Summary
Мы описываем протокол для ультразвуковой управляемой имплантации мурин-протоковой аденокарциномы клеточных линий непосредственно в родной опухоли. Этот подход привел к тому, что опухоли поджелудочной железы обнаруживаются с помощью ультразвукового сканирования в течение 2-4 недель после инъекции, и значительно уменьшил пропорции посева опухолевых клеток на перитонеальной стенке по сравнению с хирургической ортотопической имплантацией.
Abstract
Недавний успех блокады иммунных контрольно-пропускных пунктов при меланоме и аденокарциноме легких оживила область иммуноонкологии, а также выявил ограничения текущего лечения, так как большинство пациентов не реагируют на иммунотерапию. Разработка точных доклинических моделей для быстрого выявления новых и эффективных терапевтических комбинаций имеет решающее значение для удовлетворения этой неудовлетворенной клинической потребности. Аденокарцинома поджелудочной железы (КПК) является каноническим примером иммунной контрольно-пропускной пункт блокады резистентной опухоли только 2% пациентов, отвечающих на иммунотерапию. Генетически модифицированный КрасG12D/-; Trp53R172H/-; Модель мыши Pdx-1 Cre (KPC) КПК резюмирует болезнь человека и является ценным инструментом для оценки методов лечения иммунотерапии, резистентной к доклинической обстановке, но время для нашествия опухоли весьма переменно. Хирургические ортотопические модели имплантации опухоли КПК сохраняют иммунобиологические признаки микроокружения опухоли КЗК специфической опухоли (ТМЕ), но требуют трудоемкой процедуры и введения аномального воспаления. Здесь мы используем ультразвуковую модель имплантации опухолей с гидом -НАведения (UG-OTIM) для неинвазивного введения клеточных линий КПК непосредственно в поджелудочную железу мыши. Опухоли UG-OTIM растут в месте эндогенной ткани, добросовестно повторяя гистологические особенности КПК TME, и достигают регистрации размера опухолей для доклинических исследований через четыре недели после инъекции с минимальным посевом на перитонеальной стенке. Описанная здесь система UG-OTIM представляет собой быструю и воспроизводимую модель опухоли, которая может обеспечить высокий пропускной анализ новых терапевтических комбинаций в murine PDA TME.
Introduction
Аденокарцинома поджелудочной железы (PdA) является заведомо агрессивной болезнью, которая является огнеупорным для текущего лечения, с мрачной 5-летней выживаемости 9%1. КПК недавно превзошел рак молочной железы, чтобы стать третьей ведущей причиной смертности, связанной с раком в США и, по прогнозам, станет второй ведущей причиной (за только рак легких) к 2030 году2. Ряд особенностей, характерных для иммунологически "холодной" микросреды опухоли КПК (TME) - в том числе высокая инфильтрация иммуносупрессивных популяций миелоидных клеток3,4,5,6,7,плотный стромальный осаждение8,9,10,11, и недостаток Т-клеток5,12,13-способствовать отказ иммунотерапии в КПК14. С этой целью использование клинически релевантной модели животных является важным инструментом для исследования эффективности новых комбинаций препаратов для иммунологически холодных опухолей in vivo.
Генетически модифицированный КрасG12D/-; Trp53R172H/-; Модель мыши Pdx-1 Cre (KPC) КПК точно резюмирует основные клинические аспекты КПК человека, включая молекулярные факторы заболевания и гистопатологические особенности15. Опухоли КЗК развиваются спонтанно у полностью иммунокомпетентных мышей, что позволяет проводить допрос терапевтических подходов, включая химиотерапию16,17,иммунотерапию18,19,20,21и строма-таргетинг терапии9,11,22вvivo до введения этих препаратов в клинических испытаниях. Несмотря на свои много прочноствий как preclinical модель PDA, польза мышей KPC невыгодно высоко переменной прогрессирование самопроизвольного развития тумора по мере того как натиск тумора может колебаться от 4 до 40 неделей (таким образом требуя обслуживания большая разводяколония) 15. Кроме того, КЗК мышей имеют потенциал для поликлональных первичных опухолей23, и есть быстрое снижение здоровья животных и увеличение сопутствующих заболеваний, включая кахексии и асцит, как болезнь прогрессирует15.
Одной из альтернатив спонтанной модели мыши КПК является использование ортотопической модели имплантации КПК24. Прямая хирургическая имплантация опухолевых клеток линий в родной ткани сайт является более экономически эффективным и предсказуемым методом повторения ткани конкретных микроокружения опухоли (TME) КПК. Имплантация опухоли позволяет для инъекций клональных линий опухолевых клеток генетически backcrossed мышей5, что позволяет для мышей-хозяев с дополнительными генетическими манипуляциями, которые будут отнимать много времени, чтобы размножаться в модели мыши КЗК. Тем не менее, имплантация опухоли поджелудочной железы требует трудоемкой хирургической процедуры, которая вводит аномальное воспаление на месте шва в брюшной стенке24,25,26, и часто включает в себя длительный послеоперационного восстановления27,28,29.
Технологические достижения в области ультразвуковой визуализации с использованием преобразователей, специфичные для грызунов, обеспечивают изображения с высоким разрешением в режиме реального времени. Руководствуясь ультразвуковой визуализации движения иглы инъекции в полости, можно специально имплантировать опухолевые клетки в поджелудочную железу, используя преимущества ортотопических инъекций опухоли при отсутствии хирургической имплантации и связанного с ними воспаления. Этот подход, называемый ультразвуковым ортотопическим моделью имплантации опухоли (UG-OTIM) был ранее установлен в ксенотрансплантатных моделях рака поджелудочной железы30, а также в нескольких других моделях рака, включая саркому Эвинга, нейробластому и рак мочевого пузыря31,32.
