מודל מפרה קליני לחקר איסכמיה-reperfusion פציעה במיקרו-כירורגיה משחזרת

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

כאן, אנו מתארים מודל טרום קליני בעלי חיים ללמוד את הפתופסולוגיה של פציעה איסכמיה-reperfusion בניתוח מיקרו-מיחזור. זה מודל העור חינם המודל מבוסס על כלי שטחית caudal האפיקיבה בחולדה עשויה גם לאפשר הערכה של טיפולים שונים תרכובות לנטרל את איסכמיה-reperfusion נזק הקשורות לפציעה.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Ballestín, A., Casado, J. G., Abellán, E., Vela, F. J., Campos, J. L., Martínez-Chacón, G., Bote, J., Blázquez, R., Sánchez-Margallo, F. M. A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery. J. Vis. Exp. (153), e60292, doi:10.3791/60292 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

איסכמיה-reperfusion פציעה היא הגורם העיקרי של כישלון הכנף בניתוח מיקרו-מיחזור. החולדה היא מודל בעלי חיים טרום קלינית המועדפת בתחומים רבים של מחקר ביו בשל העלות שלה-יעילות והתרגום שלה לבני אדם. פרוטוקול זה מתאר שיטה כדי ליצור מודל טרום קליני העור חינם בחולדות עם פציעה reperfusion איסכמיה. המתואר 3 ס מ x 6 ס מ העור חינם הדגם העיצוב מקבל בקלות לאחר מיקום של מספר ליגטורות כלי הדם ואת החלק של העוקץ כלי הדם. אז, 8 שעות לאחר להעליב את האיסכמי והשלמת החיבור המיקרו כירורגי, העור בחינם מפתחת את הנזק לרקמות. אלה reperfusion איסכמיה נזקים הקשורים נזק ניתן ללמוד במודל זה, מה שהופך אותו מודל מתאים להערכת סוכנים טיפוליים לטפל בתהליך פתופסולוגי זה. יתרה מזאת, שתי טכניקות ניטור עיקריות מתוארות בפרוטוקול להערכת דגם בעלי חיים זה: טכנולוגיית אולטרסאונד לזמן מעבר וניתוח ניגודיות מיוחד לייזר.

Introduction

מיקרו-כירורגיה הפכה לטכניקה כירורגית נפוצה לשיקום המאפשר התערבויות (למשל, העברות רקמות חינם) כדי לשחזר מומים מורכבים ברקמות, המטע של הגפיים הקטופות, ואפילו השתילת רקמות מרוכבות.

שחזורים מיקרו-כירורגיים הם אידיאליים עבור מגוון רחב של פגמים הנגרמים על ידי פציעות טראומטיות, כוויות או מקטעים אונלוגיים. עם זאת, יש אחוז נמוך של כישלון המדף בחינם, ביניהן reperfusion-איסכמיה (I/R) פציעה היא אחד הגורמים האחראיים העיקריים. כל הרקמות המועברות בניתוח מיקרו לסבול תקופה הכרחית של איסכמיה ואחריו reperfusion. תקופה זו של איסכמיה העיקרי היא בדרך כלל נסבל היטב; לפיכך, שיעור ההצלחה של הליכים מיקרו כירורגיים חורג 90%1,2. עם זאת, רק 63.7% של כנפיים הדורשות תיקון כירורגי ניתן לשמור לחלוטין3. בנוסף, במקרים של המטע החדש של פציעות האצבע, שיעור ההצלחה הוא 66%4; ובמקרים של השתלת רקמה מורכבת הסובל מפציעה i/r, אחוזי דחייה מוגברים מאז פציעת הi/rמפעילה חסינותמולדת 5,6.

לכן, המחקר של תופעה זו פתופסולוגית הוא עניין. דגמי בעלי חיים חיוניים לחקירת מנגנונים פיזיולוגיים והערכת טיפולים חדשניים לפני שניתן להחילם על בני אדם7. אנטומיה של הספינה ואת הדמיון הפיזיולוגי בין חולדות לבני אדם להפוך חולדות מודל אידיאלי לחקירה של תהליכים ביולוגיים כמו פציעה I/R.

