Misurazione di contrattilità isometrica dell'arteria mesenterica Mouse con filo Myography

Medicine

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Summary

La tecnica di myograph di filo è utilizzata per studiare le funzioni muscolari lisce e schermo nuove droghe. Segnaliamo un protocollo dettagliato per misurare la contrattilità isometrica dell'arteria mesenterica del mouse e per lo screening di nuovi farmaci rilassanti di muscolo liscio vascolare.

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Sun, J., Yang, G. M., Tao, T., Wei, L. S., Pan, Y., Zhu, M. S. Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography. J. Vis. Exp. (138), e58064, doi:10.3791/58064 (2018).

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Abstract

La tecnica di myograph di filo viene utilizzata per valutare la contrattilità della muscolatura liscia vascolare in risposta alla depolarizzazione, GPCR agonisti/inibitori e farmaci. È ampiamente usato in molti studi sulle funzioni fisiologiche del muscolo liscio vascolare, la patogenesi di malattie vascolari quali l'ipertensione e lo sviluppo di farmaci miorilassanti muscolo liscio. Il mouse è un animale di modello ampiamente usato con una grande piscina di modelli di malattia e ceppi geneticamente modificati. Abbiamo introdotto questo metodo per misurare la contrazione isometrica dell'arteria mesenterica del mouse in dettaglio. Un segmento di 1.4 millimetri dell'arteria mesenterica resistenza del mouse è stato isolato e montato su una camera di myograph passando due fili di acciaio attraverso il relativo lumen. Dopo i passaggi di equilibrazione e normalizzazione, il segmento di vaso è stato rafforzato da una soluzione di high-K+ due volte prima del dosaggio di contrazione. Come un esempio dell'applicazione di questo metodo nello sviluppo della droga, abbiamo misurato l'effetto rilassante di una nuova sostanza naturale, neoliensinine, isolata da un'erba cinese, embrioni del seme del loto (Nelumbo nucifera (Gaertn.) mouse mesenterica arterie. I segmenti di nave montati sulla camera di myograph sono stati stimolati con una soluzione di high-K+ . Quando la tensione di forza ha raggiunto una fase stabile e sostenuta, dosi cumulative di neoliensinine sono stati aggiunti alla camera. Abbiamo trovato che neoliensinine aveva un effetto miorilassante dose-dipendente sulla contrazione del muscolo liscio, così suggerendo che esso rechi potenziale attività contro l'ipertensione. Inoltre, come il segmento di nave può sopravvivere almeno 4 ore dopo il montaggio e mantenere la contrattilità indotta dalla soluzione high-K+ per molte volte, ci suggeriscono che il sistema di myograph di filo può essere utilizzato per il lungo processo di screening di stupefacenti.

Introduction

Il sistema di myograph piccolo vascello usato qui era per misurare la contrazione isometrica dei vasi di piccola resistenza con diametri interni che vanno da 100 a 400 µm. isolato piccoli vasi (circa 2 mm di lunghezza) sono stati inseriti da due fili di diametro da 40 µm e sono stati quindi montato sulle mascelle micrometro-sul lato e trasduttore in modo sequenziale. Questa tecnica di myograph era in primo luogo suggerita in 19721 e poi sviluppata principalmente da Mulvany e suoi colleghi2,3,4,5,6. Ora è una tecnica matura con attrezzatura stabile, prestazione facile e una normalizzazione standard procedura7,8,9. Abbiamo utilizzato questo metodo con alcune modifiche per misurazioni nell'arteria mesenterica del mouse.

Muscolo liscio vascolare linee le pareti dei vasi sanguigni quasi tutti. La loro funzione fondamentale è quello di generare forze attraverso la contrazione in risposta a vari stimoli. La normale contrattilità del muscolo liscio vascolare è essenziale per la regolazione della pressione arteriosa e nutrizione supplemento10. Regolazione anormale della pressione sanguigna si traduce in una varietà di malattie, compreso ipertensione, infarto e ischemia. Parecchi studi hanno suggerito che anomala della pressione sanguigna è sempre associata a muscolo liscio vascolare disfunzionale contrattilità7,11,12,13. Il metodo myograph consente di indagine di isometrica contrattilità dei vasi del mouse indotto da vari stimoli, tra cui i vasocostrittori, inibitori e farmaci. Misure di successo di contrazione ci aiuterà a comprendere i meccanismi di mantenimento della pressione sanguigna e la patogenesi delle malattie vascolari del muscolo liscio-collegato e di esplorare nuovi approcci terapeutici.

