Summary
Murine ventriculaire gauche muscle papillaire peut être utilisée pour étudier la contractilité cardiaque in vitro. Cet article décrit en détail l'isolement et des protocoles expérimentaux pour étudier les caractéristiques contractiles cardiaques.
Abstract
Muscle papillaire isolé de coeurs de souris adultes peut être utilisée pour étudier la contractilité cardiaque au cours des différentes physiologiques / conditions pathologiques. Les caractéristiques contractiles peuvent être évaluées indépendamment des influences externes telles que le tonus vasculaire ou le statut neurohumoral. Il représente une approche scientifique entre des mesures de cellules individuelles avec les myocytes cardiaques isolés et dans les études in vivo comme l'échocardiographie. Ainsi, des préparations de muscle papillaire servent comme un excellent modèle pour l'étude de la physiologie cardiaque / physiopathologie et peut être utilisé pour des enquêtes comme la modulation par des agents pharmacologiques ou l'exploration des modèles animaux transgéniques. Ici, nous décrivons un procédé pour isoler le muscle papillaire antérieur gauche de souris pour étudier la contractilité cardiaque dans une installation de bain d'organe. Contrairement à la préparation d'une bande de muscle isolé de la paroi ventriculaire, le muscle papillaire peut être préparé in toto sans endommager le tissu musculairee sévèrement. La configuration du bain d'organe se compose de plusieurs chambres de bain d'organe électrodes-équipée, gazés et à température contrôlée. Le muscle papillaire isolé est fixé dans la chambre de bain d'organe et stimulé électriquement. La force de contraction évoquée est enregistrée en utilisant un transducteur et des paramètres tels que la pression se contracter amplitude de la force et de contraction cinétique sont analysés. Différents protocoles expérimentaux peuvent être réalisées pour étudier le calcium et dépendant de la fréquence ainsi que la contractilité courbes dose-réponse des agents contractiles tels que les catecholamines ou d'autres produits pharmaceutiques. En outre, des conditions pathologiques comme l'ischémie aiguë peuvent être simulées.
Introduction
L'enquête de protéines comme les canaux ioniques référence leur rôle pour la contractilité cardiaque est essentiel de découvrir différents mécanismes pathologiques et d'établir de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les maladies cardiaques telles que l'ischémie et de l'insuffisance cardiaque.
La fonction contractile des cardiomyocytes de mammifères est connue pour être modulée par divers canaux ioniques, les transporteurs et d'autres protéines. Potentiel d'action activation de sarcolemmique de type L dépendant de la tension évoquée canaux Ca2 + conduit à influx de Ca 2+ de l'espace extracellulaire et par la suite à Ca 2+ induite par Ca 2+ de presse (CICR) 1, ce qui déclenche la contraction cellulaire 2. Ca 2+ -signaling joue un rôle central dans la contractilité cardiaque et l'adaptation au stress physiologique ou pathologique. Catécholamines activent les récepteurs ß-adrénergiques cardiaques, stimulant ainsi l'adénylcyclase (AC) qui synthétise l'AMPc. Étant activé, protein kinase A (PKA) phosphoryle différentes protéines associées intracellulaires et membranaires comme de type L canaux Ca 2+, phospholamban et récepteurs de la ryanodine résultant dans la modification de Ca 2 + transitoires et la contractilité cardiaque 1,3,4. cAMP est dégradée par la phosphodiesterase (PDE). L'activation des récepteurs couplés à Gs autres que les ß-adrénergiques conduit également à l'accumulation de AMPc.
La technique des mesures de contractilité dans des bandes isolées musculaires ventriculaires est bien établie pour les grandes espèces de mammifères 5-8. Sur la base de la possibilité de ciblage de gène chez la souris, il est important d'établir des méthodes pour analyser la physiologie cardiaque murin. Cependant, les données existantes sur les propriétés physiologiques des préparations musculaires isolées chez des souris diffèrent en fonction des conditions expérimentales 9-12.
