Summary
Nous décrivons ici une configuration pour l’enregistrement simultané de l’électrocardiographie et intra-artérielle pression artérielle (PA) chez les rats expérimentaux, qui peuvent être faits avec un équipement standard dans les animaleries et peuvent être appliquées à physiologique ou pharmacologique études pour étudier les mécanismes pathogènes ou thérapeutiques en médecine cardiovasculaire.
Abstract
Des études relies à la physiologie cardio-vasculaire ou physiopathologie, pression artérielle (PA) et électrocardiographie sont des paramètres de base d’observation. Recherche portant sur les modèles de maladies cardiovasculaires, de potentielles cibles thérapeutiques cardiovasculaires ou d’agents pharmaceutiques nécessite l’évaluation d’artérielle pression et coeur rythme des changements systémiques. Dans les situations où les systèmes de télémesure radio ne sont pas disponibles ou abordable, la technique de la canulation de l’artère fémorale est une autre façon d’obtenir des enregistrements de forme d’onde de pression intra-artérielle et les mesures de BP systémiques. Cette technique est économique et peut être réalisée avec un équipement standard dans les animaleries. Cependant, enregistrement de la pression artérielle invasive nécessite canulation de petites artères, ce qui peut être une dextérité chirurgicale difficile. Nous présentons ici des protocoles étape par étape pour l’artère fémorale procédures canulation. Procédures clés incluent l’étalonnage du système d’acquisition de données, canulation dissection et de l’artère fémorale de tissu et le programme d’installation du système pour l’enregistrement de la pression artérielle canulation. Procédure d’enregistrement de surface pour l’électrocardiographie est également inclus. Nous présentons également des exemples d’enregistrements de BP de rats normotendus et hypertendus. Ce protocole permet des enregistrements directs fiables de BP systémique avec l’électrocardiographie simultanée.
Introduction
Électrocardiographie (ECG) et la pression artérielle (PA) sont des paramètres fondamentaux pour la médecine et de physiologie cardiovasculaire. Des modèles animaux expérimentaux ont été largement appliqués dans la recherche biomédicale sur les différentes maladies cardiovasculaires comme l’hypertension insuffisance cardiaque1 et procédures d’enregistrement de l’ECG et BP mesure peut être effectuée à rats expérimentaux.
Il existe trois méthodes pour la mesure de BP chez les rats : canulation intra-artérielle (envahissantes)2, queue brassard pléthysmographie (non invasif)3et radiotélémétrie (invasive). La fiabilité de la mesure de BP par pléthysmographie brassard queue peut être affectée par l’animal manutention lors de l’enregistrement. Par exemple, le brassard de queue sous-estime les changements de BP de noyau qui se produisent simultanément pendant les phases de retenue et mesure4. Radiotélémesure est considérée comme la meilleure technique de « gold standard » pour la surveillance BP et fréquence cardiaque en éveillé et se déplaçant librement les animaux5. Cependant, comme radio télémesure matériels et logiciels sont coûteuses, canulation intra-artérielle est aussi largement utilisée comme alternative économique.
Canulation intra-artérielle nécessite une grande dextérité de microchirurgie mais donne les formes d’onde réelles de la pression artérielle. BP peut être enregistrée au moyen d’une sonde remplis de solution saline, insérée dans le sens radial, fémoral, ou artère brachiale. Cette méthode de mesure directe de BP invasive nécessite la préparation pré-chirurgicale animaux, anesthésie, immobilisation des animaux de laboratoire, dextérité chirurgicale dans la dissection des tissus canulation artérielle et un étalonnage approprié avant d’acquérir la mesure .
Rongeur ECG de surface est similaire à l’ECG humaine. Un rat ECG a séquences d’ondes P, des complexes QRS, ondes T et QT intervalles6. Les ondes P, PR de l’électrocardiogramme, complexe QRS et T vagues reflètent la dépolarisation auriculaire, conduction d’impulsion de l’auriculaire au n ud AURICULOVENTRICULAIRE, dépolarisation ventriculaire et la repolarisation, respectivement. L’intervalle QT est définie comme la période du début de l’onde Q à la fin de l’onde T, où elle retourne à la ligne iso-électrique de base1.
