette plate-forme est multi-cibles, compact dans la taille, faible coût et facile à utiliser de28. Ici, nous décrivons les détails de comment fabriquer la matrice capillaire et effectuer les réactions de la lampe dans le tableau. Le protocole décrit ici a été normalisé en utilisant la détection de l’organisme génétiquement modifié (OGM) comme modèle. Ce qui est important, ce protocole permet également à haut débit détection d’autres cibles de l’acide nucléique.

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Protocol

Remarque : ce protocole suppose que le moule en acier inoxydable portant la forme pour les microcanaux désirée et l’adaptateur de chargement ont été rendues (fichiers 3D sont fournis à titre supplémentaire fichiers 1 et 2. ). Ce protocole suppose également que plante isolement d’ADN a été déjà réalisée.

1. fabrication de la Cassette de prêt-à-l’emploi axée sur la gamme capillaire

  1. nettoyer le moule en acier inoxydable.
    1. Laver le moule en acier inoxydable de détergent, d’éthanol et d’eau déionisée pour enlever les contaminants potentiels. Sécher le moule par l’azote.
  2. Nettoyer les capillaires
    1. portez des lunettes, des gants de protection uniforme and chemical lab.
    2. Capillaires de la Place dans un bécher. Nettoyez les capillaires avec 30 mL d’acétone pendant 5 min éliminer les matières organiques et puis les capillaires avec de l’eau désionisée.
      ATTENTION : Manipulez l’acétone sous une hotte.
    3. Verser 10 mL d’H 2 O 2 dans le bol, puis ajoutez 30 mL de H 2 donc 4 dans l’H 2 O 2 avec lente secousse pour éviter toute surchauffe. S’assurer que la solution (solution de piranha) couvre complètement les capillaires pour au moins 30 min.
      ATTENTION : Soyez prudent lorsque vous maniez solution piranha (H 2 SO 4/h 2 O 2 = 3 : 1, v/v) . Si la solution de piranha est renversée, laver la solution rapidement avec une grande quantité d’eau et essuyer la surface avec du papier absorbant.
      NOTE : Un nettoyage en profondeur des capillaires est l’un des points clés pour assurer le succès de la réaction de la lampe. Il est nécessaire de secouer la bouteille d’acide pendant le processus de nettoyage pour enlever les bulles dans les capillaires, et la durée de nettoyage peut être étendue si nécessaire.
    4. Laver la solution piranha avec une grande quantité d’eau. Laver les capillaires avec éthanol et d’eau déionisée 5 min chacun. Sécher les capillaires dans une étuve.
  3. Versez polydiméthylsiloxane (PDMS)
    1. poids des réactifs de base et durcissement PDMS avec un ratio de 1:1 dans un tube de 50 mL. En général, mélanger 5 g de base à 5 g d’élastomère agent de polymérisation élastomère.
    2. Agiter le mélange soigneusement pendant environ 5 min avec une baguette de verre. Placer le tube avec le PDMS dans une cloche de verre sous vide pendant 30 min pour dégazage.
    3. Verser lentement le PDMS dans le cylindre du moule en acier inoxydable. Permettre le PDMS guérir pendant 3 h dans une étuve à 60 ° C
      Remarque : Soyez prudent afin d’éviter les bulles d’air lors du versement de PDMS. Après coulée PDMS, laissez-le stand pendant 5 min pour une élimination naturel de bulles de PDMS.
  4. Enlever le moule de PDMS
    1. après durcissement du PDMS, enlever le moule en tirant le moule avec le cylindre. Retirer le cylindre PDMS en coupant la marge du moule avec un scalpel.
    2. PDMS laver trois fois avec l’éthanol et l’eau désionisée. Sec les PDMS soutenir avec de l’azote.
  5. Traiter la surface inférieure du support PDMS à être hydrophobes. Tremper les PDMS soutenir dans un super hydrophobe enduire pour 1 s. sec pendant 10 min à température ambiante.
  6. Insérer le tube capillaire dans le support PDMS
    1. Insérez les capillaires nettoyé 4 mm dans les trous du support PDMS et laissez 0,5 mm des capillaires à l’extérieur de la surface supérieure de l’appui PDMS. Assurez-vous que les extrémités des capillaires sont au même niveau.
  7. Traiter la surface extérieure des capillaires et la surface supérieure de l’appui PDMS à être hydrophobes. Soutien
    1. Ajouter 15 µL Super hydrophobe couche sur la surface supérieure de la PDMS. Notez que le revêtement immédiatement se propage dans toute la surface supérieure (dont la surface supérieure de l’appui PDMS et les surfaces extérieures de la partie exposée des capillaires) par la force capillaire.
    2. Sécher à l’air Super hydrophobe mis à jour le tableau capillaire.
  8. Difficulté amorce en tableau capillaire
    1. préparer la solution de l’apprêt. Poids à 0,65 g chitosan (formule moléculaire : (C 6 H 11 4) n) et dissoudre dans 50 mL d’eau désionisée en ajustant le pH de 4,5 à 5,5 à l’acide acétique pour atteindre une concentration de chitosan de 1,3 %. Préparer le mélange de composants apprêt selon le tableau 1. Voir le tableau1 supplémentaire pour les amorces
    2. 1.6 Ajouter µL du mélange d’une série d’amorces pour remplir un capillaire correspondante du tableau capillaire selon un ordre pré-conçus.
      Remarque : Les capillaires vides deux restants ont été fixés comme témoins négatifs.
    3. Ancrer le tableau dans un puits transparent d’une plaque de 96 puits fond plat standard et séchez le tableau à 60 ° C pendant au moins 2 h.
< td > 1.0/1.0
apprêt lampe mélange des composants (concentration initiale) de fixation Volume (μL)
FD 2 O 17,0
Chitosan (1,3 %) 1.0
FIP/BIP primer (20 μM) 2.0/2.0
LoopF/LoopB primer (20 μM)
amorce F3/B3 (20 μM) 0,5/0,5
volume Total 25,0

