Summary
本协议的目的是演示一种有效的方法, decellularize 和 decalcify 小鼠耳蜗作为组织工程应用的支架使用。
Abstract
在哺乳动物, mechanosensory 的毛细胞, 促进听力缺乏再生能力, 这是有限的治疗听力损失。目前的再生医学战略的重点是移植干细胞或在内耳周围的支持细胞的遗传操作, 以鼓励更换受损的干细胞, 以纠正听力损失。然而, 细胞外基质 (ECM) 在诱导和维持毛细胞功能方面可能起着至关重要的作用, 而且尚未得到很好的研究。利用耳蜗 ECM 作为培养成体干细胞的支架, 可以为细胞外环境的组成和结构对维持听觉功能的支持提供独特的见解。在这里, 我们提出了一种方法, 分离和 decellularizing 耳蜗从小鼠使用作为支架接受灌注成体干细胞。在当前的协议中, 耳蜗是从被安乐死的小鼠、细胞和脱中分离出来的。之后, 人沃顿的果冻细胞 (hWJCs), 从脐带被隔离, 仔细地灌注到每个耳蜗。耳蜗被用作生物反应器, 细胞被培养30天后进行分析处理。细胞耳蜗保留可辨认的胞外结构, 但没有揭示细胞的存在或 DNA 的明显片段。耳蜗内灌注的细胞侵入耳蜗的大部分内部和外部, 在30天的时间内没有发生任何事件。因此, 目前的方法可以用来研究如何耳蜗 ECM 影响细胞的发展和行为。
Introduction
耳蜗是一种复杂的螺旋结构, 在颞骨中发现。它是由外骨迷宫和同心, 内膜迷宫1组成。膜迷宫包括三流体空间: scala vestibuli, scala 媒体, 和 scala 索1。scala 媒介安置感觉上皮, 由许多细胞类型组成, 但感觉毛细胞 (HC), 传感器机械能在音波到神经冲动2, 是特别感兴趣的。接触到声学创伤3,4,5, 药物治疗6, 疾病7,8, 和老化9都可以通过 HC 死亡导致听觉功能受损。哺乳动物的毛细胞丢失是永久性的, 不像禽 HCs, 它可以在受伤后再生10。
各种当代研究努力试图恢复失去的 HCs, 虽然具体的实验方法有所不同。在体外分化的感觉上皮和干细胞植入的基因表达的操作是该领域的主要方法, 尽管寻求将干细胞分化成耳蜗 organoids 的诱导方法已经已尝试11,12,13。每种方法要么直接依赖干细胞, 要么是干细胞所使用的发育线索;但是, 第二个共享的和潜在的关键元素是耳蜗自身的 ECM14,15。
ECM 不仅为细胞和组织提供物理支持, 包括细胞黏附、增殖、存活和迁移的表面, 而且在 HCs 和螺旋神经节的发育中起关键作用15,16 ,17。自然发生的 ECM 提供诱导信号, 可以指导细胞表型的确定和/或细胞黏附, 增殖, 和生存18。因此, 利用细胞耳蜗结合培养 hWJCs 提供了一个独特的机会, 以探索的作用, ECM 和 HC 再生。HWJCs 是一种容易获得的, 争议细胞类型, 从人类脐带中分离出来, 表现得像间充质干细胞19。HWJCs 已经显示了区分感觉神经细胞谱系的能力20,21。因此, 目前的协议细节的隔离, 细胞, 并灌注耳蜗从 C57BL 鼠胴体与 hWJCs 的内耳组织工程。
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Protocol
所有程序, 包括动物安乐死, 都是根据批准的机构动物保护和使用委员会 (IACUC) 议定书 (针灸学 #2014-2234) 在堪萨斯大学医学中心 (KUMC) 进行的。
注: HWJCs 是从人类脐带中分离出来的, 这些患者提供了知情同意, 并按照堪萨斯大学人类科目委员会 (KU-IRB #15402) 批准的协议使用了标本。
1. 颞骨收获与耳蜗隔离
- 斩首一个适当的安乐死, 15 周大的老鼠通过切割头骨和第一个颈椎之间的一条锋利的外科剪刀, 然后喷雾下来的头与70% 乙醇消毒 (图 1A)。