L’ECG indique la systole cardiaque et les phases de la diastole ; par conséquent, l’enregistrement simultané de l’ECG de surface est en corrélation avec la mesure invasive de la BP. En utilisant une combinaison de méthodologies, il est possible d’élucider les changements pathophysiologiques dans un modèle de maladie ou les effets pharmacologiques d’un médicament ou un traitement en médecine cardiovasculaire.
Une souche de rat (SHR) spontanément hypertendus avait été obtenue par consanguinité de rats Wistar avec BP élevé au Japon. Le BP s’élève de 5 à 10 semaines d’âge et s’immobilise de 30 à 35 semaines d’âge7. Des rats Wistar-Kyoto (WKY) ont BP systolique environ 130 mmHg7 et sont couramment utilisés comme contrôle normo-tensive. Nous avons utilisé SHR et WKY pour démontrer le résultat de l’enregistrement de BP et ECG de canulation intra-artérielle.
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Protocol
Toutes les expériences animales décrites ont été approuvées par l’animalier institutionnel et utilisation Comité de Kaohsiung Medical University.
1. animal Care
- Pour éviter la canulation difficile en raison de l’exiguïté artérielle, utilisez rats avec le poids corporel au-dessus de 200 g.
- Retirez chow de la cage et les rats rapides du jour au lendemain.
- Offrir l’eau ad libitum sauf s’il existe une conception expérimentale spéciale.
2. expérimentale préparation
- Obtenir les matériaux suivants : pinces avec dents (Figure 1 a), ciseaux chirurgicaux (Figure 1 b), pinces avec pointes fines (Figure 1, 1-D), pinces avec embouts coudés (Figure 1E), bulldog pince vasculaire (Figure 1F ), chaîne soie environ 20 cm de longueur (Figure 1), micro ciseaux (Figure 1 H), intra-artérielle canule, un tube stérile en polyéthylène (PE) avec un diamètre interne de 0,5 mm et un diamètre extérieur de 0,9 mm, 25 – 30 cm de longueur, raccordé un 26 x 1/2 '' (Figure 1I) avec l’aiguille, deux robinets à trois voies (Figure 1J) pour connecter la canule intra-artérielle et les seringues de transducteur (Figure 1 K) et 1 mL de pression rempli de sérum physiologique hépariné (100 UI/mL).
-
Préparation animaux
- Anesthésier le rat par inhalation d’isoflurane (en plaçant les rats dans un 25 cm x 25 cm x 14 cm induction chambre imprégnée de 4 % isoflurane, suivie par l’utilisation de nez conique avec 3 % isoflurane).
Remarque : Si l’animal n’est pas suffisamment anesthésié, augmentez le débit de l’isoflurane. - Tester le réflexe de la douleur en pinçant les orteils.
- Placez le rat en position couchée sur un Conseil de styro-mousse prédécoupée (ou carton épais). Fixer les quatre pieds avec des élastiques pour immobiliser le corps (Figure 2 a).
Remarque : Pour éviter la perturbation potentielle lors de l’enregistrement de l’ECG, la surface de placement ne doit pas être électriquement conductrice.
- Anesthésier le rat par inhalation d’isoflurane (en plaçant les rats dans un 25 cm x 25 cm x 14 cm induction chambre imprégnée de 4 % isoflurane, suivie par l’utilisation de nez conique avec 3 % isoflurane).
- Préparer les instruments pour l’enregistrement BP et ECG. Inclure une unité d’entrée analogique pour acquérir les signaux, un capteur de pression avec un hub compatible, trois fils bipolaire à pointe aiguille électrocardiogramme et un ordinateur avec un logiciel adapté.
3. étalonnage de capteur de pression
- Avant le démarrage de l’enregistrement de BP, calibrer avec un sphygmomanomètre mercure standard (Figure 1D).
- Retirer le brassard du tensiomètre et raccorder le robinet à trois voies sur le tube de gonflage pour le transducteur de pression (Figure 1 K) du système d’acquisition de données.
