Analisi quantitativa della composizione cellulare nelle lesioni aterosclerotiche avanzate del muscolo liscio delle cellule Lineage-Tracing topi

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Summary

Vi proponiamo un protocollo standardizzato per caratterizzare la composizione cellulare delle lesioni aterosclerotiche murine di stadio avanzato compreso di metodi sistematici di dissezione animale, inclusione di tessuti, taglio, colorazione e analisi delle arterie brachiocefaliche dai topi di atheroprone del muscolo liscio delle cellule lignaggio traccia.

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Mahan, S., Liu, M., Baylis, R. A., Gomez, D. Quantitative Analysis of Cellular Composition in Advanced Atherosclerotic Lesions of Smooth Muscle Cell Lineage-Tracing Mice. J. Vis. Exp. (144), e59139, doi:10.3791/59139 (2019).

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Abstract

L'aterosclerosi rimane la principale causa di morte nel mondo e, nonostante innumerevoli studi preclinici che descrive promettenti bersagli terapeutici, nuovi interventi sono rimasti sfuggenti. Questo è probabilmente dovuta, in parte, a una dipendenza da modelli preclinici di prevenzione che studiano gli effetti delle manipolazioni genetiche o trattamenti farmacologici sullo sviluppo di aterosclerosi, piuttosto che di malattia stabilita. Anche, i risultati di questi studi sono spesso confusione perché l'uso delle analisi di lesione superficiale e una mancanza di caratterizzazione delle popolazioni di cellule di lesione. Per aiutare a superare questi ostacoli traslazionali, proponiamo un maggiore affidamento su modelli di intervento che impiegano indagine dei cambiamenti nella composizione cellulare a livello di singola cellula di macchiatura di immunofluorescenza e microscopia confocale. A tal fine, descriviamo un protocollo per la prova di un presunto agente terapeutico in un modello murino di intervento compreso un approccio sistematico per la dissezione animale, l'incorporamento, sezionamento, colorazione e quantificazione delle lesioni dell'arteria brachiocefalica. Inoltre, a causa della diversità fenotipica delle cellule all'interno delle lesioni aterosclerotiche ritardo-fase, descriviamo l'importanza di utilizzare sistemi di cellula-specifico, inducibile lignaggio traccia mouse e come questo può essere sfruttato per caratterizzazione imparziale delle popolazioni di cellule della lesione aterosclerotica. Insieme, queste strategie possono assistere i biologi vascolari più accuratamente gli interventi terapeutici di modellare ed analizzare la malattia aterosclerotica e speriamo che si tradurranno in un più alto tasso di successo negli studi clinici.

Introduction

L'aterosclerosi è la principale causa di morbilità e mortalità in tutto il mondo sottostante la maggior parte di malattia dell'arteria coronaria, malattie delle arterie periferiche e di colpo. Ritardo-fase aterosclerosi coronaria può portare a complicazioni gravi tra cui contabilità l'infrazione del miocardio quasi il 16% del mondo popolazione mortalità1,2. A causa di un impatto devastante sulla salute pubblica, notevoli sforzi compiuti per decifrare i meccanismi che guidano la progressione di aterosclerosi, così come per sviluppare nuove strategie terapeutiche. Ancora, il tasso di probabilità di approvazione (LOA) di studi clinici per la malattia cardiovascolare è tra i più bassi se paragonato con altri campi clinici (solo 8,7% per la fase I)3. Ciò può essere spiegato in parte da molte barriere che l'aterosclerosi rappresenta per lo sviluppo di farmaci efficaci tra cui la sua natura quasi onnipresente, progressione clinicamente silenziosa e malattia significativa eterogeneità. Inoltre, il design non ottimale di alcuni studi preclinici possa essere rappresentato anche la mancanza di successo nella traduzione clinica. In particolare, riteniamo che è necessario implementare gli studi di intervento ove possibile, per studiare l'efficacia di strategie terapeutiche. Inoltre, c'è una necessità critica di eseguire le procedure standardizzate per le analisi di lesione compreso caratterizzazione avanzata di composizione cellulare lesione aterosclerotica ritardo-fase phenotyping e la mappatura di destino.

La stragrande maggioranza degli studi aterosclerosi concentrarsi su modelli di prevenzione di aterosclerosi composto da droga trattamento o gene manipolazione (KO o knock-in) in topi giovani sani, prima dell'inizio di malattia e progressione. Questi studi hanno portato alla luce un gran numero di geni e molecole di segnalazione che svolgono un ruolo nello sviluppo di aterosclerosi. Tuttavia, la maggior parte di queste destinazioni non è riuscito a tradurre alle terapie efficienti nell'essere umano. In effetti, è difficile estrapolare l'effetto di una terapia su topi sani giovani ai pazienti anziani con lesioni aterosclerotiche avanzate. Come tale, la realizzazione di studi di intervento in cantiere sperimentale preclinica probabile fornisce una rappresentazione più accurata della pertinenza e dell'efficacia di un nuovo terapeutico. L'idea è sostenuta dagli effetti straordinariamente divergenti di inibire le citochine proinfiammatorie interleuchina-1 β (IL-1 β) quando si impiegano una prevenzione4,5,6 o intervento strategia7. Differenze tra prevenzione e studi di intervento suggeriscono che diversi processi cellulari si verificano alle diverse fasi di sviluppo di aterosclerosi e sottolinea il fatto che studi di prevenzione sono probabilmente insufficiente per modellare lo scenario clinico adeguatamente.

L'American Heart Association ha recentemente pubblicato una dichiarazione scientifica dettagliare raccomandazioni per la corretta progettazione sperimentale, standardizzazione procedurale, analisi e reporting di aterosclerosi animale studi8. Evidenzia i vantaggi ei limiti di predominante tecniche utilizzate nel campo. Ad esempio, face it Sudan IV macchiatura dell'aorta viene spesso eseguita come una prima lettura. Anche se face it Sudan IV macchiatura del deposito del lipido è un metodo adatto per la valutazione del carico globale della placca, è in grado di distinguere le lesioni grasse della striscia iniziale da lesioni più avanzate di ritardo-fase. Come tale, l'interpretazione di face it colorazione è spesso ambigua e superficiale9. Un'attenta analisi del tessuto sezioni trasversali utilizzando la dimensione del vaso, lesione e lume di parametri morfologici e quantificazione degli indici di stabilità della lesione fornisce una comprensione più precisa dell'effetto di un esperimento.