tableau 1 : les composants de lampe apprêt réactifs de fixation. Les composants d’apprêt lampe fixation mix sont répertoriés dans la colonne de gauche du tableau, et le volume de chaque composant est répertorié dans la colonne de droite.

  1. monter la cassette comme suit. Mettre un adaptateur de chargement sur le dessus du tableau ancré. Veillez à ce que le plat de l’adaptateur couvre seulement les parties accessibles de tous les dix capillaires (voir Figure 1).

Figure 1
figure 1 : la cassette fabrication et assemblage. (un) inoxydable moule et le PDMS prennent en charge. Le moule est composé de 3 pièces : cylindre, Conseil de barrage et plaque de pilier. (b) le schéma du PDMS soutien fabrication et le montage de la cassette capillaire. L’ensemble du processus contient 5 étapes : 1. PDMS coulée, 2. moule suppression, 3. insertion de capillaire et de revêtement de surface, 4. apprêt fixation et 5. cassette d’ancrage. 1. Versez le PDMS dans le cylindre du moule ; 2. Appuyer sur le jury du barrage pour retirer le moule des PDMS soutenir ; 3. Enduisez la surface bas du PDMS appuyer, puis insérez les capillaires dans le PDMS soutenir, enfin recouvrir la surface supérieure du support PDMS et exposés des capillaires. La ligne bleue épaisse indique manteau Super hydrophobe ; 4. Chargez amorce dans les capillaires ; 5. ancrer le tableau capillaire dans une seule plaque 96 puits et installer un échantillon chargement adaptateur sur elle. Les détails ont été décrites dans les étapes de protocole 1.1 à 1.9. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