Molte erbe cinesi sono stati ampiamente usate per il trattamento clinico delle malattie vascolari; Tuttavia, la loro efficaci ingredienti solitamente rimangono sconosciuti. Quindi, isolamento e identificazione dei componenti efficaci è molto importante per lo sviluppo di nuovi farmaci. La tecnologia multi-filo myograph offre un approccio semplice per lo screening di componenti attivi in erbe. Abbiamo segnalato diversi studi utilizzando il sistema di myograph dei piccoli vasi per indagare la contrazione dell'arteria mesenterica del mouse e identificato composti naturali con attività anti-ipertensione12,13,14. Qui, descriviamo il dettagliato protocollo per il metodo di myograph e di valutare l'effetto rilassante del neoliensinine isolato dagli embrioni dei semi di loto (Nelumbo nucifera Gaertn.) 14.

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Protocol

Manipolazioni degli animali sono state approvate dal istituzionale Animal Care e uso Committee (IACUC) dell'Università modello animale ricerca centro di Nanchino.

1. soluzione preparazione

  1. Preparare la soluzione di Tyrode HEPES (H-T) utilizzando 137,0 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 1,8 mM CaCl2, 1mm MgCl2∙6H2O, 5,6 mM D-glucosio e 10 mM HEPES, pH 7,3-7,4.
  2. Preparare soluzione HEPES-Tyrode senza calcio (Ca2 +-libero H-T) utilizzando 140,6 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 1 mM MgCl2∙6H2O, 5,6 mM D-glucosio e 10 mM HEPES, pH 7,3-7,4.
  3. Preparare soluzione HEPES-Tyrode utilizzando 124 mM KCl (alta K+) utilizzando 15,7 mM NaCl, 124,0 mM KCl, 1,8 mM CaCl2, 1mm MgCl2∙6H2O, 5,6 mM D-glucosio e 10 mM HEPES, pH 7,3-7,4.

2. esperimento preparazione

  1. Preriscaldare il H-T e soluzioni High-K+ usando un bagno di acqua di 37 ° C.
  2. Accendere il computer, di sistema di myograph e di hardware di acquisizione dati.
  3. Riempire con cura tutte le myograph camere con 5 mL di soluzione di H-T ogni.
  4. Riempire due capsule di Petri con 20 mL di 4 ° C H-T e Ca2 +-free soluzioni H-T, rispettivamente e conservare il ghiaccio.
  5. Riempire un piatto Petri ricoperto di 10 cm con 20 mL di soluzione di H-T e mantenerla a temperatura ambiente.

3. dissezione dell'arteria mesenterica Mouse

  1. Eutanasia di un mouse di C57BL/6J 12-week-old 8 femmina o maschile di dislocazione cervicale. Pin il mouse verso il basso con l'addome rivolto verso l'alto.
  2. Inumidire l'addome con etanolo al 70%. Quindi, tagliare la pelle con le forbici lungo la linea mediana ventrale dall'inguine e fare incisioni dall'inizio della prima incisione verso il basso per le gambe su entrambi i lati. Tirare la pelle indietro su entrambi i lati; fare delle incisioni simili per aprire il peritoneo.
  3. Utilizzando le forbici, tagliare dell'esofago, del colon e altri tessuti connettivi per isolare completamente il tratto gastrointestinale con alimentazione sistema vascolare dal corpo.
  4. Con il forcipe, spostare il segmento isolato nel piatto contenente il freddo H-T preparata al punto 2.4 e sciacquare delicatamente il tessuto in H-T soluzione diverse volte per lavare via il sangue.
  5. Trasferire il segmento isolato in di Petri rivestito preparata al punto 2.5 ed eseguire la dissezione dell'arteria mesenterica a temperatura ambiente.
  6. Appianare la stomaco, digiuno, dell'ileo e cieco in senso orario, e pin lo stomaco e l'intestino cieco sul lato sinistro e destro, rispettivamente.
  7. Allungare il letto di vascolarizzazione mesenterica e difficoltà dell'intestino con i perni per esporre le arterie mesenteriche dissecate.
    Nota: In queste condizioni, le arterie sono in cima le vene.
  8. Attivare la sorgente di luce di trasmissione di un microscopio stereoscopico e sezionare le arterie sotto il microscopio. Assicurarsi che l'intero tessuto sia immerso nella soluzione.
  9. Morsetto del tessuto adiposo intorno le arterie con il forcipe e isolare le arterie, tagliando tutti i tessuti connettivi con forbici di dissezione. Evitare di ferirsi le arterie.