- Le purgeur d’air visser dans le sens horaire. Gardez les yeux sur la jauge et garder la poire de gonflage de pompage. Lorsque le manomètre indique 100 mmHg, changer le robinet à trois voies pour se connecter au transducteur de pression. Utilisez 100 mmHg pression pour l’étalonnage. Le facteur de conversion pour calculer BP sera déterminé automatiquement.
- Relâcher la pression en vissant le purgeur d’air dans le sens antihoraire jusqu'à ce que la pression du tensiomètre est à zéro.
- Répétez l’étape 3.2 avec une pression de 200 mmHg.
- Détacher le transducteur de pression depuis le tensiomètre à mercure.
- Connecter le capteur de pression pour le robinet à trois voies du cathéter PE (Figure 1I).
4. chirurgie mini pour la canulation de l’artère fémorale
-
Identification de la surface de point de repère et l’excision de la peau (Figure 2)
- Identifier l’emplacement du pli inguinal (mise en retrait à la jonction entre l’abdomen et cuisse) (pointillés en ligne dans la Figure 2 a).
- Pincez la couche complète de la peau au centre du pli inguinal. La fourrure peut être rasée ou retirée du site d’incision à l’aide de tondeuses électriques ou une crème dépilatoire avant l’incision.
- Soulever la peau et la couper avec des ciseaux chirurgicaux à une orientation approximativement parallèle à la cuisse ipsilatérale (Figure 2 b). Le nerf fémoral et les vaisseaux se trouvent sous le tissu sous-cutané exposé (Figure 2).
-
Dissection du tissu pour exposer l’artère fémorale
- Disséquer les tissus avec une pincette avec pointes fines, couche par couche. Arrêter la dissection au niveau des vaisseaux fémoraux. Assurez-vous que la dissection n’est pas blesser les vaisseaux sous.
- Utilisez soigneusement les pinces (Figure 1 ou 1D) pour effacer les tissus mous le long du nerf fémoral et bateaux pour obtenir la bonne observation. Le nerf fibre ressemble en texture. La veine est violet foncé et l’artère pulsatile (Figure 3 a).
- Utiliser des pinces avec embouts coudés (Figure 1E) pour augmenter la longueur exposée de l’artère fémorale et la veine (Figure 3 b).
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Canulation de l’artère fémorale (Figure 3)
- Utiliser forceps pour séparer la veine fémorale superficielle de l’artère et appliquer une pince bulldog à l’artère fémorale aussi proche que possible (Figure 3).
- Faire une cravate lâche les deux cordes de soie, celui juste en dessous de la pince du bulldog et l’autre à la borne caudale de l’artère fémorale exposée (Figure 3D).
- Faire un petit trou sur le côté ventral de l’artère fémorale (Figure 3E) en utilisant les ciseaux micro (Figure 1 H).
- Introduire l’embout du cathéter PE par le petit trou et faire progresser le cathéter parotidien.
Remarque : Ne pas appliquer de torsion tout en faisant progresser le cathéter de PE. La force de torsion peut-être tordre l’artère fémorale et entraîner une sténose Luminale. - Retirez la pince bulldog après que le cathéter de PE est bien avancé dans la lumière de l’artère fémorale.
Remarque : Gardez les yeux sur le cathéter de PE pendant que l'on retire la pince bulldog de l’artère fémorale. L’observation d’un backflush de sang dans le cathéter PE associée à l’observation pour impulsion confirme son positionnement dans la lumière artérielle. - Serrer la chaîne soie supérieure pour fixer la position du cathéter PE.
Remarque : Toute traction accidentelle ou la dislocation du cathéter PE peut provoquer un saignement majeur. - Serrer la chaîne soie inférieure pour empêcher le saignement de la partie caudale de l’artère fémorale.
-
Confirmation du succès de la canulation de l’artère fémorale
- Utiliser une seringue de 1 mL à injecter 0,1 à 0,2 mL de sérum physiologique hépariné dans l’artère fémorale. La résistance sur l’injection doit être triviale. Si n’importe quelle résistance évidente après injection est remarqué, vérifier la canulation ensemble à nouveau.
