Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

ولادة عامل المهلجنة في نموذج Porcine من متلازمة الضائقة التنفسية الحادة عن طريق جهاز نوع وحدة العناية المركزة

Published: September 24, 2020 doi: 10.3791/61644
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 2, 2, 2, 1, 1,2, 1, 3, 2,4, 1,2,5
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

Summary

نحن نصف نموذجا لمتلازمة الضائقة التنفسية الحادة الناجمة عن حمض الهيدروكلوريك (ARDS) في الخنازير التي تتلقى التخدير بعوامل الهالوجينات ، isoflurane و sevoflurane ، من خلال جهاز يستخدم لاستنشاق التخدير في العناية المركزة. ويمكن استخدام هذا النموذج للتحقيق في الآليات البيولوجية للعوامل الهالوجينية على إصابات الرئة وإصلاحها.

Abstract

متلازمة الضائقة التنفسية الحادة (ARDS) هو سبب شائع لفشل الجهاز التنفسي نقص الأكز الدم والموت في المرضى الذين يعانون من أمراض خطيرة، وهناك حاجة ملحة لإيجاد علاجات فعالة. وقد أظهرت الدراسات قبل السريرية أن العوامل الهالوجينية المستنشقة قد يكون لها آثار مفيدة في النماذج الحيوانية من ARDS. أدى تطوير أجهزة جديدة لإدارة العوامل الهالوجينية باستخدام أجهزة التنفس الصناعي الحديثة لوحدة العناية المركزة (ICU) إلى تبسيط توزيع العوامل الهالوجينية بشكل كبير على مرضى وحدة العناية المركزة. لأن البحوث التجريبية والسريرية السابقة تشير إلى الفوائد المحتملة من المواد المتطايرة الهالوجينية، مثل سيفوفلوران أو ايسوفلوران، للإصابة الظهارية الحويصلات الرئوية والالتهاب، وهما معلمان باثوفيولوجيان لتلف الحويصلات المنتشرة خلال ARDS، صممنا نموذجا حيوانيا لفهم آليات آثار العوامل الهالوجينية على إصابات الرئة وإصلاحها. بعد التخدير العام ، والتنبيب القصبي ، وبدء التهوية الميكانيكية ، تم تحريض ARDS في الخنازير الصغيرة عن طريق غرس حمض الهيدروكلوريك داخل التراكشي. ثم تم تخدير الخنازير باستنشاق سيفوفلوران أو ايسوففلوران باستخدام جهاز من نوع وحدة العناية المركزة، وتم تهوية الحيوانات بتهوية ميكانيكية واقية من الرئة خلال فترة 4 ساعة. خلال فترة الدراسة ، تم جمع عينات الدم والضرع للدم لتقييم الأوكسجين الشرياني ، و نفاذية الغشاء الحويصلات الشعرية ، وإزالة السوائل الحويصلات ، والتهاب الرئة. كما تم جمع معلمات التهوية الميكانيكية طوال التجربة. على الرغم من أن هذا النموذج تسبب في انخفاض ملحوظ في الأوكسجين الشرياني مع نفاذية الشعيرات الدموية الحويصلة المتغيرة ، إلا أنه قابل للاستنساخ ويتميز ببداية سريعة واستقرار جيد بمرور الوقت ، ولا مضاعفات قاتلة.

لقد طورنا نموذج خنزير صغير من الطموح الحمضي الذي يستنسخ معظم السمات الفسيولوجية والبيولوجية والمرضية ل ARDS السريرية ، وسيكون من المفيد تعزيز فهمنا للآثار المحتملة لحماية الرئة للعوامل المهلجنة التي يتم تسليمها من خلال الأجهزة المستخدمة لتخدير وحدة العناية المركزة المستنشقة.

Introduction

متلازمة الضائقة التنفسية الحادة (ARDS) هو سبب شائع لفشل الجهاز التنفسي نقص الأكزيمي والوفاة في المرضى الذين يعانون من أمراض خطيرة1. ويتميز كل من الإصابات الظهارية الحوفية المنتشرة والظهارية, مما يؤدي إلى زيادة نفاذية وذمة رئوية, تغيير إزالة السوائل السنفية (AFC), وتفاقم الضائقة التنفسية2. يتطلب ارتشاف وذمة الحويصلات الهوائية والتعافي من ARDS نقل السوائل الظهارية عبر الحويصلات الهوائية للبقاء سليما ، مما يشير إلى أن العلاج الذي يحسن الاتحاد الآسيوي لكرة القدم يمكن أن يكون مفيدا3و4. على الرغم من أن التهوية الواقية من الرئة واستراتيجية تقييدية لعلاج السوائل الوريدية أثبتت فائدتها في تحسين النتائج2،5، إلا أنها لا تزال مرتبطة بارتفاع معدل الوفيات والمراضة6. لذلك، هناك حاجة ملحة لتطوير علاجات فعالة للمتلازمة وفهم أفضل للآليات الدقيقة التي يمكن أن تعمل من خلالها هذه العلاجات.

