Summary
Hier beschreiben wir eine Einrichtung zur gleichzeitigen Erfassung von Elektrokardiographie und intra-arterielle Blutdruck (BP) in experimentellen Ratten, die mit standard-Ausrüstung in Tierhaltung möglich ist und können auch auf physiologische oder pharmakologische Studien zur Pathogene oder therapeutische Mechanismen in der Herz-Kreislauf-Medizin zu untersuchen.
Abstract
Für Studien im Zusammenhang mit Herz-Kreislauf-Physiologie und Pathophysiologie sind Blutdruck (BP) und Elektrokardiographie Beobachtungsdaten Grundparameter. Forschung mit Schwerpunkt auf Herz-Kreislauf-Krankheitsmodelle, mögliche Herz-Kreislauf-therapeutische Ziele oder pharmazeutischen Wirkstoffen erfordert Bewertung der systemischen arteriellen Druck und Herz Rhythmuswechsel. In Situationen, in denen Radio Telemetrie-Systeme nicht verfügbar oder nicht erschwinglich sind, ist die Technik der Femoral Arterie Kanülierung eine alternative Möglichkeit zum intra-arterielle Druck Wellenform Aufnahmen und systemische Blutdruckmessungen zu erhalten. Diese Technik ist sparsam und kann mit standard-Ausrüstung in Tierhaltungen durchgeführt werden. Invasiven arteriellen Druck Aufnahme erfordert jedoch Kanülierung der kleinen Arterien, die eine anspruchsvolle chirurgische Fähigkeiten sein können. Hier präsentieren wir Ihnen detaillierte Protokolle für Femoral Arterie Kanülierung Verfahren. Wichtige Verfahren umfassen die Kalibrierung der Datenerfassungssystem, Gewebe Dissektion und Femoral Arterie Kanülierung und Aufbau des Systems arterielle Kanülierung für Druck Aufnahme. Oberfläche Elektrokardiographie Aufnahme Verfahren sind ebenfalls enthalten. Wir präsentieren auch Beispiele für BP Aufnahmen von normotonen und Hypertensive Ratten. Dieses Protokoll ermöglicht zuverlässige direkte Aufnahmen von systemischen BP mit gleichzeitiger Elektrokardiographie.
Introduction
Blutdruck (BP) und Elektrokardiographie (EKG) sind grundlegende Parameter für Herz-Kreislauf-Physiologie und Medizin. Experimentelle Tiermodellen haben weit in die biomedizinische Forschung für verschiedene Herz-Kreislauf-Krankheiten wie Hypertonie Herzinsuffizienz1 und Verfahren für die EKG-Aufzeichnung angewendet worden und in experimentellen Ratten BP Messung durchgeführt werden kann.
Es gibt drei Methoden für die BP-Messung bei Ratten: intra-arterielle Kanülierung (invasive)2, Tail Manschette Plethysmographie (nichtinvasive)3und Radiotelemetrie (invasiv). Die Zuverlässigkeit der BP-Messung mittels Rute Manschette Plethysmographie kann durch Tier Handhabung während der Aufnahme beeinflusst werden. Z. B. unterschätzt die Rute Manschette Kern BP Änderungen, die während der Zurückhaltung und Messung Phasen4gleichzeitig auftreten. Radiotelemetrie gilt als die beste "Gold Standard" Technik für Überwachung BP und Herzfrequenz in wach und frei beweglichen Tieren5. Jedoch da Radio Telemetrie Hard- und Software teuer sind, ist intra-arterielle Kanülierung auch als preisgünstige Alternative verbreitet.
Intra-arterielle Kanülierung erfordert erhebliche mikrochirurgische Geschick aber ergibt sich die wirklichen Wellenformen des arteriellen Drucks. BP kann durch eine Kochsalzlösung gefüllten Katheter in den Radial, femoral, oder brachial Arterie aufgezeichnet werden. Diese invasive BP Direktmessung setzt präoperative tierische Vorbereitung, Narkose, Immobilisierung von Versuchstieren, chirurgische Fertigkeiten in Gewebe Dissektion und arterielle Kanülierung und korrekte Kalibrierung vor die Messung zu erwerben .