Remarque : Vérifiez que les robinets à trois voies sont convenablement placés avant d’appliquer une pression négative ou injection saline dans la canule de l’artère fémorale. À ce moment, aucune injection dans le transducteur de pression devra un réétalonnage. - Vérifier si il n’y a aucun suintement autour du site de canulation. Si ce n’est pas le cas, couvrir le site chirurgical avec une boule de coton humide.
- Utiliser une seringue de 1 mL à injecter 0,1 à 0,2 mL de sérum physiologique hépariné dans l’artère fémorale. La résistance sur l’injection doit être triviale. Si n’importe quelle résistance évidente après injection est remarqué, vérifier la canulation ensemble à nouveau.
5. enregistrement de la pression artérielle
- Après une chasse lisse pour le cathéter de PE, fixez le robinet à trois voies PE cathéter à celle sur le transducteur de pression (Figure 4).
- Assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le système de canulation. Vérifiez également les jonctions de connexion du robinet à trois voies.
- Commencer les données système d’acquisition avec fréquence d’échantillonnage de 1 000 Hz pour enregistrer les ondes de pression artérielle BP. sera démontrée (Figure 6).
- Permettre l’installation entière se stabiliser pendant au moins 3-5 min. En cas de signaux instables, temps de stabilisation peut être étendue à 15 min.
- Consulter le site de canulation périodiquement pour s’assurer qu'il n’y a pas de saignement.
Remarque : Lors de l’acquisition des données provenant d’un transducteur de pression, il est important de placer le capteur au niveau du cœur de l’animal.
6. surface ECG
- Vérifiez les trois fils de l’ECG bipolaire pour s’assurer que le positif, négatif, et des électrodes de platine de référence sont intacts.
- Insérez les fils par voie sous-cutanée à la patte avant gauche, patte antérieure droite et droite hindleg (Figure 5).
- Fixez les moyeux d’électrode à un amplificateur d’ECG sur mesure avec fréquence d’échantillonnage de la fréquence de 1 000 Hz et filtre de 3 à 500 Hz. garder ECG fils stable pendant l’enregistrement. Mouvement des câbles ECG peut produire des artefacts et des lignes de base instables.
7. animaux euthanasie à l’issue de l’expérience
- Après avoir terminé le BP et un Électrocardiogramme enregistrement, arrêter le système d’acquisition. Retirez les électrodes. Ligaturer l’artère fémorale en serrant vers le haut de la chaîne soie précédemment placée juste après le retrait du cathéter de PE.
- Place que les rats individuellement dans la chambre de l’euthanasie visible connectés au comprimé de bouteilles de gaz de dioxyde de carbone (CO2). Joint de haut en toute sécurité.
- Introduire 100 % CO2 avec un taux de remplissage d’environ 10 à 30 % du volume de la chambre par minute.
- Gardez vos yeux sur le rat ; absence de respiration et de la couleur des yeux délavés devrait apparaître dans 2−3 min.
Remarque : Si cessation de mouvement respiratoire ne se produit pas après 3 min, le système doit être examiné pour le taux de remplissage de chambre, CO2 d’alimentation ou fuites. - Maintain CO2 débit dans la chambre pendant 1 minute supplémentaire après la respiration cesse.
- Constater l’arrêt cardiaque et respiratoire et noter les élèves fixes et dilatées pour confirmer la mort.
Remarque : Si le rat n’est pas mort mais CO2 narcose, utilisez une méthode secondaire de l’euthanasie comme la thoracotomie bilatérale.
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Representative Results
Nous avons acheté SHR et rats Wistar-Kyoto WKY normotendus du National Laboratory Animal Center (Taipei, Taïwan). Tous les animaux étaient logés dans un établissement de température contrôlée (20−22 ° C) avec un accès gratuit à l’eau et chow standard sur un cycle de lumière/obscurité de 12 h.