وقد استخدمت على نطاق واسع التخدير المهلجنة، مثل ايزوفلوران أو سيفوفلوران، للتخدير العام في غرفة العمليات. ويرتبط سيفوفلوران مع انخفاض التهاب في رئتي المرضى الذين يخضعون لجراحة الصدر ومع انخفاض في مضاعفات الرئة بعد العملية الجراحية, مثل ARDS7. وقد تم العثور على نتائج مماثلة في التحليل التلوي للمرضى بعد جراحة القلب8. كما أن المواد المتطايرة المهلجنة لها تأثير قصبي9و10 وربما بعض الخصائص التي تحمي العديد من الأعضاء مثل القلب8و11 والكلى12و13و14. في الآونة الأخيرة ، كان هناك اهتمام متزايد بالاستخدام السريري للالتخدير المستنشق كمهدئات في وحدة العناية المركزة (ICU). كل من الدراسات الحيوانية والبشرية دعم الآثار الوقائية من المعالجة المسبقة مع عوامل الهالوجينات قبل نقص التروية لفترات طويلة من الكبد15, الدماغ16, أو القلب11. العوامل الهالوجينية لديها أيضا مزايا الدوائية والأدوية المحتملة على غيرها من العوامل الوريدية لتخدير المرضى الذين يعانون من أمراض خطيرة، بما في ذلك بداية سريعة للعمل وتعويض سريع بسبب تراكم القليل في الأنسجة. العوامل المهلجنة المستنشقة تقلل من أوقات التنبيب بالمقارنة مع التخدير الوريدي في المرضى الذين يخضعون لجراحة القلب17. تدعم العديد من الدراسات سلامة وفعالية العوامل المهلجنة في التخدير لمرضى وحدة العناية المركزة18و19و20. في نماذج تجريبية من ARDS، استنشاقه sevoflurane يحسن تبادل الغاز21،22، يقلل من وذمة الحويصلاتالدموية 21،22، وينخفف من كل من الالتهاب الرئوي والجهازي23. Isoflurane أيضا تحسين إصلاح الرئة بعد الاصابة من خلال الحفاظ على سلامة الحاجز السنفية الشعرية، وربما عن طريق تحوير التعبير عن بروتين تقاطع ضيق الرئيسية24،25،26. بالإضافة إلى ذلك ، كان الضامة الماوس التي تم استزراعها وعلاجها مع isoflurane آثار فاجوجية أفضل على العدلات من الضامة التي لم تعالج مع isoflurane27.

ومع ذلك ، فإن المسارات والآليات البيولوجية الدقيقة التي تمثل خصائص واقية من الرئة من التخدير المتطاير لا تزال غير معروفة إلى حد كبير حتى الآن ، مما يتطلب المزيد من التحقيق18. هناك ما يبرر إجراء دراسات إضافية للتحقيق في الآثار الدقيقة للسيفوفلوران على إصابة الرئة والتحقق مما إذا كان يمكن ترجمة الأدلة التجريبية إلى المرضى. وجدت أول تجربة مراقبة عشوائية من فريقنا أن إدارة السيتوفلوران المستنشق في المرضى الذين يعانون من ARDS ارتبطت بتحسين الأكسجين وانخفاض مستويات كل من السيتوكينات المؤيدة للالتهابات وعلامات الإصابة الظهارية للرئة ، كما تم تقييمها من قبل مستقبلات البلازما والذوبان في الحويصلات للمنتجات النهائية المتقدمة للجليس (sRAGE)28 . كما يعتبر الآن sRAGE كعلامة على إصابة الخلية من النوع 1 الحويصلات ووسيط رئيسي لالتهاب الحويصلات، وهذه النتائج يمكن أن تشير إلى بعض الآثار المفيدة للsevoflurane على الرئة إصابة الظهارية الحويصلات21،29،30.