Здесь мы предоставляем подробный протокол для выполнения ультразвуковых инъекций опухолевых клеток линий в мурин поджелудочной железы. Мы показываем результирующие опухоли резюмировать гистологические и иммунологические особенности КПК TME и поэтому могут быть использованы для исследования новых терапевтических комбинаций, в том числе иммунотерапии, чтобы быстро выявить наиболее перспективных методов лечения двигаться вперед в клинических испытаниях.
Protocol
Протоколы о животных были рассмотрены и одобрены Комитетом по уходу за животными и использованию животных при Университете Пенсильвании. Самки от 5 до 6 недель c57Bl/6 мышей были приобретены (см. Таблица материалов) и используется после 1-3 недель отдыха. Университетская лаборатория животных ресурсов наблюдалза по уходу за животными.
1. Подготовка линий опухолевых клеток КПК для инъекций
- Расти КПК полученных КПК клеточной линии в опухолевых клеток (ТК) средств массовой информации: Dulbecco в модифицированных Eagle Medium (DMEM) дополнен10% фетальной сыворотки крупного рогатого скота (FBS), 2мМ L-глутамамин и 83 мкг /мЛ гентамицин.
- Разрешить клетки расти до 80-85% стоек в фляги поддерживается на 37 градусов по Цельсию и 5% CO2.
- Как только клетки достигают идеальной сближи, остыть средства от фляг и мыть дважды с теплым (37'C), стерильный фосфат-буферный солен (PBS), достаточно, чтобы покрыть монослой адептовых клеток. Пипетка оставшихся PBS после окончательного мытья.
- Добавить теплый (37 градусов по Цельсию) 0,05% трипсин-EDTA решение (0,5% бульон трипсин-EDTA разбавленной 1:10 в Хэнкс основе фермента без клеточной диссоциации буфера), чтобы покрыть монослой в каждой колбе и инкубировать при 37 градусов по Цельсию в течение 3-5 минут или пока клетки отсоединиться с нажав на сторонах стороны Колбу.
- Добавьте 10-25 мл холода (4 градусов), стерильные ТС-носители в каждую колбу, чтобы остановить реакцию трипсинизации. Налейте подвеску клетки в 50mL конический (ы), заполнить до 50mL с холодными TC-носителями.
- Центрифуга при 300г в течение 5 минут при 4 градусах Цельсия. Откажитесь от супернатанта и отдохните гранулы в холодном, стерильном DMEM (без сыворотки). Если несколько конических труб были использованы для сбора клеток, все гранулы могут быть объединены в один конический на этом этапе.
- Центрифуга при 300г в течение 5 минут при 4 ".
- Повторите шаги 1.6-1.7 дважды. В окончательной стирке, возьмите аликвот клеток для подсчета. Клеточная жизнеспособность в 90% рекомендуется для инъекций in vivo.
- Подготовьте однородную суспензию опухолевых клеток КПК при желаемой концентрации опухолевых клеток. Мы использовали 10-20 х 106 клеток/мл (от 250 000 до 500 000 ячеек/25 л) в соответствующем количестве стерильных, холодных DMEM или PBS, но каждая клеточная линия должна быть титровой в vivo.
- Держите клетки холодными, на льду, до готовности к впрыски.
2. Предхирургическая подготовка мышей
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг рекомендуется выполнять за 24 часа до процедуры.
- Поместите клетки, содержащие экспериментальных мышей, на более теплый набор до 37 градусов по Цельсию.
- Получить новые, чистые клетки и место на второй платформы потепления установлен на 37 градусов по Цельсию.
- Тщательно очистите шкаф биологической безопасности, индукционную камеру и узи (США) стадии с стерилантом (см. Таблица материалов).
- Поверните функцию потепления на этапе в США до 37 градусов по Цельсию.
- Включите анестезиора: отрегулируйте циферблаты на трубчатом сплиттере так, чтобы поток воздуха ограничивался только индукционной камерой. Включите кислородный бак и установите скорость потока до 1 л/мин. Включите испаритель изофлуран до 2-3%.
- Поместите одну мышь в индукционную камеру. Монитор мыши, пока не мобильный и дыхание замедлился.
- Отрегулируйте циферблаты на сплиттере так, чтобы поток воздуха допускался как к индукционной камере, так и к носовому конусу. Быстро перемещайте мышь из индукционной камеры и положите ее в брюшной ренимацию на теплой американской сцене с ее мордой в носовом конусе.
- Проверьте уровень индукции, наблюдая за любой рефлексивной реакции на щипать нос. Если их нет, мышь готова к удалению волос.
- Поместите небольшое количество глазной смазки (см. Таблица материалов ) на обоих глазах,чтобы предотвратить обезвоживание тканей. Поверните мышь так, чтобы она лежала в подошве лежачих на сцене. Аккуратно придерживайтесь верхних и нижних конечностей к сцене с бумажной лентой для того, чтобы максимизировать воздействие живота и закрепите мышь на сцене.
- Используйте стерильный хлопчатобумажный аппликатор для нанесения щедрого слоеного крема для верхнего левого квадранта живота. Депиляция должна применяться в общей области селезенки и распространяться к средней линии. Разрешить сидеть около одной минуты.