Nagetier Oberfläche EKG ist ähnlich wie menschliche ECG. Eine Ratte ECG hat Sequenzen von P-Wellen, QRS-komplexe, T-Wellen und QT-Intervalle-6. Die P-Welle, PR-Intervall, QRS-Komplex und T-Wellen reflektieren Vorhofflimmern Depolarisation, Impuls Wärmeleitung von der Vorhofflimmern zum AV-Knoten, ventrikulären Depolarisation und Repolarisation, beziehungsweise. Das QT-Intervall bezeichnet den Zeitraum vom Beginn der Q-Zacke an den Endpunkt der T-Welle wo es an der Iso-elektrische Baseline1zurückgegeben.
Das EKG zeigt die kardiale Systole und Diastole Phasen; Daher korreliert die gleichzeitige Erfassung der Oberfläche EKG mit der invasiven Messung von BP. Mithilfe einer Kombination von Methoden ist es möglich, pathophysiologischen Veränderungen in ein Krankheitsmodell oder die pharmakologische Wirkung eines Medikaments oder Therapie in der kardiovaskulären Medizin aufzuklären.
Eine spontane Hypertensive Ratte (SHR) Belastung hatte durch Inzucht Wistar-Ratten mit hoher BP in Japan erhalten. Die BP steigt von 5 auf 10 Wochen alt und wird von 30 bis 35 Wochen Alter7stationäre. Kyoto-Wistar Ratten (WKY) systolischen BD über 130 MmHg7 haben und werden häufig als Normo-Infrastruk-Steuerelement verwendet. Wir nutzten SHR und WKY, um das Ergebnis der intraarterial Kanülierung BP und EKG-Aufzeichnung zu demonstrieren.
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Protocol
Alle beschriebenen Tierversuche stimmten die institutionellen Animal Care und Nutzung Ausschuss der Kaohsiung Medical University.
(1) Tierbetreuung
- Um schwierige Kanülierung wegen arterielle Kleinheit zu vermeiden, verwenden Sie Ratten mit einem Körpergewicht über 200 g.
- Entfernen Sie Chow aus dem Käfig und schnell Ratten über Nacht.
- Bieten Sie Wasser Ad Libidum, es sei denn, eine spezielle Versuchsanordnung.
(2) experimentelle Vorbereitung
- Erhalten Sie die folgenden Materialien: Zange mit Zähnen (Abbildung 1A), chirurgische Scheren (Abbildung 1 b), Zange mit feinen Spitzen (Abbildung 1, 1D), Zange mit abgewinkelten Spitzen (Abbildung 1E), vaskuläre Klammer (Abbildung 1F bulldog ), Seidenschnur ca. 20 cm Länge (Abbildung 1), Mikro-Schere (Abbildung 1 H), intra-arterielle Kanüle, steril Polyethylen (PE) Rohr mit einem Innendurchmesser von 0,5 mm und einem Außendurchmesser von 0,9 mm, 25 – 30 cm in der Länge, verbunden ein 26 X 1/2 '' Nadel (Abbildung 1I) zwei drei-Wege-Hähne (Abbildung 1J) für den Anschluss der intra-arterielle Kanüle und die Druck-Wandler (Abbildung 1 K) und 1 mL Spritzen mit heparinisierten Kochsalzlösung (100 IE/mL) gefüllt.
-
Tierische Vorbereitung
- Die Ratte durch das Einatmen von Isofluran (platzieren die Ratten in einem 25 x 25 cm x 14 cm Induktion Kammer gesättigt mit 4 % Isofluran, gefolgt von Nosecone Einsatz mit 3 % Isofluran) zu betäuben.
Hinweis: Wenn das Tier nicht ausreichend betäubt ist, drehen Sie die Durchflussmenge des Isofluran. - Testen Sie den Schmerz-Reflex durch Kneifen die Zehen.
- Legen Sie die Ratte in Rückenlage auf eine vorgeschnittenen Styropor-Board (oder dickem Karton). Befestigen Sie die vier Beine mit Gummibändern an den Körper (Abbildung 2A) zu immobilisieren.