Le procédé décrit est utilisé pour analyser la contractilité cardiaque ventriculaire gauche papillaire de pré musculaireparations in vitro. Etude de la contractilité cardiaque est réalisé en l'absence d'influences modifiant la contractilité cardiaque in vivo, comme la pression sanguine, la stimulation neuro-humoral et le stress physique ou métabolique. Le taux de la préparation traitance musculaire battant peut être rigoureusement défini et modifiées arbitrairement. Twitch force peut être analysée dans le contexte des stimuli spécifiques tels que la concentration de calcium, le battement de fréquence ou de la température. En outre, cette méthode peut être utilisée pour étudier les différents composants de la voie de signalisation et de comparer la performance cardiaque de modèles de souris génétiquement modifiées par le contrôle des conditions expérimentales mentionnées ci-dessus.
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Protocol
REMARQUE: Les étapes de base de la procédure d'isolement sont présentées sur la figure 1 Toutes les étapes sont décrites en détail dans le protocole suivant.. Isolement du muscle papillaire, le montage dans la chambre de bain d'organe, l'acquisition et l'analyse est effectuée dans un laps de temps consécutif et obligatoire.
Toutes les expériences sur les animaux ont été effectuées en conformité avec la législation allemande sur la protection des animaux et ont été approuvés par le Conseil de l'Université de Heidelberg examen éthique.
1. Préparation du Instrumentation
- Pour la contractilité mesures utilisent une configuration à plusieurs chambres de bain d'organe. Les composants d'une installation de bain d'organe ex vivo de la contractilité sont présentés sur la figure 2.
NOTE: Pour minimiser la quantité de temps entre la préparation du muscle papillaire et le début du protocole expérimental, mis en place l'équipement et préparer des tampons avant de recueillir tissue.This expérimentales provides la plus grande quantité de temps que le tissu reste viable pour mener des expériences. - Démarrez l'équipement informatique et l'acquisition de données. Allumez bain d'organe thermique (préréglé à 32 ° C) et de permettre aux unités de température préréglée.
- Préparer le matériel d'acquisition. Commencer l'enregistrement des données, comme mentionné dans le manuel du logiciel.
- Vérifier et procéder à l'étalonnage (si nécessaire) sur chaque canal et tous les canaux zéro pour normaliser le signal électrique fourni par le transducteur de force respective (associé à ce canal) à une 2-g force fournie par un poids certifié.
- Ouvrir l'alimentation de gaz (95% d'O 2/5% de CO 2) à des chambres de bain d'organes. De gaz sans interruption toutes les chambres pendant les mesures de protocole entières.
2. Préparation des tampons et des solutions physiologiques
- Préparer une solution de tampon de Krebs-Henseleit à parvenir à des concentrations finales de 119 mM de NaCl; 25 mM de NaHCO 3; KCl 4,6 mM; Glucose 11mm; 1 mM de Na-pyruvate; 1,5 mM de CaCl 2; 1,64 mM MgSO4; MM KH 1.18 2 PO 4 et ajuster le pH à 7,4 (voir le tableau 1 solution physiologique).
- Préparer une solution tampon de Krebs-Henseleit séparée à utiliser lors de l'isolement comme décrit dans l'étape 2.1 avec supplémentaire monoxime 30 mM 2,3-Butanedione (BDM) et 50 IE héparine / ml. Refroidir à la solution à 4 ° C (voir tableau 1 Préparation de solution). Pour la simulation de l'ischémie, l'ischémie-préparer une solution comme décrit dans le Tableau 1.
- Pour le protocole du Ca 2 + - dépendante de la contractilité, Ca2 + ajouter à la solution de tampon de Krebs-Henseleit à la concentration finale requise.
REMARQUE: préparer ces solutions directement avant son utilisation et Gass avec carbogène pour éviter la précipitation du carbonate de calcium. Préchauffer la solution à 32 ° C avant utilisation.
3. Préparation du tube et Dissection gazage vaisselle utilisée au cours de la procédure Excision papillaire
- Branchez un gaz doucechanter tube (diamètre extérieur de 2-4 mm) pour le raccordement de gaz (100% d'oxygène, carbogène alternativement) avec un expert de travail.
- Créer un anneau fermé du tube de gazage montage à l'intérieur du plat de dissection. Perforer le tube de gazage à plusieurs reprises que un bouillonnement continue est assurée. Ce tube de gazage peut être utilisé plusieurs fois.
- Préparer plat de dissection avec un élastomère de silicone en bas (0,5 cm d'épaisseur), de sorte que les repères peuvent être bloqués dedans. Ce plat peut être utilisé plusieurs fois.
4. Isolement de gauche antérieur muscle papillaire de souris
REMARQUE: Avant de commencer l'isolement du muscle papillaire, vérifiez que les conduites de gaz sont clairement des blocages.
- Préparer la configuration du bain organe tel que mentionné dans la section 3.1 de protocole avant de commencer la préparation des muscles papillaires. Préparer des solutions à tous les jours de l'expérience.
- Sacrifiez la souris (âgé d'environ 8-12 semaines) par dislocation cervicale according de travail d'experts et des directives institutionnelles.
- Fix l'animal en position dorsale en fixant les pattes de devant et postérieurs pattes sur une planche de dissection, ouvrez le latéral du thorax des deux côtés en coupant à travers les côtes avec des ciseaux d'os pointus, puis couper la membrane avec une coupe transversale. Retirer le péricarde. Maintenant, le coeur et l'aorte sont accessibles.
- Fixer le coeur avec le forceps émoussé sur le tronc vasculaire à proximité du cœur et de séparer le cœur rapidement avec des ciseaux dans les poumons et les tissus environnants.
- Transférer le cœur battant d'une boîte de Pétri remplie de solution de préparation refroidie gazés avec l'oxygène (étape 2.2). Laisser le coeur à battre et stimuler les contractions cardiaques doucement par l'intermédiaire de toucher la pointe du cœur avec une pince.
- Dès le cœur est complètement exsangue, le transférer vers le plat de dissection rempli de solution de préparation refroidi (étape 2.2) et gazés avec O 2. De cette étape sur l'utilisation d'un stéréomicroscope.
- Fixer la HEAtempérature ambiante avec une petite aiguille à travers le ventricule droit afin que le cœur est vu de dorsale (ventricule droit est situé sur le côté droit de la vue de l'opérateur).
- L'aide de ciseaux de microchirurgie séparent les deux oreillettes sur le niveau auriculo-ventriculaire, couper le tissu reliant des ventricules et les jeter. Effectuer une coupe à travers la paroi ventriculaire de la valve niveau AV à la pointe du cœur en évitant toute pression mécanique.
- Ouvrez le ventricule et fixer la paroi libre du côté gauche avec une pince, ayant ainsi un regard à la fois de gauche muscles papillaires ventriculaires.
- Légèrement couper le latéral du tissu ventriculaire sur les deux côtés du muscle papillaire antérieur gauche en préservant une partie de la voile valvulaire sur la préparation de muscle papillaire et éviter de toucher ou de l'étirement du muscle papillaire autant que possible. Disséquer le reste tissu de la paroi ventriculaire du muscle papillaire.
- Joindre des fils de soie (7/0, métrique 0,5) sur les deux côtés de la préparation de muscle papillairearation, l'un sur la voile valvulaire et l'autre sur la partie musculaire. Fixer la préparation dans la chambre de bain d'organe rempli de solution de bain d'organe et gazés avec du carbogène, en tant que température de 32 ° C est recommandée.
5. équilibration et la stimulation du muscle papillaire
- Stimuler la préparation de muscle papillaire avec des impulsions rectangulaires (durée de 2 ms et courant de 100 mA) à la fréquence de stimulation de 1 Hz immédiatement après la fixation dans le bain d'organe.
- Assurer un changement fréquent de la solution de bain d'organe, soit par le changement continu ou par le changement d'emploi fréquents (toutes les 5 min) en fonction de la configuration du type de bain d'organe utilisé.
- Augmentez progressivement la prétention jusqu'à ce qu'une force de contraction maximale dans atteint. Force de contraction maximale est atteinte lorsque l'augmentation de la prétention est pas suivie d'une autre augmentation de la force de la secousse.
- Après 45-60 minutes d'équilibration, démarrer le protocole expérimental.