- Проверьте степень удаления волос, осторожно используя противоположный конец аппликатора кончика хлопка, чтобы стереть крем для депилатория, как только он легко удаляется, протрите живот чистым с помощью сухой марлевой площадки. Затем промокните чистый слой марли с небольшим количеством теплого солей и протрите область еще раз, чтобы полностью удалить депиляционное вещество. Не превышать 2 полных минут прямого контакта на коже мыши, чтобы уменьшить вероятность химических ожогов.
- После того, как волосы были достаточно удалены из живота, вернуть мышь в новую, чистую клетку на теплее.
- В то время как первое животное проходит удаление волос на сцене США, следующее животное может быть добавлено в индукционную камеру.
- Перед обезвраживанием следующей клетки мышей, выключите изофлуран и промойте индукционную камеру кислородом. Очистите индукционную камеру и конус сцены/носа США с стерилантом. Повторите шаги 2.5-2.14 до тех пор, пока все клетки и мыши не подверглись удалению волос.
ПРИМЕЧАНИЕ: Пост животных путем временного изъятия пищи в течение периода до имплантации может быть рассмотрен, чтобы свести к минимуму зрительную обструкцию органов брюшной полости из-за непереваренной пищи в желудке и кишечнике (12-24 часов). Ограничение воды не рекомендуется. Если животные голодают, рекомендуется, чтобы они лечились с инъекцией 1мЛ теплой (37 градусов), стерильный солевой раствор после инъекции опухоли, с тем чтобы предотвратить обезвоживание.
3. Ультразвуковая имплантация клеток КПК
ПРИМЕЧАНИЕ: Все ультразвуковые процедуры выполняются с помощью аппарата ультразвуковой визуализации и программного обеспечения (см. Таблицу Материалов). Центр преобразователя имеет центральную частоту 40 МГц и пропускную способность 22-55 МГц.
- Отрегулируйте ультразвуковую платформу таким образом, чтобы поверхность платформы была параллельно полу, и следователь сталкивается с левой стороной животного, с головой животного вправо. Отрегулируйте положение преобразователя таким образом, чтобы было получено поперечное брюшное изображение(рисунок 1А).
- Анестезируйте мышь, которую нужно вводить, как описано в шагах 2.1-2.8. Стабилизировать мышь на платформе США, как описано в шаге 2.9.
- Нанесите щедрое количество теплого (37 градусов по Цельсию) ультразвукового геля на лысый участок живота.
- Аккуратно опустите преобразователь, чтобы связаться с мышкой живота. Отрегулируйте преобразователь по мере необходимости, пока поджелудочная железа не будет хорошо видна. Найдите левую почку и селезенку, чтобы обеспечить точную ориентацию брюшной полости.
ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку положение преобразователя было изменено, чтобы обеспечить доступ к левой стороне живота, оси X и Y на элементах управления сцены теперь перевернуты. - Загрузите 29G х 1/2 "инсулин шприц (см. Таблица материалов) с 25 л суспензии опухолевых клеток. Протрите кончиком иглы стерильным спиртом подготовительной площадки до инъекции, чтобы свести к минимуму посева опухолевых клеток в брюшной стенке.
- Использование тупых щипц, захватить кожу и стенки, чтобы увеличить напряженность в нужном месте инъекции. Удерживая шприц под углом 25-45 градусов к поверхности ультразвуковой платформы, медленно продвигайте иглу через кожу и стенку перитоне. Подтвердите, что игла проткнулась через стенку перитонеальной, прежде чем перейти к следующему шагу. Небольшой поп следует чувствовать, как игла пронзает перитонеальной стены.
- Под ультразвуковой визуализацией направляй иглу непосредственно в поджелудочную железу(рисунок 1B-C). Подтвердите иглу внутри ткани поджелудочной железы, осторожно перемещая бочку шприца вверх и вниз. Если размещение правильно, кончик иглы останется в ткани поджелудочной железы в то время как шприц баррель движется.
- Медленно вводить опухолевые клетки и подтверждать клетки имплантируются в нужном месте путем формирования жидкости болюс в поджелудочной железе (видимый на ультразвуковом экране, Рисунок 1D).
ПРИМЕЧАНИЕ: Некоторое сопротивление должно ощущаться в то время как удручает поршень. Будьте осторожны, чтобы не проколоть поджелудочной железы несколько раз, как это увеличивает вероятность утечки в брюшной полости. - После того, как полный объем подвески был введен и жидкости болюс можно увидеть в поджелудочной железе, держать иглу очень неподвижно в течение нескольких секунд. Медленно втягивайте иглу из живота мыши, принимая большую осторожность, чтобы не беспокоить вводимые клетки.
- Поместите мышь в чистую, теплую клетку и убедитесь, что мышь полностью восстанавливается после анестезии. Повторите этот процесс для всех животных.
- Перед анестезией следующей мыши очистите индукционную камеру и конус сцены/носа США стерилантом.
- Повторите шаги 3.2-3.11 до тех пор, пока все мыши не будут введены.
Representative Results
Цель настоящего доклада состояла в том, чтобы обеспечить подробный протокол для выполнения ультразвуковой имплантации клеточных линий КПК, полученных из КПК. В репрезентативных экспериментах, показанных на рисунке 2-4,мы подтверждаем, что опухоли UG-OTIM растут с постоянной скоростью и зависящимот от дозы способом. Кроме того, мы показываем, что опухоли UG-OTIM резюмируют основные иммунологические и гистологические особенности КЗК ТМЭ. Таким образом, ug-OTIM система является доклинической модели мыши КПК, которые могут быть использованы в высокой пропускной форме для быстрого экрана новых комбинаций лечения in vivo.