Hinweis: Zur Vermeidung von möglichen Lärm während der EKG-Aufzeichnung muss die Platzierung Oberfläche nicht elektrisch leitfähig sein.
- Die Ratte durch das Einatmen von Isofluran (platzieren die Ratten in einem 25 x 25 cm x 14 cm Induktion Kammer gesättigt mit 4 % Isofluran, gefolgt von Nosecone Einsatz mit 3 % Isofluran) zu betäuben.
- Bereiten Sie Instrumente für BP und EKG-Aufzeichnung. Gehören Sie einer analogen Eingabeeinheit Signale, ein Druckaufnehmer mit einem kompatiblen Hub, drei bipolare Nadel-bestückte Elektrokardiogramm führt und einen Computer mit entsprechender Software zu erwerben.
3. Druck-Transducer-Kalibrierung
- Kalibrieren Sie vor Einleitung eines BP-Aufnahme mit einem standard Quecksilber-Blutdruckmessgerät (Abbildung 1 L).
- Das Blutdruckmessgerät entnehmen Sie die Druckmanschette und verbinden Sie den Dreiwege Hahn auf die Inflation Tube mit der Drucksensor (Abbildung 1 K) das Datenerfassungssystem.
- Schrauben Sie die Luft-Ventil im Uhrzeigersinn. Halten Sie Augen auf dem Messgerät und die Inflation Birne Pumpen. Wenn das Manometer 100 MmHg, wechseln Sie die Dreiwege Hahn zum Herstellen der Drucksensor. Verwenden Sie 100 MmHg Druck für die Kalibrierung. Der Umrechnungsfaktor für die Berechnung der BP wird automatisch ermittelt.
- Lassen Sie den Druck durch Aufschrauben der Luft-Ventil gegen den Uhrzeigersinn, bis der Druck von der Blutdruckmessgerät auf Null zurück.
- Wiederholen Sie Schritt 3.2 mit Druck von 200 MmHg.
- Der Drucksensor von Quecksilber-Blutdruckmessgerät zu lösen.
- Der Drucksensor an der Dreiwege Hahn von der PE-Katheter (Abb. 1I) anschließen.
4. Mini-Chirurgie für Kanülierung der Femoral Arterie
-
Oberfläche Wahrzeichen Identifikation und Exzision der Haut (Abbildung 2)
- Geben Sie den Standort der inguinalen Falte (Einbuchtung an der Kreuzung zwischen Bauch und Oberschenkel) (gestrichelte Linie in Abbildung 2A).
- Kneifen Sie die volle Schicht der Haut in der Mitte der Leiste Falte. Das Fell kann rasiert oder die Inzision Website mit elektrischen Haarschneider oder einer Enthaarungscreme vor dem Schnitt entfernt werden.
- Heben Sie die Haut und schneiden Sie es aus mit der chirurgische Schere auf eine Orientierung etwa parallel zum ipsilateralen Oberschenkel (Abb. 2 b). Die femorale Nerven und Gefäße sind unter die freiliegenden Unterhaut (Abbildung 2).
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Präparation des Gewebes um die Femoral Arterie freizulegen
- Das Gewebe mit Pinzette mit feinen Spitzen, Schicht für Schicht zu sezieren. Die Dissektion auf der Ebene der femoralen Gefäße zu stoppen. Sicherstellen Sie, dass die Zerlegung der Schiffe unter nicht verletzt ist.
- Verwenden Sie Zange (Abbildung 1 oder 1D) deaktivieren Sie das weiche Gewebe entlang der femoralen Nerven und Gefäße, gute Beobachtung zu erhalten mit Vorsicht. Der Nerv ist Faser-wie in der Textur. Die Vene ist dunkelviolett und die Arterie ist pulsierender (Abb. 3A).
- Verwenden Sie Zange mit abgewinkelten Spitzen (Abbildung 1E) an um exponierten Femoral Arterie und Vene (Abb. 3 b) zu verlängern.