لطالما تطلب استخدام العوامل الهالوجينية لتخدير وحدة العناية المركزة المستنشقة نشر أجهزة التهوية في غرفة العمليات وأجهزة تبخير الغاز في وحدة العناية المركزة. ومنذ ذلك الحين، تم تطوير عاكسات مخدرة مناسبة للاستخدام مع أجهزة التنفس الصناعي الحديثة للعناية الحرجة للاستخدام المحدد في وحدة العناية المركزة31. تتميز هذه الأجهزة بالحرارة المعدلة والرطوبة التي تتبادل المرشحات التي يتم إدخالها بين Y-piece من الدائرة التنفسية وأنبوب القصبة الهوائية. أنها تسمح لإدارة العوامل الهالوجينية، مع isoflurane وsevoflurane كونها الأكثر استخداما، وأنها تتكون من قضيب المبخر البولي بروبلين مسامية، والتي يتم تحريرها عامل سائل، تسليمها عن طريق مضخة حقنة محددة. يتم امتصاص العامل المهلجن أثناء انتهاء الصلاحية بواسطة وسيط عاكس موجود في الجهاز ويتم إصداره خلال الإلهام التالي ، مما يسمح بإعادة تدوير ما يقرب من 90٪ من العامل المهلجن المنتهي الصلاحية31،32. في الآونة الأخيرة، تم تطوير نسخة مصغرة من الجهاز مع مساحة ميتة مفيدة من 50 مل، مما يجعلها أكثر ملاءمة للاستخدام أثناء التهوية فائقة الحماية في المرضى ARDS، مع أحجام المد والجزر التي يمكن أن تكون منخفضة مثل 200 مل31. لم تتم دراسة مثل هذا الجهاز المصغر في نموذج خنزير صغير تجريبي من ARDS.

لأن البحوث السابقة تدعم الأدوار الواعدة من المواد المتطايرة الهالوجينية في التهاب الرئة الحويصلات والإصابة خلال ARDS، صممنا نموذجا حيوانيا تجريبيا لتحقيق فهم تحويلي لآليات آثار العوامل المهلجنة على إصابة الرئة وإصلاح33،34،35. في هذه الدراسة، طورنا نموذجا لحمض الهيدروكلوريك (HCl) الناجم عن ARDS في الخنازير الصغيرة التي يمكن فيها توصيل التخدير المستنشق باستخدام النسخة المصغرة من جهاز حفظ التخدير، وهو جهاز من نوع وحدة العناية المركزة. يمكن استخدام هذا النموذج الحيواني الكبير من ARDS لتعزيز فهمنا للآثار الوقائية المحتملة للرئة للعوامل الهالوجينية المستنشقة.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

تمت الموافقة على بروتوكول الدراسة من قبل لجنة أخلاقيات الحيوان التابعة للمعهد الوطني الفرنسي للتعليم، دي Enseignement Supérieur et la Recherche (رقم الموافقة 01505.03) قبل تسجيله في preclinicaltrials.eu(معرف السجل قبل السريري PCTE0000129). تم تنفيذ جميع الإجراءات في المركز الدولي للمناظير Chirurgie، جامعة كليرمون Auvergne، كليرمون فيران، فرنسا، وفقا للبحوث الحيوانية: الإبلاغ في تجارب فيفو (وصول) المبادئ التوجيهية36.