כאן, אנו מציגים פרוטוקול מפורט להקמת מודל העור בחינם מדגם עם פציעת I/R, כמו גם אפשרויות שונות עבור הערכות פנים ושלאחר הניתוח. המטרה הכוללת של שיטה זו היא לתאר מודל טרום קליני שימושי ללמוד פציעה I/R וטיפולים אפשריים כדי להפחית את הנזקים הקשורים.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

כל ההליכים נערכו בהתאם לוועדה אתית של האיז Usón כירורגיה פולשנית מרכז והנחיות הרווחה של הממשלה האזורית המבוססים על חקיקה אירופית.

1. הכנה פרכירורגית וכירורגית

  1. חולדות בית Wistar במשקל 290 – 350 g בכלובים ב 22 – 25 ° צ' עם גישה חופשית למזון ולמים. Acclimate במשך שבוע לפני הניתוח כדי למנוע בעיות המושרה לחץ.
  2. מניחים חולדה בתא אינדוקציה הרדמה, לספק 5 דקות של חמצן (0.5-1 L/דקות), ולהשתמש מכשיר אידוי כדי לספק 5% סקופאנה כדי לגרום להרדמה.
  3. תוציא את העכברוש מהחדר. ברגע שההרדמה מושרה מניחים את מסיכת האינהלציה על החולדה ומספקים קצב זרימה של 2% סבלאנה כדי לשמור על ההרדמה. בדוק את חוסר התגובה לצביטה בבוהן.
  4. השתמש משחה הגנה עין כדי למנוע ייבוש ונזק הקרנית.
  5. נטר את בעל החיים בהרדמה כללית כדלקמן: מקום מד חום רקטלי (35.9 – 37.5 ° c), לבדוק את צבע קרום רירי, ומיקום אוקסימטר מכרסם הדופק כדי לבדוק את הרוויה O2 (> 95%) וקצב הלב (250 – 450 bpm).
  6. השתמש בתמיכה בחום (כריות חימום חשמלי או שמיכות מים במחזור) כדי למנוע היפותרמיה ולשפר התאוששות הרדמה פוסט פרוצדורליים.
  7. להזריק 5 מ ל של תמיסת מלוחים העורית חם תת עורי כדי לשמור על החות הנכונה.
  8. לספק תרופות משכך כאבים ואנטי דלקתיות (מלוקסיאם 1 מ"ג/ק"ג/יום) ואנטיביוטיקה מניעתי (enrofloxacin 7.5 mg/ק"ג/יום) תת-עורי לפני ההליך ובמשך 5 ימים הפוסט.
  9. גלח את שטחי הבטן והחיים של החיה.
  10. החל povidone אקטואלי-יוד, ואחריו 70% אתנול. כסו את החיה. עם כיסוי סטרילי

2. חינם עור כנף ניתוח מודל

  1. באמצעות סמן כירורגי, לצייר 3 ס"מ x 6 ס מ כנף התאמת אחד 6 ס מ הצדדים עם הבטן באמצע הקו. הבא, לעשות חתך העור 6 ס מ על קו האמצע של הבטן ושני שני חתכים הניצב 3 ס"מ בחלק העליון והתחתון של החתך 6 ס מ באמצע.
  2. כדי להתחיל לבתר את הכנף המתוכננת 3 ס"מ x 6 ס מ העור, להשתמש במספריים מלקחיים Adson להעלות את הכנף (ולא אזמל) בשל התנועה של העור.
  3. בעדינות למשוך את הכנף מאזור הגולגולת לכיוון אזור caudal כדי לעזור עם הניתוח ולזהות את מוקפת ברקמת החיבור שופע רופף.
  4. לנתח את הכנף מבלי לגעת בו או לתפוס את האדואדטיה מעט ככל האפשר כדי למנוע פגיעה בקיר כלי הקיבול.
  5. השתמש 8/0 התפרים ניילון כדי לעקוף על ידי ליגטורות כלי הירך האבודל הטוב ביותר, לרוחב כלי הירך, ואת כלי saphenous. ובכך, הפרזיה של הכנף מסופק על ידי עורק הירך וממשיך ישירות דרך העורק השטחי האפידלי השטחית, בעוד שניקוז הורידים מבוצע על ידי הווריד השטחי האפידלי השטחית לכיוון וריד הירך.
  6. הדק את כלי הדם ולאחר מכן גזור אותו כדי להתחיל את תקופת איסכמיה 8 h. במהלך ההליך להשתמש שמיכות חשמליות כדי לשמור על טמפרטורה. שתי זריקות של 5 מ ל חם (25 ° c) 0.9% תמיסת מלח הם מנוהלים תת-עורי. המינהל הראשון מבוצע 2 שעות לאחר תחילת ההליך; והשניה בסוף ההליך להשגת החלמה נכונה של בעל החיים.
  7. השתמש בתמיסת המלח heparinized (100 U/mL) כדי להפעיל את הכנף ולהסיר את הדם הקפואה מן המיקרו מחזור.
  8. השתמש 10/0 התפרים ניילון לבצע מיקרו כירורגי.
  9. לאחר 8 שעות של איסכמיה, לבצע מחדש את הכנף על ידי הסרת מהדק מיקרוכלי דם ולבדוק את הפנסיה כלי הדם כמתואר להלן.