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Kanülierung der Femoral Arterie (Abbildung 3)
- Verwenden Sie Zange zum Trennen der femoralen Ader von der Arterie und anwenden eine Bulldog-Klemme an die Femoral Arterie cranially möglich (Abbildung 3).
- Machen Sie eine lose Krawatte von zwei seidenen Saiten, gerade unter der Bulldog-Klemme und die andere am kaudalen Terminal der exponierten Femoral Arterie (Abbildung 3D).
- Machen Sie ein kleines Loch auf der Bauchseite der Femoral Arterie (Abbildung 3E) mit der Mikro-Schere (Abbildung 1 H).
- Führen Sie die Spitze des Katheters PE durch das kleine Loch und den Katheter cranially voraus.
Hinweis: Gelten Sie nicht Torsion während der Weiterentwicklung des PE-Katheters. Die Torsion kann drehen die Femoral Arterie Kraftund luminalen Stenose führen. - Nach der PE-Katheter sicher in die Femoral Arterie Lumen fortgeschritten ist entfernen Sie die Bulldog-Klemme.
Hinweis: Halten Sie die Augen auf den PE-Katheter beim Entfernen der Bulldog-Klemme von der Femoral Arterie. Die Beobachtung der eine retrograde Entnahme von Blut in die PE-Katheter verbunden mit Beobachtung für Puls bestätigt seine Platzierung in das arterielle Lumen. - Ziehen Sie den oberen Seidenschnur um die Position des Katheters PE zu sichern.
Hinweis: Keine versehentliche ziehen oder Dislokation des PE-Katheters kann schwere Blutung führen. - Ziehen Sie den unteren Seidenschnur um zu verhindern, Blutungen aus den kaudalen Teil der Femoral Arterie.
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Bestätigung für den Erfolg der Femoral Arterie Kanülierung
- Verwenden Sie eine 1 mL Spritze injizieren von 0,1-0,2 mL heparinisierten Kochsalzlösung in die Femoral Arterie. Der Widerstand auf Injektion muss trivial sein. Wenn offensichtlicher Widerstand nach Einspritzung bemerkt wird, überprüfen Sie die gesamte Kanülierung wieder.
Hinweis: Stellen Sie sicher, dass die drei-Wege-Hähne entsprechend umgeschaltet werden, bevor man irgendwelche negativen Druck oder Kochsalzlösung Injektion in die Femoral Arterie Kanüle. Zu diesem Zeitpunkt benötigen Injektion in der Drucksensor eine Re-Kalibrierung. - Überprüfen Sie, ob alle Nässen rund um die Kanülierung Website. Ist dies nicht der Fall, der Operationsstelle mit einem feuchten Wattebausch zu decken.
- Verwenden Sie eine 1 mL Spritze injizieren von 0,1-0,2 mL heparinisierten Kochsalzlösung in die Femoral Arterie. Der Widerstand auf Injektion muss trivial sein. Wenn offensichtlicher Widerstand nach Einspritzung bemerkt wird, überprüfen Sie die gesamte Kanülierung wieder.
5. Aufnahme des Blutdrucks
- Legen Sie nach einem reibungslosen Flush für den PE-Katheter PE Katheter Dreiwege Hahn auf der Drucksensor (Abbildung 4).
- Stellen Sie sicher, dass es keine Luftblasen im System Kanülierung gibt. Überprüfen Sie auch die Verbindung Kreuzungen von der drei-Wege-Hahn.
- Beginnen die Daten-Erfassungssystem mit Sampling-Frequenz von 1000 Hz Datensatz die arterielle BP. Druckwellen werden gezeigt (Abbildung 6).
- Lassen Sie die ganze Setup für mindestens 3-5 min zu stabilisieren. In Fällen mit schwankenden Signalen erweiterbar auf 15 min Stabilisierungszeit.
- Überprüfen Sie die Kanülierung Website regelmäßig, um sicherzustellen, gibt es keine Blutung.
Hinweis: Bei der Erfassung von Daten aus einem Druckaufnehmer ist es wichtig, den Schallkopf auf der Ebene des Herzens des Tieres zu legen.