Используя описанный здесь протокол UG-OTIM, мыши были подготовлены к имплантации, закреплены на нагретой ультразвуковой платформе, а положения как платформы, так и преобразователя были скорректированы для этой процедуры, как показано на рисунке 1А. Ультразвуковое изображение высокого разрешения использовалось для определения места инъекций в поджелудочной железе мыши, которое может быть направлено без перфорации почек или селезенки(рисунок 1B). Под ультрасонографической визуализацией игла была тщательно введена в брюшную полость через стенку брюшной полости и направлена в поджелудочную железу мыши(рисунок 1C). После правильного размещения иглы было установлено, суспензия опухолевых клеток вводилась очень медленно в поджелудочную железу. Успешная имплантация была подтверждена наличием пузыря в поджелудочной железе(рисунок 1D). В ранних экспериментах мышь была принесена в жертву, и эффективность процедуры была проверена путем непосредственной визуализации жидкости болюс в валовой ткани поджелудочной железы(Рисунок 1E).
За имплантацией опухолей и темпами роста наблюдалась еженедельная ультразвуковая томография. Успешные имплантации производятся опухоли, которые содержались в пределах границ поджелудочной железы на протяжении всего эксперимента(рисунок 2A). Ультразвуковое программное обеспечение (см. Таблица Материалов) используется позволило опухолевой области и объема, которые будут определены для каждого момента, а также для 3D-картирования измеренных опухолей, которые будут созданы (Рисунок 2B), и 3D изображения были подтверждены во время мыши некропсии (Рисунок 2C). Неправильная инъекция клеток во время процедуры UG-OTIM может привести к развитию опухоли стенки перитонеальной (репрезентативное изображение которой показано на рисунке 2D). Мыши, которые присутствуют с перитонеальной опухоли могут быть исключены из дальнейших исследований.
Для определения концентрации клеток, оптимальных для использования в доклинических исследованиях, C57Bl/6 КПК полученных КПК клеточной линии (4662)9 был введен в наивных, дикого типа C57Bl/6 мышей через шесть независимых экспериментов. Эта клеточная линия (проходная в пробирке шесть раз) была получена из полностью перекрещенной кКЗ опухолевой мыши (Зgt;10 поколений, подтвержденная SNP-анализом19)для предотвращения молекулярной гистосовместимости комплекса несоответствия антигенов отторжения опухоли. Опухолевые клетки вводились в низкой титер (1,25 х 106 клеток/25 л) и в высокой титер (5 х 106 клеток/25 л) дозы. Высокие инъекции опухоли титра привели к большей доле опухолевых животных через три недели после инъекций по сравнению с когортой с низким титра(рисунок 3A). Несмотря на задержку в населенном населенном возрасте опухоли, общий темп роста опухоли не сильно отличался между двумя дозами(рисунок 3B). Аналогичным образом, в то время как показатель выживаемости между двумя когортами не сильно отличался, тенденция к снижению выживаемости в когорте с низким титрами(рисунок 3C). Высокая когорта титра также произвелбольшую долю мышей с опухолями, которые были зачислены в доклинических исследованиях (обозначенных на 20 мм3 объем опухоли) на четыре недели после инъекции, чем кокатор низкой титра(Рисунок 3D). Большинство мышей из высоких и низких когорты титра представлены с зачисленными опухолей на 25-й день и развитых конечных симптомов заболевания, включая асцит (данные не показано). Метастазы, которые не происходят с использованием 4662 в клетках дозы из этого протокола, могут быть смоделированы с различными клеточными линиями или дозы33.
Метод UG-OTIM требовал овладения мелкой моторикой, чтобы точно локализовать желаемое место инъекции, что было сложно в наших ранних экспериментах. По этой причине мы включили таблицу, изображающую количество животных, которые разработали опухоли в поджелудочной железе (успешные имплантации) по сравнению с общим числом животных, которые прошли ультразвуковой имплантации опухоли (Таблица 1). Звери были исключены из будущих анализов, если опухоли развивались в нежелательном месте (т.е. почки) или если не было никаких доказательств опухоли на шесть недель после инъекции, как указано. Еженедельное прогрессирование доли мышей, несущих зачисленные опухоли поджелудочной железы (20 мм3 объема опухоли) от каждого эксперимента также показано в таблице 1.
Чтобы определить, была ли польза от использования подхода UG-OTIM, а не традиционной хирургической ортотопической модели (за счет инвестиций времени после получения знания техники), мы сравнили посев опухолей КПК в перитонеальной стенке мышей после каждой процедуры. Мы обнаружили, что только 2/31 мышей (6,5%) разработали непреднамеренные опухоли перитонеальной стенки после инъекций UG-OTIM, по сравнению с 7/15 мышей, которые разработали опухоли стенки перитонеальной после хирургической инъекции (46,6%, р злт; 0,0029) (Таблица 1). Таким образом, скорость посева дополнительных опухолей в перитонеуме значительно снижается в методе UG-OTIM по сравнению с хирургической имплантации.