3. הערכה מבצעית

  1. ביצוע מבחן הפנסיה ידני (מבחן ריק ומילוי) עבור הווריד והעורק. כדי לעשות זאת, להשתמש בשני מלקחיים מיקרוכירורגית, למקם אותם באמצע החיבור ולבצע את החליבה. שחררו את הלקחיים הקרובים. ביותר לאתר ההשקה קודם אם זרימת הדם ממשיכה אחרי שחלק כלי הדם מתרוקן, אז ההשקה היא פטנט.
  2. העריכו את זרימת הדם באמצעות מעבר flowmeter אולטרסאונד ובדיקות מיקרו ניתוחי.
    1. למדוד את קוטר כלי העוקץ כדי לבחור בגודל המתאים לבדיקות הזרימה.
      הערה: בדיקה זרימת 0.7 מ"מ יכול למדוד ספינות החל מ 0.4 מ"מ עד 0.7 מ"מ; בדיקה זרימת 1.0 מ"מ יכול למדוד ספינות החל מ 0.7 מ"מ עד 1.0 מ"מ; בדיקה זרימת 1.5 מ"מ יכול למדוד ספינות החל מ 1.0 מ"מ עד 1.5 מ"מ.
    2. מניחים את כלי היעד בחלון חישה אולטרה סאונד (בין מחזיר האור ואת התמרה) של בדיקה זרימת לכמת את עוצמת הזרימה.
      הערה: החזיקו את המקדח נייטרלי למישור הספינה, כדי להימנע ממתח או משיכה.
    3. בדוק את איכות הצימוד האקוסטי על-ידי התבוננות כי כל הסורגים הם ירוקים על הצג.
      הערה: אם קשה לקבל צימוד אקוסטי טוב, השתמש ב-אולטראסוניות ג'ל או תמיסת מלוחים למריחה על המידה.
    4. כאשר מושגת זיווג טוב והכלי מוצב בחלון האקוסטי ללא כל מתח, לחץ על לחצן הרשומה בתצוגה כדי לאחסן את הנתונים.
      הערה: כדי להשיג מדידה אמינה ונכונה, ודא כי תבנית צורת הגל היא לשחזור באופן תמידי.
  3. פעם עשיתי, להשתמש בחומצה פוליגליקולית (PGA) 4-0 הנספג תפר קלוע (16mm 3/8 משולש מחט) כדי לסגור את העור. השתמש דפוס פשוט הפריעו לשמור על מיקום החוזק והרקמה אם חלק התפר הוא ננשך על ידי החולדה העכבר.
  4. להעריך את המיקרוסירקולציה של הכנף באמצעות ניתוח ניגודיות מיוחד לייזר (LASCA).
    1. בצע הקלטה חדשה עבור כל חיה ועבור כל מעקב של המחקר. בשביל זה, לחץ על קובץ/הקלטה חדשה. נפתח חלון חדש ומוצג לוח ההתקנה . לאחר מכן ערוך את המידע של שם הפרוייקט, הנושא, האופרטור וההקלטה.
    2. לקבלת מיקום מירבי, יש לתקנן את הפרמטרים הבאים: מרחק עבודה, אזור מדידה, צפיפות נקודות, קצב מסגרות ותנאי תאורת סביבה.
      1. כוונן את מרחק העבודה על-ידי הזזת הלייזר ביחס לרקמה. התקרבות או התרחקות של ראש הלייזר לעבר רקמת הריבית. כדי לבדוק אם הערך שנמדד, לחץ על הגדרת תמונה. כאן, ממוקם ב 12.0 ס מ.
      2. תקנן את אזור המדידה על-ידי הזנת הרוחב והגובה הרצויים בהגדרת התמונה. המדף המעוצב מודד 3 ס"מ x 6 ס"מ. עבור מדידה זו, בחר רוחב של 4.0 ס מ וגובה של 7.0 ס מ כדי לקבל קצת שטח נוסף.
      3. הגדר את צפיפות הנקודות כגבוהה בהגדרת התמונה. גבוהה, בינונית ונמוכה הן שלוש האפשרויות.
    3. בתוכנית ההתקנה של לכידת התמונות, בחר את קצב המסגרות (10 תמונות/s) עבור ההקלטה והמשך (1 דקות) של ההקלטה.
      הערה: יש את אותו מצב תאורת סביבה בחדר הניתוח תוך כדי הפעלה או ביצוע ההערכות.
    4. לחץ על לחצן הרשומה כדי להתחיל בהקלטה. לוח ההתקנה מוחלף בלוח ההקלטה. הנתונים נשמרים באופן אוטומטי. צלם תמונות במהלך ההליך כדי לאפשר השוואה נוספת.
      הערה: ניתן לשנות את קנה המידה הפרפיוז כדי לשפר את ההדמיה (לחץ על כלים | מסננים וסולמות צבע | סולם פרפיוז ' ן | ידני 0-150), אך ערכי זלוף נמדד לא יושפעו. לפני ואחרי ההקלטה ניתן ליצור אזורים שונים של עניין (ROIs) כדי למדוד את הפרזיה בתוכם. כאן, אנו העריכו רק את האזור של הכנף התאמן (3 ס"מ x 6 ס מ).
  5. השתמש בתוכנת ImageJ כדי למדוד את אזורי ההישרדות והנמק.
    1. אתר סרגל בצד הכנף ולאחר מכן קח תמונות שליטה עבור מדידות מאקרוסקופי של אזור הישרדות המדף.
    2. כדי להעריך תמונות, פתח את ממשק המשתמש ImageJ. לחץ על קובץ ופתח את התמונה למדידה.
    3. בחרו קו ישר בארגז הכלים וציירו קו ישר מעל 1 ס מ של הסרגל. לחץ על לנתח | קבעו את קנה המידה והציגו בתיבת הטקסט את הערך של 1 ס מ.
    4. לחצו על הכלי בחירת מצולע וציירו את קווי המצולע מעל הכנף כדי לחשב את האזור הבר-קיימא. בסופו של דבר, לחץ על לנתח | מדידה לקבלת ערך האזור.
  6. הניחו הלבשה פוסט-ניתוחית על בעל החיים לפני הדיור כדי למנוע השחתה עצמית של האזור הכירורגי. לאחר ההליכים, בעלי החיים ממוקמים בכלובים בנפרד, בחדר עם בקרת טמפרטורה (22 ° c עד 25 ° c).