REMARQUE: Le protocole expérimental décrit ci-dessous comprend manœuvres standards pour caractériser la contractilité cardiaque dans des conditions physiologiques et physiopathologiques. Dans la section représentant nous décrivons ces protocoles en détail montrant également des résultats représentatifs (voir également le tableau 2).
- L'enregistrement et l'analyse des protocoles expérimentaux
- Pour l'enregistrement, utilisez un logiciel approprié avec une résolution temporelle adéquate (≥ taux d'acquisition de 1 kHz).
- Analyser les paramètres y compris la force de la secousse d'amplitude (hauteur), temps au pic de tension (TTP) et la moitié maximal temps de relaxation (R 50 / TFall, respectivement), comme mentionné dans le programme de logiciel (comme par exemple le graphique 5.5 de ADInstruments, voir la figure 4).
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Representative Results
Le protocole de ce manuscrit pour les mesures de contractilité murins isolés de préparations de muscle papillaire est accordé sur les conditions optimales pour obtenir des résultats expérimentaux reproductibles dans des conditions physiologiques. Pour définir les conditions expérimentales optimales nous avons effectué des expériences pilotes variant la température du bain d'organe et de la concentration de calcium extracellulaire (voir aussi 12). Le protocole décrit ici a été réalisée avec une concentration en calcium extracellulaire de 1,5 mM et une température de 32 ° C.
Propriétés de contractilité basales
Pour caractériser les propriétés de contractilité basales, les paramètres pour la force de la secousse d'amplitude, le taux se contracter, le temps de crête (définie comme le temps nécessaire pour atteindre la force de contraction maximale à partir de 5% de base) et de détente 50 (temps de relaxation de la moitié maximale; défini comme le temps nécessaire pour atteindre la moitié de la force de relaxation) sont utilisés dans ce protocole. Une trace représentant de twdémangeaisons et l'analyse de ces paramètres sont illustrés sur la figure 3A-B.
Le calcium-dépendante contractilité
Concentration de calcium extracellulaire détermine fondamentalement couplage excitation-contraction cardiaque et en faisant varier ce paramètre, la sensibilité au calcium de l'appareil contractile dans les cardiomyocytes peut être évaluée. Comme le montre la figure 3C l'augmentation des résultats de la concentration de calcium extracellulaire dans les transitoires de calcium modifié et altéré par la suite dans la production de la force de contraction. Le calcium-concentration de la solution extracellulaire est augmentée étape par étape (par exemple, entre 1,5 et 7 mm). En appliquant ce protocole, l'homéostasie du calcium en ce qui concerne la contractilité de calcium-dépendante de l'appareil contractile peut être évaluée. Dans la configuration de l'organe de bain utilisé dans ce manuscrit, le changement de la concentration de calcium extracellulaire a été effectuée en changeant la solut de bain d'organeions conduisant manuellement pour une courte interruption de la stimulation et de la suite à une potentialisation postrest artificielle (voir la Force potentialisation après intervalle non-stimulation).
Force de potentialisation après intervalle non-stimulation (PRP)
A la fin d'un calcium du cycle de contraction est séquestré dans le réticulum sarcoplasmique (SR) principalement par une pompe à calcium ATP-dépendante (SERCA, sarco-réticulum endoplasmique calcium-ATPase), réduisant ainsi la concentration de calcium cytosolique au cours de la diastole. Si l'intervalle de temps entre deux contractions est agrandie, plus de calcium peut être pompé de nouveau dans la SR et par la suite plus de calcium peut être libéré au cours de la prochaine excitation. Le protocole postrest-potentialisation (PRP) décrit des altérations de l'amplitude de la force de contraction après une stimulation précédente avec période de repos d'une durée définie. Chez l'homme, le rat ainsi que dans le tissu cardiaque murin, une augmentation de la force de la secousse a été montré 10,12-14,16 (
Dépendant de la fréquence de la contractilité (FFR)
Rapport de force fréquence décrit la corrélation entre battant fréquence et la force de contraction de contraction (effet Bowditch) 18. La relation de fréquence force- diffère considérablement entre les espèces de mammifères et des conditions expérimentales 19. Chez la souris, une corrélation précise entre le taux de passage à tabac et la force de contraction a été montré. A 32 ° C, un FFR initiale négative entre les taux de 0,1-1 Hz de stimulation a été montré, alors que la FFR a été montré pour être positif dans la gamme de 1-4 Hz de stimulation 9-12 (figure 3E).
En omettant myocardium une corrélation négative entre le taux de battre et de la contractilité est décrit 20,21. Dans ce manuscrit, la stimulation de fréquence standard (1 Hz) est réduite à 0,1 Hz et à partir de là, le rythme de fréquence est progressivement augmentée à 5 Hz (0,2; 0,5; 1; 2; 3; 4; 5 Hz).
stimulation ß-adrenergique
Catécholamines comme adrénaline et la noradrénaline sont des hormones qui sont libérées au cours (pathogènes) des conditions de stress physiologiques modulant la force contractile cardiaque par activation de ß-adrénergiques. Demande iatrogène des catécholamines joue un rôle de premier plan dans le traitement clinique des patients souffrant d'insuffisance cardiaque aiguë à améliorer inotropie cardiaque temporairement. Cet effet peut également être vu et étudié dans des études in vitro. Comme un agoniste des ß-adrénergiques, Isoprénaline augmente la force de contraction contractile. In vivo, une augmentation de la fréquence battant se produit également (effet inotrope positif), quimodule en outre la réponse contractile (effet Bowditch, vous pouvez aussi consulter protocole FFR décrit ci-dessus). Utilisation de la méthode décrite ici, l'effet inotrope de Isoprénaline peut être étudié à un taux fixe de battre sans cet effet chronotrope (figure 3F). La stimulation de la ß-adrénergiques peut également être obtenue par d'autres hormones telles que l'histamine. Dans le tissu ventriculaire murin, l'application des résultats de l'histamine dans une réponse biphasique qui contient un effet inotrope positif initial, mais avec une baisse transitoire en vigueur tic comme dans la figure 3G. Pour cette raison, une interprétation des données de mesure par l'application d'histamine semble être difficile; en particulier le récepteur d'activation sous-jacente chez la souris n'a pas été entièrement résolue.
Conditions ischémiques
L'ischémie cardiaque aiguë est définie comme étant une limitation critique de l'écoulement de sang qui conduit à la pénurie de tissu cardiaque avec de l'oxygène etnutriments entraînant des pertes de contractilité, le développement de la contracture ischémique et la mort cellulaire. Pour simuler une ischémie in vitro, les muscles sont exposées pendant 30 min à du glucose et solution extracellulaire libre-pyruvate fait barboter avec 95% de N2 / 5% de CO 2. Avec cette approche un épuisement de l'ATP dans les cardiomyocytes devrait être induite. Dans quelques minutes après le début de l'ischémie-simulation, une baisse de la force de contraction se produit avec apparition d'une contracture ischémique photo comme une augmentation spontanée de la tension de précharge (figure 3H).
Tableau 1: Les composants et les concentrations des solutions tampons utilisées.
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Tableau 2: Liste des protocoles expérimentaux proposés pour enquêter sur la contractilité cardiaque en préparations isolées de muscle papillaire.
Figure 1. Principales étapes de la préparation de muscle papillaire. (A) Dissection de deux oreillettes. (B) Vue sur la antérieure muscle ventriculaire gauche papillaire. (C) Dissection du muscle papillaire de la paroi ventriculaire. (D) Fixation des deux fils de soie avant la fixation dans la chambre de bain d'organe. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Figure 2. Installation de la salle de bain d'organes. (A) de réglage Schéma de l'installation de bain d'organe. Chemise d'eau des chambres de bain d'organes équipés de frittes de verre d'aération assurent un contrôle de température stable. Pour générer des impulsions rectangulaires électrodes de champ sont fixés sur le support de tissu. Un transducteur de force détecte la contraction du muscle amplifiant ainsi le signal produit. Ce signal est filtré et transféré à l'ordinateur par un convertisseur A / N. Le signal est ensuite numérisé et peut être sauvegardé pour des analyses ultérieures. (B) Image d'une seule préparation de muscle papillaire fixe dans la chambre de bain d'organe à partir de la configuration du bain d'organe (C). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Figure 3. Les résultats représentatifs de mesures de contractilité de antérieure gauche muscles papillaires murins. (A) d'analyse représentant de la force de la secousse d'amplitude, temps au pic de tension (TTP) et la moitié du temps de relaxation maximale (R 50) d'une seule secousse. Enregistrements représentatifs de secousses stimulées de préparations de muscle papillaire murins sous stimulation basale avec une fréquence de 1 Hz (B) de coups, au cours de l'augmentation des concentrations de calcium extracellulaire (C), pendant des intervalles définis repos (de potentialisation après le repos, PRP) (D), ou différente (taux de stimulation de relation de force fréquence, FFR) et (E) après l'application de concentrations croissantes de Isoprenaline- (F) ou d'histamine-application (G). Enregistrement représentant de secousses stimulées et précharge pendant l'ischémie-stimulation (H).s: //www.jove.com/files/ftp_upload/53076/53076fig3large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4. Analyse des paramètres contractiles. Pour caractériser la fonction contractile, paramètres, y compris la force de la secousse d'amplitude (hauteur), temps au pic de tension (TTP) et la moitié maximal temps de relaxation (R 50 / TFall, respectivement) sont analysés dans ce protocole en utilisant le logiciel programme graphique 5.5 (ADInstruments). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Dans ce manuscrit, nous décrivons une méthode pour enquêter sur la contractilité du muscle papillaire murin in vitro qui peut être utilisée pour répondre à plusieurs questions scientifiques liées à la physiologie du cœur et de la pathologie chez la souris ainsi que pour soutenir l'analyse des lignées transgéniques et la découverte de nouvelles approches pharmaceutiques pour traiter les dysfonctionnements cardiaques. Nous illustrons l'utilisation de cette méthode pour évaluer les propriétés physiologiques, pathologiques et pharmacologiques de la contractilité du muscle cardiaque (voir la figure 3). Applications supplémentaires non illustrés ici comprennent l'évaluation des voies intracellulaires utilisant différents agents pharmacologiques (voir aussi 12).
Maladies cardiaques telles que la cardiopathie ischémique et l'insuffisance cardiaque présentent un problème clinique éminent et restent la principale cause de mortalité et de morbidité dans le monde entier 22. Pour de nombreuses protéines exprimées dans le cœur, leur rôle dans la contractilité cardiaque est still mal comprise ou non étudié jusqu'à présent. La mesure de la contractilité des muscles papillaires isolés démontre une approche significative et valable pour étudier la contractilité cardiaque in vitro dans des modèles de souris.
Bien que la méthode est techniquement faisable et montre une bonne reproductibilité, il ya plusieurs étapes critiques nécessaires pour assurer son succès: d'abord, après l'isolement du cœur, d'assurer une solution gratuite de sang au cours de la procédure de préparation pour être en mesure de fonctionner correctement (visualisation). Une autre étape essentielle est que la préparation des tissus est réalisée avec soin pour assurer la viabilité en évitant tout contact ou l'étirement du muscle papillaire. Comme décrit dans la section de la méthode essayer de garder la voile valvulaire relié au muscle papillaire pour assurer un attachement sans problème du fil de soie. Après la fixation de la préparation dans la chambre de bain d'organe, changer la solution de bain d'organe à plusieurs reprises au cours des premières minutes de débusquer la BDM. IncreaSE prétention de la préparation légèrement et progressivement jusqu'à ne plus augmentation de la force de contraction se produit. Il ya quelques critères d'exclusion pour l'évaluation des protocoles simples tels que battements arythmiques et augmentation spontanée de la prétention comme un signe de conditions ischémiques. Plusieurs protocoles expérimentaux tels que la potentialisation et postrest relation force fréquence peuvent être effectuées avec le même échantillon de préparation, tandis qu'un nouvel échantillon de la préparation doit être utilisée pour l'analyse des effets des médicaments médiée sur la contractilité. Le protocole de préparation est optimisée pour isoler le muscle papillaire antérieur gauche. L'adaptation du protocole, également postérieure du muscle peut être utilisé pour ce procédé de mesures de contractilité.
Cette méthode de mesure isolée du muscle papillaire fournit diverses informations sur le calcium, la température et la fréquence dépendant de la contractilité ainsi que sur la réponse contractile après l'application d'agents pharmacologiques ou de la carte SIMulation des conditions pathologiques. Cependant, l'interprétation et l'extrapolation de ces résultats doit être manipulé avec soin scientifique. Le procédé décrit est un modèle in vitro de muscle cardiaque, déconnecté de son environnement normal et innervation nerveuse. Par conséquent, les conditions expérimentales ne sont pas physiologique et les résultats reçus dans ce protocole ne peuvent être transférés sans interprétation en profondeur à la situation in vivo. Par exemple, la méthode ne tient pas compte des changements de la pression artérielle, les hormones ou le contrôle neuronal extrinsèque. La fourniture de suppléments d'oxygène et métaboliques pour la préparation du bain d'organe est limitée par la diffusion. Une offre insuffisante de suppléments d'oxygène et métaboliques conduirait à des conditions ischémiques et les résultats expérimentaux par la suite invalides. Pour éviter cela, les conditions expérimentales doivent être optimales, en particulier en ce qui concerne l'oxygénation, la concentration de calcium et la température de la solution de bain d'organe.Avec les conditions expérimentales du protocole décrit ici, des résultats valables peuvent être accordées.
Dans ce manuscrit une méthode de simuler les conditions d'ischémie-like est décrite. En plus de la simulation de l'hypoxie, tous les suppléments énergétiques de la solution de bain d'organe ont été épuisées pour imiter l'état ischémique in vivo aussi bon que possible. A la différence de l'hypoxie, on a montré que la déplétion simultanée d'oxygène et de l'énergie électrique entraîne des changements dans les transitoires calciques comparables à des altérations observées in vivo 23.
Le mode opératoire décrit pour l'isolement des souris muscle papillaire peut être adapté à d'autres espèces, par exemple, rat. Toutefois, les conditions optimales de la configuration de l'organe de bain pourraient varier entre différents modèles animaux et peuvent être adaptés. Les paramètres qui peuvent avoir besoin d'adaptation sont la température et la concentration en calcium de la solution physiologique.
Dans summary, cette méthode de la contractilité fournit une approche très puissante pour évaluer physiologie cardiaque, physiopathologie et de la pharmacologie. Lorsqu'il est utilisé correctement, il offre la possibilité d'étudier la contractilité cardiaque dans un environnement isolé, mais bien contrôlée.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun intérêt financier concurrentes.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (KFO 196 "Signaltransduktion bei adaptativen und maladaptiven kardialen Rénovation-Prozessen", FR 1638 / 1-2) et par le DZHK (Centre allemand de recherche cardiovasculaire, une partie des centres de recherche en santé allemand , qui est un BMBF (ministère fédéral allemand de l'Éducation et de la Recherche) initiative).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sodium chloride | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| Sodium bicarbonate | Sigma-Aldrich | S5761 | |
| Potassium chloride | Sigma-Aldrich | P9333 | |
| Glucose | Sigma-Aldrich | D9434 | |
| Sodium pyruvate | Sigma-Aldrich | P5280 | |
| Calcium chloride dihydrate | Sigma-Aldrich | 223506 | |
| Magnesium sulfate heptahydrate | Sigma-Aldrich | 230391 | |
| Potassium phosphate monobasic | Sigma-Aldrich | P 5655 | |
| 2,3-Butanedione monoxime | Sigma-Aldrich | B0753 | |
| 3-Isobutyl-1-methylxanthine | Sigma-Aldrich | I5879 | Hazard statement H 302, solve in DMSO |
| Dimethyl sulfoxide (DMSO) | Sigma-Aldrich | D2650 | |
| Isoprenaline hydrochloride | Sigma-Aldrich | I5627 | Hazard statement H 315-H319-H335 |
| Sodium Heparine 250.000 IE/10 ml | ratiopharm | PZN 3874685 | |
| Histamine dihydrochloride | Sigma-Aldrich | H7250 | Hazard statement H 315-H 317-H319- H334-H335 |
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