Nous avons utilisé six rats 47 semaines et ils ont été pesés avant la mesure de BP et un Électrocardiogramme. Les tracés représentant d’enregistrement simultané d’ECG et de BP dans le SHR et WKY sont affichés dans la Figure 6. Le tableau 1 montre les paramètres pour BP et la fréquence cardiaque. Des tests statistiques (t) a révélé systolique significativement plus élevée et moyenne pb SHR (124,5 mmHg ± 15,1 mm Hg et 84,3 mmHg ± 5,0 mm Hg) que chez les WKY (90,0 mmHg ± 7,5 mmHg et 67,5 mmHg ± 5,0 mm Hg) (P < 0,05) (tableau 1).
Les paramètres de l’onde P, intervalles PR, QRS width et des intervalles QT peuvent être mesurées à partir des enregistrements ECG (tableau 2). Choix de droite vs gauche canulation fémorale en ce qui concerne le placement des électrodes ECG (à la patte droite) n’a pas affecté les signaux BP ou ECG.
Figure 1 : matériaux. (A) pinces à dents, ciseaux chirurgicaux (B), forceps tissue (C) forceps tissue (D) avec des pointes fines, pinces à bout angle (E), pince vasculaire de bulldog (F), corde de soie (G), micro (H) transducteur de raccordement avec un robinet à trois voies, sphygmomanomètre mercure (L) avec un robinet d’arrêt (de pression de ciseaux, (je) cathéter de polyéthylène, reliant à un 26 x 1/2 '' aiguille et un robinet à trois voies (J), (K) la flèche verte) et poire de gonflement d’un robinet de fuite d’air (flèche blanche). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Surface point de repère pour la dissection de l’artère fémorale. (A) le rat en décubitus dorsal avec pli inguinal gauche, mis en évidence par une ligne en pointillés. (B) peau ramassée par les pinces avec les dents d’être coupé par les ciseaux chirurgicaux de l’aine. (C) la zone chirurgicale pour la dissection de l’artère fémorale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : la dissection des tissus et la canulation de l’artère fémorale. (A) exposés nerf fémoral (flèche jaune), la veine fémorale (flèche bleue) et l’artère fémorale (flèche rouge) après dissection tissulaire. (B) veine fémorale et artère après la coupure du nerf. (C) Application d’une pince vasculaire bulldog sur le terminal crânienne de l’artère fémorale disséqué. (D) l’artère fémorale avec une pince de bulldog et de deux chaînes de soie cravates desserrées. (E), un petit trou sur le côté ventral de l’artère fémorale, créé à l’aide de ciseaux micro. (F) l’Insertion du cathéter en polyéthylène dans l’artère fémorale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : canulation de l’artère fémorale pour l’enregistrement de la pression. La canule intra-artérielle (mise en évidence par une ligne pointillée verte) est liée à deux robinets à trois voies (flèches bleues) avec des seringues remplies avec du sérum physiologique hépariné. Le transducteur de pression (flèche rouge) est lié à la canulation à travers les robinets à trois voies. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : le montage ensemble expérimental pour invasive de la pression artérielle fémorale et électrocardiographie. Trois électrocardiographiques conduit (flèches rouges) avec des électrodes de platine aiguille insérés par voie sous-cutanée au premier plan bilatéral jambes et jambe droite (flèches jaunes). L’artère fémorale droite exposée avec canulation (flèche bleue). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : tracés représentatifs. Enregistrements simultanés des ECG et BP WKY (à gauche) et rsh (à droite) pour l’ECG (en haut) et des ondes de pression artérielle (en bas). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| WKY | RSH | Valeur P | |
| (n = 3) | (n = 3) | ||
| Poids, g | 407.7 ± 6.4 | 353,7 ± 10,3 | < 0,01 |
| Fréquence cardiaque, / min | 241,3 ± 15,0 | 262,0 ± 15,7 | 0,18 |
| BP systolique, mmHg | 90,0 ± 7,5 | 124,5 ± 15,1 | < 0,05 |
| Diastolique, mmHg | 56,3 ± 4.0 | 64,2 ± 0,6 | 0,08 |
| Moyenne de BP, mmHg | 67.5 ± 5.0 | 84.3 ± 5.0 | < 0,05 |
| Pression différentielle, mmHg | 33,6 ± 4,4 | 60,4 ± 15,1 | 0,08 |
Tableau 1 : niveaux de pression artérielle mesurée par envahissantes artère fémorale canulation. Données sont présentées sous forme de moyenne ± écart-type ; RSH = spontanément chez les rats hypertendus ; WKY = rats Wistar-Kyoto ; PB = pression artérielle.