4. הערכה שלאחר ניתוח ודגימת רקמה

  1. באמצעות שלבים שתוארו בפרוטוקול זה (צעדים 1.2 ו-1.3), הייתה החולדה בשבעה ימים לאחר הניתוח ודגימת רקמות. בדוק את עומק ההרדמה על ידי חוסר התגובה צביטה הבוהן.
  2. לצלם את האזור כירורגי כדי לאפשר מדידות מאקרוסקופי של הישרדות כנף ושטחים נמק. הפוך את המדידות המאקרוסקופיות שלאחר הניתוח בעקבות אותם צעדים של ההערכה התוך-אופרטיבית שהוסברו לפני בפרוטוקול (שלב 3.5).
    הערה: שימו לב בזמן שאתם משתמשים בכלי בחירת המצולע על-ידי ציור הקווים בכנף שתוחם את האזור הבר-קיימא (שנמדד ב-cm2). האחוז של האזור קיימא ניתן לחשב כמו (ס מ2 של שטח קיימא/ס"מ2 של שטח המדף הכולל) × 100.
  3. הערכת מיקרו מחזור של הכנף באמצעות טכניקת lasca (שלב 3.4) כדי להמחיש ולכמת הבדלים זלוף
  4. לאחר ניתוח מאקרוסקופי, להסיר את התפרים 4/0 ולעלות את הכנף כדי להעריך מערכת משוב את זרימת הדם המעברה בדם באמצעות אולטרסאונד בזמן המעבר.
  5. לבצע דגימת רקמה על ידי longitudinally חלוקת הכנף לשני חלקים של 1.5 ס"מ x 6 ס"מ.
    1. לטבול חלק אחד במיכל ביופסיה עם 4% פאראפורמלדהיד בטמפרטורת החדר לניתוח היסטולוגית נוספת.
    2. להציג את החלק השני של הרקמה בצינור הקפאה, לטבול אותו בחנקן נוזלי ולאחר מכן, הקפאה קריוגנית הצינור על ידי אחסונם ב-80 ° c עבור ניתוחים מולקולריים עתידיים.
  6. המתת חסד החולדה תחת הרדמה שאיפת כללית באמצעות הזרקה מהירה של 2 מ ק ג/ק"ג על פי המלצות הוועדה האתית.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