4. arteriosa di montaggio

  1. Trasferimento e immergere l'albero dell'arteria mesenterica nel freddo Ca2 +-libera soluzione H-T (preparata al punto 2.4) fissando le arterie in eccesso con il forcipe.
  2. Tagliare una porzione di 1.4 millimetri dell'arteria prossimale alla parete intestinale di un arcade mesenterica e utilizzare due pinze per aprire entrambi i lati di questo segmento dell'arteria con attenzione.
  3. Preparare due segmenti di filo di acciaio inossidabile 2,5 cm di lunghezza e metterli nel piatto stesso.
  4. Serrare delicatamente un'estremità dell'arteria usando il forcipe e inserire delicatamente due fili nel lumen dell'arteria uno ad uno con l'aiuto di un'altra pinza. Assicurarsi che i fili sono mantenuti dritti e non toccano l'endotelio.
  5. Utilizzando due pinze, morsetto simultaneamente i due fili di acciaio di fuori della nave filettata e trasferire con cautela la nave da di Petri ad una camera di myograph precedentemente riempita con H-T soluzione (punto 2.3).
  6. Avvitare le ganasce a pezzi per fare spazio per il montaggio. Entrambi i lati di uno dei due fili inseriti utilizzando due pinze di serraggio e porre il recipiente nello spacco della mascella (Figura 1A).
  7. Eseguire il wrapping di entrambi i lati del filo bloccato intorno viti della mascella collegato al micrometro (Figura 1B).
  8. Fissare la vite a sinistra ruotando in senso orario. Raddrizzare il filo utilizzando la pinza destra, quindi fissare la vite destra ruotando in senso orario (Figura 1). Assicurarsi che il recipiente sia sempre all'interno dell'intercapedine della mascella, ma non toccare la mascella per evitare danni.
  9. Chiudere le due ganasce utilizzando il micrometro (Figura 1). Assicurarsi che le due mascelle sono abbastanza vicina ma che non entrino in contatto tra loro e che il filo non fissato sia nella parte superiore il filo fisso.
  10. Con attenzione utilizzando la pinza destra, piegare il filo svitato all'angolo della mascella collegata per trasduttore di forza e avvolgerlo in senso orario intorno alla vite di destra (Figura 1E). Quindi, fissare la vite. Ripetere questo passaggio sul lato sinistro del filo e fissare la vite sul lato sinistro (Figura 1F).
  11. Spostare le ganasce leggermente divaricate ruotando attentamente il micrometro (Figura 1). Evitare l'allungamento della nave. Utilizzare pinze per spostare il filo sul lato di micrometro sul piano orizzontale del filo sul lato trasduttore. Ruotare delicatamente il micrometro affinché il divario tra le due ganasce può ospitare solo due fili.
  12. Ripetere i passaggi da 4.2 – 4,11 per montare le arterie in altre sezioni. Collegare tutti gli alloggiamenti per le attrezzature, coprire gli alloggiamenti, allegare il rifornimento di ossigeno al 100% e una sonda di temperatura e iniziare il riscaldamento a 37 ° C. Aprire il software di creazione di grafici e premere il pulsante Start sulla finestra di Visualizzazione grafico per avviare la registrazione.
  13. Equilibrare per circa 20 min.

5. normalizzazione

Nota: Al fine di standardizzare le condizioni sperimentali e per ottenere affidabile reattività fisiologica dei vasi, una procedura di normalizzazione è necessario15. Secondo il rapporto tra la forza attiva e la circonferenza interna della nave, il sistema di myograph di filo ha un programma di normalizzazione standard per valutare la circonferenza interna (IC) del serbatoio montato5,8, 9. Brevemente, per calcolare IC (µm), leggere il micrometro e il valore di input come il valore di X e il trasduttore uscita forza, cioè, che riposa tensione parietale (mN/mm), come il valore di Y. Il programma tornerà una curva di (X, Y) e calcolare l'IC corrispondente ad una pressione transmurale di 100 mmHg (IC100). La nave è impostata alla circonferenza interna normalizzata (IC1) quando è massima la capacità di risposta attiva.