1. إعداد الحيوانات والتخدير

  1. وضع الخنزير الصغير
    1. ضمان أن يكون البروتوكول التجريبي متسقا مع المبادئ التوجيهية للتجارب على الحيوانات، بما في ذلك مبادئ 3R (الاستبدال والاختزال والصقل) واللوائح الوطنية/الدولية.
    2. الحصول على موافقات من لجنة الأخلاقيات لرعاية واستخدام الحيوانات التجريبية في المؤسسة المعنية قبل بدء البروتوكول.
    3. استخدم خنزير لاندراز أبيض ذكر (عمره 2-4 أشهر؛ يزن 10-15 كجم).
    4. ضع الخنزير الصغير في وضع السطخ بعد التطبيب المسبق باستخدام azaperone العضلي (الموصوف في 1.2.2).
  2. تحريض التخدير
    1. تقييد الحيوانات من الحصول على الطعام لليلة واحدة مع السماح بحرية الوصول إلى المياه.
    2. إدارة قبل التطبيب المأزج للخنزير الصغير باستخدام azaperone العضلي (2 mg.kg-1)خلف الأذن.
    3. ضع ضغط إصبع على الأنسجة الرخوة للقاعدة الشرجية للخنزير الصغير لتحديد الوريد الواسطي والظري.
    4. أدخل قسطرة محيطية عن طريق الوريد 22 G في الوريد الوتوسطي أو الجانبي للخنزير الصغير. اتبع القسطرة بزاوية ضحلة 45 درجة عبر الجلد وتقدم حتى يظهر الدم من خلال القسطرة.
    5. حث التخدير العام مع البروبوفول الوريدي (3 mg.kg-1)وسوفنتانيل (0.3 ميكرو g.kg-1)37. تحقق من عمق التخدير بسبب عدم الاستجابة لرد الفعل دواسة.
  3. التنبيب القصبي38،39
    1. إعداد منظار الحنجرة باستخدام حجم 4 شفرة منظار ميلر مستقيم.
    2. تمرير منظار الحنجرة في تجويف البلعوم والاكتئاب اللسان مع شفرة الحنجرة، مما يجعل epiglottis مرئية.
    3. تصور افتتاح الحنجرة من الخنزير الصغير قبل التنبيب orotracheal.
    4. أدخل أنبوبا داخليا مقيد بالأصفاد بقطر 6 مم.
    5. تضخيم الكفة أنبوب القصبة الهوائية للوصول إلى ضغط الكفة حول 20-30 سمH2O.
    6. إصلاح أنبوب القصبة الهوائية إلى أنف الخنزير الصغير مع الشريط الجراحي micropore.
    7. الاتصال بجهاز التنفس الصناعي وبدء التهوية الميكانيكية بعد الإعدادات الموضحة في القسم 3.
  4. صيانة التخدير
    1. الحفاظ على التخدير مع التسريب الوريدي المستمر من البروبفول (5 mg.kg-1.h-1)قبل إصابة الرئة الناجمة عن الحمض. سيتم إيقاف ضخ البروبفول عندما يتم بدء تشغيل العوامل الهالوجينية.
    2. أضف ضخا وريديا مستمرا من الريميفنتانيل (10-20 ميكرو g.kg−1.h−1 = 0.15-0.33μ g.kg−1.min−1)لإدارة الألم.
    3. إضافة التسريب الوريدي المستمر من cisatracurium (0.2 mg.kg-1.h-1)لحصار العصبية والعضلية.
    4. الحفاظ على درجة حرارة الجسم من الخنزير الصغير في حوالي 38 درجة مئوية باستخدام البطانيات الدافئة.
    5. مراقبة نشاط تخطيط القلب، وتشبع الأكسجين المحيطي (SpO2)،وضغط الشرايين باستمرار باستخدام جهاز عرض خارجي.
  5. جراحة
    1. أدخل الوصول الوريدي المركزي باستخدام التعرض الجراحي للوريد الوداجي الداخلي الأيمن وطريقة Seldinger لإدخال قسطرة ثلاثية التجويف (7 فرنسية، 16 سم).
      1. جعل شق خط الوسط الجلدي على الجانب البطني من الرقبة، 2 سم الجانبي من القصبة الهوائية. استخدام ملقط الجراحية لتشريح الأنسجة.
      2. ترجمة الوريد الوداجي الداخلي (حوالي 1-2 سم عميق، الجانبية إلى الشريان السباتي الداخلي)، وباستخدام الإبرة (18 G، 6.35 سم)، وجعل ثقب مع اتجاه الجمجمة.
      3. مع اليد، أدخل "J" الدليل (0.81 مم قطرها، 60 سم) من خلال الإبرة. قم بإزالة الإبرة برفق وأدخل بسرعة قسطرة وريدية بثلاثة خطوط في الوريد الوداجي الداخلي على طول السلك الإرشادي "J". إزالة "J" الدليل مع الحفاظ على القسطرة الوريدية في مكان.
      4. يستنشق الدم عبر كل خط من القسطرة الوريدية لإزالة الهواء من الخطوط المختلفة وتدفق مع 5 مل من محلول ملحي (0.9٪ NaCl) لشطف الخطوط الثلاثة.
      5. خياطة الجلد مع خيط خياطة 3.0 غير قابل للامتصاص بعد نمط ليمبرت المستمر وإصلاح القسطرة على الجلد مع غرزة واحدة وعقدة ثلاثية على كل ثقب الجانبي للقسطرة الوريدية المركزية.
    2. أدخل خطا شريانيا عبر التعرض الجراحي للشريان الفخذي الأيمن واستخدم طريقة Seldinger لإدخال قسطرة الترموديلوتيون (3-5 فرنسية، 20 سم).
      1. ضع الأطراف الأمامية اليمنى للخنزير الصغير في التمديد.
      2. إجراء شق جلدي على منطقة الفخذ الأيمن من الخنزير الصغير. استخدام ملقط الجراحية لتشريح الأنسجة تحت الجلد والعضلات.
      3. ترجمة الشريان الفخذي الأيمن عن طريق جس نبض الفخذ (حوالي 3-4 سم عميق) و, باستخدام الإبرة (19 G, 54 مم), جعل ثقب مع اتجاه caudocranial.
      4. أدخل سلك الإرشاد "J" من خلال الإبرة. قم بإزالة الإبرة برفق وأدخل قسطرة شريانية بسرعة في الشريان الفخذي على طول السلك الإرشادي. قم بإزالة السلك الإرشادي مع الحفاظ على القسطرة في مكانها.
      5. إزالة الهواء من القسطرة الشريانية وتدفق مع محلول ملحي لشطف الخط.
      6. خياطة الجلد مع خيط خياطة 3.0 غير قابل للامتصاص بعد نمط ليمبرت المستمر وإصلاح القسطرة على الجلد مع غرزة واحدة وعقدة ثلاثية على كل ثقب الجانبي للقسطرة الشريانية.
      7. قم بتوصيل القسطرة على أنابيب خط شرياني للسماح باسترداد عينات الدم التسلسلية والرصد الديناميكي الدموي المستمر (ضغط الشرايين ومؤشر القلب ومياه الرئة خارج الأوعية الدموية ، كما هو مفهرس لوزن الجسم) باستخدام جهاز مراقبة إخراج القلب كفاف النبض.