При жертвоприношении мышей, несущих опухоли UG-OTIM, мы обнаружили, что грубая анатомия опухолей была похожа на спонтанные опухоли КЗК(Рисунок 4A). Гистологический анализ показал закономерность аномальных протоковых структур, которая была схожа в обеих моделях и что вновь морфологии человеческого заболевания (Рисунок 4B). Для исследования иммунной инфильтра циферги в опухолях КЗК и УГ-ОтИМ репрезентативные гистологические образцы были окрашены в CD3 (выраженные Т-клетками) и F4/80 (выраженные макрофагами). В обеих моделях, окрашивание моделей показали опухоли, которые были плохо проникли Т-клеток(Рисунок 4C), но сильно проникли макрофаги(Рисунок 4D). Этот вывод согласуется с иммунологически холодным фенотипом большинства человеческих образцов и КЗК КПК5,7,12.
Рисунок 1: Ультразвуковая имплантация клеток КПК в мурин поджелудочной железы. (A) Ориентация мыши, ультразвуковой стадии и ультразвукового зонда, используемого для получения изображения органов брюшной полости с высоким разрешением. Обратите внимание, этап и платформа были превращены 90 "от стандартной ориентации, чтобы обеспечить легкий доступ к верхнему левому квадранту мыши живота. (B) Ультрасонографическое изображение, изображающее идентификацию почек, селезенки и поджелудочной железы. Здесь инъекционная игла расположена против живота мыши. (C) Ультрасонографическое изображение, изображающее иглу в поджелудочной железе мыши. (D) Ультрасонографическое изображение, изображающее пузырь в месте инъекции (очерченный синим цветом) после контролируемой инъекции опухолевых клеток в поджелудочную железу. (E) Laparotomy выявление жидкости болюс, содержащий КПК клетки в поджелудочной железе после ультразвука руководствоваться инъекции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Мониторинг роста опухоли после инъекции UG-OTIM. (A) Представитель ультрасонографическое изображение опухоли UG-OTIM (очерчено синим цветом) на 2, 3, и 5 недель после инъекции, как указано. (B) Представитель реконструирован 3D изображение опухоли UG-OTIM 5 недель после инъекции с помощью ультразвукового программного обеспечения. (C) Представитель валовой анатомии опухоли UG-OTIM 5 недель после инъекции на некропсию мыши. (D) Представитель ультрасонографическое изображение опухоли стенки, растущей в подкожном слое после неправильной инъекции клеток в 7 недель после инъекции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Доза-зависимое начало зачисленных опухолей после ультразвуковой управляемой инъекции клеток КПК. (A) Пропорция опухолевых мышей в указанные временные точки после инъекции, как описано на рисунке 1 с высоким титер (500 000 клеток/25 л) или низким титер (125000 клеток / 25 л) опухолевых клеток, как указано. (B) Кинетика роста опухоли мышей от (A), каждый символ представляет группу мышей, бары ошибок указывают SEM. (C) Пропорция мышей от (A) живые в указанные точки времени после инъекции. Мыши были усыплены или цензуре, если опухоли были йgt;1000mm3 или состояние тела было плохим из-за опухоли сопутствующих состояний. (D) Время зачисления опухоли начала для мышей из (A). Зачисленные опухоли считаются 20 мм3 в объеме. Данные репрезентативные 4 независимых эксперимента с n'8-20 мышами/экспериментом. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
| Эксперимент | Поджелудочная железа-опухоль подшипник / общие инъекции | Неделя 1 (Регистрация) | Неделя 2 (Зачислено) | Неделя 3 (Регистрация) | Неделя 4 (Зачислено) | Семя Перитонеальных опухолей |
| Высокий Титер | 24/31 | Nd | 8/24 (3/24) | 15/24 (7/24) | 23/23 (20/23) | 2/20 |
| Низкий Титер | 11/17 | Nd | 3/11 (0/11) | 6/11 (3/11) | 9/11 (5/11) | 0/11 |
| Хирургическая инъекция | 15/17 | Nd | Nd | 15/15 (9/15) | 15/15 (14/15) | 7/15 |
Таблица 1: Количество успешных опухолей UG-OTIM по сравнению с хирургической имплантацией. Данные, объединенные из 2-4 независимых экспериментов на высокое или низкое состояние титра с n-5-10 мышей за эксперимент. "Хирургическая инъекция" указывает на мышей, которые получили брюшной лапароскопической хирургической инъекции 125000 опухолевых клеток. "Tumor-bearing" указывает на мышей с опухолью поджелудочной железы. "Enrollable" указывает на долю опухолевых мышей в каждый моментвремени с объемом опухоли "Семя перитонеальных опухолей" указывает на общую долю опухолевых мышей, которые сопутствующей посева опухолей на перитонеальной стенке от инъекции опухолевых клеток. Мыши с опухолями, неправильно представляющими в тканях, кроме поджелудочной железы (т.е. почек), были исключены из "опухолевых" популяций (но включены в общий вводили мышей). ND, не определяется. Частота посева перитонеальной стены сравнения высоких и низких групп титра в сочетании с хирургической имплантации, р/л; 0,0029 через 2-хвостый T тест с Манн-Уитни после теста.