- 用同样锋利的外科剪刀 (图 1B-c, 虚线) 在 mid-sagittal 平面上对头骨。
- 使用一对钳 (图 1D, 箭头) 从颅骨中取出脑组织。
- 通过存在的听觉和前庭神经根 (图 1E-F, 箭头) 的内部头骨和耳管从外部 (图 1F, 箭头) 来识别颞骨。仔细地切开头骨从头骨的剩下的人分离世俗骨头 (图 1G)。
注意: 在某些情况下, 它可能可以微妙地撬开颅骨周围的骨骼, 而不需要切割。 - 将细钳插入耳道的开口大约5毫米 (图 1H), 所以这些小贴士不会冒险刺穿耳蜗。轻轻地打开大的骨骼 (图 1H, 顶部红色阴影区域), 以便它断开 (图 1I, 红色虚线)。
注: 如有必要, 解剖显微镜可以帮助这一过程, 以确保仪器的准确放置和操作。 - 使用细钳, 撬开大从颞骨的其余部分, 露出骨迷宫的耳蜗 (图 1J, 红色括号)。
- 在解剖范围视野下放置一个足够大的培养皿以容纳颞骨 (例如, 30 毫米或更大), 并填充足够的磷酸盐缓冲盐水 (PBS) 来覆盖颞骨 (如例如, 0.5 到1毫升)。
- 淹没世俗骨头与大去除在 PBS 与耳蜗的卵形和圆的窗口朝向。
注意: 从耳蜗中取出前庭系统是不必要的, 因为前庭系统很好地充当了操纵和定向耳蜗功能的手柄 (图 1I和图 2B)。 - 使用超细钳, 取出镫动脉, 穿过镫。
- 插入一个尖端的超细钳通过拱镫的地方, 动脉通过, 并微妙地解除镫向上。关节镫应该从椭圆形窗口中抬起。
- 用一个尖端的超细钳, 刺穿椭圆形和圆形窗口。
- 使用 1x PBS 填充28.5 口径注射器与油管 (内径0.28 毫米, 外径 0.61 mm) 连接, 定位油管在椭圆形窗口 (图 2A -b)。
注: 管子的开口可以使用超细镊子来操纵, 以确保准确的放置。- 为每个耳蜗使用新鲜的注射器和导管。
- 灌注2毫升的10% 抗生素抗 (防) 和10% 青霉素-链霉素 (笔链球菌) 在 PBS 通过耳蜗超过5分钟, 以消除淋巴。灌注太快, 压力过大会损害耳蜗内的细微结构。
注: 手动驾驶注射器灌注通过耳蜗的液体是有效的, 尽管灌注泵可以作为替代品使用。- 如果手动灌注, 使用一对优良的, 自闭钳, 以稳定的耳蜗 (图 2A) 在灌注过程中抓住颞骨的前庭部分。
注: 虽然不需要, 这留下双手自由处理仪器;一只手可以驱动注射器 (图 2A), 而另一个则可以适当定位油管 (图 2B)。 - 从这一步向前, 小心避免暴露耳蜗不必要的空气。将气泡引入流体空间会堵塞流体循环, 进一步干燥会破坏耳蜗内的细微结构。
- 如果手动灌注, 使用一对优良的, 自闭钳, 以稳定的耳蜗 (图 2A) 在灌注过程中抓住颞骨的前庭部分。
- 用细钳去除和丢弃剩余的肌肉组织和骨碎片。
- 如有必要, 在4° c 的10% 防和10% 笔链球菌感染溶液中, 在 PBS 中贮存隔离耳蜗七天, 每48小时定期更换抗生素溶液。
2. 人工耳蜗加工
- 细胞
- 对于每一个耳蜗, 填补一个20毫升玻璃闪烁瓶与1% 十二烷基硫酸钠 (SDS) 溶液在去 (DI) 水, 这是用来 decellularize 耳蜗。
- 用剃刀刀片将塑料7毫升的转移吸管的尖端切掉, 这样开口就足够大, 足以让耳蜗通过。
- 使用转移吸管, 轻轻地将耳蜗拉入吸管, 使其刚好通过几毫米的截边。
- 将耳蜗排出 1% SDS 溶液填充的闪烁小瓶。
- 在去 (DI) 水中循环2毫升的 1% SDS, 通过在闪烁瓶中使用转移吸管的耳蜗。
- 将闪烁小瓶放入转子, 并允许闪烁瓶在室温下以 10 rpm 旋转72小时。
- 在72小时内每24小时更换 1% SDS 溶液。改变 SDS 时要注意不要让耳蜗暴露在空气中。
- 用 DI 水冲洗耳蜗三次, 每次30分钟。