2. réaction de rendement de la lampe tableau capillaire

  1. préparer le mélange de réaction
    1. préparer le mélange de réaction lampe selon T mesure 2.
    2. Ajouter des réactifs au mélange selon l’ordre choisi, comme dans le tableau 2 et vortex le mélange réactionnel pour 5 s après l’ajout de calcéine. Doucement envert le tube 20 fois après Bst polymérase est ajouté.
de la
composants de lampe (concentration d’initiaux) Volume (μL)
FD 2 O 11,6
MgSO 4 (100 mM) 2.0
dNTPs (25 mM) 1.4 < / t d >
4.0bétaïne (5 M)
de la mémoire tampon (10 x) 2.5
calcéine (1,25 mM) 0,5
MnCl 2 (25 mM) 0,5
Bst < /em > polymérase (8 U/μl) 1.5
planter ADN (10 ng/μl) 1.0
volume Total 25,0

Tableau 2 : Le système de réaction de la gamme capillaire-lampe. Les composants du système réaction des composants de lampe tableau capillaire sont répertoriés dans la colonne de gauche, et le volume de chaque composant est répertorié dans la colonne de droite.

  1. charger les réactifs et sceller la cassette
      bout de
    1. Pipette 20 µL lampe réactionnel avec une norme 100 µL. Introduire l’embout dans l’entrée de l’adaptateur de chargement pour le verrouiller. Injecter doucement le mélange réactionnel dans le plat de l’adaptateur ; le mélange réactionnel sera remplir rapidement le plat, puis charger les capillaires automatiquement par le biais de force capillaire.
    2. Enlever l’adaptateur avec la pointe verrouillée et sceller le puits d’une pellicule d’étanchéité transparente compatible PCR.
      Remarque : Seuls les capillaires toucher le mélange réactionnel dans le plat hydrophile peuvent être remplis. Alors assurez-vous que le dessus de tous les capillaires sont de la même hauteur (voir Figure 2).

Figure 2
figure 2 : diagramme de chargement d’échantillon à l’aide de l’adaptateur de chargement. La photo montre le processus de chargement qui emploient la solution bleue comme un exemple. Introduire l’embout dans l’entrée et injecter l’échantillon dans l’adaptateur lentement puis retirez l’adaptateur avec pointe bloquée. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

  1. Incuber le tableau capillaire dans un incubateur à 63 ° C pendant 1 h.

3. lecture de résultats et l’analyse des données

  1. acquérir des images de l’émission de fluorescence.
    1. Fixer un filtre UV sur la surface supérieure d’une petite poche UV LED lampe de poche pour filtrer la lumière visible.
    2. Exciter la calcéine dissocié à émettre de la fluorescence à la lampe UV. Capturer des images du haut du tableau capillaire par un appareil photo numérique ou un smartphone.
    3. Lorsque vous prenez une image, faire en sorte que la caméra est zoomée sur la zone des capillaires autant que possibles d’obtenir de haute qualité, des images claires.
  2. Analyser les résultats
    1. Ouvrez le logiciel d’analyse de l’image par image, puis sélectionnez " Image > moule > gris > Oui " et " Image > moule > 16 bits > Oui ". Sélectionnez " fichier > enregistrer sous > format > TIFF " pour convertir l’image au format TIFF 16 bits.
    2. Extrait la valeur de l’intensité de la fluorescence
      1. ouvert le logiciel d’analyse de microarray. Faites glisser l’image au format TIFF 16 bits dans l’interface du logiciel et ensuite sélectionner la longueur d’onde de " 532 nm " et une couleur de " vert " pour afficher l’image.
      2. Créer un nouveau bloc de localiser le signal de fluorescence des capillaires. Sélectionnez " outils > nouveaux blocs " et entrer le nombre de colonnes et de lignes comme " 1 ; 1 " et " 2 ; 5 " dans la ' blocs ' et ' caractéristiques ' interfaces séparément.
      3. à droite cliquez sur et sélectionnez " caractéristiques " modèle et ajustez l’emplacement et le diamètre pour s’adapter à la zone de la fluorescence des capillaires. Sélectionnez " analyser " pour extraire la valeur de l’intensité de fluorescence.
      4. Select " fichier > enregistrer les paramètres comme " pour enregistrer les documents de blocs et sélectionnez " fichier > enregistrer les résultats sous " pour sauver la fluorescence résultats d’intensité. Calculer le SNR pour définir si la lampe est exécutée avec succès dans les vaisseaux capillaires.
        Remarque : Les signaux des capillaires ont été obtenus en enregistrant que les valeurs de gris des taches et rapports signal sur bruit (SNRs) ont été définis sous forme de rapport des valeurs moyennes des signaux de premier plan des cibles à moyennes valeurs moyennes des signaux de premier plan du négatif deux contrôles. Le seuil de décision pour déterminer les signaux positifs a été défini comme SNR > 2.