מיד לאחר יצירת האנסטוסים המיקרוכירורגית, הצלחנו להשיג אמצעי זרימת דם גבוהים יותר מאשר הזרמים המינימליים המומלצים בספרות8; לפיכך, כל האנסטוסים מיקרוכירופלסטיים היו פטנט 1 שבוע לאחר הניתוח (איור 1).

Figure 1
איור 1: מעבר זמן אולטרסאונד הערכה זרימת דם. (א) מיקום של בדיקה זרימה מיקרוכירורגית להערכת זרימת הדם. (ב) צורת זרימת הדם והקוונפיקציה שהתקבלו מכלי הדם של הכנף הריקשה. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

התבוננות של מניעת מחזור הדם של זרימת דם במהלך החטא האיסכמי היה אפשרי עם הטכניקה lasca, כולל היפר פרזיה מיידית במהלך הכנף reperfusion, ו, הפריאופרדית, אזורים שונים עם פחות זלוף וסיכון גבוה יותר של נמק שלאחר הניתוח שהיו נמק באמת 7 ימים לאחר סיום המחקר (איור 2)

Figure 2
איור 2: טכנולוגיית ניתוח ניגודיות בלייזר. (א) הדמיה של מיקרוזיה בדם של רקמת הדם במצב הפיזיולוגי. (ב) הדמיה של מיקרוזיה דם ברקמת הדם במהלך האיסכמיה. (ג) הדמיה של מיקרוזיה דם רקמת הדם מיד לאחר reperfusion. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

אזור הישרדות הכנף לאחר 8 h של איסכמיה ואת reperfusion הבאים היה סביב 40%. התוצאות שפורסמו בעבר9 הראו הבדלים משמעותיים סטטיסטית כאשר מודל זה הושווה עם מדפים בהם לא נגרם עלבון האיסכמי.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

העברות רקמות חינם מיקרו כירורגי הפכו את שיטת הבחירה לשחזור פגמים גדולים. תקופה של איסכמיה מתרחשת במהלך העברות רקמות חופשיות כאלה. כאשר התקופה הזאת חורגת מהסובלנות של הרקמה, פציעת I/R עלולה לגרום לכישלון של הכריכה החופשית הנהוגה ב-9. התיאור של המתודולוגיה לפתח מודל prelational חסכוני ו טרנסלטילי ללמוד פציעה I/R בניתוח מיקרו-שחזור עשוי לסייע להוביל את המחקר של תרכובות שונות כדי לנטרל את התהליך הזה פתופסולוגי.

במודל החי המתואר, לאחר שהונחו ליגטורות כלי הדם והכנף החופשית הועלתה, לא צוינו פשרות לגבי זרימת דם שטרם היתה כאבים, ולא כאב או צליעה. כפי שמתואר בקוצ ואח '10 , המודל שלנו גם השאיר שלושה מסלולים באמצעות רשתות שריריות.

ניטור של מדפים בחינם הוא בעל חשיבות גדולה11, כמו חילוץ הוא הפוך הקשורים המשך בין התפרצות איסכמיה ואת ההכרה הקלינית שלה. למטרה זו, יש ללמוד מדפים בחינם בפנים ובפוסט-מבצעית.