- 从闪烁瓶中取出剩余的 DI 水, 只留下足够的时间使耳蜗被淹没。
- 开始脱, 增加5毫升的10% 乙酸酸 (EDTA) (0.02 米) 在 DI 水中的闪烁瓶含有的耳蜗。
- 使用转移吸管, 通过闪烁瓶中的耳蜗在 DI 水中循环2毫升 10% EDTA。
- 将闪烁瓶放回转子, 并允许闪烁瓶在室温下以 10 rpm 旋转72小时。在72小时内每24小时改变 10% EDTA 溶液。在改变溶液时要小心, 这样耳蜗就不会暴露在空气中。
- 用 1x PBS 冲洗耳蜗3次, 每次2小时;在这个阶段, 耳蜗是脱的。
- 在4° c 的 PBS 中, 在10% 防、10% 笔链球菌感染溶液中储存耳蜗 72 h。
注: 定期更换抗生素溶液可能会延长贮存期;但是, 已处理的耳蜗的扩展存储尚未在本协议中得到验证。
3. 采购和扩大 hWJCs
- 根据以前发布的协议22隔离 hWJCs。简单地, 将脐带分成3厘米的部分。
- 小心地用手术刀在每个脐带段上做一个浅切口, 展开并露出沃顿的脐带果冻。用镊子取出血管。
- 用足够的 PBS (例如, 40 毫升在60毫米的培养皿中) 冲洗脐段, 以淹没组织。用手术刀切碎的组织片段。在 low-glucose Dulbecco 氏改良的鹰培养基 (DMEM) 中, 用50毫升消化培养基 (0.2% 型2胶原酶, 1% 青霉素-链霉素) 在100毫米培养皿中消化组织。
- 在 5% CO2, 37 ° c 恒温箱中, 在一个轨道振动器上, 在 50 rpm 的夜间将组织放入消化介质中。第二天, 在 PBS 的2% 种抗生素抗中, 稀消化培养基的比例为 1:16, 在室温 (~ 27 ° c) 下离心 500 x g 的颗粒细胞, 为10分钟丢弃上清。
- 骨髓间充质干细胞生长培养基 (MSCGM) 和重组细胞重颗粒。在组织培养中处理 T-75 烧瓶的密度为 7 x 103细胞/cm2的平板细胞。文化 HWJCs 在 MSCGM, 并扩大到通过5的实验。
注: HWJCs 可 sub-cultured 为更大的 T 型烧瓶 (如, T-150, T-300), 传代, 以提高 HWJCs 的实验产量。
4. 将 hWJCs 注入细胞耳蜗
- 准备细胞耳蜗
- 使用无菌技术, 在 1x PBS 中洗涤储存的耳蜗三次, 每次30分钟。
- 将耳蜗转化为24孔板的独立井, 并加入1毫升的37° c 5ml MSCGM。
- 孵育耳蜗在 5% CO2, 37 ° c 细胞培养孵化器为至少 1 h 在注入细胞之前。
- 离解 hWJCs 和重
- 清洗 hWJCs 与37° c 5ml 1x PBS 两次。
- 添加足够的37° c 5ml 胰蛋白酶与 0.5% EDTA 覆盖细胞血管表面。
- 孵育 hWJCs 5 分钟, 在 5% CO2, 37 ° c 细胞培养孵化器。
- 通过倒置显微镜观察细胞, 验证90% 的细胞是否与细胞培养表面分离。
注意: 当培养容器被轻轻拍打时移动的细胞已经分离。保持静止的细胞, 没有分离。 - 轻轻地敲击烧瓶的两侧, 以进一步去除附着的细胞。
- 通过倒置显微镜观察细胞, 验证90% 的细胞是否与细胞培养表面分离。
- 采用无菌技术, 将 hWJCs 从培养容器转移到50毫升的圆锥管, 其中含有相当于 MSCGM 的体积, 以用于游离细胞的胰蛋白酶。
- 在室温 (〜27° c) 下, 离心在 500 x g 的 hWJCs 为5分钟。
- 吸气上清, 和重 hWJCs 在 MSCGM 的浓度为50万细胞/毫升。
- 灌注耳蜗
- 转移耳蜗到一个新的24井板使用转移吸管。
- 在每个耳蜗上加一滴 MSCGM, 防止耳蜗干燥。
- 用超细镊子巧妙地定位耳蜗, 使椭圆形和圆形的窗户朝上。