(6) Oberfläche EKG
- Überprüfen Sie die drei führt der bipolaren EKG um sicherzustellen, dass das Positive, negative, und Platin Bezugselektroden sind intakt.
- Legen Sie die Leads subkutan am linken Vorderlauf, rechten Vorderbein und rechten Hinterbein (Abbildung 5).
- Befestigen Sie die Elektrode Naben mit einem speziell angefertigten ECG-Verstärker mit Sampling-Frequenz von 1000 Hz und Filter Frequenz von 3-500 Hz. halten Sie EKG führt stetig während der Aufnahme. Bewegung der ECG führt produzieren instationären Basislinien und Artefakte.
7. Tier Euthanasie nach Abschluss des Experiments
- Stoppen Sie nach Abschluss von der BP und EKG Aufzeichnung das Erfassungssystem. Entfernen Sie die Elektroden. Verbinden Sie die Femoral Arterie durch eine Verschärfung der bereits erteilten Seidenschnur direkt nach dem Rückzug des PE-Katheters.
- Ort, wo die Ratten einzeln in der sichtbaren Euthanasie Kammer verbunden komprimiert Kohlendioxid (CO2) Gasflaschen. Dichtung oben sicher.
- 100 % CO2 mit eine Füllrate von etwa 10 % bis 30 % des Kammervolumens pro Minute vorstellen.
- Halten Sie Ihre Augen auf die Ratte; fehlende Atmung und verblasste Augenfarbe sollte innerhalb von 2−3 min angezeigt werden.
Hinweis: Wenn Einstellung der Atemwege Bewegung nicht nach 3 min auftritt, sollte das System für die Kammer Füllrate, CO2 -Versorgung oder undichte Stellen untersucht werden. - MAINTAIN CO2 fließen an die Kammer für 1 Minute nach Atmung aufhört.
- Ermitteln Sie Herz- und Atemwege Verhaftung zu und notieren Sie feste und dilatative Schüler um Tod zu bestätigen.
Hinweis: Verwenden Sie wenn die Ratte nicht tot ist, aber in CO2 Narkose, eine sekundäre Methode der Sterbehilfe wie bilaterale Thorakotomie.
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Representative Results
Wir kauften SHR und normotonen Wistar-Kyoto WKY Ratten aus der National Laboratory Animal Center (Taipei, Taiwan). Alle Tiere wurden auf einem 12 h hell/dunkel-Zyklus in einer temperaturgesteuerten Anlage (20−22 ° C) mit freiem Zugang zu Wasser und standard Chow untergebracht.
Wir haben sechs 47 Wochen alte Ratten und sie wurden gewogen, vor der BP und EKG-Messung. Die repräsentative Umzeichnungen von der gleichzeitigen Aufnahme von EKG und BP in SHR und WKY sind in Abbildung 6dargestellt. Tabelle 1 zeigt Parameter für BP und Herzfrequenz. (T) statistische Tests zeigten deutlich höheren systolischen BD und mittlere BP in SHR (124,5 MmHg ± 15,1 MmHg und 84.3 MmHg ± 5,0 MmHg) als in WKY (90,0 MmHg ± 7,5 MmHg und 67,5 MmHg ± 5,0 MmHg) (P < 0,05) (Tabelle 1).
Die Parameter der P-Welle, PR-Intervalle, QRS Breite und QT-Intervalle können von den ECG-Aufnahmen (Tabelle 2) gemessen werden. Wahl der Rechte vs. linke femoral Kanülierung in Bezug auf die Platzierung der ECG-Elektrode (bei der richtigen Hind Gliedmaßen) hatte keinen Einfluss auf die BP oder EKG-Signale.