באופן פנימי, מבחן מילוי רחב וריק משומש או דופלר אקוסטי לאפשר זיהוי אך לא כימות של נוכחות זרימה או היעדרות דרך ההשקה12. מסיבה זו, השתמשנו בטכנולוגיית אולטרסאונד זמן מעבר, שיטה הרומן המאפשר מנתחים לכמת את זרימת הדם של האנסטוסים מיקרוכירורגית13. במחקר שלנו, כל האנסטומניתוחים מיקרוכירורגית היו פטנט לאחר 8 שעות של להעליב הסכמי כמו גם בסוף המחקר. מיד לאחר יצירת האנסטוסים המיקרוכירורגית, ציינו כמויות גבוהות יותר של זרימת הדם מאשר המיניאות המומלצות בספרות8. זה ניבא טוב העוקץ בסוף המחקר, הוכחת כי התוצאות לא הושפעו על ידי טכניקה מיקרוכירורגית אלא על ידי מיזוג פציעה I/R של אירועים. עם זאת, טכניקה זו אינה חופשית ממגבלות. כדי לקבל תוצאות אמינות, הבדיקות המיקרו-כירורגיות חייבות להיות מוחזקות במישור הכלי, לא למשוך אותו או ליצור מתח. צימוד אקוסטי טוב צריך לקבל אות נכונה, אשר ניתן להשיג באמצעות ג'ל קולי או תמיסת מלח. אות צימוד באיכות גבוהה, המסופק על-ידי הציוד, הוא פרמטר חשוב שיש לשקול במהלך המדידות.

השתמשנו LASCA, ידוע גם בשם לייזר מיוחד הדמיה ניגודיות או הדמיה מיוחד לייזר, בשיתוף14. טכנולוגיה זו מייצגת טכניקה רבת ערך עבור מיפוי בזמן אמת כמותי למחצה של זרימה בתוך מדפים חינם כפי שאומת כאן. אחת המגבלות היא שהתוצאות מסופקות ביחידות שרירותיות ולא קשורות באופן ישיר לערכי זרימה בפועל. במובן זה, יש צורך במחקר נוסף כדי לאמת את המתאם. לייזר דופלר flowmetry הוא נפוץ יותר אך מוגבל על ידי העובדה כי זה רק מודד זלוף בנקודה אחת בכנף, ואילו lasca מאפשר זיהוי של שינויים אזוריים זלוף העור בתוך הכנף15. יתר על כן, מחקר שנערך לאחרונה16 מציין כי lasca עשוי לחזות את האזורים בסיכון גבוה של נמק לאחר הניתוח. התוצאות שלנו מרמזות כי LASCA היא טכניקה מבטיחה עבור הניטור פרי, ו פוסט הניתוח של מדפים בחינם.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

. למחברים אין מה לגלות

Acknowledgments

פרויקט המחקר בוצע בבית מינימלית כירורגיה פולשנית מרכז (CCMIJU), חלק של הננו ICBIOSIS. המחקר בוצע בסיוע מיחידות Nanbiosis הבאות: U21, חדר ניתוח ניסיוני; U22, מגורים בעלי חיים; וU14, טיפול בתאים. עבודה זו נתמכת על ידי פרויקט ISCIII PI16/02164. לפאנדר לא היה כל תפקיד בעיצוב הלמידה, איסוף נתונים וניתוח, החלטה לפרסם, או הכנה לכתבי יד. תודות מיוחדות מורחבות לפרז מריה להכנת הדמויות ולפרננדה מקאריסה על מנת לספק עידוד מתמיד ולתמוך בביבליוגרפיה המדעית.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
AureFlo Unit Transonic (Ithaca, USA) N/A Transit-time ultrasound flowmeter equipment
Commbined Basic Hand- and Reconstructive Surgery Set (round handle) S&T AG (Neuhausen, Switzerland) RHR-SET. Art.No.00795 Set of microsurgical instruments
FLOW-i Maquet Critical Care AB (Solna, Sweeden) N/A Anesthesia Delivery System
Micro clamps ABB-1 S&T AG (Neuhausen, Switzerland) 00408V Double microvascular clamp with frame
Micro clamps ABB-11 S&T AG (Neuhausen, Switzerland) 00414V Double microvascular clamp without frame
Micro clamps B-1 S&T AG (Neuhausen, Switzerland) 00396V Sigle microvascular clamp
Nylon suture 10/0 Laboratorio Aragó (Barcelona, Spain) 19921 Microsurgical suture
OPMI Pentero 800 Carl Zeiss AG (Oberkochen, Germany) N/A Surgical microscope
PeriCam PSI System Perimed AB (Järfälla, Sweden) N/A Laser speckle contrast analysis equipment
Philips Intellivue MX450 Philips Medizin Systeme (Böblingen, Germany) N/A Monitoring system
Protector posoperatorio para roedores Fundación Centro de Cirugía de Mínima Invasión Jesús Usón (Cáceres, Spain) P201400272 Postoperative protector for rodents