注意: 当耳蜗容易受损时, 直接处理耳蜗时要格外小心。 - 使用一个无菌28.5 口径胰岛素注射器与连接的油管, 绘制0.2 毫升悬浮 hWJCs (10万细胞)。
- 使用灭菌的细钳, 放置在椭圆形窗口的油管。
- 微妙和缓慢灌注的耳蜗与0.2 毫升的悬浮 hWJCs 使用28.5 口径胰岛素注射器连接到聚乙烯管 (外径: 0.61 毫米, 内径: 0.28 毫米) 在大约5分钟。
- 灌注后, 将0.8 毫升的37° c 5ml MSCGM 到含有耳蜗的井中, 使井内总容积增加到1毫升。
- 对每一个耳蜗重复步骤 4.3. 3-4. 3.7, 每次使用新鲜的注射器和导管。
- 放置灌注耳蜗在 5% CO2, 37 ° c 细胞培养孵化器, 并改变媒体每周三次。
5. 耳蜗的采集和保存
注: 耳蜗可在任何时间点培养和收获30天 post-perfusion。
- 为了保存耳蜗, 在一个摇摆平台上, 在4° c 的晚上, 在 1x PBS 中修复4% 甲醛。
- 固定后, 用 1x PBS 清洗耳蜗三次, 每次5分钟。
- 在石蜡包埋之前, 用乙醇和脂肪烃溶剂逐渐将耳蜗脱水。
- 截面样品的厚度为10µm 使用切片和安装在玻璃显微镜幻灯片。
注: 样品现在可以使用标准的协议进行组织学或免疫组织化学处理。
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Representative Results
使用这里提出的方法, 成功的细胞耳蜗评估通过检查是否存在或没有 DNA 通过 4, 6-diamidino-2-吲 (DAPI) 染色。如果在细胞耳蜗内没有发现 DNA, 耳蜗被认为是完全细胞的。以前的实验中, 没有经过细胞或脱的原生耳蜗被用作一种阳性对照, 用以说明传统上在 C57BL 鼠耳蜗中发现的结构和细胞。细胞-脱耳蜗, 没有任何 hWJCs 注入, 被用作负控制。在组织切片的任何区域 (图 3) 均未观察到可量化的 DAPI 染色细胞核。两个耳蜗是细胞和脱, 然后注入 hWJCs 为当前项目。细胞-脱耳蜗灌流 hWJCs 被观察到有许多 DAPI 染色核内耳蜗和成长的骨外壳外的耳蜗 (表 1)。第一耳蜗细胞的总估计细胞密度为113759细胞/耳蜗后30天的培养 (图 4和图 5) 和第二个耳蜗是118732细胞/耳蜗后30天的文化 (图 6和图 7)。这些细胞密度估计包括 scala 索, scala 媒体, 和 scala 前庭, 和在三流体空间内发现的结构的体积, 但这些估计排除了任何剩余的骨迷宫。此外, 每个耳蜗的标本都染色苏木精和红素 (H 和 #38; E), 以显示在每个耳蜗的细胞和解剖特征的存在 (图 8)。耳蜗显微结构的大体解剖在所有染色部分保持不变;但是, 在细胞-脱部分 (图 8B) 中没有任何单元格可识别。细胞核的识别在原生耳蜗 (图 8A) 和细胞脱耳蜗注入细胞 (图 8CD) 之间存在显著差异。
图 1: 鼠标颞骨隔离.一旦鼠标被适当的安乐死, 斩首的动物通过切割之间的头骨和第一个颈椎的基础, 和喷雾的头与乙醇消毒 (A)。对的头骨在一个矢状面的部分 (B-C) 使用锋利的外科剪刀, 切割通过两个脑组织和骨骼。一分为二鼠头 (D, 下颌切除不相关的实验工作), 然后必须有大脑组织删除, 以揭示颞骨。听觉和前庭神经通过的两个孔 (E, 红色箭头) 是成功识别颞骨的有用线索。从头骨中取出肉 (F)。外部耳道 (F、箭头、顶部面板) 也提供了有用的外部提示。仔细修剪多余的骨头, 只留下孤立的颞骨 (G)。大 (h, 顶部面板, 红色高亮区域), 然后必须巧妙地删除使用优良钳 (h, 下部面板)。大是薄骨, 可以很容易地脱落 (I), 直到耳蜗的骨迷宫显露 (J, 红色括号)。所有图像上的刻度线为 1 mm.请单击此处查看此图的较大版本.