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Representative Results

Dans cette méthode, il est important de prévenir la contamination croisée entre les différents capillaires lors du chargement de l’échantillon. À cette fin, chitosan a été introduit, qui pouvait conserver les amorces dans les capillaires. Pour vérifier si cela a fonctionné ou pas, nous avons préalablement fixé primer ADH1 (gène de référence endogène du maïs) situé dans la cassette capillaire sur le modèle du « T » et « U », comme l’illustre Figure 3 a. Comme prévu, seulement l’apprêt capillaires contenues définit montrant des signaux positifs (Figure 3 b).

Figure 3
Figure 3 : exemples de résultat capillaire. (a) la mise en page du tableau capillaire. Les taches vertes indiquent que les amorces ADH-1 sont préalablement fixés dans les capillaires. (b) Fluorescent photographies des deux tableaux capillaires après la lampe. La couleur verte a présenté l’amplification positive de la lampe. L’essai a été réalisé en deux exemplaires. Amplification réussie seulement présentée en apprêt-correction capillaires sans contamination entre les capillaires vides. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Pour mieux évaluer la capacité de surveiller les OGM, nous avons choisi sept éléments transgéniques utilisées qui couvrent environ 75 % des événements OGM commercialisés (p. ex., P-CaMV35S, bar, cp4 epsps, P-FMV35S, pat, T-amendements et nptII) (Figure 4, mise en page) qui correspondent au nombre de capillaires 1-7, et un gène endogène de référence pour le maïs (ADH1). Pour montrer la spécificité de cette méthode, des événements de trois GM (MON863, MON89034 et 59122) ont été sélectionnés et appliqués au calme. Pour analyser les résultats, les images de fluorescence ont été prises par la caméra et analysés comme décrit dans les étapes du protocole. Résultats escomptés ont été obtenus pour tous les tests (Figure 4). Par exemple, pour le maïs génétiquement modifié MON863, des signaux positifs ont été obtenus pour les capillaires 1, 6, 7 et 8, qui correspondent aux cibles P-CaMV35S, T-amendements, nptII et le gène endogène référence ADH1, respectivement.

Figure 4
Figure 4 : la spécificité pour la surveillance des OGM. La détection des différents échantillons d’ADN, c'est-à-direMON863, MON89034, 59122, mix de tous les trois ci-dessus événements GM (mélange d’OGM), de maïs Non-OGM et d’eau pure (aucun contrôle de modèle, NTC). 1 - 8 : capillaires préalablement fixés avec des paires d’amorces lampe de P-CaMV35S, bar, cp4 epsps, P-FMV35S, pat, T-Eon, nptII et ADH-1, individuellement. 9 - 10, deux contrôles non-primer. L’essai a été réalisé en double exemplaire et nous avons trouvé que tous les résultats ont été conformes aux attentes. Voir le Tableau complémentaire 2 pour l’analyse de données s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Pour tester la performance de notre méthode dans une application réelle, deux échantillons de maïs pratiques ont été sélectionnés pour l’analyse de calme. Puis a comparé les résultats avec celui de la PCR en temps réel et les résultats ont été conformes (Figure 5, supplémentaires Tableau 2)

Figure 5
Figure 5 : les résultats des tests de deux échantillons de maïs. 1 - 8 : capillaires préalablement fixés avec la lampe d’amorces de P-CaMV35S, bar, cp4 epsps, P-FMV35S, pat, T-Eon, nptII et ADH-1, individuellement. 9 - 10, deux contrôles non-primer. L’essai a été réalisé en deux exemplaires et puis les résultats ont été comparés avec celui de PCR en temps réel et les résultats étaient conformes. Voir supplémentaires Tableau 3 pour les résultats de la comparaison. Voir le Tableau complémentaire 2 pour l’analyse des données. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Supplémentaire tableau 1 : liste de lampe apprêt séquences. S’il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce fichier.