2. إصابة الرئة الحادة الناجمة عن الحمض

تنبيه: استخدم القفازات والنظارات خلال هذه الخطوة لتجنب أي خطر ملامسة الحمض للجلد أو العينين)

  1. جعل 100 مل من HCl في 0.05 M وhh 1.4.
  2. باستخدام المعلم التشريحي للجزء الأخير من القص ، قم بقياس المسافة بين طرف أنبوب القصبة الهوائية وكارينا الخنزير الصغير.
  3. ضع علامة على هذه المسافة بقلم أسود على قسطرة شفط Ch14.
  4. أدخل قسطرة الشفط عبر أنبوب القصبة الهوائية حتى المعلم الأسود.
  5. غرس بلطف 4 mL.kg-1 (وزن الجسم) من حمض من خلال قسطرة الشفط لأكثر من 3 دقائق.
  6. إزالة قسطرة الشفط.

3. التهوية الميكانيكية

  1. استخدم التهوية التي يتم التحكم فيها بحجم الصوت على جهاز التنفس الصناعي للعناية المركزة.
  2. استخدام حجم المد والجزر من 6 mL.kg-1، وضغط نهاية منتهية الصلاحية إيجابية (PEEP) من 5 سمH2O ، وجزء الأكسجين مستوحاة (FiO2)من 40 ٪.
  3. ضبط معدل التنفس للحفاظ على ثاني أكسيد الكربون المد والجزر بين 35 و 45 ملم زئبق.
    ملاحظة: استنادا إلى الدراسات السابقة37,40,41, ويعتبر إصابة الرئة المنشأة عندما التوتر الأكسجين الشرياني (PaO2)-إلى-FiO2 نسبة تنخفض إلى 25٪ من خط الأساس, تقريبا 1 ح بعد غرس HCl مجرى الهواء.

4. التخدير المهلجن

ملاحظة: ابدأ التخدير باستخدام التخدير المهلجن (sevoflurane أو isoflurane) بمجرد تحقيق إصابة الرئة الناجمة عن الحمض. ثم ينبغي مقاطعة التخدير الوريدي باستخدام البروبفول.

  1. تعبئة المحقنة (الشكل 1A): قم بتوصيل محول التعبئة الذي توفره الشركة المصنعة بزجاجة 250 مل من العامل المهلجن وحقنة 60 مل إلى محول التعبئة. بدوره زجاجة رأسا على عقب وملء الحقنة عن طريق دفع وسحب المكبس. بدوره زجاجة تستقيم وإزالة الحقنة.
  2. الزبالة (الشكل 1B)
    1. ضع فلتر الفحم، المستخدم لإزالة الغازات الهيدروكربونية المهلجنة، بالقرب من جهاز التنفس الصناعي.
    2. قم بإزالة الغطاء الواقي من فلتر الفحم.
    3. قم بتوصيل فلتر الفحم بالصمام الزفيري لجهاز التنفس الصناعي بواسطة أنبوب مرن.
  3. استخدم جهاز حفظ التخدير (الجهاز المستخدم في تخدير وحدة العناية المركزة المستنشق)(الشكل 1C)كما هو موضح أدناه.
    1. قم بتوصيل خط مجفف الأغشية الأيونومير بمنفذ أخذ عينات الغاز لجهاز حفظ التخدير.
    2. قم بتوصيل جانب واحد من خط أخذ عينات الغاز بخط مجفف الأغشية الأيونومي.
    3. قم بتوصيل الجانب الآخر من خط أخذ عينات الغاز بمصفل الغاز.
    4. أدخل جهاز حفظ التخدير بين قطعة Y من الدائرة التنفسية وأنبوب القصبة الهوائية.
    5. تأكد من أن جهاز حفظ التخدير لديه الجانب الأسود لأعلى ويتم منحدر لأسفل نحو الخنزير الصغير.
  4. تقديم التخدير المستنشق من خلال جهاز حفظ التخدير(الشكل 2).
    1. ضع الحقنة المحددة في مضخة الحقنة.
    2. ربط خط عامل مخدر إلى الحقنة.
    3. رئيس خط وكيل مع بولوس من 1.5 مل من عامل الهالوجينات.
    4. تكييف معدل المضخة الأولي في mL.h-1 (إعدادات معدل مضخة حقنة الأولية من isoflurane وsevoflurane هي 3 و 5 مل / ساعة، على التوالي) إلى كسر sevoflurane منتهية الصلاحية المستهدفة (FEsevo) أو كسر isoflurane منتهية الصلاحية (FEISO) قيمة، كما هو معروض على محلل الغاز.
    5. تأكد من أن محلل الغاز يعرض FEsevo ٪-FEiso ٪ أو ما يعادل الحد الأدنى من قيمة تركيز الحويصلات الشمسية أكبر من الصفر. إذا لزم الأمر، وإعطاء bolus إضافية من 0.3 مل من عامل الهالوجينات.
    6. تكييف معدل مضخة الحقنة اللازمة للوصول إلى تركيز معين اعتمادا على حجم الدقيقة والتركيز المستهدف، مع معدلات 2-7 مل.ح-1 و 4-10 مل.ح-1 يجري، بشكل عام، المرتبطة كسور منتهية الصلاحية من 0.2٪-0.7٪ و 0.5٪-1.4٪ لisoflurane42 و sevoflurane28،43، على التوالي.
    7. خلال التجربة، استمر في إدارة العوامل الهالوجينية مع أهداف FEsevo و FEiso من 0.8-1.1 و 0.5-0.8 على التوالي.