图 2: 耳蜗灌注.一旦颞骨被隔离, 大被移除, 耳蜗就可以在显微镜下进行灌注。当灌注使用手动驱动的注射器与油管连接 (a, 虚线), 它可能有助于稳定的耳蜗使用一对自闭钳。将镊子轻轻地附着在颞骨 (B) 的前庭部分, 并将镊子放在培养皿 (A) 的唇上。这使得双手在灌注过程中可以自由操作仪器。一只手可以操纵注射器, 控制流体的流速, 而另一只手可以使用第二对钳 (B) 将油管放置在椭圆形窗口上。在一个角度切割油管的自由端允许更容易定位, 使油管正确放置, 而不阻挡视野。缩放条是 1 mm.请单击此处查看此图的较大版本.
图 3: 细胞鼠耳蜗的组织切片.在 200X (10X 目镜和20X 物镜) 的放大倍数下, 使用直立的 epi 荧光显微镜进行图像采样。图像被缝合在一起, 创造约 4 x 5 蒙太奇。DAPI 核染色显示没有细胞显示在面板a使用 DAPI 共同过滤器集 (350 nm 激发, 470 nm 发射), 和曝光过度, 灰度图像的自发荧光使用荧光素异硫氰酸酯 (FITC) 共同过滤器设置 (490 nm 激发, 525 nm 发射), 提供解剖地标, 显示在面板B。自动单元计数是在三感兴趣的区域执行的, 在两个面板A和B中都进行了描述。计算整个组织切片 (1, 实心白线) 和耳蜗 (2, 虚线) 的总细胞计数。这两个数字用于计算耳蜗外骨结构中的细胞数量, 但在外部、组织切片的骨边缘 (3、虚线和虚线之间的间隙)。所有图像上的刻度线为500µm。请点击这里查看更大版本的这个数字。
图 4: 细胞小鼠耳蜗近蜗段1注入 hWJCs.DAPI 核染色显示在面板A中, 覆盖在绿色通道上的过度曝光的灰度自荧光上, 它提供了解剖标志。自动单元计数是在三感兴趣的区域执行的, 在面板A中进行了描述。计算整个组织切片 (1, 实心白线) 和耳蜗 (2, 虚线) 的总细胞计数。这两个数字用于计算耳蜗外骨结构中的细胞数量, 但在外部、组织切片的骨边缘 (3、虚线和虚线之间的间隙)。隔离的 DAPI 染色显示在面板B中, 在自动量化过程中使用的 DAPI 染色的阈值显示在面板C中。所有图像上的刻度线为500µm.请单击此处查看此图的较大版本.
图 5: 细胞小鼠耳蜗近蜗段的高倍放大视图, 1 注入 hWJCs.DAPI 核染色显示在面板A中, 覆盖在绿色通道上的自荧光的过度曝光的灰度图像上, 它提供了解剖标志。隔离的 DAPI 染色显示在面板B中, 在自动单元计数过程中使用的阈值图像显示在面板C中。在实验的细胞和细胞培养阶段, 耳蜗内的流体空间和细小的显微结构很好地保存下来。scala Vestibuli (SV), scala 索 (SM), 基底膜 (BM), 覆膜 (TM), 螺旋缘 (L), 罗森塔尔的运河 (RC), 蜗 (M), 螺旋韧带 (SL), 和条纹耳蜗 (*)。Reissner 的膜在组织切片中没有明确的定义, 因此 Scala 介质没有被明确定义。所有图像上的刻度线为250µm.请单击此处查看此图的较大版本.
图 6: 细胞小鼠耳蜗2的近蜗段, 注入 hWJCs.DAPI 核染色显示在面板A中, 覆盖在绿色通道的灰度自荧光上, 它提供了解剖标志。自动单元计数是在三感兴趣的区域执行的, 在面板A中进行了描述。计算整个组织切片 (1, 实心白线) 和耳蜗 (2, 虚线) 的总细胞计数。这两个数字用于计算耳蜗外骨结构中的细胞数量, 但在外部、组织切片的骨边缘 (3、虚线和虚线之间的间隙)。隔离的 DAPI 染色显示在面板B中, 在自动量化过程中使用的 DAPI 染色的阈值显示在面板C中。所有图像上的刻度线为500µm.请单击此处查看此图的较大版本.