Рисунок 4: Опухоли UG-OTIM резюмируют микросреду опухоли КЗК. Отображаются репрезентативные изображения. Верхний ряд, опухоли КЗК. Нижний ряд, опухоли UG-OTIM при 5-недельном послеимплантации. (A) Грубая анатомия вырезанных опухолей при некропсии. (B) H и E (10X, бар 100 мм) (C) Иммуногистохимия окрашивания для CD3 (коричневый) (10X, бар 100 м). (D) Иммунофлуоресцентное окрашивание F4/80 (красный) и DAPI (синий) (4X, бар-500 м). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Discussion
Мы показываем здесь, что использование ультрасонографии высокого разрешения для прямой имплантации линий клеток Murine PDA к сайту автохтонозной ткани является надежной альтернативой как КЗК, так и хирургическим ортотопическим системам. UG-OTIM производит биологически значимые опухоли, которые сохраняют иммунопатологические особенности КПК с укороченным временем для опухолевого диагноза и надежной кинетики роста опухоли. Ультразвуковая инъекция может служить полезным инструментом для быстрого производства мышей подшипников ортотопически имплантированных опухолей КПК, что позволяет исследует терапевтические комбинации в клинически релевантной модели.
Ультразвуковая имплантация предлагает важные улучшения по сравнению со стандартными моделями доклинических исследований. Во-первых, эта процедура устраняет трудоемкий мониторинг мышей КЗК для развития спонтанных опухолей, непосредственно имплантируя полностью C57BL/6 обратно пересекаемых кПК-клеток в мурин поджелудочной железы. Во-вторых, как и традиционные хирургические ортотопические инъекции, подход UG-OTIM позволяет контролировать вводившуюся линию клеток, включая выбор моноклональной опухолевой клеточной линии и/или ex vivo манипуляции клеточной линии, а также контроль над хозяином, получающим имплантацию опухолевых клеток. В-третьих, эта минимально инвазивная методика позволяет избежать трудного труда хирургии выживания и обходит сложный послеоперационный период восстановления животных, а также воспалительные сигналы от хирургического заживления ран. Наконец, опухоли UG-OTIM - подобно хирургической имплантации - резюмируют TME наблюдается у мышей КЗК, в том числе низкой инфильтрации Т-клеток и высокой инфильтрации макрофагов. Таким образом, модель UG-OTIM сохраняет ключевые особенности опухолей КЗК без дополнительных осложнений, которые тормозят терапевтические исследования в спонтанной модели КЗК.
Ряд важных шагов в протоколе являются ключом к освоению для успеха техники. Экспертиза в ультразвуковой визуализации мурин имеет важное значение для этой процедуры, но ручная ловкость, необходимая для успешного имплантации клеток в поджелудочную железу, является набором навыков, которые должны быть разработаны самостоятельно. Для мышей на 12-часовой свет / темный цикл, пост животных на ночь обеспечили желудка и кишечника были очищены от любых непереваренных продуктов питания, которые могли бы блокировать вид поджелудочной железы, почек и селезенки ультразвуком. Кроме того, каждая клеточная линия, используемая для ортотопических инъекций, должна быть титровой до дальнейших экспериментов, чтобы понять кинетику роста и определить метастатический потенциал33. Во время инъекции, использование щипать кожу в месте инъекции создал напряжение, необходимое для мягко прокола через кожу и стенки. Ключевым шагом в процедуре было тщательно направлять иглу в поджелудочную железу без перфорации ткани или проколов вне целевого участка, такого как селезенка или почка. Подтверждение жидкости болус был лучшим показателем успешной инъекции опухолевых клеток в надлежащей ткани. После инъекции, игла должна быть снята медленно, чтобы не беспокоить жидкости болюс. Мы обнаружили, что серия пробных инъекций с использованием dMEM или Trypan Blue помогла развить мастерство мелкой моторики, необходимой для этой инъекции.
Во время устранения неполадок этой процедуры мы выявили ряд факторов, повлиявших на успех протокола. В пробных экспериментах нашей самой частой ошибкой была перфорация почки во время имплантации, что чаще всего происходило в наших ранних экспериментах, предполагая, что регулярные физические упражнения этого навыка повышают квалификацию. Кроме того, мы обнаружили, что подтверждение наличия жидкости болюс после инъекции опухолевых клеток с помощью ультразвука и прямой визуализации при некропсии во время фазы устранения неполадок улучшилась успешная техника инъекций. Если образование пузыря не подтверждается ультразвуком во время инъекции, расположение иглы может быть скорректировано до полного угнения шприца, чтобы освободить оставшийся болюс опухолевых клеток. Мы также отметили, что объемы подвески вводят слишком быстро привело к разливу опухолевых клеток в полость или коллапс жидкости болюс в поджелудочной железе. Как правило, эти животные пошли на развитие опухолей поджелудочной железы, за исключением n'7 животных, которые не показали никаких доказательств опухоли 4 недели после инъекции. Этот результат был зарегистрирован только в наших первых попытках (и 6/7 животных вводили с низким титра опухолевых клеток). Мыши, которые имеют сомнительные инъекции опухолевых клеток, или требующие репозиционирования иглы, должны быть тщательно проверены для развития опухолей за пределами поджелудочной железы.