Infine, l'istopatologia umana studi hanno suggerito che la composizione cellulare è un migliore preannunciatore della rottura che la dimensione della lesione stessa, con lesioni poveri nelle cellule muscolari lisce (SMC) e ricchi di macrofagi essere più suscettibili a rottura10, 11. Queste osservazioni sono state basate sulla macchiatura per marcatori classicamente utilizzati per l'identificazione delle cellule (cioè, ACTA2 per SMC e LGALS3 o CD68 per i macrofagi). Tuttavia, l'espressione di questi indicatori non è rigorosamente limitato a un singola cella tipo nelle lesioni aterosclerotiche dovuto la plasticità di stirpi multipli tra cui SMC, cellule endoteliali e cellule mieloidi12. In particolare, l'identificazione univoca degli SMC all'interno della lesione aterosclerotica era praticamente impossibile fino a quando nell'ultimo decennio a causa della proprietà di queste cellule a dedifferentiate e a reprimere i loro geni marcatori lineage-specifici di (un processo definito commutazione fenotipica) in vasi feriti o malati13. Questa limitazione nell'identificazione di SMC è stata aggirata tramite lo sviluppo di lignaggio traccia7,14,15,16,17,18, 19 , 20 , 21 , 22 , 23 , 24. si compone di etichettatura permanentemente SMC e la loro progenie per tenere traccia di loro destino e l'evoluzione fenotipica durante la progressione di aterosclerosi utilizzando una combinazione dell'espressione di Cre ricombinasi guidato da promotori SMC-specifici (ad esempio, Myh117,15,17,18,19,20,21,22,23 , 24, Acta225,26 e, SM22α14,16) e l'attivazione dei reporter (ad es., proteine fluorescenti, β-galattosidasi) [recensione a Bentzon e Majesky 201827]. In uno dei primi studi che impiegano l'analisi del lignaggio SMC fuori regolazione embriogenesi, Speer et al.14 fornito la prova che SMC possano modulare il loro fenotipo e transdifferenziare nelle cellule chondrogenic durante la calcificazione vascolare utilizzando un modello di traccia SM22α Cre R26R LacZ lignaggio. Sebbene questi studi ha aperto la strada traccia del lignaggio SMC, erano parzialmente equivoci in quanto qualsiasi dato non-SMC esprimenti SM22α nella regolazione della malattia sarebbe essere etichettati dal reporter. Questa limitazione è stata ignorata dallo sviluppo e l'uso di tamoxifen-inducible Cre ERT/LoxP permettendo un controllo temporale della cella etichettatura. Etichettatura delle cellule si verifica esclusivamente durante la consegna di tamoxifene e sarà limitato alla cella esprimendo il promotore di tipo-specifico cellulare Guida espressione di Cre ERT al tempo di esposizione di tamoxifen, evitando l'analisi di tipi cellulari alternativi attivazione Cre nella impostazione della progressione di malattia. Per l'analisi di lignaggio di SMC nell'aterosclerosi, il tamoxifene-inducible Myh11- Cre/ERT2 transgene associato reporter fluorescenti (eYFP7,15,17,18 , 21, mTmG19,25, coriandoli20,22,23 per studi di espansione clonale) ha dimostrato una notevole efficienza e specificità in SMC etichettatura e ha stato utilizzato per le popolazioni di SMC mappa destino nelle lesioni aterosclerotiche in studi recenti. D'importanza, questi studi hanno rivelato che: 1) 80% di SMC interno avanzato di lesioni aterosclerotiche fare non esprimere qualsiasi convenzionali marcatori SMC (ACTA2, MYH11) utilizzati nell'analisi di immunohistological e pertanto sarebbe sono stati erroneamente senza traccia di lignaggio 17; 2) sottoinsiemi di SMC esprimono marcatori di tipi cellulari alternativi tra cui marcatori dei macrofagi o cellule staminali mesenchimali marcatori16,17,19; e 3) SMC investire e popola lesione aterosclerotica espansione di oligoclonal e SMC cloni conservano plasticità alla transizione a fenotipicamente diverse popolazioni20,23. Per riassumere, è ormai chiaro che le cellule muscolari lisce presentano una notevole diversità fenotipica in lesioni aterosclerotiche e possono avere ruoli benefici o dannosi sulla patogenesi della lesione a seconda della natura delle loro transizioni fenotipiche. Queste scoperte rappresentano una notevole nuova strada terapeutica per il targeting SMC athero-Promozione fenotipiche transizioni in ritardo-fase aterosclerosi.

Nel presente documento, vi proponiamo un protocollo standardizzato per l'analisi di fase avanzata lesioni aterosclerotiche murine inclusi metodi sistematici per la dissezione animale, l'incorporamento, sezionamento, colorazione e quantificazione delle lesioni dell'arteria brachiocefalica. Per determinare l'effetto di inibizione dell'interleuchina-1 β sul destino SMC e fenotipo, abbiamo usato il lignaggio SMC traccia ApoE- / - topi alimentati una dieta occidentale per 18 settimane prima di ricevere le iniezioni settimanali di un anticorpo anti-IL1β o pari isotipo IgG controllo.

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Protocol

Procedure, la gestione e allevamento degli animali sono state approvate dal comitato di uso e cura degli animali istituzionale Università di Pittsburgh e l'Università della Virginia.

1. generazione di SMC lignaggio traccia topi

  1. Razza Myh11- Cre/ERT2 maschi28 (Jackson Laboratory; #019079) con le femmine R26R-EYFP (Jackson Laboratory; #006148) per ottenere Myh11- Cre/ERT2+ R26R-EYFP+ + maschi.
  2. Allevare il Myh11- Cre/ERT2+ R26R-EYFP+ + maschi con i topi ApoE- / - femminili (laboratorio di Jackson; #002052). Attraversare la progenie e selezionare dalla genotipizzazione Myh11- Cre/ERT2+ R26R-EYFP+ + ApoE- / - uomo e R26R-EYFP+ + topi ApoE- / - femminili come allevatori finali. Code di clip ed eseguire la genotipizzazione su littermates. Tutti i topi maschi dovrebbero essere Myh11- Cre/ERT2+ R26R-EYFP+ + ApoE- / - e può essere utilizzato come topi sperimentali (Figura 1A).
    Nota: Protocolli Genotyping possono essere trovati sul sito Jackson Laboratory. Il transgene Cre/ERT2 Myh11 è localizzato sul cromosoma Y, precludendo l'uso delle femmine. Altri sistemi per il tracciamento lignaggio possono essere utilizzati, ma questo sistema è ad oggi la più affidabile strategia di lignaggio traccia a fate mappa SMC nell'aterosclerosi.

2. muscolo liscio delle cellule lignaggio traccia del mouse dieta e trattamenti

  1. Sono maschio Myh11- Cre/ERT2+ R26R-EYFP+ + ApoE- / - topi ricevano una serie di iniezioni di tamoxifene 1 mg da sei a otto settimane di età per etichettare definitivamente Myh11+ SMC con YFP e per tenere traccia di loro destino (Figura 1 A).
    1. Olio di arachidi di calore a 55 ° C.
    2. Aggiungere tamoxifene in olio di arachidi pre-riscaldato per preparare una soluzione a 10 mg/mL e incubare a 55 ° C fino al completo scioglimento del tamoxifene.
    3. Eseguire un'iniezione intraperitoneale con 0,1 mL di soluzione di tamoxifen 10mg/mL per una serie di dieci iniezioni oltre due settimane.
      Nota: Il tamoxifene è un rischio biologico e deve essere maneggiato con cura.
  2. Cinque-sette giorni dopo l'ultima iniezione con il tamoxifene, sostituire la dieta del cibo con dieta ricca di grassi (ad es., dieta occidentale; 42% kcal da grasso e colesterolo totale 0,2%) per una durata di 18 settimane per consentire lo sviluppo delle lesioni aterosclerotiche avanzate, che costantemente si sviluppa nei letti vascolari multipli tra cui l'arco aortico, radice aortica, arteria brachiocefalica e dell'aorta addominale.
  3. A 18 settimane della dieta di grassi nutrire, iniziare l'intervento terapeutico per la durata desiderata (Figura 1B).
    Nota: Ad esempio, abbiamo effettuato le iniezioni intraperitoneali settimanale con un anticorpo anti-IL1β o un pari isotipo IgG controllo tra 18 e 26 settimane di dieta grassa alta.
  4. Togliere gli alimenti ai topi veloci per 8 a 16 h prima del tessuto raccolta per eseguire letture accurate per trigliceridi e colesterolo del plasma.