Supplémentaires Tableau 2 : analyse des données de la lampe array expériences. Les cellules de couleur verte dans le tableau indiquent le résultat positif. S’il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce fichier.

Supplémentaires Tableau 3 : résultats de la PCR en temps réel formulaire. S’il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce fichier.

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Discussion

La plate-forme calme a démontré ici, qui combine la technologie de la lampe avec une gamme capillaire, permet la détection simultanée de multiples liées aux OGM gènes cibles en une seule, très efficace et facile à utiliser le test.

Pour réaliser avec succès les réactions multiplexes de la lampe dans la cassette, trois points critiques ont besoin de se faire remarquer. Tout d’abord, atteindre la même hauteur pour la partie supérieure des capillaires et le modèle hydrophile et hydrophobe de la matrice capillaire sont essentiels pour charger simultanément des réactifs dans tous les capillaires. Les capillaires sont alignés par une plaque après que insertion initiale dans l’appui PDMS pour assurer tous les peut toucher le mélange de réaction chargés dans le plat de l’adaptateur de chargement. Lors du traitement de la matrice capillaire avec le manteau Super hydrophobe, ne permettent pas la couche d’imbiber dans la surface intérieure des capillaires. Traiter la surface extérieure des capillaires en chargeant juste couche sur la surface supérieure du haut que PDMS prend en charge, ce qui permet de se propager à la surface extérieure de la partie supérieure des capillaires du revêtement. S’il arrive occasionnellement que pas tous les capillaires sont remplis avec les réactifs, il peut être prudent de charger réactif directement dans un capillaire spécifique.

Deuxièmement, soyez prudent avec la préparation des réactifs de la lampe. L’ensemble du processus devrait doucement et rapidement effectué sur la glace, en raison de la température de réaction relativement faible de la lampe et la fragilité de la polymérase du Bst . Il est conseillé de serrer le tube de réaction avec le mélange de lampe doucement au lieu de l’agitation du tube violemment après avoir ajouté la polymérase Bst . Une manipulation inadéquate peut entraîner la défaillance de la réaction. Dans cette expérience, ADH1 (gène de référence endogène du maïs) est défini comme le contrôle positif et deux capillaires sans apprêt sont définies en tant que contrôles vides. Ainsi, si le mélange de la lampe est correctement géré, le contrôle positif indiquerait vert et le contrôle à blanc resterait inchangé après que l’essai est effectué.

Troisièmement, en raison de la grande efficacité de la réaction de la lampe, faux positif ou report de contamination peut se produire s’il y a une quantité de trace d’ADN amplicon dans l’environnement. Par conséquent, toujours garder à l’esprit que les processus d’exploitation de réaction avant et après réaction devraient être strictement séparées dans différents domaines et les produits lampe doivent être hermétiquement scellés et jetés après analyse. En outre, un contrôle à blanc doit être défini pour indiquer une performance adéquate de la lampe.

Intrinsèquement, le calme est une méthode de détection d’acide nucléique multi-cibles universelle avec la bonne flexibilité et d’extensibilité. Réactions de lampe en capillaires peuvent aisément être remplacées par d’autres types de méthodes d’amplification isotherme, tels que rolling circle amplification (RCA)29et recombinase polymérase amplification (RPA)30. Elle peut également être appliquée dans d’autres domaines de la détection, comme la détection d’agents pathogènes27 et maladie de diagnostic31.

Dans sa forme actuelle de cette méthode, bien que les amorces sont préalablement fixés avec le chitosane, le processus de préparation de mélange de lampe est encore nécessaire quand le test est effectué, ce qui abaisse la simplicité de la méthode. Pour y remédier, nous essayerions de précharge tous les réactifs de la lampe dans le capillaire et Pipeter ensuite l’échantillon dans la cassette. Une autre limite pour notre méthode est peut-être l’absence d’extraction des acides nucléiques, mais nous développons maintenant une machine mobile qui combinerait l’extraction des acides nucléiques, automatique de l’image prise et analyse de données pour réaliser un véritable « échantillon et résultats « méthode.