Основными ограничениями метода ультразвукового наведения являются наличие необходимых инструментов и технические навыки, связанные с имплантацией опухоли. Процедура не является полностью стерильной, так как мышь вводится нестерильно на ультразвуковой платформе, при этом шприц и кончик иглы проходят через ультразвуковой гель. Хотя мы не видели никаких доказательств инфекции у n'148 мышей в общей сложности 8 независимых экспериментов с начала этих исследований, вполне возможно, что инфекционный агент может войти в поджелудочной железы через иглу инъекций во время этого процесса. Таким образом, как многие аспекты протокола, как это возможно (в том числе перчатки, ультразвуковые поверхности, ледяные коробки) должны быть распылены с дезинфицирующим средством или 70% этанола, чтобы уменьшить потенциальное воздействие патогенов. Дополнительным ограничением текущего протокола было отсутствие метастазсов с использованием линии ячейки 4662 при текущих разбавлениях. Каждая клеточная линия, используемая в системе UG-OTIM, должна быть титрами для желаемых темпов роста, а также метастатического потенциала33. Наконец, наш текущий протокол установил методы для введения опухолевых клеток в одноклеточной суспензии. Тем не менее, добавление внеклеточного матричного субстрата может быть добавлено для потенциального улучшения опухолевого истеблишмента и предотвращения утечки опухолевых клеток (так как он используется в хирургических моделях имплантации27,30,31,32). Таким образом, многие ограничения UG-OTIM могут быть преодолены с помощью соответствующего тестирования клеточных линий, используемых в ортотопических инъекциях.
Таким образом, модель UG-OTIM является точным методом тканевой инъекции опухолевых клеток в мурин поджелудочной железы. Эта минимально инвазивная методика имплантации приносит пользу как исследователю, так и животным, сокращая время процедуры, минимизируя послеоперационные осложнения и повышая точность инъекций. Опухоли, возникающие в результате инъекций UG-OTIM сохраняют характерные иммунобиологические особенности спонтанных опухолей КЗК, имеют надежное время для возникновения опухоли и воспроизводимой кинетики роста опухоли. Таким образом, модель UG-OTIM может быть использована в относительно высокой пропускной форме, чтобы допросить терапевтические комбинации в доклинической обстановке, чтобы выявить новые методы лечения для пациентов с наибольшей неудовлетворенной клинической потребности.
Disclosures
Авторы не раскрытии информации.
Acknowledgments
Авторы хотели бы поблагодарить д-ра Роберта Vonderheide и всех членов лаборатории Vonderheide, все члены поджелудочной железы рак мышь больницы, д-р Бен Стангер, поджелудочной железы онкологический научный центр при Университете Пенсильвании, и Девора Дельман для полезные обсуждения. Эта работа поддерживается финансированием из Паркер Институт иммунотерапии рака стипендиат премии (KTB) и поджелудочной железы онкологический научный центр при Университете Пенсильвании (CC).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 50 mL Conicals | Thomas Scientific | 2602A26 | |
| Blunt edged forceps | Fine Science Tools | 11000-12 | |
| Cell Dissociation Buffer | Thermo-Fisher | 13151014 | |
| Cotton Tipped swabs | Thermo-Fisher | 19062614 | |
| Covidien Monoject 3/10mL, 29G X 1/2" | Thermo-Fisher | 8881600145 | |
| Depilatory Agent | Amazon | Nair Body Lotion | |
| DMEM | Thermo-Fisher | 10-566-016 | |
| FBS | Gemini Bio-oroducts | 100-106 | |
| Flask | Sigma-Aldrich | CLS430825 | |
| Forceps (blunt edge) | Fine Science Tools | 11000-12 | |
| Gauze | Fisher | 13-761-52 | |
| Gentamicin | Thermo-Fisher | 15750060 | |
| Induction Chamber | VetEquip | 941444 | |
| Isofluorane | Penn Vet Supply | VED1350 | |
| Isofluorane Vaporizer | VetEquip | 911103 | |
| L-glutamine | Thermo-Fisher | 25030081 | |
| Optixcare | MidWest Veterinary Supply | 052.50310.3 | |
| Paper Tape | Medline | MMM1530Z5 | |
| PBS | Thermo-Fisher | 14-190-250 | |
| Slide warmer | C&A Scientific | XH-2001 | |
| Sterilant (Clidox-S) | Fisher Scientific | NC0332382 (activator) NC9189926 (base) | Needs to be combined according to manufacturer's instructions |
| Sterile Alcohol prep pad | Covidien | 6818 | |
| Trypsin | Thermo-Fisher | 15090046 | |
| Ultrasound gel | Thermo-Fisher | 03-34-1LT | |
| Visualsonics Ultrasound Vevo 2100 | Visual Sonics | Vevo 2100 |
References
- Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2019. CA Cancer Journal for Clinicians. 69 (1), 7-34 (2019).
- Rahib, L., et al. Projecting cancer incidence and deaths to 2030: the unexpected burden of thyroid, liver, and pancreas cancers in the United States. Cancer Research. 74 (11), 2913-2921 (2014).
- Chao, T., Furth, E. E., Vonderheide, R. H. CXCR2-Dependent Accumulation of Tumor-Associated Neutrophils Regulates T-cell Immunity in Pancreatic Ductal Adenocarcinoma. Cancer Immunology Research. 4 (11), 968-982 (2016).
- Steele, C. W., et al. CXCR2 Inhibition Profoundly Suppresses Metastases and Augments Immunotherapy in Pancreatic Ductal Adenocarcinoma. Cancer Cell. 29 (6), 832-845 (2016).
- Li, J., et al. Tumor Cell-Intrinsic Factors Underlie Heterogeneity of Immune Cell Infiltration and Response to Immunotherapy. Immunity. 49 (1), 178-193 (2018).
- Beatty, G. L., et al. Exclusion of T Cells From Pancreatic Carcinomas in Mice Is Regulated by Ly6C(low) F4/80(+) Extratumoral Macrophages. Gastroenterology. 149 (1), 201-210 (2015).