  1. Impostare le forze a zero per tutti i canali sul dispositivo ed equilibrare per un altro 1-2 min.
  2. Selezionare impostazioni di normalizzazione dal "menu di DMTe impostare i parametri come segue:
    Calibrazione dell'oculare (mm/div): 0,36; Pressione (kPa) di destinazione: 13,3; IC1/IC100: 0,9; Online con una media di tempo (secondi): 2; Tempo (secondi) di ritardo: 60. Fare clic sul pulsante OK per chiudere la finestra Delle impostazioni di normalizzazione di DMT .
  3. Selezionare il canale di interesse dal menu di DMT per aprire una finestra di normalizzazione di DMT per il canale corrispondente. Immettere i valori costanti nella finestra come segue: tessuto punti finali a1: 0,1; Tessuto i punti finali a2: 4; Diametro del filo (µm): 40. La finestra Visualizza la lunghezza della nave calcolato come 1,40 mm.
  4. Leggere il micrometro di camera del tessuto appropriato. Immettere il valore nella casella lettura micrometro e fare clic sul pulsante Aggiungi punto . Questo valore è il valore iniziale di X (X0). Dopo un tempo di ritardo 60 s, la finestra Visualizza la forza e la pressione effettiva (ERTP) corrispondente a questo valore di micrometro. Contemporaneamente, la casella di micrometro lettura diventa attiva.
  5. Allungare la nave vengano normalizzata ruotando il micrometro in senso antiorario. Immettere il valore di micrometro nella casella lettura micrometro e fare clic sul pulsante Aggiungi punto . Attendere un tempo di ritardo di 60 s nuovamente.
  6. Ripetere il passaggio 5.5, continuare ad allungare la nave e aggiungere micrometro valori fino a quando la finestra viene visualizzato il valore di "micrometro X1", che è l'impostazione di micrometro calcolato necessario allungare la nave al suo IC1.
  7. Impostare il micrometro a X il valore1 .
    Nota: La tensione normalizzata è in genere 1-2 mN.

6. arteria contrazione registrazione

Nota: Tutte le soluzioni, tra cui H-T e soluzione High-K+ utilizzati in questa sezione, sono state preparate al punto 2.1.

  1. Dopo la normalizzazione, equilibrare la nave nella camera per 15-20 min.
    Nota: Questi è alcuna necessità di modificare la soluzione in questo passaggio.
  2. Sfida la nave con soluzione High-K+ due volte.
    1. Per sfidare la nave, sostituire soluzione H-T con 5 mL di soluzione di High-K+ per indurre la contrazione per 10 min, seguita da lavaggio con 5 mL di soluzione di H-T 3 - 4 volte.
      Nota: La tipica contrazione ha una forza massima sopra 3 mN e una forza costante e sostenuta circa 2,5 mN12. Se la prima sfida genera una forza massima sotto 2,5 mN o la forza sostenuta diminuisce con il tempo o la seconda sfida genera una forza molto inferiore rispetto alla dose di prima volta, la nave viene scartata e non essere utilizzata per ulteriori indagini.
  3. Sfida la nave con 5 mL di soluzione di High-K+ per indurre la contrazione. Dopo 5 min, aggiungere 0,5 µ l della soluzione di riserva (10 mM in DMSO) neoliensinine14 nella camera per rilassarsi l'imbarcazione ad una concentrazione finale di 1 µM neoliensinine.
  4. Quando la forza è stabile (solitamente ciò richiede alcuni minuti), aggiungere un altro 0,5 µ l di soluzione di riserva di neoliensinine nella camera per aumentare la concentrazione di 2 µM. aggiungere 1 µ l di soluzione di riserva ogni volta per aumentare la concentrazione di 4, 6, 8 e 10 µM per generare t curva dose-risposta di lui.
    Nota: Il magazzino e le concentrazioni di lavoro variano tra farmaci.