Abbildung 1: Materialien. (A) Zange mit Zähnen, chirurgische Scheren (B), (C) Gewebe Zange, (D) Gewebe Zange mit feinen Spitzen, (E) Winkel Spitze Pinzette, (F) Bulldog vaskulären Klemme, Seidenschnur (G), (H) Mikro Schere, (ich) Polyethylen-Katheter mit einer 26 x 1/2 '' verbinden, Nadel und ein drei-Wege-Absperrhahn (J), (K) Druck Wandler mit einem Dreiwege Hahn, (L) Quecksilber-Blutdruckmessgerät mit einem Absperrhahn (verbinden grüner Pfeil) und Inflation Birne mit einem Luft-Leck-Ventil (weißer Pfeil). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: Oberfläche Wahrzeichen für Femoral Arterie Dissektion. (A) Rückenlage Ratte mit linken Leiste Falte mit einer gestrichelten Linie hervorgehoben. (B) Leistengegend Haut von Zangen mit Zähnen durch chirurgische Schere abgeschnitten werden abgeholt. (C) die chirurgische Zone für Femoral Arterie Dissektion. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3: Gewebe Dissektion und Kanülierung der Femoral Arterie. (A) nach Gewebe Dissektion femoral Nerv (gelber Pfeil), femoral Ader (blauer Pfeil) und Femoral Arterie (roter Pfeil) ausgesetzt. (B) femoralen Vene und Arterie nach der Cut-off Nerv. (C) Anwendung von einer Bulldogge vaskulären Klemme über den kranialen Anschluß der seziert Femoral Arterie. (D) Femoral Arterie mit einer Bulldog-Klemme und zwei seidenen Saiten mit lose Verbindungen. (E) ein kleines Loch auf der ventralen Seite des Femoral Arterie, mit Mikro Schere erstellt. (F) einführen des Katheters Polyethylen in die Femoral Arterie. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4: Femoral Arterie Kanülierung für Druck Aufnahme. Die intra-arterielle Kanüle (hervorgehoben durch eine gestrichelte grüne Linie) ist verbunden mit zwei Dreiwege Hähne (blaue Pfeile) mit Spritzen mit heparinisierten Kochsalzlösung gefüllt. Der Drucksensor (roter Pfeil) ist mit der Kanülierung durch die drei-Wege-Hähne verbunden. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 5: der gesamte Versuchsaufbau für invasive femoralen arteriellen Druck und Elektrokardiographie. Drei elektrokardiographischen führt (rote Pfeile) mit Platin Nadelelektroden subkutan über bilaterale Vordergrund eingefügt Beine und rechtes Bein (gelbe Pfeile). Die exponierten rechts Femoral Arterie mit Kanülierung (blauer Pfeil). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 6: repräsentative Umzeichnungen. Gleichzeitige Aufnahmen von EKG und BP WKY (links) und SHR (rechts) für das EKG (oben) und arteriellen Druckwellen (unten). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
| WKY | SHR | P-Wert | |
| (n = 3) | (n = 3) | ||
| Gewicht, g | 407.7 ± 6,4 | 353.7 ± 10,3 | < 0,01 |
| Herzfrequenz, / min | 241.3 ± 15,0 | 262.0 ± 15,7 | 0.18 |
| Systolischen BD, mmHg | 90.0 ± 7,5 | 124.5 ± 15,1 | < 0,05 |
| Diastolischer BP, mmHg | 56,3 ± 4,0 | 64.2 ± 0,6 | 0,08 |
| Meine BP, mmHg | 67,5 ± 5.0 | 84.3 ± 5.0 | < 0,05 |
| Pulsdruck, mmHg | 33,6 ± 4,4 | 60,4 ± 15,1 | 0,08 |
Tabelle 1: Blutdruckwerte gemessen durch invasive Femoral Arterie Kanülierung. Daten sind als Mittelwert ± Standardabweichung dargestellt; SHR = spontan Hypertensive Ratten; WKY = Ratten Wistar-Kyoto; BP = Blutdruck.
| WKY | SHR | P-Wert | |
| (n = 3) | (n = 3) | ||
| Herzfrequenz, / min | 241.3 ± 15,0 | 262.0 ± 15,7 | 0.18 |
| P-Welle, MS | 38.7 ± 9,3 | 43,0 ± 4,6 | 0,52 |
| PR-Intervall, msec | 59.0 ± 7.8 | 61,3 ± 4,7 | 0.69 |
| QRS-Breite, msec | 43,0 ± 11,3 | 50.0 ± 2,6 | 0,4 |
| QT-Intervall, msec | 112.0 ± 12,8 | 116.7 ± 9,5 | 0,15 |
Tabelle 2: Messungen von elektrokardiographischen Parametern. Daten sind als Mittelwert ± Standardabweichung dargestellt; SHR = spontan Hypertensive Ratten; WKY = Ratten Wistar-Kyoto.