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Siemionow, M., Arslan, E. Ischemia/reperfusion injury: a review in relation to free tissue transfers. Microsurgery. 24, (6), 468-475 (2004).
  2. Wang, W. Z., Baynosa, R. C., Zamboni, W. A. Update on ischemia-reperfusion injury for the plastic surgeon: 2011. Plastic and Reconstructive Surgery. 128, (6), 685-692 (2011).
  3. Chen, K. T., et al. Timing of presentation of the first signs of vascular compromise dictates the salvage outcome of free flap transfers. Plastic and Reconstructive Surgery. 120, (1), 187-195 (2007).
  4. Sears, E. D., Chung, K. C. Replantation of finger avulsion injuries: a systematic review of survival and functional outcomes. The Journal of Hand Surgery. 36, (4), 686-694 (2011).
  5. Caterson, E. J., Lopez, J., Medina, M., Pomahac, B., Tullius, S. G. Ischemia-reperfusion injury in vascularized composite allotransplantation. The Journal of Craniofacial Surgery. 24, (1), 51-56 (2013).
  6. Amin, K. R., Wong, J. K. F., Fildes, J. E. Strategies to Reduce Ischemia Reperfusion Injury in Vascularized Composite Allotransplantation of the Limb. The Journal of Hand Surgery. 42, (12), 1019-1024 (2017).
  7. Barre-Sinoussi, F., Montagutelli, X. Animal models are essential to biological research: issues and perspectives. Future Science OA. 1, (4), (2015).
  8. Shaughness, G., Blackburn, C., Ballestin, A., Akelina, Y., Ascherman, J. A. Predicting Thrombosis Formation in 1-mm-Diameter Arterial Anastomoses with Transit-Time Ultrasound Technology. Plastic and Reconstructive Surgery. 139, (6), 1400-1405 (2017).
  9. Ballestin, A., et al. Ischemia-reperfusion injury in a rat microvascular skin free flap model: A histological, genetic, and blood flow study. PloS One. 13, (12), 0209624 (2018).
  10. Kochi, T., et al. Characterization of the Arterial Anatomy of the Murine Hindlimb: Functional Role in the Design and Understanding of Ischemia Models. PloS One. 8, (12), (2013).
  11. Smit, J. M., Zeebregts, C. J., Acosta, R., Werker, P. M. Advancements in free flap monitoring in the last decade: a critical review. Plastic and Reconstructive Surgery. 125, (1), 177-185 (2010).
  12. Krag, C., Holck, S. The value of the patency test in microvascular anastomosis: Correlation between observed patency and size of intraluminal thrombus: An experimental study in rats. British Journal of Plastic Surgery. 34, 64-66 (1981).
  13. Selber, J. C., et al. A prospective study of transit-time flow volume measurement for intraoperative evaluation and optimization of free flaps. Plastic and Reconstructive Surgery. 131, (2), 270-281 (2013).
  14. Briers, D., et al. Laser speckle contrast imaging: theoretical and practical limitations. Journal of Biomedical Optics. 18, (6), 066018 (2013).
  15. Zotterman, J., Bergkvist, M., Iredahl, F., Tesselaar, E., Farnebo, S. Monitoring of partial and full venous outflow obstruction in a porcine flap model using laser speckle contrast imaging. Journal of Plastic, Recontructive and Aesthetic Surgery. 69, (7), 936-943 (2016).
  16. Zotterman, J., Tesselaar, E., Farnebo, S. The use of laser speckle contrast imaging to predict flap necrosis: An experimental study in a porcine flap model. Journal of Plastic, Recontructive and Aesthetic Surgery. 72, (5), 771-777 (2019).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics