Summary
Hier beschreiben wir ein Protokoll, mit dem Mini-himar1 mariner Transposon-vermittelte Mutagenese zur Erzeugung einer hohen Dichte Insertionsmutante Bibliothek-Bildschirm, zu isolieren und zu identifizieren Roman Alginat-Regulatoren in der prototypischen Pseudomonas aeruginosa Stamm PAO1.
Abstract
Pseudomonas aeruginosa ist ein Gram-negatives, Umwelt Bakterium mit vielfältigen Stoffwechselfunktionen. P. aeruginosa ist ein opportunistischer bakteriellen Krankheitserreger, der chronische Lungeninfektionen bei Patienten mit zystischer Fibrose (CF) herstellt. Die Überproduktion von Kapsel-Polysaccharid Alginat genannt, die auch als mucoidy bekannt, fördert die Bildung von schleimigen Biofilms, die resistenter als Planktonzellen antibiotische Chemotherapie und Wirtsabwehr sind. Außerdem ist die Umwandlung von der nonmucoid zu schleimige Phänotyp ein klinischer Marker für die Entstehung von chronischen Infektionen bei Mukoviszidose. Alginat Überproduktion von P. aeruginosa ist ein Prozess, der endergonische Zellenergie stark besteuert. Deshalb wird Alginat Produktion hoch in P. geregelt aeruginosa. Alginat Regulation besser verstehen, ein Protokoll unter Verwendung des Mini-himar1 Transposon-Mutagenese für die Identifizierung von neuen Alginat Regler beschreiben wirs in einer prototypischen Stamm PAO1. Das Verfahren besteht aus zwei Schritten. Zuerst vom Host E. übertragen wir die Mini-Transposon himar1 (PFAC) coli SM10/λpir in Empfänger P. aeruginosa PAO1 über biparental Konjugation an ein High-Density-Insertionsmutante-Bibliothek, die auf Pseudomonas Isolation Agar-Platten mit Gentamycin ergänzt ausgewählt wurden, erstellen. Zweitens, gesiebt und isoliert die schleimige Kolonien, um die Einstichstelle durch inverse PCR Karte mit DNA-Primer zeigt vom Gentamycinkassette und DNA-Sequenzierung nach außen wir. Über dieses Protokoll haben wir zwei neue Alginat-Regulatoren, mucE (PA4033) und Kinb (PA5484), in Stamm PAO1 mit einem Wildtyp-Muça Codieren der Anti-Sigma-Faktor Muça für die Master-Alginat Regler Algu (ALGT, σ 22) identifiziert . Dieses High-Throughput-Mutagenese-Protokoll kann für die Identifizierung von anderen Virulenz-Genen verursacht Änderung Colo modifiziert werdenny Morphologie.
Introduction
Die Fähigkeit des opportunistischen, Gram-negative Erreger Pseudomonas aeruginosa zu Alginat überproduzieren ist ein wichtiger Faktor in der Fähigkeit, einen Biofilm zu schaffen. Die Überproduktion von Alginat ein Phänotyp oft als mucoidy bezeichnet. Die Isolierung der schleimigen Kolonien von der Sputum von Patienten mit zystischer Fibrose (CF) betroffen ist, der eine chronische Infektion, und ist direkt mit einem generellen Rückgang in der Gesundheits 1 des Patienten verbunden. Gegenwärtig ist zu verstehen, daß die Regelung und die Produktion von Alginat in P. aeruginosa tritt vor allem bei zwei Operonen. Die erste ist die Alginat-Biosynthese-Operon, die 12 Gene enthält (ALGD - alg8 - alg44 - algK - ALGE - algG - algX - algL - ALGI - algJ - algF - Alge), die für die Synthese und den Export des Alginatpolymer über verantwortlich sind das Periplasma der extrazellulären environment 5.2. Die zweite Operon ist ein Cluster von Genen, beginnend mit dem alternativen Sigmafaktor Algu / T und Weiterbildung mit Muça, mucB und mucD. Algu / T ist ein positiver Regulator, während mucAB-D werden als negative Regulatoren der Alginat-Produktion 8.6 eingestuft. Zusätzlich Transkriptionsregulatoren, wie ALGB, AlgQ, ALGR und RpoN sowie post-Transkriptions-und post-translationale Modifikation von Katabolitrepression Kontrolle, Kinase-Aktivität (Kinb) und Intramembranproteolyse haben auch gezeigt, dass in Alginat einbezogen werden Regulierung 14.09.
Die Mini-himar1 Transposon-Vektor als PFAC bekannt wurde ursprünglich in Dr. Mekalanos 'Labor an der Harvard Medical School 15 erstellt. Die PFAC Plasmid besteht aus einem transponierbaren Element von zwei invertierten Wiederholungen von 27 bps und einem Gentamycin-Resistenzkassette in der Mitte (aacC1: 534 bp) flankiert, die ein Gen kodiert, hyperactive mariner Transposase 16, und ein Gen β-Lactamase (bla) (Abbildung 1). Sequenzinformationen für das Element des Transposons PFAC ist an der GenBank-Zugangsnummer zur Verfügung: DQ366300 13. In PFAC gibt es eine multiple Klonierungsstelle (MCS) hinter dem aacC1-Gen, das für die Identifizierung des chromosomalen Insertionsstelle mit inversen PCR verwendet. Ein großer Vorteil bei der Verwendung des Mini-himar1 Transposon keine spezifischen Wirtsfaktoren sind für die Umsetzung (Mutagenese) erforderlich. Darüber hinaus besteht eine hohe Häufigkeit der TA-Dinukleotid Insertionsstellen im gesamten Genom von P. gefunden aeruginosa. Zum Beispiel, TA-Dinukleotid Insertionsstellen auftritt 94.404 und 100.229 mal in der PAO1 (6.264.404 bps, GenBank-Zugangsnummer NC_002516.2) und PA14 (6.537.648 bps; GenBank Zugangsnummer NC_008463) Genome sind. Aufgrund der Fülle von TA-Dinukleotid im Genom, Mini himar1 Mini-himar1 Transposons in jeder nicht-essentiellen Gens im Genom von P. einfügen aeruginosa. Dies bietet etwa 18 TA Insertionsstellen pro offene Leserahmen in der PAO1 Genom.
Hier ein Protokoll mit Mini-himar1 Transposon-vermittelte Mutagenese neue Regulatoren der mucoidy in P. identifizieren beschreiben wir aeruginosa. Genauer gesagt, wir biparentally konjugiert PFAC den Vektor, der ein Mini-Transposon aus E. himar1 coli SM10/λpir in die nonmucoid prototrophen Stamm PAO1. Nachdem das Transposon in das Genom integriert ist, ist die Empfängerstamm kultiviert auf Pseudomonas Isolation Agar (PIA), die Triclosan, die das Wachstum von E. hemmt coli. Somit wird eine Bibliothek von Mutanten
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Protocol
1. Vorbereitung der Bakterienstämme und biparental Konjugation
- Impfen E. coli SM10/λpir/pFAC in 5 ml Luria Broth (LB) mit 15 ug / ml Gentamicin und in einem Schüttelinkubator über Nacht bei 37 ° C ergänzt
- Impfen P. aeruginosa Stamm PAO1 in 5 ml LB, und in einem Schüttelinkubator über Nacht bei 42 ° C
- Messen OD 600 von Nacht-Kulturen und mischen gleiche Mengen von PAO1 und E. coli PFAC so daß das Endvolumen zwischen 1-1,4 ml.
- Zentrifuge Mischung bei 6.000 × g für 5 min.
- Inzwischen trocknen LB-Platten für die Konjugation: Lassen Platten in Inkubator offen bei 37 ° C für 10-15 min.
- Entfernen Sie alle 50 ul Überstand von Zellgemisch.
- Zellpellet in den verbleibenden 50 ul Überstand und Pipette auf eine trockene LB-Platte in einem kompakten Tröpfchen.
- Die Platte vorsichtig in einem Abzug zu (IMPO trocknenRTANT Hinweis: Lassen Sie sich nicht Zellen über die Platte verteilt, wird dies deutlich die Effizienz der Konjugation verringern).
- Sobald der Tropfen trocken ist, kehren die LB-Platte und bei 37 ° C für 4-6 Stunden.
- Während die Zellgemisch inkubiert, bereiten große (150 mm x 15 mm) PIA-Platten mit 300 ug / ml Gentamycin. Vor der Verwendung die Restfeuchte zu entfernen, indem sie in einem Inkubator bei 37 ° C für 15-20 min.
- Nach der Inkubation der Zellmischung vollständig ist, sammelt die Zellen mit einer sterilen Impföse und in ein Mikrozentrifugenröhrchen mit 1 ml LB-und Wirbel oder Pipette, um gründlich zu mischen.
- Verbreiten Sie die Zellen gleichmäßig auf die großen Platten enthalten PIA 300 ug / ml Gentamicin. (WICHTIG: Bei diesem Schritt ist es am besten, steigenden Volumina der Zellgemisch in den Platten zu trennen (zB Plate 1: 10 ul, Platte 2: 50 ul, Teller 3: 100 ul, Teller 4: 500 ul, etc.) .
- Inkubieren über Nacht bei 37° C.
2. Erkennung und Isolierung von Kolonien Schleimige
- Platten entfernen und untersuchen Inkubator für schleimige Kolonien.
- Isolieren einer schleimigen Kolonie und Streifen für die Isolierung auf kleinen Tellern (100 mm x 10 mm) mit PIA und 300 ug / ml Gentamycin.
- Inkubieren über Nacht bei 37 ° C.
- Wiederholen Sie Schritt 2.2 auf der vorherigen Nacht-Kultur.
- Wiederholen Sie die Schritte 2.2-2.4 zwei weitere Male um die Stabilität des schleimigen Isolats zu bestimmen.
- Nach dem letzten Schritt Isolat, impfen 4,5 ml LB mit einer einzigen schleimige Kolonie und Inkubation über Nacht im Schüttler bei 37 ° C
- Am nächsten Tag, Label 3 Mikrozentrifugenröhrchen für jede schleimige Mutante.
- Bereiten Sie zwei 1,25 ml Aliquots von Übernachtkultur in 2 Röhren für genomische DNA-Extraktion und Identifizierung der Transposon-Insertion-Website (siehe Protokoll Nr. 3).
- Darüber hinaus archiviert jede schleimige Mutante durch Pipettieren von 1 ml Übernachtkultur in ein ANGEMESSENEly-markierten Kryoröhrchen, das ein gleiches Volumen von 10% Magermilch. Lagerung bei -86 ° C.
3. gDNA Restriktionsverdau und Ligation
- Extrahieren aus der gDNA schleimige Mutante mit einer beliebigen Methode (zB. Phenol-Chloroform-Spin-Säule, etc.).
- Bestimmung der Konzentration der gDNA, Digest insgesamt 2 ug mit 1 &mgr; l der Restriktionsendonuklease SalI, 0,5 &mgr; l Rinderserumalbumin, 5 ul Enzym SalI-Puffer (100 mM NaCl, 50 mM Tris-HCl, 10 mM MgCl 2 , 1 mM Dithiothreitol (DTT), pH 7,9 bei Raumtemperatur), und das entsprechende Volumen von dH 2 O auf ein Gesamtvolumen von 50 &mgr; l zu erreichen.
- Digest-DNA über Nacht bei 37 ° C (HINWEIS:. Abhängig von der Effizienz des Restriktionsenzyms kann es notwendig sein, eine zusätzliche 1 &mgr; l der über Nacht zu verdauen und inkubieren bei 37 ° C für 1-2 h Dies ist zusätzlich zu dem Verdau über Nacht.)
- Reinige den digeSTED-DNA unter Verwendung einer beliebigen Methode (z. B. Agarosegel-Reinigung, Spin-Säulen) und Eluieren mit 25 ul Puffer.
- Ligation der verdauten DNA durch Mischen von 11 ul der gereinigten DNA mit einer bevorzugten Konzentration von ~ 10-20 ng / ul, 1,5 ul Ligationspuffer (330 mM Tris-Acetat pH 7,5, 660 mM Kaliumacetat, 100 mM Magnesiumacetat, 5 mM DTT), 1,5 ul 100 mM ATP und 1 ul DNA-Ligase.
- Inkubieren der Mischung für 15 min bei Raumtemperatur und dann inaktiviert das Enzym durch Inkubieren für 15 min bei 70 ° C. (Anmerkung: Die Inkubation der Mischung bei Raumtemperatur für längere kann den Erfolg der Ligation zu erhöhen).
4. Inverse PCR (iPCR) und Sequenzanalyse
- Führen iPCR auf Ligationsprodukt mit dem folgenden Vor-und Rückwärts-Primer und Thermocycling Bedingungen:
-Forward Primer (Gm3OUT): GGGCATACGGGAAGAAGTGA
-Reverse Primer (Gm5OUT) GACTGCCCTGCTGCGTAACA
Thermocycler Condigen:
1. 94 ° C für 1 min.
2. 94 ° C für 1 min.
3. 58 ° C für 2 min.
4. 72 ° C für 2 min.
5. 72 ° C für 8 min.
6. 10 ° C halten.
Wiederholen Sie die Schritte 2-4 für 34 Zyklen.
(HINWEIS: Amplified iPCR Produkte können bei 4 ° C aufbewahrt werden) - Führen Agarose-Gelelektrophorese zur erfolgreichen iPCR Verstärkung bestätigen.
- Führen Sie auf der Sequenzierung iPCR Produkt unter Verwendung der Gm3OUT Gm5OUT und Grundierungen. Die Insertionsstelle und die Orientierung himar1 werden zeichnet.
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Representative Results
Wie in Fig. 1 dargestellt, der Mini-Transposon-Vektor himar1 mariner, PFAC enthält zwei 27 bp invertierten Wiederholungen mit TA Insertion flankieren das aacC1 Gentamycin-Resistenz-Kassette, mit σ 70-abhängigen Promotor und eine multiple Klonierungsstelle (MCS). Zusätzlich enthält der Vektor Gene PFAC die hochaktiven himar1 Transposase, β-Lactamase (bla) und das Übertragungs tra-Operon codiert. Die TA Einführungsstellen ermöglichen eine effiziente Integration in das Genom von P. aeruginosa-Stämme. Genauigkeit bei der Identifizierung und Auswahl von schleimigen Mutanten ist wichtig für den Erfolg bei der Bestimmung Genloci mit Alginat Regulation beteiligt. Beispiele der schleimigen und nonmucoid Isolaten sind in Fig. 1 gezeigt.
Um genauer zu identifizieren schleimigen Mutanten, sollten die abgeschlossen Konjugationen auf mehreren großen Platten (150 mm) überzogen werden. Die cell Mischungen in sterilem PBS resuspendiert und durch Verteilen auf den PIA Platten und Gentamycin (300 ug / ml) plattiert werden. Verdünnungen von Zellgemisch in PBS wird auf den Platten mit dem Ziel, die zwischen 1.000-3.000 Kolonien / Platte verteilt werden. Basierend auf dem obigen Protokoll sollte jede Konjugation eine Bank von ~ 20.000 Mutanten über 15-20 großen Platten zu produzieren. Optimale Inkubationszeit für die Platten bei 37 ° C zwischen 24-36 Stunden. Aufgrund der Überproduktion von Alginat, sollte die schleimige Kolonie klar oder weiß in der Farbe sein und cremig oder schleimige Aussehen. Wenn schleimige Kolonien können nicht erkannt werden, dann Inkubieren für weitere 24-36 Stunden bei Raumtemperatur. Die schleimigen Mutanten sind am besten, indem man drei Mal auf einer regulären PIA-Platte mit Gentamicin isoliert. Während dieser Zeit können Sie die Stabilität der schleimige Phänotyp zu bestimmen. Das gereinigte schleimige Kolonie für genomische DNA-Extraktion und Identifizierung der Gene, die durch iPCR verwendet werden. iPCR Produkte können mit Agarose-Gel el visualisiert werdenectrophoresis (Abbildung 2). Wenn erfolgreich, sollte ein Einzel Amplikon bei der geeigneten Größe sein. PAO1 genomischer DNA, Restriktionsspaltung und Ligation unterzogen wurde, kann als Negativkontrolle verwendet werden. Wie in Fig. 2 dargestellt ist, ist die Abwesenheit von iPCR Amplikon in PAO1 jedoch erkennen wir einen einzigen Amplikon von ~ 1400 bp und ~ 1000 bp PAO1-VE2 und PAO1-VE13 sind. Die Größe dieser Amplicons entspricht dem Einsetzen des himar1 mariner Transposon in die Promoterregion des PA4033 (mucE) in PAO1-VE2 und intern in PA5484 (Kinb) in PAO1-VE13. DNA-Sequenzierung der Amplicons iPCR sollte mit GM5OUT Primer durchgeführt werden. Bei Verwendung der Grund Local Alignment Search Tool (BLAST), um die Zielsequenz zu analysieren, die invertierte Wiederholung am 5'-Ende PFAC und TA-Dinukleotid markieren den Standort und die Orientierung des himar1 Insertion in das Genom von P. aeruginosa (Abbildung 2 g>).
Fig. 1 ist. Schematische Darstellung der Mini-himar1 mariner Transposon Vektor, PFAC, und eine Darstellung der schleimigen Mutanten. PFAC Plasmid enthält eine himar1 mariner Transposon-Element mit zwei invertierten Wiederholungen und ein Gentamycin-Resistenz-Kassette (aacC1) zur Auswahl, ein Gen, das hyperaktive himar1 Transposase kodiert und eine bedingte Replikon. Die Mini-himar1 mariner Transposon können High-Density-Insertion in P. verursachen aeruginosa wegen der Fülle von Substrat (TA-Dinukleotid). Die Anzahl der TA-Dinukleotide in den Genomen von zwei P. aeruginosa-Stämme PAO1 und PA14 sind rot dargestellt. Die roten Pfeile zeigen die schleimigen Mutanten identifiziert mit diesem Verfahren.om/files/ftp_upload/51346/51346fig1highres.jpg "target =" _blank "> Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
2. . Vertreter iPCR und Sequenzierungsergebnisse A) 1% Agarose-Gelelektrophorese von iPCR Amplifikation unter Verwendung der Vorwärts-und Rückwärts Gm3OUT Gm5OUT Primer und 1 kB Leiter: PAO1 (Negativkontrolle), PAO1-VE2 (1396 bp) und PAO1-VE13 (999 bp). Die genomische DNA aus drei Stämmen von P. aeruginosa wurde extrahiert und mit Restriktionsenzymen SalI, gefolgt von Selbstligation verdaut. Das geschlossene zirkuläre DNA wurde als Template für die iPCR wie im Text. B) beschrieben, verwendet vergleichende Sequenzanalyse unter Verwendung des PAO1 Bezugsgenom bestimmt die genaue Position des himar1 mariner Transposon-Insertion in PAO1-VE2 und PAO1-VE13. Die Reihenfolge rot markiert zeigt das 5'-Ende der invertierten Wiederholung in PFAC. Die Einführungsstelle der TA wurde hervorgehoben. Eine BLAST-Suche nach diesen zwei Sequenzen wird die genaue Lage und Orientierung des himar1 Transposons in das Genom der PAO1 Karte.
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Discussion
Es ist wichtig zu beachten, dass diese Methode auch in anderen Pseudomonas-Arten mit diesen Änderungen verwendet werden: P. inkubieren fluorescens und P. putida bei 30 ° C und P. stutzeri bei 42 ° C; P. stuzeri sollte auf LB-Platten mit 150 ug / ml Gentamycin ergänzt kultiviert werden; Schritt auf 1.11 P. stutzeri Zellen sollten in 500 ul LB statt 1 ml übertragen. Zusätzlich gibt es zwei kritische Schritte für dieses Protokoll. Erstens sollte der Empfängerstamm bei der geeigneten Temperatur kultiviert werden. Zum Beispiel sollte PAO1 bei 42 ° C inkubiert werden, um die Frequenz der Rekombination 15 zu erhöhen. Die Effizienz der Mutantenbibliothek wurde signifikant reduziert, wenn die Empfängerstamm, wenn nicht die richtige Temperatur kultiviert. Zweitens ist iPCR sehr gut reproduzierbar, aber die gDNA muss vollständig verdaut werden, um sicherzustellen, dass eine kreisförmige kovalent geschlossenes DNA kann durch DNA-Ligation hergestellt werden. Ichf dies richtig gemacht wird, als eine Bande auf einem Agarosegel iPCR Produkt erscheint. Wenn mehrere Banden identifiziert werden, zeigen sie, dass es mehrere Insertionen in der Mutante. Wir fanden, dass iPCR Ergebnisse wurden stark mit unseren Southern-Blot-Ergebnisse (~ 100%) korreliert. Daher kann anstelle des iPCR Southern-Blot-Analyse für die Anzahl von Einfügungen pro Mutante verwendet werden.
Die Mini-Transposon in mariner himar1 PFAC keine Transkriptionsterminator, und es wird über eine σ 70-abhängigen Promotor, der die Expression des Gentamycinkassette geregelt. Wir beobachteten, dass die Position und Orientierung der Insertion himar1 hatte zur Regulierung eines bestimmten Gens unterschiedliche Effekte. Gene inaktiviert wird, wenn in der Mitte eines Gens integriert. Ein Beispiel hierfür ist die Inaktivierung der Kinase-Gen sensorischen Kinb (PA5484), die bewirkt, dass eine Umwandlung in PAO1 (PAO1-VE13) 11 mucoidy. Darüber hinaus kann es auch up-Regulierung der Expression des Gens, wenn stromaufwärts von der codierenden Region in der gleichen Orientierung wie das Gen eingefügt. Ein Beispiel hierfür ist PAO1-VE2, wo die himar1 treibt die Expression mucE (PA4033) 13. Die Begrenzung dieses Protokolls ist, daß nur die nicht-essentielle regulatorische Gene für das Wachstum sind, identifiziert werden. Darüber hinaus kann diese schleimigen Mutanten identifiziert mit dieser Methode nicht natürlich vorkommen.
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Disclosures
Der Autor Yu Hongwei D. ist der Chief Science Officer und Mitbegründer von Progenesis Technologies, LLC.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der National Aeronautics and Space Administration West Virginia Raum Zuschuss Consortium (NASA WVSGC), Cystic Fibrosis Foundation (CFF-YU11G0) und NIH P20RR016477 und P20GM103434 an die West Virginia IDeA Netzwerk für Biomedical Research Excellence unterstützt. Wir danken Vonya M. Eisinger für die technische Unterstützung bei dieser Arbeit.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Luria Broth | Difco | 240230 | via Fisher Scientific |
| Pseudomonas isolation agar | Difco | 292710 | via Fisher Scientific |
| Small Plates (100 O.D. x 10 mm) | Fisher Scientific | 08-757-13 | |
| Large Plates (150 O.D. x 15 mm) | Fisher Scientific | 08-757-14 | |
| Glycerol | Fisher Scientific | BP229-4 | |
| Benchtop Shaking Incubator | New Brunswick Scientific | Innova 4080 | shake at 200 rpm |
| Cabinet Incubator | VWR | 1540 | |
| Benchtop Microcentrifuge | Sorvall | 75-003-287 | via Fisher Scientific |
| SmartSpec Plus Spectrophotometer | Bio-Rad | 170-2525 | or preferred method/vendor |
| Diposable Inoculation Loops | Fisher Scientific | 22-363-597 | |
| 1.5 ml Microcentrifuge Tubes | Fisher Scientific | 05-408-129 | |
| 2.0 ml Cryogenic Vials | Corning | 430659 | via Fisher Scientific |
| 15 ml Tubes | Fisher Scientific | 05-539-12 | |
| Skim Milk | Difco | DF0032-17-3 | via Fisher Scientific |
| DNeasy Blood and Tissue (250) | Qiagen | 69506 | or preferred method/vendor |
| QIAquick PCR Purification Kit (250) | Qiagen | 28106 | or preferred method/vendor |
| QIAprep Spin Miniprep Kit (250) | Qiagen | 27106 | or preferred method/vendor |
| FastLink II DNA Ligation Kit | Epicentre Technologies | LK6201H | via Fisher Scientific |
| Accu block Digital Dry Bath | Labnet | NC0205808 | via Fisher Scientific |
| Sal1, restriction endonuclease | New England BioLabs | R0138L | |
| EasyStart Micro 50 | Molecular BioProducts | 6020 | via Fisher Scientific |
| Taq DNA Polymerase | New England BioLabs | M0267L | |
| iCycler, Thermocycler | Bio-Rad | 170-8740 | |
| LE agarose | Genemate | 3120-500 | via Fisher Scientific |
| Gentamycin Sulfate | Fisher Scientific | BP918-1 | |
| 2.0 ml Cryogenic Vials | Corning | 430659 | via Fisher Scientific |
References
- Govan, J. R., Deretic, V. Microbial pathogenesis in cystic fibrosis: mucoid Pseudomonas aeruginosa and Burkholderia cepacia. Microbiol. Rev. 60, 539-574 (1996).
- Chitnis, C. E., Ohman, D. E. Genetic analysis of the alginate biosynthetic gene cluster of Pseudomonas aeruginosa shows evidence of an operonic structure. Mol. Microbiol. 8, 583-593 (1993).
- Franklin, M. J., et al. Pseudomonas aeruginosa AlgG is a polymer level alginate C5-mannuronan epimerase. J. Bacteriol. 176, 1821-1830 (1994).
- Franklin, M. J., Ohman, D. E. Mutant analysis and cellular localization of the AlgI, AlgJ, and AlgF proteins required for O acetylation of alginate in Pseudomonas aeruginosa. J. Bacteriol. 184, 3000-3007 (2002).
- Deretic, V., Gill, J. F., Chakrabarty, A. M. Gene algD coding for GDPmannose dehydrogenase is transcriptionally activated in mucoid Pseudomonas aeruginosa. J. Bacteriol. 169, 351-358 (1987).
- Mathee, K., McPherson, C. J., Ohman, D. E. Posttranslational control of the algT (algU)-encoded sigma22 for expression of the alginate regulon in Pseudomonas aeruginosa and localization of its antagonist proteins MucA and MucB (AlgN). J. Bacteriol. 179, 3711-3720 (1997).
- Boucher, J. C., Schurr, M. J., Yu, H., Rowen, D. W., Deretic, V. Pseudomonas aeruginosa in cystic fibrosis: role of mucC in the regulation of alginate production and stress sensitivity. Microbiology. 143, 3473-3480 (1997).
- Martin, D. W., Holloway, B. W., Deretic, V. Characterization of a locus determining the mucoid status of Pseudomonas aeruginosa: AlgU shows sequence similarities with a Bacillus sigma factor. J. Bacteriol. 175, 1153-1164 (1993).
- Damron, F. H., Goldberg, J. B. Proteolytic regulation of alginate overproduction in Pseudomonas aeruginosa. Mol. Microbiol. 84 (4), 595-607 (2012).
- Browne, P., Barret, M., O'Gara, F., Morrissey, J. P. Computational prediction of the Crc regulon identifies genus-wide and species-specific targets of catabolite repression control in Pseudomonas bacteria. BMC Microbiol. 10, 300 (2010).
- Damron, F. H., Qiu, D., Yu, H. D. The Pseudomonas aeruginosa sensor kinase KinB negatively controls alginate production through AlgW-dependent MucA proteolysis. J. Bacteriol. 191, 2285-2295 (2009).
- Damron, F. H., et al. Analysis of the Pseudomonas aeruginosa regulon controlled by the sensor kinase KinB and sigma factor RpoN. J. Bacteriol. 194, 1317-1330 (2012).
- Qiu, D., Eisinger, V. M., Rowen, D. W., Yu, H. D. Regulated proteolysis controls mucoid conversion in Pseudomonas aeruginosa. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 8107-8112 (2007).
- Schurr, M. J. Which bacterial biofilm exopolysaccharide is preferred, Psl or alginate. J. Bacteriol. 195, 1623-1626 (2013).
- Wong, S. M., Mekalanos, J. J. Genetic footprinting with mariner-based transposition in Pseudomonas aeruginosa. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 97, 10191-10196 (2000).
- Lampe, D. J., Akerley, B. J., Rubin, E. J., Mekalanos, J. J., Robertson, H. M. Hyperactive transposase mutants of the Himar1 mariner transposon. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 96, 11428-11433 (1999).