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Discussion
Invasive arterielle Kanülierung ermöglicht hochgenaue Messung von BP. Es kann mit einem PE-Schlauch erfolgen, ohne dass einen teuren Katheter. Invasive BP-Messung kann auch gleichzeitig mit einer Aufnahme der Oberfläche EKG durchgeführt werden.
Die große Lernkurve für diese Methode ist die experimentelles Geschick erforderlich, um kleine Blutgefäße cannulate. In geübten Händen kann die erfolgreiche Rate für Femoral Arterie Kanülierung 100 % nähern. Wird empfohlen, vor der Durchführung realer Experimente. Einige bemerkenswerte Punkte während des Verfahrens: (1) stellen Sie sicher, dass Tiere sind völlig betäubt vor Beginn der Operation; (2) verwenden Sie eine Bulldog-Klemme an der hohen Position der exponierten Arterie vor dem Schneiden der Arterienwand, um umfangreichen Blutungen zu verhindern; (3) machen Sie den Schnitt erst im Laufe der ventralen Wand der Arterie und vermeiden Sie die dorsale Wand Beschädigung zu; und (4) stetige Platzierung der Kanülierung System und elektrokardiographischen führt hilft Bewegungsartefakte während der Aufnahme zu vermeiden.
Die mögliche Komplikationen mit diesem Verfahren sind Blutungen aus der chirurgischen Präparation. Die Blutung in eine erfolgreiche und reibungslose Kanülierung einer Arterie ist sehr trivial. Große Blutungen kann durch Unfallschäden an die Femoral Arterie oder Vene oder die Hauptzweige während der Gewebe Dissektion verursacht werden. Die Blutung kann durch fokale Kompression mit einem klaren Wattebausch gestoppt werden. Eine weitere Ursache für große Blutung ist Dislokation der femoralen Kanülierung. In diesem Fall ist der Blutverlust in der Regel groß genug, um wiederum einen deutlichen Rückgang bei systemischen BP. An dieser Stelle kann BP Aufnahme vorzeitig abgebrochen werden.
Telemeter Implantation ist auch eine etablierte Methode für invasive BP Aufnahme8. Der Vorteil der Telemetrie ist die Fähigkeit, eine HiFi-kontinuierliche Aufzeichnung über relativ lange Zeit im Bewusstsein, frei beweglichen Tieren ohne die Einschränkungen der Zurückhaltung oder Anästhesie zu erhalten. Direkte BP Aufnahmen können mit erfolgreichen subkutane Implantation von Radio-Sendern und Halsschlagader Kanülierung9erfolgen. Aber es kann schwierig sein, die Telemeter erfolgreich implantieren und der Hard- und Software für Radiotelemetrie sind teuer.
Es gibt einige Einschränkungen für invasive BP-Messung durch Kanülierung Femoral Arterie. Erstens kann es hemmungslos und bewusste Ratten durchgeführt werden. Zweitens kann BP in die Femoral Arterie höher oder niedriger als BP in der zentralen Aorta sein. Drittens: die arterielle Kanülierung kann schwierig sein für kleine Nagetiere, wo Femoral Arterien zu klein, um das PE-Rohr einfügen werden. Viertens sollten die kanülierte Arterie ligiert werden nach Abschluss der BP-Aufnahme und Unterbindung der Femoral Arterie Hinterbein Ischämie führt. Aufgrund dieser Einschränkung sind in der Regel die Tiere eingeschläfert nach invasiven BP-Aufnahme.
Invasive Femoral Arterie Kanülierung erfordert Ruhigstellung und die Tiere zu betäuben, die potenziell führt Stress und beeinflusst BP und Elektrokardiographie Daten10. Stress kann durch geeignete Narkose gemildert werden. Anästhesie umfasst Injektion oder Inhalation Protokolle. Unsere Erfahrungswerte, hohe erhöhten BP in I.P anästhesiert WKY Ratten deutet darauf hin, dass die Tiere waren noch unter Stress oder Schmerzen. Normale BP in bewusste WKY Ratten ist 130/80 MmHg; Dies fiel auf unter 100 MmHg in unserem Inhalation anästhesiert WKY Ratten (Tabelle 1). Lungenmilzbrand Anästhesie (Isofluran) hat mehrere Vorteile gegenüber injizierbaren Agenten: schnellen Beginn, minimale Tier Handhabung, einfache Bedienung, keine kontrollierten Drogen und eine schnelle Genesung. Die Nachteile sind die Kosten für die Ausrüstung, die Gefahr der Exposition des Menschen in einem Fall mit erheblichen Gas-Leck in der Arbeitsumgebung und eine bedeutende unterdrückende Wirkung auf BP BP. Isofluran-induzierte Reduktion sollte berücksichtigt werden, bei der Auswahl der Narkose-Regime.
Weitere Anwendungen sind für invasive BP-Messung möglich. Grundsätzen der Fluiddynamik für Pulswellengeschwindigkeit (PWV) propagiert die steifere Arterie Impuls Welle schneller11. Wenn Sie doppelte Hohlräumen in der Arteria carotis und Femoral Arterie anwenden, kann der aortalen PWV bestimmt werden. Die Länge der Aorta Puls Vermehrung gemessen werden, wie der Abstand zwischen den Spitzen der Kanüle in die Halsschlagader (proximalen) und distale (femoral) Arterien. Die PWV ist das Verhältnis zwischen der Aorta und der Unterschied zwischen dem Zeitpunkt die minimalen Werte der proximalen und distalen arteriellen Pulse12.
Das Setup für gleichzeitige Elektrokardiographie beschriebenen und intra-arterielle BP Aufnahme in experimentellen Ratten ist eine preiswerte und hochverfügbare Technik für physiologische oder pharmakologische Studien zur Untersuchung von pathogenen oder therapeutische Mechanismen in der Herz-Kreislauf-Medizin.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Diese Studie wurde unterstützt durch Taiwan Ministerium für Wissenschaft und Technologie gewährt die 104-2314-B-037-080-MY3 sowie die meisten 107-2314-B-037-110 zu HCL und Taiwan National Health Research Institutes gewähren NMRI-EX107-10724SC.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polyethylene tube | BECTON DICKINSON | 427401 | internal diameter of 0.5 mm, outer diameter of 0.9 mm |
| 26 G x 1/2"" needle | TERUMO | 160426D | |
| Adson Forceps | TOP Line | 12-540 | 12 cm (4.75") Long, Straight, 1 x 2 Teeth |
| Bulldog vascular clamp | Teleflex | 357581 | 8 mm |
| Computer | AUSUS | X453M | |
| Exernal analog signal recording device | iWorx | T5141538 | This allows the recording of up to three channels of ECG, EMG or EEG as well as GSR (skin conductance) from a single iWire input on the recording Module. |
| Graefe Forceps | AESCULAP Surgical Instruments | BD312R | MICRO DRESSING FORCEPS, CURVED, SERRATED, 105 mm, 4 1/8 |
| Mecury sphygmomanometer | Spirit | CK-101 | |
| Pressure transducer | iWorx | IworxBP100 | |
| Semken Forceps | MEDE TECHNIK | 10-104 | 100 mm |
| Software | LabScribe3 | ||
| Surgical scissors | HEBU | 1714 | 14.5 cm long |
| Syringe (1 mL) | TERUMO | 160426D | |
| Three-way stopcocks | Cole-Parmer | EW-30600-23 | |
| Tipped forceps | World Precision Instruments | 504506 | 11 cm long, 0.1 x 0.06 mm Tips |
| Vannas Scissors | World Precision Instruments | 500086 | 8.5 cm long, Straight, 0.025 x 0.015 mm Tips, 7mm super fine Blades |
References
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