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Representative Results

Abbiamo misurato la contrattilità isometrica dell'arteria mesenterica del mouse usando un sistema multi-filo myograph ed abbiamo valutato l'effetto rilassante di neoliensinine purificato dagli embrioni dei semi di loto (Nelumbo nucifera Gaertn.) 14. l'arteria mesenterica resistenza del mouse era isolato, pulita dei tessuti connettivi e tagliato in segmenti di 1,4 mm. Il segmento dell'arteria è stato inserito da due fili di acciaio in Ca2 +-libera soluzione H-T in una capsula Petri, e quindi il segmento è stato montato su due ganasce di una camera di myograph (Figura 2A). Dopo aver montato il segmento, i due fili sono stati adeguati per essere parallele, nelle vicinanze ma non toccante vicenda (Figura 2B). Prima la misura della forza, il segmento di vaso è stato normalizzato e potenziato due volte da High-K+ soluzione in modo da stabilizzare la nave. Durante la procedura di normalizzazione, la nave è stata allungata più volte fino a raggiungere il valore di IC100, e ogni ciclo di distensione comprendeva una contrazione robusta, rapido rilassamento e una manutenzione di forza in 60 s (Figura 3). La contrazione del muscolo liscio vascolare indotto da High-K+ soluzione solitamente ha mostrato due fasi, una fase solida e una fase sostenuta (Figura 3). Il segmento del vaso può essere usato per ulteriore se solo esperimenti High-K+-evocati contrazione appare normale e riproducibili. Una tipica misura con neoliensinine è rappresentata nella Figura 4. Quando la tensione di forza indotta da High-K+ raggiunto una fase sostenuta, abbiamo aggiunto dosi cumulative di neoliensinine (1, 2, 4, 6, 8 e 10 µM) attraverso i fori il coperchio del vano. L'aumento delle dosi, la forza ridotta in maniera dose-dipendente. Il risultato ha indicato che neoliensinine è una sostanza farmaco rilassante di muscolo liscio vascolare che potenzialmente agisce come un candidato farmaco anti-ipertensione14.

Figure 1
Figura 1: schema di arterioso procedura di montaggio. Le linee blu rappresentano i fili e il rettangolo rosso rappresenta l'arteria. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2: un segmento dell'arteria mesenterica del mouse montato sulla camera di myograph. (A) un segmento dell'arteria mesenterica del mouse montato su due mascelle utilizzando due fili di acciaio. La barra bianca = 2mm (B) un'immagine microscopica del segmento dell'arteria mesenterica del mouse montato a pannello (A). Barra nera = 0,5 mm. per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3: Rappresentante tracciati originali Mostra la procedura di normalizzazione e potenziamento di soluzione High-K+ . Dopo la seconda stimolazione High-K+ , l'esperimento regolare possa essere eseguita. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4: analisi rappresentativa dell'arteria mesenterica del mouse che si contrae dalla High-K + soluzione e poi rilassati con l'aggiunta di dosi cumulative di neoliensinine. L'aumento delle dosi, la forza ridotta in maniera dose-dipendente Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Discussion

L'ipertensione è una sfida di sanità pubblica diffusa grazie alle sue complicazioni severe, tra cui cardiovascolari e renali malattie16. Comprensione della patogenesi dell'ipertensione ed esplorare più farmaci anti-ipertensivi è diventato un compito urgente in questo campo. La pressione sanguigna è generata e mantenuta dalla resistenza periferica della circolazione. Secondo legge di Poiseuille, relativamente piccole arterie generano una grande percentuale di resistenza circolatoria e servono come il produttore dominante di pressione sanguigna3,10. Così, la misura della resistenza di piccole arterie piuttosto che grandi arterie è più adatto per studi di pressione sanguigna. La tecnologia di myograph di filo è una delle modalità migliori per studiare le funzioni fisiologiche delle arterie piccole-resistenza e la patogenesi delle malattie vascolari.