En résumé, nous avons développé la plate-forme calme en intégrant une gamme capillaire de lampe multiplex. Comme une méthode de détection des acides nucléiques générales, calme peut-être également avoir potentiel dans un large éventail d’autres applications de l’analyse des acides nucléiques.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Cette étude a été financée en partie par National Natural Science Foundation de Chine subventions (31370813, 3147670, 31670831 et 31600672,), la National fonds spécial de plantes transgéniques (2016ZX08012-003, 2016ZX08012-005), programme pour le nouveau siècle excellents Talents dans Université, clé National de recherche et projet de développement de Chine (2016YFA0500601) et la Chine postdoctorales Science Foundation (2016M 591667).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
UltraEverDry(super-hydrophobic coat) UltraTech 4001 supplier:Exiron chemistry(CHINA) CO.,LTD.
PDMS Dow Corning 8332557
Bst polymerase New England BioLabs M0275L
betain Sigma-Aldrich B0300-1VL
calcein Sigma-Aldrich C0875-5G
MnCl2 Sigma-Aldrich MKBP0495V
MgSO4 New England BioLabs B1003S
dNTPs Shanghai Sangon B804BA0022
chitosan Shanghai Sangon LJ0805S309J
Photoshop 7.0 software Adobe Systems Inc., CA, USA Image analysis
GenePix Pro 6.1 Molecular Devices, CA, USA microarray analysis software
AutoCAD Adobe Systems Inc. 3D construction software
UV filter (ZWB2) YXSensing supplier : taobao