3. raccolta dell'arteria brachiocefalica (BCA)

  1. L'eutanasia animale deve seguire norme e requisiti di cura degli animali e uso Comitato (ACUC). Eutanasia topi sperimentali da CO2 asfissia per circa 5 minuti e verificare la morte di pizzico di punta.
  2. Pesare il mouse e raccogliere il sangue.
    1. Pesare il mouse
    2. Spruzzare il lato ventrale del mouse con 70% etanolo
    3. Eseguire la puntura cardiaca inserendo un ago 25G collegato ad una siringa da 1 mL nel ventricolo dal lato sinistro della cavità toracica. 0,1-1 mL di sangue può essere raccolto.
    4. Trasferire il sangue a un tubo a vuoto EDTA irrigando la siringa e inserire il tubo su un rocker o rotatore per 10-15 min.
    5. Trasferire il sangue in una provetta da 1,5 mL e centrifugare per 10 minuti 250 x g a 4 ° C. Accuratamente ritirare la fase superiore del plasma con una pipetta e consigli adeguati e trasferire in una nuova provetta. Conservare a-20 ° C prima della misura di colesterolo e trigliceridi.
      Nota: il sangue intero può essere utilizzato per ulteriori studi tra cui conteggi di globulo e altri componenti del sangue tra cui citochine o profilatura delle cellule immuni.
  3. Fare un'incisione di circa 2 cm nella pelle in corrispondenza della metà di-addome utilizzando forbici e tirare la pelle per esporre la cavità addominale. Tagliare il peritoneo fino allo sterno senza danneggiare tessuti. Fare due tagli alla linea ascellare medio attraverso il torace, facendo attenzione a non danneggiare il cuore e polmoni.
  4. Sollevare lo sterno con le pinzette e tagliare il diaframma per esporre parzialmente il cuore. Se il cuore non è facilmente accessibile, tagliare via la gabbia toracica abbastanza per raggiungere l'atrio di destra.
  5. Irrorare il mouse con un sistema di perfusione di gravità (Figura 2A). Installare il sistema di perfusione di gravità tale che la pressione del liquido di perfusione è equivalente alla pressione sanguigna murina media (Figura 2B). Questo sistema permette per coerenza nell'aspersione ed entrambi mantiene la nave morfologia e vampate globuli rossi.
    Nota: Come riferimento, topi C57Bl6 hanno una pressione fisiologica tra 120 mmHg (pressione sanguigna sistolica media) e 70 mmHg (pressione sanguigna diastolica media)29,30. La pressione sanguigna sistolica e diastolica media può variare con priorità bassa genetica del mouse.
    1. Collegare un 23 o 25G farfalla dell'ago per il sistema di perfusione di gravità ed eseguire tampone fosfato salino (PBS) attraverso l'ago per espellere l'aria dai tubi. Inserire l'ago nel ventricolo sinistro e fissare l'ago in posizione. Utilizzando le forbici iris, praticare una piccola incisione (< 2 mm) in atrio destro o dell'aorta ascendente.
    2. Irrorare con 5 mL di PBS, quindi 10 mL di soluzione al 4% paraformaldeide (PFA), poi 5 mL di PBS. Utilizzare soluzione PFA PBS e il 4% a temperatura ambiente.
    3. Raccogliere i tessuti di interesse (ad es., fegato, polmone, milza) e inserirli nella soluzione PFA 4%.
  6. Esporre la BCA
    1. Pulire la zona del collo togliendo la pelle e le ghiandole salivari.
    2. Eseguire un taglio lungo la linea mediana dello sterno attraverso il manubrio con le forbici. Fare attenzione che le forbici soggiorno vicino alla parte posteriore dello sterno per evitare di danneggiare il sistema vascolare che si trova strettamente sotto lo sterno. Tirare entrambi i lati della gabbia toracica con una pinza per aprire completamente la cavità toracica. Carotidi dovrebbero essere parzialmente visibile.
    3. Pulire tirando i muscoli e del tessuto connettivo e grasso con pinzette bene fino a quando la carotide destra, arteria brachiocefalica la biforcazione subclavian e arco aortico sono puliti e isolati delle circostanti del tessuto connettivo e grasso (Figura 2C).
  7. Rimuovere la BCA
    1. Usando il forcipe, afferrare la carotide destra sotto sua biforcazione e fare un taglio iniziale sopra il forcipe (Figura 2D).
    2. Ancora in mano la carotide, fare un secondo taglio attraverso l'arteria succlavia. I due tagli finali sono attraverso l'arco aortico, su entrambi i lati dell'arteria brachiocefalica (Figura 2D).
    3. Raccogliere altri tessuti vascolari di interesse (ad es., aorta addominale, parte superiore del cuore contenente la radice aortica).
    4. Posto la BCA e altri tessuti in soluzione al 4% PFA durante la notte a temperatura ambiente.
      Nota: Il tempo di fissazione deve rimanere coerenza in tutto lo studio.

4. tessuto lavorazione e sezionamento

  1. Rimuovere il tessuto da 4% PFA e posto in una cassetta con etichetta tessuto (Figura 3A). Imbottiture per l'uso, nella cassetta per garantire il tessuto mantengono il suo orientamento e rimane nel cassetto attraverso la fase di lavorazione (Figura 3B). Chiudere le cassette e immergere in etanolo al 70% fino a (da 24 a 72 h) di lavorazione del tessuto.
    1. BCA di processo e di altri tessuti raccolti per istologico ed immunofluorescenza colorazione come segue (esempio di procedura di routine durante la notte utilizza un processore con penetrazione vuoto): 10% neutra tamponata formalina per 30 min a temperatura ambiente (2x), 75% etanolo per 60 min a 30 ° C (1x), 90% di etanolo per 60 min a 30 ° C (1x), etanolo al 95% per 60 min a 30 ° C (1x), etanolo al 100% per 60 min a 30 ° C (3x), xilene per 60 min a 30 ° C (3 x) e cera di paraffina per 80 min a 62 ° C (3x).
  2. Incorporare BCA verticalmente, con la più vicina al lato di blocco (Figura 3C) dell'arco aortico.
  3. Tagliare il blocco di paraffina su un microtomo rotativo (10 µm di spessore) fino a raggiungere il tessuto incorporato.
  4. Una volta che il tessuto è visibile, è possibile esaminare una sezione al microscopio per determinare la posizione. Se l'arco aortico è ancora visibile, rimuovere fino a dieci 10 µm sezioni alla volta, esaminando una sezione a ogni intervallo.
  5. Quando l'arco aortico è stato sezionato attraverso e arteria brachiocefalica è visibile, regolare l'orientamento del blocco per posizionare il tessuto completamente perpendicolare alla lama del microtomo.
  6. Tagliare la BCA con uno spessore di sezione di 10 µm. A quel punto, tutte le sezioni sono raccolti in serie con tre sezioni per ogni diapositiva. Raccogliere fino a raggiungere la biforcazione succlavia (Figura 3D).
    Nota: È importante tagliare il BCA con uno spessore di sezione di 10 µm per acquisizione di immagini confocal successive z-stack e singola cella contando. Questo spessore permetterà la valutazione rigorosa e non cofounding dell'associazione tra un singolo nucleo e citoplasma o membrana colorazione però la profondità della sezione trasversale.

5. immunofluorescenza colorazione

Nota: Una completa caratterizzazione delle lesioni aterosclerotiche include la valutazione dei parametri morfologici e indici di stabilità della placca o di instabilità e di composizione cellulare che non sarà al centro del presente protocollo. Morfologia della lesione, il contenuto di collagene e intraplaque l'emorragia può essere analizzati da Movat7,17, percentuale rosso 7,31, Ter119 colorazione 7,18, rispettivamente. Qui, descriviamo il protocollo per analizzare la composizione cellulare delle lesioni.