Il sistema di myograph filo piccolo vascello è stato ben documentato in altri rapporti e fu utilizzato per misurare la contrazione delle arterie di arterie mesenteriche del ratto in8 e mouse come ad esempio l' aorta9. Approfittando della manipolazione genetica, una varietà di modelli di malattia e modelli di screening di stupefacenti, il mouse è diventato un animale modello ampiamente usato in molti campi. Pertanto, qui, abbiamo fornito un protocollo modificato di questo metodo per la misura della contrazione dell'arteria mesenterica del mouse. In questo rapporto, abbiamo misurato con successo la contrattilità delle arterie mesenteriche del mouse con modifiche del buffer fondamentali e operazioni di montaggio. Molti studi ex vivo vasocontractility misurazione utilizzate soluzioni contenenti NaHCO3, come le soluzioni di Krebs, per imitare la soluzione salina fisiologica. Tuttavia, tale buffer bisogno di CO2 per regolare il valore di pH durante la misurazione, con conseguente produzione di CaCO3. Abbiamo scelto H-T soluzione come sistema tampone e che ha funzionato bene. Dato che la temperatura ha poco effetto sul pKun valore di HEPES, il valore del pH della soluzione avviene comodamente a temperatura ambiente ed è invariato a 37 ° C 17. Inoltre, usiamo Ca2 +-soluzione di H-T libera quando guidando i fili attraverso il lume del vaso in modo da impedire la riduzione del vaso di Ca2 +. Un'altra modifica in questo protocollo è la procedura di montaggio. Alcuni reports8,9 e il dispositivo manuale5 consiglia di guidare il secondo filo dopo aver fissato il primo filo sulla mascella. Troviamo che funziona meglio quando due fili sono guidati attraverso il lume del vaso prima di montare il vaso perché questo metodo può ridurre possibili danni del trasduttore a causa dello spazio limitato della camera.

Nonostante l'elevata riproducibilità di questo metodo, dovremmo prestare più attenzione per alcuni passaggi chiave. La più importante è per evitare danni ai vasi causata da pinze e le forbici. Durante la dissezione del vaso, l'operatore deve utilizzare il forcipe delicatamente quando allungamento del tessuto adiposo e usare le forbici con attenzione quando si tagliano i tessuti connettivi. Inoltre, la nave per la fissazione di bloccaggio dovrebbe essere fatto delicatamente e danneggiamento dell'endotelio dovrebbe essere evitato quando guidare i fili perché il vaso endotelio danneggiato darà luogo a risposte anormali, ad es. , il vaso danneggiato Mostra forza apparente tensione dopo stimolazione con acetilcolina, mentre la nave normale Mostra un effetto rilassante. La spiegazione per questo fenomeno è che l'endotelio danneggiato non può produrre ossido nitrico correttamente. Si noti che nell'esperimento che coinvolge la contrazione endotelio-correlate, lo stato di endotelio deve essere verificato prima della misurazione della forza. Inoltre, dovremmo anche attentamente montiamo la nave sulle mascelle perché il trasduttore è danneggiato facilmente se applicato con una forza difficile. Infine, non usiamo solitamente un valore di incremento costante sul micrometro durante l'esecuzione di normalizzazione. Il valore dell'incremento è inizialmente 30 o 20 µm e 10 µm dopo la pressione effettiva raggiunge 11-12 kPa. Questo metodo può ridurre i tempi di normalizzazione e può impedire overstretching, attenuando quindi danni al vaso.

Anche se la nostra indagine incentrato su arterie mesenteriche del mouse, questo metodo utilizzabile anche per aorta, bronchi e altri piccoli vasi tra cui renale, del cervello e delle arterie polmonari. Poiché questo sistema include quattro canali, è conveniente per la misurazione di quattro campioni paralleli contemporaneamente. Inoltre, un intero letto vascolare mesenterico in grado di fornire almeno quattro segmenti di arteria, quindi è molto facile da progettare diversi gruppi sperimentali. Secondo la nostra esperienza, ogni segmento dell'arteria sopravvive almeno 4 ore e mantiene buone risposte alla soluzione High-K+ sopra almeno 6 ripetizioni. Questa proprietà è estremamente utile per la misurazione degli effetti di diverse aggiunte di vari candidati farmaci. Tuttavia, esistono anche alcune limitazioni per il sistema di myograph di filo. L'esperimento di myograph filo ex vivo solo è in grado di misurare vasocontractility isometrica, ma di solito dovrebbe combinarsi con altre misure per analisi complessa della nave.

In sintesi, abbiamo descritto un metodo per la misurazione della contrattilità isomerica nell'arteria mesenterica del mouse usando un sistema multi-filo myograph. Questo metodo può essere utilizzato per valutare le funzioni del muscolo liscio vascolare e di rilassamento schermo del muscolo liscio.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Acknowledgments

Si ringraziano il Dr. Wei Qi He (Soochow University, Suzhou, Cina) e Dr. Yan Ning Qiao (Shaanxi Normal University, Xi ' an, Cina) per l'assistenza tecnica. Questo lavoro è stato supportato da National Natural Science Foundation of China (Grant 31272311, 81373295 e 81473420) e il progetto, finanziato le priorità programma sviluppo di Jiangsu istruzione superiore istituzioni accademiche (Grant No. ysxk-2016).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Multi wire myograph system DMT 610-M
Stainless steel wire DMT 400447
Geuder dissection scissor DMT 400431
Dumont forceps DMT 300413
PowerLab/8SP ADInstruments ML785
Software ADInstruments LabChart 5
NaCl SigmaAldrich S5886
KCl SigmaAldrich P5405
CaCl2 SigmaAldrich C4901
MgCl2·6H2O SigmaAldrich M2393
D-Glucose SigmaAldrich G6152
HEPES Sangon Biotech A100511-0250
NaOH SigmaAldrich S8045
DMSO SigmaAldrich D2650

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References

  1. Bevan, J. A., Osher, J. V. A direct method for recording tension changes in the wall of small blood vessels in vitro. Agents and Actions. 2, (5), 257-260 (1972).
  2. Mulvany, M. J., Halpern, W. Mechanical properties of vascular smooth muscle cells in situ. Nature. 260, (5552), 617-619 (1976).
  3. Mulvany, M. J., Halpern, W. Contractile Properties of Small Arterial Resistance Vessels in Spontaneously Hypertensive and Normotensive Rats. Circulation Research. 41, (1), 19-26 (1977).
  4. Mulvany, M. J., Nyborg, N. An increased calcium sensitivity of mesenteric resistance vessels in young and adult spontaneously hypertensive rats. British Journal of Pharmacology. 71, (2), 585-596 (1980).
  5. Mulvany, M. J. Procedures for investigation of small vessels using small vessel myograph. Danish Myo Technology. Denmark. (2004).
  6. Halpern, W., Mulvany, M. J., Warshaw, D. M. Mechanical properties of smooth muscle cells in the walls of arterial resistance vessels. The Journal of Physiology. 275, 88-101 (1978).
  7. Michael, S. K., et al. High blood pressure arising from a defect in vascular function. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, (18), 6702-6707 (2008).
  8. Bridges, L. E., Williams, C. L., Pointer, M. A., Awumey, E. M. Mesenteric artery contraction and relaxation studies using automated wire myography. Journal of Visualized Experiments. (55), (2011).
  9. del Campo, L., Ferrer, M. Wire Myography to Study Vascular Tone and Vascular Structure of Isolated Mouse Arteries. Springer. New York. (2015).
  10. Fisher, S. A. Vascular smooth muscle phenotypic diversity and function. Physiological Genomics. 42, (3), 169-187 (2010).
  11. Crowley, S. D., et al. Distinct roles for the kidney and systemic tissues in blood pressure regulation by the renin-angiotensin system. The Journal of Clinical Investigation. 115, (4), 1092-1099 (2005).
  12. Qiao, Y. N., et al. Myosin phosphatase target subunit 1 (MYPT1) regulates the contraction and relaxation of vascular smooth muscle and maintains blood pressure. The Journal of Biological Chemistry. 289, (32), 22512-22523 (2014).
  13. He, W. Q., et al. Role of myosin light chain kinase in regulation of basal blood pressure and maintenance of salt-induced hypertension. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, (2), H584-H591 (2011).
  14. Yang, G. M., et al. Isolation and identification of a tribenzylisoquinoline alkaloid from Nelumbo nucifera Gaertn, a novel potential smooth muscle relaxant. Fitoterapia. 124, 58-65 (2018).
  15. Slezák, P., Waczulíková, I., Bališ, P., Púzserová, A. Accurate Normalization Factor for Wire Myography of Rat Femoral Artery. Physiological Research. 59, (6), 1033-1036 (2010).
  16. Kearney, P. M., et al. Global burden of hypertension: analysis of worldwide data. The Lancet. 365, (9455), 217-223 (2005).
  17. Good, N. E., et al. Hydrogen Ion Buffers for Biological Research. Biochemistry. 5, (2), 467-477 (1966).

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