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References

  1. Urdea, M., et al. Requirements for high impact diagnostics in the developing world. Nature. 444, Suppl 1. 73-79 (2006).
  2. Yager, P., Domingo, G. J., Gerdes, J. Point-of-care diagnostics for global health. Annu Rev Biomed Eng. 10, 107-144 (2008).
  3. Opota, O., Jaton, K., Greub, G. Microbial diagnosis of bloodstream infection: towards molecular diagnosis directly from blood. Clin Microbiol Infec. 21, (4), 323-331 (2015).
  4. Guo, J., et al. MPIC: A High-Throughput Analytical Method for Multiple DNA Targets. Anal Chem. 83, (5), 1579-1586 (2011).
  5. Shao, N., et al. MACRO: a combined microchip-PCR and microarray system for high-throughput monitoring of genetically modified organisms. Anal Chem. 86, (2), 1269-1276 (2014).
  6. Kamle, S., Ali, S. Genetically modified crops: detection strategies and biosafety issues. Gene. 522, (2), 123-132 (2013).
  7. Galvin, S., Dolan, A., Cahill, O., Daniels, S., Humphreys, H. Microbial monitoring of the hospital environment: why and how? J Hosp Infect. 82, (3), 143-151 (2012).
  8. Sciancalepore, A. G., et al. Microdroplet-based multiplex PCR on chip to detect foodborne bacteria producing biogenic amines. Food Microbiol. 35, (1), 10-14 (2013).
  9. Saxena, G., Bharagava, R. N., Kaithwas, G., Raj, A. Microbial indicators, pathogens and methods for their monitoring in water environment. J Water Health. 13, (2), 319-339 (2015).
  10. Hopwood, A. J., et al. Integrated Microfluidic System for Rapid Forensic DNA Analysis: Sample Collection to DNA Profile. Anal Chem. 82, (16), 6991-6999 (2010).
  11. Estes, M. D., et al. Optimization of multiplexed PCR on an integrated microfluidic forensic platform for rapid DNA analysis. Analyst. 137, (23), 5510-5519 (2012).
  12. Niemz, A., Ferguson, T. M., Boyle, D. S. Point-of-care nucleic acid testing for infectious diseases. Trends Biotechnol. 29, (5), 240-250 (2011).
  13. Peeling, R. W., Mabey, D. Point-of-care tests for diagnosing infections in the developing world. Clin Microbiol Infec. 16, (8), 1062-1069 (2010).
  14. Perkins, M. D., Kessel, M. What Ebola tells us about outbreak diagnostic readiness. Nat Biotechnol. 33, (5), 464-469 (2015).
  15. Li, Y., et al. A universal multiplex PCR strategy for 100-plex amplification using a hydrophobically patterned microarray. Lab Chip. 11, (21), 3609-3618 (2011).
  16. Notomi, T., et al. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res. 28, (12), (2000).
  17. Mori, Y., Nagamine, K., Tomita, N., Notomi, T. Detection of loop-mediated isothermal amplification reaction by turbidity derived from magnesium pyrophosphate formation. Biochem Biophys Res Commun. 289, (1), 150-154 (2001).
  18. Tomita, N., Mori, Y., Kanda, H., Notomi, T. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) of gene sequences and simple visual detection of products. Nat Protoc. 3, (5), 877-882 (2008).
  19. Iwamoto, T., Sonobe, T., Hayashi, K. Loop-mediated isothermal amplification for direct detection of Mycobacterium tuberculosis complex, M-avium, and M-intracellulare in sputum samples. J Clin Microbiol. 41, (6), 2616-2622 (2003).
  20. Goto, M., Honda, E., Ogura, A., Nomoto, A., Hanaki, K. Colorimetric detection of loop-mediated isothermal amplification reaction by using hydroxy naphthol blue. Biotechniques. 46, (3), 167-172 (2009).
  21. Iseki, H., et al. Development of a multiplex loop-mediated isothermal amplification (mLAMP) method for the simultaneous detection of bovine Babesia parasites. J Microbiol Methods. 71, (3), 281-287 (2007).
  22. Liang, C., et al. Multiplex loop-mediated isothermal amplification detection by sequence-based barcodes coupled with nicking endonuclease-mediated pyrosequencing. Anal Chem. 84, (8), 3758-3763 (2012).
  23. Shao, Y., Zhu, S., Jin, C., Chen, F. Development of multiplex loop-mediated isothermal amplification-RFLP (mLAMP-RFLP) to detect Salmonella spp. and Shigella spp. in milk. Int J Food Microbiol. 148, (2), 75-79 (2011).
  24. Fang, X., Chen, H., Yu, S., Jiang, X., Kong, J. Predicting viruses accurately by a multiplex microfluidic loop-mediated isothermal amplification chip. Anal Chem. 83, (3), 690-695 (2011).
  25. Stedtfeld, R. D., et al. Gene-Z: a device for point of care genetic testing using a smartphone. Lab Chip. 12, (8), 1454-1462 (2012).
  26. Liu, D., Liang, G., Zhang, Q., Chen, B. Detection of Mycobacterium tuberculosis using a capillary-array microsystem with integrated DNA extraction, loop-mediated isothermal amplification, and fluorescence detection. Anal Chem. 85, (9), 4698-4704 (2013).
  27. Zhang, Y., et al. Point-of-Care Multiplexed Assays of Nucleic Acids Using Microcapillary-based Loop-Mediated Isothermal Amplification. Anal Chem. 86, (14), 7057-7062 (2014).
  28. Shao, N., et al. Visual detection of multiple genetically modified organisms in a capillary array. Lab Chip. 17, (3), 521-529 (2017).
  29. Lizardi, P. M., et al. Mutation detection and single-moledule counting using isothermal rolling-circle amplification. Nat Genet. (1998).
  30. Piepenburg, O., Williams, C. H., Stemple, D. L., Armes, N. A. DNA detection using recombination proteins. Plos Biol. 4, (7), 1115-1121 (2006).
  31. Opota, O., Jaton, K., Greub, G. Microbial diagnosis of bloodstream infection: towards molecular diagnosis directly from blood. Clin Microbiol Infect. 21, (4), 323-331 (2015).

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