  1. Incubare i vetrini nelle seguenti soluzioni a temperatura ambiente sotto una cappa chimica: xilene per 5 min (2x), etanolo al 100% per 5 min (2x), etanolo al 95% per 5 min (2x), etanolo al 70% per 5 min (2x) e H2O deionizzata (diH2O) per 5 min (x 2).
  2. Incubare i vetrini nella soluzione di smascheramento dell'antigene seguendo le istruzioni del produttore.
    1. Con acido citrico basato soluzione lo smascheramento dell'antigene (Vedi Tabella materiali), diluire 3 mL di soluzione in 320 mL di diH2O. Posizionare i vetrini in una colorazione serbatoio e riempire verso l'alto con la soluzione di recupero dell'antigene preparato.
    2. Riempire qualsiasi slot vuoti nel portavetrini con diapositive vuote per garantire anche il riscaldamento. Coprire il recipiente con un coperchio per consentire la soluzione di recupero dell'antigene a bollire senza evaporazione.
    3. I vetrini in un forno a microonde per 20 min a circa 675-700 watt di calore. Controllare le diapositive regolarmente e Sostituisci evaporato liquido con diH2O tale che le sezioni rimangono immersi in soluzione che smaschera in ogni momento.
    4. Lasciare i vetrini raffreddare in soluzione per 1 h a temperatura ambiente.
  3. Sciogliere 6 g di gelatina di pelle di pesce (FSG) in 1 L di PBS. PBS/FSG è usato come tampone di lavaggio. Preparare una soluzione bloccante del siero normale di 10% in PBS/FSG.
    Nota: Gelatina di pesce della pelle viene utilizzata nella preparazione di tampone bloccante. FSG non contiene proteine del siero che possono cross-reagiscono con gli anticorpi dei mammiferi, riducendo al minimo rumore di fondo. Tuttavia, altre opzione di blocco dovrebbe essere comodo con sistemi di rilevamento di biotina come FSG contiene biotina endogena. Il tipo di siero normale utilizzato è basato sull'anticorpo secondario utilizzato. Quando vengono utilizzati anticorpi secondari asino, siero equino normale deve essere selezionato per diluizioni di anticorpo e di blocco.
  4. Incubare i vetrini in PBS per 5 min a temperatura ambiente. Sezioni di tessuto di cerchio con una penna idrofobica. Coprire le sezioni con il tampone di bloccaggio del siero di PBS/FSG/normale per 1 h a temperatura ambiente. Preparare la soluzione di anticorpo primario nel siero normale/PBS/FSG durante questo passaggio, mentre i tessuti stanno bloccando.
  5. Incubare con gli anticorpi primari diluiti nel siero di PBS/FSG/normale durante la notte a 4 ° C in una camera umida. Una sezione per ogni diapositiva deve essere incubata con un mix di IgG anticorpi di controllo alla stessa concentrazione come gli anticorpi primari di controllo per la specificità dell'anticorpo primario.
  6. Lavare i vetrini come segue a temperatura ambiente: PBS/FSG per 5 min (3x), quindi PBS per 5 min (1x).
  7. Incubare con anticorpi secondari coniugati fluoroforo (Vedi Tabella materiali) e diamidino-2-phenylindole (DAPI) per nucleo colorazione di contrasto diluito nel siero di PBS/FSG/normale per 1 h a temperatura ambiente. Proteggere i vetrini dalla luce.
  8. Lavare i vetrini come descritto al punto 5.6.
  9. Montare le diapositive utilizzando mezzi di montaggio adatto per fluorescenza (Vedi Tabella materiali).

6. microscopio confocale

Nota: L'uso di un microscopio confocale e l'acquisizione di z-stack è fondamentale per il conteggio di cella singola.

  1. Impostare i parametri di acquisizione deve essere utilizzato in tutto lo studio: immagine ad alta risoluzione (1024 x 1024 o 2048 x 2048 pixel); Percorso ottico e numero di canali, che sono una funzione della combinazione di anticorpi secondari selezionati; velocità di scansione (consigliato a velocità di scansione: 7-8); e canale (DIC) contrasto differenziale di interferenza.
  2. Utilizzando sezioni macchiate con gli anticorpi primari e IgG Controllo, impostare la sensibilità del rilevatore, potenza laser e offset per ogni singolo canale. Il controllo di IgG è utilizzato per ridurre al minimo il segnale di fondo.
  3. Impostare le posizioni superiori e inferiori per l'acquisizione di z-stack. Predeterminare lo spessore e il numero di stack di acquisire. Questi parametri devono rimanere coerenti in tutto lo studio.
    Nota: Si consiglia di imaging 8 a 10 pile di 1 µm di spessore. Rimanere coerenti nel numero di pile imaged in tutto lo studio.
  4. Sezioni di immagine tessuto macchiato con gli anticorpi primari e IgG controllo per tutti i canali compresi DIC.
  5. Etichetta almeno un'immagine con una barra di scala per la calibrazione delle immagini durante il conteggio della singola cella.

7. singola cella contando

  1. Installare e aprire ImageJ. Se necessario, scaricare il plugin nella sezione Download > Input/Output della ImageJ sito Web per aprire il file di immagine generato a seconda del formato delle immagini generate dal microscopio confocale.
  2. Aprire il file di immagine in ImageJ.
  3. Calibrare l'immagine con una scala di riferimento barra utilizzando l'immagine generata nel paragrafo 6.6.
  4. Delineare l'area di interesse in cui Contiamo singola cella verrà eseguita utilizzando il canale DIC (Figura 4).
    Nota: Una regione può essere delineata in un momento. A seconda delle domande sperimentale, contiamo di singola cellula può essere eseguita nella zona intera lesione (vedere 7.3.1) e/o in un'ubicazione secondaria della lesione. Ad esempio, indagine sulla zona del cappuccio fibroso (Vedi 7.3.2) è particolarmente rilevante poiché la sua composizione cellulare è un indice importante della propensione di lesione alla rottura.
    1. Delineare l'area di lesione seguendo il confine di lumen (Figura 4A; frecce bianche) e la lamina elastica interna (Figura 4A; frecce gialle) visibile nell'immagine di DIC.
    2. Per l'analisi dell'area cappuccio fibroso, determinare il confine distante di 30 µm dal lume e traccia il confine ( Figura 4B-D).
      Nota: L'area di cappuccio fibroso è classicamente definita come la regione arricchita in cellule ACTA2 + e collagene garzare il lume (Figura 4B). L'arricchimento in ACTA2 + cella e collagene svolge un ruolo critico nella stabilità della lesione. Precedenti studi hanno determinato che le ACTA2 + cella ricca cappuccio fibroso medie zona uno spessore di 30 µm dal lume in SMC-lignaggio traccia ApoE- / - topi alimentati una dieta ad alta percentuale di grassi per 18 a 26 settimane (Figura 4C). Così, meticolosa caratterizzazione degli effetti della manipolazione genetica o trattamento farmacologico sulla composizione cellulare zona cappuccio fibroso è notevolmente rilevante.
  5. Aprire il pannello Strumenti di canali (Image > colore > canale strumenti) e macchiatura pseudo-colore i diversi canali (Figura 5A; 1 casella).
  6. Unire i canali di colore (Image > colore > Unisci colori) (Figura 5A; box 2). Tutti i canali devono essere visibili sull'immagine stessa (Figura 5B). Attivare e disattivare singoli canali di colore tramite il pannello di Strumenti canale (Figura 5A; 1 casella).
  7. Impostare lo strumento conteggio.
    1. Fare clic con il pulsante destro sull'icona nella barra degli strumenti conteggio (Figura 5C; box 1) e selezionare Lo strumento multi-punto.
    2. Fare doppio clic sulla stessa icona per aprire il pannello di Strumento punto (Figura 5C; casella 2).
    3. Selezionare il tipo e la dimensione degli elementi utilizzati per contare le celle.
    4. Verifica visualizzare tutto.
  8. Attivare il canale DAPI solo nel pannello Strumenti di canale e selezionare il canale del contatore 0 (Figura 5C; casella 3). Fare clic su diversi nuclei che saranno etichettati (ad es., giallo punti in Figura 5C-D). Z-stack di scorrimento per contare tutti i nuclei macchiati nella regione di interesse. Il numero degli eventi è indicato sotto il canale di contatore nel Punto strumento pannello (Figura 5C; casella 4).
  9. Girare su un altro canale di colorazione (ad es., colorazione eYFP). Selezionare il canale 1 del contatore. Fare clic su celle in cui c'è una colocalizzazione tra DAPI e colorazione. Per la macchiatura citoplasmica, selezionare le celle per con la macchiatura circonda il nucleo su tutta la profondità del nucleo (controllare diversi z-stack).
  10. Ripetere modificando la macchiatura combinazioni e selezionando nuovi canali di conteggio per contare le popolazioni delle cellule di interesse. Colore ogni puntino rappresenta una popolazione di cellule diverse(Figura 5). Risultati possono essere espressa come numero di cellule per numero totale di DAPI o numero di celle per regione area.

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Representative Results

Myh11- Cre/ERT2 R26R-EYFP Apoe- / - topi sono stati iniettati con tamoxifene tra sei e otto settimane di età prima di essere alimentati una dieta grassa alta. A 18 settimane della dieta grassa alta alimentazione, due gruppi di otto topi sono stati trattati settimanalmente con un anticorpo monoclonale anti-IL-1 β topo o un controllo di IgG isotipo-pari a 10 mg/kg per 8 settimane (Figura 1)7. Topi sono stati sacrificati ed irrorati con una soluzione di PFA-PBS del 4%. Brachiocefalica arterie sono state sezionate, elaborate e sezionate come descritto in precedenza (Figura 2 e Figura 3).

Dopo la macchiatura immunofluorescente con anticorpi targeting il lignaggio traccia reporter (YFP) e marcatori fenotipici (ACTA2, LGALS3, RUNX2), uno spessore di 8-10 µm del BCA sezioni trasversali era imaged utilizzando un microscopio confocale. Immagini di ogni colorazione individuale, DAPI (macchiatura nucleare) e DIC sono state acquisite. Delineazione delle regioni di interesse per singola cella conteggio (lesione, cappuccio fibroso) è stato effettuato usando immagini DIC (Figura 4). Singola cella conteggio per determinare l'abbondanza di diverse popolazioni di SMC-derivato è stato effettuato usando ImageJ (Figura 5).

Presentiamo due rappresentative macchiatura immunofluorescente e contando singola valutazione dell'effetto di inibizione di IL-1 β su composizione cellulare nelle lesioni aterosclerotiche avanzate. In primo luogo, la macchiatura è stato fatto per la SMC lignaggio traccia reporter YFP, il marcatore SMC ACTA2 e l'indicatore del macrofago LGALS3 nelle sezioni trasversali in due punti diversi del BCA (480 µm e 780 µm dall'arco aortico) (Figura 6). Sono state eseguite analisi conteggio unicellulare della regione del cappuccio fibroso di questi cross-section e sono state rilevate differenze notevoli nella composizione cellulare del cappuccio fibroso tra topi trattati con l'anticorpo anti-IL-1 β e topi trattati con il pari dell'isotipo IgG Controllo (Figura 6A). L'inibizione di IL-1 β è stato associato con una diminuzione in YFP + SMC e un aumento in cellule di LGALS3 + (Figura 6B). Per quanto riguarda i fenotipi delle popolazioni di SMC, è stata osservata una diminuzione del numero di YFP + ACTA2 + SMC, mentre il numero relativo di macrofagi derivati SMC (YFP + LGALS3 +) è stata aumentata significativamente in entrambi i luoghi BCA (Figura 6C).

Infine, abbiamo studiato l'effetto di inibizione di IL-1 β sulla transizione fenotipica SMC nelle cellule chondrogenic. Questa transizione fenotipica è un driver importante di calcificazione vascolare, delle principali caratteristiche di aterosclerosi in ritardo-fase14,32,33. Sezioni trasversali BCA sono state macchiate per la SMC lignaggio traccia reporter YFP, il marcatore osteochondrogenic RUNX2 e l'indicatore del macrofago LGALS3 (Figura 7A). L'abbondanza e l'origine delle cellule condrogenica RUNX2 + sono stati caratterizzati all'interno dell'area di lesione nei nostri due gruppi sperimentali. Abbiamo trovato che l'inibizione di IL-1 β non ha impatto il numero complessivo delle cellule RUNX2 + all'interno della lesione, né la proporzione di SMC-derivato (YFP + RUNX2 +) e macrofago-derivata (YFP-LGALS3 + RUNX2 +) cellule condrogenica (Figura 7B).

Figure 1
Figura 1 : Studi di intervento nel muscolo liscio delle cellule topi di lignaggio traccia. (A) rappresentazione schematica della Myh11- Cre/ERT2 R26R-EYFP Apoe- / - tamoxifen-inducible SMC specifico lignaggio traccia modello del topo. Il trattamento con il tamoxifene induce ricombinazione del locus R26R-YFP e l'asportazione di un codone di arresto e l'espressione permanente di YFP da SMC. (B) schema di intervento studia in cui Myh11- Cre/ERT2 R26R-EYFP Apoe- / - topi alimentati una dieta occidentale per 18 settimane sono state iniettate settimanalmente con l'anticorpo di IL-1 β o un anticorpo di controllo IgG isotipo-abbinato ad una concentrazione di 10 mg / kg per 8 settimane. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2 : La dissezione dell'arteria brachiocefalica. (A) schema di una gravità guidato sistema di perfusione. Il sistema è impostato a una precisa altezza permettendo di aspersione a pressione vicino la pressione sanguigna sistolica media nei topi. La pressione varia leggermente con altezza di volume come liquido viene utilizzato durante l'aspersione tra altezza h1 e h2. (B) equazione per il calcolo della pressione di fluidi statici e determinazione dell'altezza di raggiungere una pressione di aspersione uguale alla C57Bl6 mouse di pressione sanguigna sistolica media. (C) immagini dell'aorta prossimale e ramificazione delle arterie in C57Bl6 alimentato una dieta del cibo (foto a sinistra) ed Apoe- / - mouse alimentati una dieta grassa alta per 26 settimane (foto a destra). L'asterisco indica la presenza di lesioni aterosclerotiche. (D) schema dell'aorta prossimale e arterie ramificazione. Le frecce rosse rappresentano i tagli per l'isolamento della carotide destra e dell'arteria brachiocefalica isolamento e numeri indicano l'ordine dei tagli. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3 : Lavorazione del tessuto, l'incorporamento e sezionamento. Fotografia (A) di una cassetta incasso con tessuto BCA. BCA è posizionato su un rilievo di gomma piuma. Zoom-in (B) del BCA posizionato sul rilievo di gomma piuma. BCA è orientata con l'arco aortico vicino alla parte dell'etichetta della cassetta e la carotide raddrizzato verticalmente. Barra della scala: 1 cm. Schema (C) di paraffina blocco dopo l'incorporamento dell'arteria brachiocefalica. (D) schema di diapositive seriale con sezioni di serie di 10 µm di spessore con indicazione della distanza dall'arco aortico. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4 : Delineazione della lesione aterosclerotica e dell'area del cappuccio fibroso. (A) rappresentante micrografie di DIC immagine lesione aterosclerotica dell'arteria brachiocefalica sezioni trasversali da Myh11- Cre/ERT2 R26R-EYFP Apoe- / -. Il luminal e i bordi della lamina elastica interna sono localizzati di bianco e giallo frecce, rispettivamente (pannello di sinistra). La zona di lesione è delimitata da una barra di scala linea tratteggiata (pannello di destra): 100 µm. (B) rappresentante micrografie di DIC e ACTA2 colorazione. Doppia testa frecce indicano lo spessore della ACTA2 colorazione all'interno dell'area sottostante il lume che definisce l'area di cappuccio fibroso. (C) quantificazione di viaggiammo ACTA2+ spessore in Myh11- Cre/ERT2 R26R-EYFP Apoe- / - ha alimentato una dieta ad alta percentuale di grassi per 18, 21 e 26 settimane. Utilizzando questo ceppo di topi, il cappuccio fibroso ha uno spessore medio di 25-30 µm in lesioni aterosclerotiche di anticipo. I risultati sono espressi come media ± SEM. (D) delineazione di una zona di protezione fibrosa spessa 30 µm fisso per singola cella conteggio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 5
Figura 5 : Conta cellulare unico usando ImageJ. Cattura schermo che illustra i passaggi principali di singola cella contando con ImageJ sulle immagini acquisite mediante microscopia confocale. Canale (A) ogni colorazione individuale e individuale z-stack sono visibili mediante lo scorrimento di c: e z: barre nella parte inferiore dell'immagine. Canali di colorazione sono pseudo-colorate utilizzando il pannello di canale (1) canali di colorazione (YFP, LGALS3, ACTA2, DAPI per la macchiatura nucleare e DIC) vengono uniti utilizzando il pannello di tipo Merge canale (2). (B) risultati del canale fusione per YFP, LGALS3, ACTA2, DAPI e DIC. (C) nucleo di conteggio basata su DAPI che macchia usando l'icona Counting (1) e il pannello di strumento punto (2). Un contatore diverso canale viene utilizzato per ogni popolazione cellulare (3). Il numero di eventi contato è indicato sotto il canale di contatore (4). Rettangolo bianco: regione allargata a destra. (D) immagine rappresentativa della singola cella conteggio all'interno dell'area del cappuccio fibroso (linea tratteggiata) per più popolazioni di cellule compreso DAPI (punti gialli), cellule YFP+ (punti rosso magenta), YFPLGALS3+ cellule (punti azzurri), YFP+LGALS3+ cellule (puntini arancioni), YFP+ACTA2+ cellule (punti verdi) e ACTA2 YFP+ cellule (puntini blu scuri). Rettangolo bianco: regione allargata a destra. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 6
Figura 6 : Caratterizzazione degli effetti di inibizione di IL-1 β sulla composizione cellulare dell'area cappuccio fibroso presso due sedi distinte di BCA del lignaggio SMC traccia topi Apoe-/-. (A) BCA sezioni 480 µm e 780 µm dall'arco aortico da topi trattati con l'anticorpo di IL-1 β o il controllo di IgG come mostrato nella Figura 1 sono state macchiate per YFP, LGALS3, e DAPI (macchiatura nucleare) e la sezione era imaged da DIC. Canali di immunofluorescenza sono stati fusi (in basso a destra pannelli). Le linee tratteggiate delineano le regioni del cappuccio fibroso. Scala bar: 100 µm. (B) singola cella conteggio rivela che l'inibizione di IL-1 β è associato con una diminuzione significativa in cellule di YFP+ e un aumento in LGALS3+ cellule all'interno dell'area del cappuccio fibroso. C) all'interno di the YFP+ cell popolazione, una diminuzione in YFP+ACTA2+ e un aumento di YFP+LGALS3+ popolazioni sono osservati. I risultati sono espressi come media ± SEM. Statistical analysis: spaiati t-prova multipla. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 7
Figura 7 : Effetto di inibizione di IL-1 β sul numero di RUNX2 + chondrogenic delle cellule con le lesioni aterosclerotiche avanzate. A) BCA sezioni trasversali sono macchiate per YFP, LGALS3, RUNX2 e DAPI (macchiatura nucleare), e tutti i canali sono stati fusi (pannelli in basso). Le linee tratteggiate delineano l'area di lesione. Scala bar: 100 µm. B) singola cella contando dimostra che l'inibizione di IL-1 β non effetti il numero totale di RUNX2+ cellule all'interno della lesione né la proporzione di RUNX2+ cellule da origine SMC (YFP+RUNX2+; YFP+LGALS3+RUNX2+) e origine mieloide (YFPLGALS3+RUNX2+). I risultati sono espressi come media SEM. Statistical analysis: spaiati t-prova multipla. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Discussion

Nonostante decenni di ricerca e progressi tecnici nello studio della aterosclerosi, il campo ha una storia deludente di tradurre le scoperte scientifiche a terapie cliniche34,35. Questo fenomeno può essere spiegato in parte dalle discrepanze in modelli animali, disegni sperimentali e analisi della lesione. Qui, descriviamo una pipeline sperimentale che abbiamo usato per analizzare la composizione cellulare in lesioni aterosclerotiche avanzate utilizzando lignaggio traccia topi7. Questo metodo consente una ricerca meticolosa del mapping di destino delle cellule e la fenotipizzazione, che sono parametri chiave controllati da meccanismi potenziali a gioca nelle lesioni aterosclerotiche avanzate.

Il modello di mouse SMC-lignaggio traccia è un potente strumento per monitorare con precisione il destino e fenotipiche modulazioni di questo lignaggio e il loro contributo alla patogenesi di aterosclerosi. Il sistema Cre-loxP tamoxifen-viscoelastico consente etichettatura di maturo SMC vascolare esprimendo MYH11 prima dell'inizio di aterosclerosi. Utilizzando questo sistema la prova coercitiva ha dimostrato che le placche aterosclerotiche sono altamente plastiche e SMC vascolare può subire commutazione fenotipica, perdendo il loro fenotipo contrattile e marcatori SMC-specifici, proliferazione, migrazione e persino transdifferentiating in macrofago-come le cellule17,18. Nel presente protocollo, mostriamo come lignaggio-analisi rilevamento e macchiatura immunofluorescente per gli indicatori di interesse può essere integrata per determinare precisamente transizioni fenotipiche intraprese da SMC e loro frequenza relativa tra altre popolazioni di SMC.

Questa metodologia è altamente complementare con altri dosaggi frequentemente eseguite nel campo. In primo luogo, la valutazione dell'onere di lesione aterosclerotica di face it preparazione aortica combinato con lipidi colorazione di Sudan IV è ampiamente usato grazie alla sua convenienza e velocità. Tuttavia, questo è una misura inadeguata dei principali parametri morfologici come dimensione della lesione, dimensioni del lume e vaso rimodellamento. Macchiatura di face it aortica preparazione da Sudan IV di visualizzare deposizione lipidica può essere utilizzato per quantificare l'area relativa della lesione all'interno dell'aorta, ma può fornire incoerente la macchiatura delle lesioni, come solo il componente di lipidi neutri è visualizzata mentre regioni occupate dagli altri costituenti, ad esempio la matrice extracellulare, di solito sono trascurate8. Inoltre, macchiatura face it è in grado di informare circa la morfologia della lesione e non distingue tra strisce grasse e le lesioni avanzate. Morfologia del vaso è un importante parametro utilizzato per valutare il rischio di rottura e fase aterosclerosi, tra cui la dimensione della lesione, diametro del lume, nave rimodellamento7,36,37. Queste analisi richiedono la conservazione della morfologia dell'imbarcazione per la corretta quantificazione. D'importanza, protocolli per le indagini di parametri morfologici si sovrappongono notevolmente con il protocollo dettagliato qui. In particolare, si basano sull'uso di un sistema di perfusione vascolare gravità per PBS e perfusione fissativo per fornire una maggiore coerenza della pressione applicata. Il sistema di gravità infiltrazione garantisce un flusso costante velocità e pressione tra ogni mouse indipendenti e previene l'incoerenza di aspersione di forza-driven manuale tra esperimenti indipendenti o ricercatori. Il sistema di perfusione di gravità dovrebbe essere impostare per indurre la perfusione a pressione vicino la media pressione sanguigna murina (70-120 mmHg). In secondo luogo, abbiamo fornito un metodo standardizzato e sistematico di incorporamento e sezionamento per arteria brachiocefalica. Definendo il sito iniziale di sezionamento e quantificare la zona di lesione in più posizioni in tutta l'arteria brachiocefalica, possiamo limitare la variazione casuale che viene fornito con campione limitato.

Citometria a flusso è un'altra tecnica altamente complemento con macchiatura immunofluorescente accoppiato con singola cella contando che è stato ampiamente utilizzata nella quantificazione di popolazioni di cellule all'interno di lesioni aterosclerotiche38. Si compone di digestione dell'aorta del mouse e l'etichettatura delle cellule rilasciate con anticorpi fluorescenti. Citometria a flusso offre un'analisi quantitativa delle popolazioni cellulari presenti nell'aorta. Tuttavia, come tutte le tecnologie, citometria a flusso ha limitazioni. Nonostante il vantaggio distinto di montare una vasta gamma di marcatori simultanei, c'è una completa perdita di risoluzione spaziale, e diventa poco chiaro se una popolazione delle cellule è arricchita nel cappuccio fibroso o il nucleo necrotico. Inoltre, esiste un rischio di effetto di diluizione, poiché richiede un numero elevato di celle di citometria a flusso e spesso non si concentra solo su aree aterosclerotiche. Per questo motivo, immunofluorescenza e citometria a flusso può essere utilizzati in maniera complementare per consentire analisi dimensionale alta e localizzazione della lesione.

Infine, il protocollo è focalizzato sulla quantificazione delle popolazioni di SMC in BCA avanzata lesione utilizzando sezioni di tessuto paraformaldeide-fisso e paraffina-incastonato. Tuttavia, questo protocollo consente di indagare altri letti vascolari tra cui la radice aortica o dell'aorta addominale, due territori vascolari soggette allo sviluppo di aterosclerosi. Elaborazione sistematica e di sezionamento della radice aortica sono stati precedentemente descritta bene8,39. Come l'aterosclerosi si sviluppa in luoghi diversi e tale manipolazione genetica o intervento terapeutico non omogeneamente possa avere un impatto questi siti21, è importante studiare come molti letti vascolari come possibile trarre conclusioni precise. Macchiatura immunofluorescente e contiamo di singola cellula può essere eseguite anche utilizzando sezioni congelate. Questo potrebbe essere necessario a causa dell'incompatibilità degli anticorpi con sezioni della paraffina. Anche se l'animale di aspersione e inclusione di tessuti differiscono da questo protocollo, gli investigatori possono seguire il resto delle procedure sperimentali descritte qui.

In conclusione, le tecniche descritte qui muta un approccio sistematico all'analisi di popolazioni di cellule di lesione e fenotipi in ritardo-fase murino aterosclerosi. Questo protocollo può servire come modello per studiare le popolazioni di lesione dalla macchiatura immunofluorescente in tutti i tipi di disegno sperimentale compreso aterosclerosi precoce e stadio avanzato, come pure gli studi di prevenzione e di intervento.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Acknowledgments

Ringraziamo il centro per l'Imaging biologico (supportato da NIH 1S10OD019973-01) presso l'Università di Pittsburgh per la loro assistenza. Questo lavoro è stato supportato da è supportato da Scientific Development Grant 15SDG25860021 dall'associazione americana del cuore di r.a.b. D.G. è stata sostenuta dal NIH concedere F30 HL136188.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
16% Paraformaldehyde aqueous solution Electron Microscopy Sciences RT 15710 Tissue perfusion and fixation
23G butterfly needle Fisher BD367342
25G needle Fisher 14-821-13D 
A1 Confocal microscope Nikon Confocal microscope
ACTA2-FITC antibody (mouse) Sigma Aldrich F3777 Primary Antibody
Alexa-647 anti goat Invitrogen A-21447 Secondary antibody
Antigen Unmasking solution, Citric acid based Vector Labs H-3300 Antigen retrieval solution
Chow Diet Harlan Teklad TD.7012
Coverslip Fisher 12-544-14 Any 50 x 24 mm cover glass
DAPI (4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride) Invitrogen D1306 Nucleus fluorescent counterstaining
Donkey Alexa-488 anti-rabbit Invitrogen A-21206 Secondary antibody
Donkey Alexa-555 anti-rat Abcam ab150154 Secondary antibody
DPBS 10X without Calcium and Magnesium Gibco 14200166 PBS for solution dilutions and washes. Dilute to 1x in deionized water
Embedding cassette Fisher 15-182-701D
ETDA vacuum tube Fisher 02-685-2B
Ethanol 200 proof Decon 2701
Foam pad Fisher 22-222-012
Gelatin from cold water fish skin Sigma Aldrich G7765
GFP antibody (goat) abcam ab6673 Primary antibody
goat IgG control Vector Labs I-5000 IgG control
High Fat Diet Harlan Teklad TD.88137
ImageJ NIH Computer program https://imagej.nih.gov/ij/ 
LGALS3 antibody (rat) Cedarlane CL8942AP Primary antibody
LSM700 confocal microscope Zeiss Confocal microscope
Microscope Slides, Superfrost Plus Fisher 12-550-15
Microtome blades Fisher 30-538-35
Mouse IgG control Vector Labs I-2000 IgG control
NIS element imaging software Nikon Imaging software for z-stack image acquisition
Normal Horse serum Sigma Aldrich H1270
Pap Pen Fisher 50-550-221
Peanut oil Sigma P2144
Prolong gold Antifade mountant Invitrogen P36930 Mounting medium 
Rabbit IgG control Vector Labs I-1000 IgG control
Rat IgG control Vector Labs I-4000 IgG control
RUNX2 antibody (rabbit) Abcam ab192256 Primary Antibody
Syringe BD 309628 1 ml syringe
Tamoxifen Sigma T5648
Xylene Fisher X55K-4
Zen imaging software Zeiss Imaging software for z-stack image acquisition

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References

  1. GBD DALYs and HALE Collaborators. Global, regional, and national disability-adjusted life-years (DALYs) for 315 diseases and injuries and healthy life expectancy (HALE), 1990-2015: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2015. Lancet. 388, (10053), 1603-1658 (2016).
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2018 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 137, (12), 67-92 (2018).
  3. Hay, M., Thomas, D. W., Craighead, J. L., Economides, C., Rosenthal, J. Clinical development success rates for investigational drugs. Nature Biotechnology. 32, (1), 40-51 (2014).
  4. Bhaskar, V., et al. Monoclonal antibodies targeting IL-1 beta reduce biomarkers of atherosclerosis in vitro and inhibit atherosclerotic plaque formation in Apolipoprotein E-deficient mice. Atherosclerosis. 216, (2), 313-320 (2011).
  5. Isoda, K., et al. Lack of interleukin-1 receptor antagonist modulates plaque composition in apolipoprotein E-deficient mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 24, (6), 1068-1073 (2004).
  6. Kirii, H., et al. Lack of interleukin-1beta decreases the severity of atherosclerosis in ApoE-deficient mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 23, (4), 656-660 (2003).
  7. Gomez, D., et al. Interleukin-1β has atheroprotective effects in advanced atherosclerotic lesions of mice. Nature Medicine. 24, 1418-1429 (2018).
  8. Daugherty, A., et al. Recommendation on Design, Execution, and Reporting of Animal Atherosclerosis Studies: A Scientific Statement From the American Heart Association. Circulation Research. 121, (6), 53-79 (2017).
  9. Baylis, R. A., Gomez, D., Owens, G. K. Shifting the Focus of Preclinical, Murine Atherosclerosis Studies From Prevention to Late-Stage Intervention. Circulation Research. 120, (5), 775-777 (2017).
  10. Kolodgie, F. D., et al. Pathologic assessment of the vulnerable human coronary plaque. Heart. 90, (12), 1385-1391 (2004).
  11. Virmani, R., Kolodgie, F. D., Burke, A. P., Farb, A., Schwartz, S. M. Lessons from sudden coronary death: a comprehensive morphological classification scheme for atherosclerotic lesions. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20, (5), 1262-1275 (2000).
  12. Gomez, D., Owens, G. K. Smooth muscle cell phenotypic switching in atherosclerosis. Cardiovascular Research. 95, (2), 156-164 (2012).
  13. Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease. Physiological Reviews. 84, (3), 767-801 (2004).
  14. Speer, M. Y., et al. Smooth muscle cells give rise to osteochondrogenic precursors and chondrocytes in calcifying arteries. Circulation Research. 104, (6), 733-741 (2009).
  15. Gomez, D., Shankman, L. S., Nguyen, A. T., Owens, G. K. Detection of histone modifications at specific gene loci in single cells in histological sections. Nature Methods. 10, (2), 171-177 (2013).
  16. Feil, S., et al. Transdifferentiation of vascular smooth muscle cells to macrophage-like cells during atherogenesis. Circulation Research. 115, (7), 662-667 (2014).
  17. Shankman, L. S., et al. KLF4-dependent phenotypic modulation of smooth muscle cells has a key role in atherosclerotic plaque pathogenesis. Nature Medicine. 21, 628 (2015).
  18. Cherepanova, O. A., et al. Activation of the pluripotency factor OCT4 in smooth muscle cells is atheroprotective. Nature Medicine. 22, 657 (2016).
  19. Albarran-Juarez, J., Kaur, H., Grimm, M., Offermanns, S., Wettschureck, N. Lineage tracing of cells involved in atherosclerosis. Atherosclerosis. 251, 445-453 (2016).
  20. Chappell, J., et al. Extensive Proliferation of a Subset of Differentiated, yet Plastic, Medial Vascular Smooth Muscle Cells Contributes to Neointimal Formation in Mouse Injury and Atherosclerosis Models. Circulation Research. 119, (12), 1313-1323 (2016).
  21. Newman, A. A., et al. Irradiation abolishes smooth muscle investment into vascular lesions in specific vascular beds. JCI Insight. 3, (15), (2018).
  22. Dobnikar, L., et al. Disease-relevant transcriptional signatures identified in individual smooth muscle cells from healthy mouse vessels. Nature Communications. 9, (1), 4567 (2018).
  23. Misra, A., et al. Integrin beta3 regulates clonality and fate of smooth muscle-derived atherosclerotic plaque cells. Nature Communications. 9, (1), 2073 (2018).
  24. Majesky, M. W., et al. Differentiated Smooth Muscle Cells Generate a Subpopulation of Resident Vascular Progenitor Cells in the Adventitia Regulated by Klf4. Circulation Research. 120, (2), 296-311 (2017).
  25. Herring, B. P., Hoggatt, A. M., Burlak, C., Offermanns, S. Previously differentiated medial vascular smooth muscle cells contribute to neointima formation following vascular injury. Vascular Cell. 6, 21 (2014).
  26. Sheikh, A. Q., Misra, A., Rosas, I. O., Adams, R. H., Greif, D. M. Smooth muscle cell progenitors are primed to muscularize in pulmonary hypertension. Science Translational Medicine. 7, (308), (2015).
  27. Bentzon, J. F., Majesky, M. W. Lineage tracking of origin and fate of smooth muscle cells in atherosclerosis. Cardiovascular Research. 114, (4), 492-500 (2018).
  28. Wirth, A., et al. G12-G13-LARG-mediated signaling in vascular smooth muscle is required for salt-induced hypertension. Nature Medicine. 14, (1), 64-68 (2008).
  29. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. American Journal of Hypertension. 14, (5), Pt 1 405-408 (2001).
  30. Whitesall, S. E., Hoff, J. B., Vollmer, A. P., D'Alecy, L. G. Comparison of simultaneous measurement of mouse systolic arterial blood pressure by radiotelemetry and tail-cuff methods. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 286, (6), 2408-2415 (2004).
  31. Durgin, B. G., et al. Smooth muscle cell-specific deletion of Col15a1 unexpectedly leads to impaired development of advanced atherosclerotic lesions. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 312, (5), 943-958 (2017).
  32. Durham, A. L., Speer, M. Y., Scatena, M., Giachelli, C. M., Shanahan, C. M. Role of smooth muscle cells in vascular calcification: implications in atherosclerosis and arterial stiffness. Cardiovascular Research. 114, (4), 590-600 (2018).
  33. Lin, M. E., et al. Runx2 Deletion in Smooth muscle Cells Inhibits Vascular Osteochondrogenesis and Calcification but not Atherosclerotic Lesion Formation. Cardiovascular Research. (2016).
  34. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving Bioscience Research Reporting: The ARRIVE Guidelines for Reporting Animal Research. PLoS Biology. 8, (6), 1000412 (2010).
  35. Landis, S. C., et al. A call for transparent reporting to optimize the predictive value of preclinical research. Nature. 490, (7419), 187-191 (2012).
  36. Nishioka, T., et al. Contribution of inadequate compensatory enlargement to development of human coronary artery stenosis: An in vivo intravascular ultrasound study. Journal of the American College of Cardiology. 27, (7), 1571-1576 (1996).
  37. Pasterkamp, G., et al. Paradoxical Arterial-Wall Shrinkage May Contribute to Luminal Narrowing of Human Atherosclerotic Femoral Arteries. Circulation. 91, (5), 1444-1449 (1995).
  38. Galkina, E., et al. Lymphocyte recruitment into the aortic wall before and during development of atherosclerosis is partially L-selectin dependent. The Journal of Experimental Medicine. 203, (5), 1273-1282 (2006).
  39. Venegas-Pino, D. E., Banko, N., Khan, M. I., Shi, Y., Werstuck, G. H. Quantitative analysis and characterization of atherosclerotic lesions in the murine aortic sinus. Journal of Visual Experiments. (82), 50933 (2013).

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