| WKY | RSH | Valeur P | |
| (n = 3) | (n = 3) | ||
| Fréquence cardiaque, / min | 241,3 ± 15,0 | 262,0 ± 15,7 | 0,18 |
| Onde P, msec | 38,7 ± 9.3 | 43,0 ± 4,6 | 0,52 |
| Intervalle PR, msec | 59,0 ± 7,8 | 61,3 ± 4,7 | 0,69 |
| Largeur QRS, msec | 43,0 ± 11,3 | 50,0 ± 2,6 | 0,4 |
| L’intervalle QT, msec | 112,0 ± 12,8 | 116,7 ± 9.5 | 0,15 |
Tableau 2 : mesures des paramètres électrocardiographiques. Données sont présentées sous forme de moyenne ± écart-type ; RSH = spontanément chez les rats hypertendus ; WKY = rats Wistar-Kyoto.
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Discussion
Canulation artérielle invasive permet une mesure très précise de BP. Il peut être fait avec un tube PE sans nécessiter un cathéter coûteux. Mesure invasive de BP peut également être effectuée simultanément avec un enregistrement de l’ECG de surface.
La courbe d’apprentissage importante pour que cette méthode est la compétence expérimentale pour canule dans les petits vaisseaux sanguins. Dans des mains expérimentées, le taux de succès pour la canulation de l’artère fémorale peut atteindre 100 %. Pratique est recommandée avant de procéder à des expériences réelles. Quelques points remarquables au cours de la procédure : (1) s’assurer qu’animaux est complètement anesthésiés avant de commencer la chirurgie ; (2) Utilisez une pince bulldog à la position haute de l’artère exposé avant de couper la paroi artérielle pour empêcher le saignement étendu ; (3) faire l’incision sur la paroi ventrale de l’artère et éviter d’endommager la paroi dorsale ; et (4) placement régulier du système de canulation et fils d’électrocardiographie permet d’éviter les artefacts de mouvement lors de l’enregistrement.
Les complications potentielles avec cette procédure comprennent l’hémorragie de la dissection chirurgicale. L’hémorragie dans une canulation réussie et en douce d’une artère est très banale. Hémorragie importante peut être causée par les dommages accidentels à l’artère fémorale ou veine ou les branches principales au cours de la dissection des tissus. L’hémorragie peut être arrêtée par compression focale avec une boule de coton clair. Une autre cause d’hémorragie majeure est la dislocation de la canulation fémorale. Dans ce cas, la perte de sang est généralement assez grande pour entraîner une baisse significative des BP systémique. À ce stade, enregistrement de BP peut être mis fin au début.
Implantation de télémètre est également une technique établie pour envahissantes BP enregistrement8. L’avantage de la télémétrie est la possibilité d’obtenir un enregistrement continu de haute fidélité sur des périodes relativement longues de temps conscients, se déplaçant librement les animaux sans les limites de la restriction ou l’anesthésie. Enregistrements directs de BP peuvent être faits avec l’implantation sous-cutanée réussie des radio-émetteurs et de canulation de l’artère carotide9. Toutefois, il peut être difficile d’implanter le télémètre avec succès et les matériels et logiciels pour la télémétrie radio sont coûteuses.
Il y a quelques limitations pour mesure invasive de BP par canulation de l’artère fémorale. Tout d’abord, il ne peut être effectuée chez des rats sans retenue et conscientes. En second lieu, BP dans l’artère fémorale peut être supérieur ou inférieur à BP dans l’aorte central. Canulation Troisièmement, artérielle peut être difficile pour les petits rongeurs, où les artères fémorales peuvent être trop petites pour insérer le tube PE. Quatrièmement, l’artère canulée doit être ligaturé après avoir terminé l’enregistrement de la BP et la ligature de l’artère fémorale se traduira par l’ischémie de la patte arrière. En raison de cette limitation, les animaux sont habituellement euthanasiés après enregistrement de BP envahissante.
Canulation envahissantes artère fémorale nécessite retenue et anesthésier les animaux, qui potentiellement présente stress et influe sur les BP et électrocardiographie données10. Le stress peut être atténué par l’anesthésie appropriée. L’anesthésie inclut des protocoles d’injection ou d’inhalation. Dans notre expérience passée, haute BP élevée en I.P. anesthésiés WKY rats suggère que les animaux étaient encore sous la contrainte ou dans la douleur. BP normale chez des rats WKY est de 130/80 mmHg ; Cela descendue en dessous de 100 mmHg chez nos rats anesthésiés à l’inhalation de WKY (tableau 1). L’anesthésie par inhalation (isoflurane) présente plusieurs avantages par rapport aux agents injectables : début rapide, minime manutention animale, facilité de contrôle, aucune des drogues contrôlées et un prompt rétablissement. Les inconvénients sont le coût de l’équipement, le risque d’exposition humaine en cas de fuite de gaz importante dans l’environnement de travail, et un important effet suppressif sur la réduction induite par l’Isoflurane BP. BP devrait considérer lors du choix de la régime de l’anesthésie.
Autres applications sont possibles pour mesure invasive de BP. Selon les principes de la dynamique des fluides pour la vitesse d’onde de pouls (VOP), l’artère plus rigide propage l’impulsion vague plus rapide11. Lors de l’application doubles canules sur l’artère carotide et l’artère fémorale, le PWV aortique peut être déterminé. La longueur de la propagation de pouls aortique peut être mesurée par la distance entre l’extrémité de la canule à la carotide (proximale) et des artères distales (fémorales). Le PWV est le rapport entre la longueur aortique et la différence entre le moment où les valeurs minimales des pulsations artérielles proximale et distale12.
La configuration décrite ci-dessus pour l’électrocardiographie simultanée et enregistrement de BP intra-artérielle chez les rats expérimentaux est une technique peu coûteuse et très accessible pour les études physiologiques ou pharmacologiques, recherche de pathogènes ou de thérapeutique mécanismes en médecine cardiovasculaire.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Cette étude a été financée par Taïwan ministère de la Science et technologie accorde plus 104-2314-B-037-080-MY3 et plus 107-2314-B-037-110 à HCL et Taiwan National instituts de recherche de santé accorde INRH-EX107-10724SC.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polyethylene tube | BECTON DICKINSON | 427401 | internal diameter of 0.5 mm, outer diameter of 0.9 mm |
| 26 G x 1/2"" needle | TERUMO | 160426D | |
| Adson Forceps | TOP Line | 12-540 | 12 cm (4.75") Long, Straight, 1 x 2 Teeth |
| Bulldog vascular clamp | Teleflex | 357581 | 8 mm |
| Computer | AUSUS | X453M | |
| Exernal analog signal recording device | iWorx | T5141538 | This allows the recording of up to three channels of ECG, EMG or EEG as well as GSR (skin conductance) from a single iWire input on the recording Module. |
| Graefe Forceps | AESCULAP Surgical Instruments | BD312R | MICRO DRESSING FORCEPS, CURVED, SERRATED, 105 mm, 4 1/8 |
| Mecury sphygmomanometer | Spirit | CK-101 | |
| Pressure transducer | iWorx | IworxBP100 | |
| Semken Forceps | MEDE TECHNIK | 10-104 | 100 mm |
| Software | LabScribe3 | ||
| Surgical scissors | HEBU | 1714 | 14.5 cm long |
| Syringe (1 mL) | TERUMO | 160426D | |
| Three-way stopcocks | Cole-Parmer | EW-30600-23 | |
| Tipped forceps | World Precision Instruments | 504506 | 11 cm long, 0.1 x 0.06 mm Tips |
| Vannas Scissors | World Precision Instruments | 500086 | 8.5 cm long, Straight, 0.025 x 0.015 mm Tips, 7mm super fine Blades |
References
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