图 7: 细胞小鼠耳蜗近蜗段的高倍放大率视图, 2 是注入了 hWJCs.DAPI 核染色显示在面板A中, 覆盖在绿色通道的灰度自荧光上, 它提供了解剖标志。隔离的 DAPI 染色显示在面板B中, 在自动单元计数过程中使用的阈值图像显示在面板C中。在实验的细胞和细胞培养阶段保存在耳蜗内的流体空间和更精细的显微组织。scala Vestibuli (SV), scala 索 (SM), 基底膜 (BM), 覆膜 (TM), 螺旋缘 (L), 罗森塔尔的运河 (RC), 蜗 (M), 螺旋韧带 (SL), 和条纹耳蜗 (*)。Reissner 的膜在组织切片中没有明确的定义, 因此 Scala 介质没有被明确定义。所有图像上的刻度线为250µm.请单击此处查看此图的较大版本.
图 8: 控制和治疗耳蜗的苏木精和曙红染色.苏木素和曙红染色切片显示一个典型的耳蜗与本机细胞存在显示在面板a。面板B包含与面板A相同的结构, 但它来自完全细胞的耳蜗, 它留下了细胞外基质。在面板C和D中看到了前面显示的耳蜗注入 hWJCs 的两个。细胞和细胞培养过程中, 耳蜗总解剖保持不变, 尽管特定的细胞数量和位置发生了巨大的变化。scala Vestibuli (SV), scala 索 (SM), 基底膜 (BM), 覆膜 (TM), 螺旋缘 (L), 罗森塔尔的运河 (RC), 蜗 (M), 螺旋韧带 (SL), 和纹耳蜗 (*)。所有图像上的刻度线为250µm.请单击此处查看此图的较大版本.
| A1 耳蜗 + 细胞 | A2 耳蜗 + 细胞 | B2 阴性 |
表 1: 单元格计数.DAPI 染色的耳蜗部分是值和量化使用自动计数工具在 ImageJ 在3不重叠的兴趣区域 (外骨迷宫, 颞骨外的耳蜗液体空间, 并在耳蜗)。在 ImageJ 中还测量了横断面的耳蜗面积, 并用该值计算断面厚度 (10 µm)。使用由桑蒂et al.发布的人工耳蜗总体积的估计23, 计算给定截面的相对耳蜗体积。用给定节的相对耳蜗容积和配对细胞计数来估计整个耳蜗的细胞密度。
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Discussion
我们已经成功地证明, 原生耳蜗细胞可以通过细胞的过程从耳蜗中移除, 这使得耳蜗的使用成为一个复杂的三维组织支架。桑蒂et al。15开发了 decellularizing 耳蜗的初始方法, 并通过光片显微镜23精确估计了许多耳蜗结构的体积。这种早期的工作为组织工程和细胞培养技术提供了强有力的基础。细胞耳蜗可以成功地注入细胞, 然后培养一段长时间。从理论上讲, 耳蜗从大量的动物中可以与同样广泛的细胞类型结合使用。这些组合允许在这里提出的技术被用于许多可能的实验设计, 如组织工程应用, 检查感觉上皮细胞发育14, 新药药物检测的新药物,24, 并开发人工耳蜗修复模型25。然而, 尽管这些技术具有广泛的适用性, 但它们并非没有限制。
目前技术的局限性之一是, 灌注是基于个体的变量。开发一个持有人, 为耳蜗, 并使用注射器泵进行显影可能会增加的准确性和成功的过程。此外, 通过几种方法, 最终证明成功的细胞是有可能实现的。我们采用了 DAPI 染色, 用于量化剩余的细胞核, 我们观察到没有残留的细胞核 post-decellularization。此外, 标准的 dna 定量测定方法利用试剂, 绿色染料检测 picogram 数量的 dna, 以确定核酸残余, 这可能是视觉上比 DAPI 更敏感的识别存在的小片段的核酸细胞组织中的酸26。不管使用哪种技术来验证成功的细胞, 在使用它作为支架之前, 可能无法显示单个耳蜗的完整细胞。然而, 我们发现细胞的过程是成功和稳健的。
当前协议中最关键的两步是隔离和处理耳蜗, 以及耳蜗的灌注。当耳蜗最初被隔离时, 必须非常小心, 因为耳蜗是脆弱而脆弱的。如果在用镊子处理耳蜗时施加太多的力, 耳蜗就会碎裂。因此, 必须在细胞和脱之前轻轻地处理每个耳蜗。前庭系统, 如果保持完好, 作为一个伟大的手柄, 抓住内耳复合钳, 并定向耳蜗。同样, 当灌注的耳蜗与细胞, 在灌注后的压力一定不能太大, 否则细胞可能无法生存的灌注。正如在当前的协议中所指出的, 将油管连接到1毫升胰岛素注射器的末端, 一方面可以更方便地处理耳蜗, 另一方面通过耳蜗灌注细胞的精确度更高。
作为下一步, 它将是自然的评估发展和功能标记, 以确定是否耳蜗 ecm 是诱导分化的干细胞, 如果是这样, 哪些特定的 ecm 成分在耳蜗中诱导细胞的变化。灌注不同类型的细胞 (如, 干细胞, neuroprogenitors, 成纤维细胞,等) 通过耳蜗监测细胞分化和行为将是另一个迷人的后续调查。此外, 经过基因改造或暴露于生长因子分化的细胞, 可能会提供新的洞察力, 耳蜗 ECM 如何支持感觉神经的发展, 甚至可能在听力功能。因此, 目前的协议是一个重要的第一步, 使用耳蜗 ECM 研究内耳感觉神经的发展和维护, 这可能有一天会导致发展的新疗法, 以恢复听力损失。