- Bayne, L. J., et al. Tumor-derived granulocyte-macrophage colony-stimulating factor regulates myeloid inflammation and T cell immunity in pancreatic cancer. Cancer Cell. 21 (6), 822-835 (2012).
- Beatty, G. L., et al. CD40 agonists alter tumor stroma and show efficacy against pancreatic carcinoma in mice and humans. Science. 331 (6024), 1612-1616 (2011).
- Lo, A., et al. Tumor-Promoting Desmoplasia Is Disrupted by Depleting FAP-Expressing Stromal Cells. Cancer Research. 75 (14), 2800-2810 (2015).
- Rhim, A. D., et al. Stromal elements act to restrain, rather than support, pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancer Cell. 25 (6), 735-747 (2014).
- Ozdemir, B. C., et al. Depletion of Carcinoma-Associated Fibroblasts and Fibrosis Induces Immunosuppression and Accelerates Pancreas Cancer with Reduced Survival. Cancer Cell. 28 (6), 831-833 (2015).
- Clark, C. E., et al. Dynamics of the immune reaction to pancreatic cancer from inception to invasion. Cancer Research. 67 (19), 9518-9527 (2007).
- Stromnes, I. M., Hulbert, A., Pierce, R. H., Greenberg, P. D., Hingorani, S. R. T-cell Localization, Activation, and Clonal Expansion in Human Pancreatic Ductal Adenocarcinoma. Cancer Immunology Research. 5 (11), 978-991 (2017).
- Morrison, A. H., Byrne, K. T., Vonderheide, R. H. Immunotherapy and Prevention of Pancreatic Cancer. Trends in Cancer. 4 (6), 418-428 (2018).
- Hingorani, S. R., et al. Trp53R172H and KrasG12D cooperate to promote chromosomal instability and widely metastatic pancreatic ductal adenocarcinoma in mice. Cancer Cell. 7 (5), 469-483 (2005).
- Yip-Schneider, M. T., et al. Dimethylaminoparthenolide and gemcitabine: a survival study using a genetically engineered mouse model of pancreatic cancer. BMC Cancer. 13, 194 (2013).
- Frese, K. K., et al. Nab-Paclitaxel potentiates gemcitabine activity by reducing cytidine deaminase levels in a mouse model of pancreatic cancer. Cancer Discovery. 2 (3), 260-269 (2012).
- Stromnes, I. M., et al. T Cells Engineered against a Native Antigen Can Surmount Immunologic and Physical Barriers to Treat Pancreatic Ductal Adenocarcinoma. Cancer Cell. 28 (5), 638-652 (2015).
- Byrne, K. T., Vonderheide, R. H. CD40 Stimulation Obviates Innate Sensors and Drives T Cell Immunity in Cancer. Cell Reports. 15 (12), 2719-2732 (2016).
- Winograd, R., et al. Induction of T-cell Immunity Overcomes Complete Resistance to PD-1 and CTLA-4 Blockade and Improves Survival in Pancreatic Carcinoma. Cancer Immunology Research. 3 (4), 399-411 (2015).
- Keenan, B. P., et al. A Listeria vaccine and depletion of T-regulatory cells activate immunity against early stage pancreatic intraepithelial neoplasms and prolong survival of mice. Gastroenterology. 146 (7), 1784-1794 (2014).
- Jiang, H., et al. Targeting focal adhesion kinase renders pancreatic cancers responsive to checkpoint immunotherapy. Nature Medicine. 22 (8), 851-860 (2016).
- Maddipati, R., Stanger, B. Z. Pancreatic Cancer Metastases Harbor Evidence of Polyclonality. Cancer Discovery. 5 (10), 1086-1097 (2015).
- Foster, D. S., Jones, R. E., Ransom, R. C., Longaker, M. T., Norton, J. A. The evolving relationship of wound healing and tumor stroma. Journal of Clinical Investigation Insight. 3 (18), (2018).
- Kasper, M., et al. Wounding enhances epidermal tumorigenesis by recruiting hair follicle keratinocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (10), (2010).
- Stuelten, C. H., et al. Acute Wounds Accelerate Tumorigenesis by a T Cell-Dependent Mechanism. Cancer Research. 68 (18), (2008).
- Qiu, W., Su, G. H. Development of orthotopic pancreatic tumor mouse models. Methods of Molecular Biology. 980, 215-223 (2013).
- Moreno, J. A., Sanchez, A., Hoffman, R. M., Nur, S., Lambros, M. P. Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer. Journal of Visualized Experiments. (115), (2016).
- Erstad, D. J., et al. Orthotopic and heterotopic murine models of pancreatic cancer and their different responses to FOLFIRINOX chemotherapy. Disease Models and Mechanisms. 11 (7), (2018).
- Huynh, A. S., et al. Development of an orthotopic human pancreatic cancer xenograft model using ultrasound-guided injection of cells. Public Library of Science One. 6 (5), e20330 (2011).
- Thomas, T. T., et al. Utilization of Ultrasound-guided Tissue-directed Cellular Implantation for the Establishment of Biologically Relevant Metastatic Tumor Xenografts. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
- Jager, W., et al. Minimally invasive establishment of murine orthotopic bladder xenografts. Journal of Visualized Experiments. (84), e51123 (2014).
- Aiello, N. M., Rhim, A. D., Stanger, B. Z. Orthotopic injection of pancreatic cancer cells. , Cold Spring Harbor Protocols. (2016).