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Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
目前的项目是由堪萨斯大学概念基金的证明资助的。我们要感谢 KUMC (堪萨斯城, 堪萨斯州) 的护理人员帮助我们获得人类脐带, 和大卫乔根森协助耳蜗文化。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Allegra X-14R Centrifuge | Beckman-Coulter | B08861 | |
| Intramedic Semi-Rigid Tubing | Becton Dickinson | 427401 | |
| New Brunswick Innova 2000 Orbital Shaler | Eppendorf | M1190-0002 | |
| Surgical Scissors | Fine Science Tools | 14060-10 | |
| Fine Forceps | Fine Science Tools | 11370-40 | |
| Ultra-Fine Forceps | Fine Science Tools | 18155-13 | |
| 50-mL Conical Tubes | Fisher Scientific | 12565271 | |
| Petri Dish | Fisher Scientific | FB087579B | |
| U-100 Insulin Syringe | Fisher Scientific | 14-829-1B | |
| Scintillation Vial | Fisher Scientific | 03-341-73 | |
| Rotator | Fisher Scientific | 88-861-049 | |
| Transfer Pipette | Fisher Scientific | 22-170-404 | |
| Razor Blade | Fisher Scientific | 12-640 | |
| Antibiotic-Antimycotic | Fisher Scientific | 15-240-062 | |
| Penicillin-Streptomycin | Fisher Scientific | 15-140-122 | |
| 24-Well Plate | Fisher Scientific | 07-200-84 | |
| SuperFrost PLUS Glass Microscope Slides | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
| Transfer Pipette | Fisher Scientific | 22-170-404 | |
| ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI | Fisher Scientific | P36935 | |
| Clear-Rite 3 | Fisher Scientific | 22-046341 | |
| Thermo Scientific Forma Series II 3110 Water-Jacekted CO2 Incubator | Fisher Scientific | 13-998-078 | |
| Mesenchymal Stem Cell Growth Medium | Lonza | PT-3001 | |
| Trypsin-EDTA | Lonza | CC-3232 | |
| TPP T-75 Culture Flask | MidSci | TP90076 | |
| TPP T-150 Culture Flask | MidSci | TP90151 | |
| TPP T-300 Culture Flask | MidSci | TP90301 | |
| Dissection Microscope | Nikon Instruments | SMZ800 | |
| Nikon Eclipse Ts2R-FL Inverted Microscope | Nikon Instruments | MFA51010 | |
| NuAire Class II, Type A2 Biosafety Cabinet | NuAire | NU-425-600 | |
| 1X PBS | Sigma-Aldrich | P5368-10PAK | |
| 1% SDS Solution | Sigma-Aldrich | 436143-100G | |
| 10% EDTA | Sigma-Aldrich | E9884-100G |
References
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