5. القياسات

  1. رصد
    1. جمع المعلمات المختلفة كما تقاس من قبل مراقبة الخارجية: معدل ضربات القلب، وضغط الدم، وتشبع الأكسجين المحيطي.
    2. معلمات قياسية كما تقاس بالتنفس الصناعي: حجم المد والجزر، ومعدل التنفس، مجموعة PEEP، السيارات PEEP (عن طريق تطبيق مناورة عقد منتهية الصلاحية من 5 ق على جهاز التنفس الصناعي)، والامتثال للجهاز التنفسي، ومقاومة مجرى الهواء، وضغط الهضبة inspiratory (من خلال تطبيق مناورة عقد inspiratory من 2 ق على جهاز التنفس الصناعي)، ذروة الضغط الملهم، وضغط القيادة.
    3. حساب قدرة الرئة الوظيفية المتبقية باستخدام طريقة غسل النيتروجين في / غسل بها إذا متكاملة في جهاز التنفس الصناعي.
    4. استخدم المؤشر الحراري الذي تم إدخاله سابقا في الشريان الفخذي لقياس حجم المياه خارج الأوعية الدموية للرئتين ومؤشر القلب ومقاومة الأوعية الدموية الجهازية.
  2. أخذ عينات سائل الوذمة الرئوية غير المخففة لقياس صافي معدل الاتحاد الآسيوي لكرة القدم.
    1. أدخل قسطرة شفط ناعمة 14 Fr في وضعية مثبتة في القصبات الهوائية البعيدة من خلال أنبوب القصبة الهوائية.
    2. عينة السائل وذمة في فخ الشفط عن طريق تطبيق شفط لطيف.
    3. أجهزة الطرد المركزي جميع العينات في 240 x ز في 4 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة في جهاز طرد مركزي المبردة.
    4. جمع الحشرات الخارقة.
      ملاحظة: يتم قياس تركيز البروتين الكلي في سائل الوذمة الرئوية غير المخفف بطريقة قياس الألوان. لأن معدل إزالة سائل الوذمة من الفضاء الحويصلات الشمسية أسرع بكثير من معدل إزالة البروتين ، تم حساب صافي معدل الاتحاد الآسيوي لكرة القدم كنسبة مئوية من الاتحاد الآسيوي = 100 × [1 - (بروتين الوذمة الأولي / البروتين الكلي للوذمة النهائية)] وبعد ذلك تم الإبلاغ عنه على أنه ٪/ ساعة37. يتم جمع عينات سائل الوذمة الرئوية غير المخففة من الحيوانات عند خط الأساس و4 ساعات في وقت لاحق ، كما سبق وصفها34،44،45،46،47،48،49.
  3. مصغرة القصبات الهوائية lavage أخذ العينات.
    1. أدخل قسطرة شفط ناعمة 14 Fr في وضعية مثبتة في القصبات الهوائية البعيدة من خلال أنبوب القصبة الهوائية.
    2. غرس 50 مل من محلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ في قسطرة الشفط.
    3. عينة السائل على الفور في فخ الشفط.
    4. جمع الحمم القصبية القصبية المصغرة.
      ملاحظة: يتم قياس إجمالي تركيز البروتين في BAL المصغرة بطريقة قياس الألوان، وعلى سبيل المثال، يتم قياس مستويات السيتوكينات proinflammatory، مثل TNF-α، IL-6، IL-1β، وIL-18، باستخدام طريقة المناعي متعددة. يتم جمع العينات 4 ساعة بعد إصابة الرئة الناجمة عن الحمض.
  4. تحليل غاز الدم
    1. جمع غازات الدم الشريانية من خلال خط الشريان في حقنة مسبقة مسبقا BD 3 مل مع طرف BD Luer-لوك عند خط الأساس. قياس فورا باو2/ فيو2، باكو2، درجة الحموضة ، لاكتات المصل ، والكرياتينين المصل باستخدام محلل غاز الدم نقطة الرعاية.
    2. كرر هذه الخطوة كل ساعة لمدة 4 ساعة بعد غرس الحمض.
  5. أخذ عينات الرئة
    1. التضحية الخنزير الصغير مع حقن الوريد من بنتوباربيتال (150 mg.kg-1)في نهاية التجربة (4 ح بعد إصابة الرئة الناجمة عن حمض).
    2. تشريح وإزالة الرئتين بأكملها. إصلاح مع الكحول خلات الفورماتين.
    3. تضمين في البارافين وشريحة في سمك 10 ميكرومتر.
    4. وصمة عار مع الهيماتوكسيلين واليوزين.
      ملاحظة: يمكن تقييم الأدلة النسيجية لإصابة الرئة باستخدام درجة إصابة الأنسجة الموحدة50.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

لهذه التجربة، تم تخدير 25 خنزيرا صغيرة وتقسيمها إلى مجموعتين: 12 خنزيرا في المجموعة غير المعالجة (مجموعة SHAM) و13 خنزيرا في المجموعة المصابة بالأحماض (مجموعة HCl). لم يمت أي خنزير صغير قبل نهاية التجربة. وأشار تحليل ثنائي الاتجاه للمقاييس المتكررة للتباين (RM-ANOVA) إلى وقت كبير حسب تفاعل المجموعة (P < 10−4)مع تأثير ضار ل ARDS الناجم عن HCl على PaO2/ FiO2، مقارنة بالحيوانات الصورية بدون ARDS (الشكل 3). لوحظ اختلاف كبير بين المجموعات في مستويات سائل الوذمة الرئوية غير المخففة من البروتين الكلي الذي يقاس بعد 4 ساعة من التهوية الميكانيكية (P < 10−4). ارتبط ARDS الناجم عن HCl بزيادة بروتين BAL بالمقارنة مع الحيوانات الصورية(الشكل 4). وأشار RM-ANOVA ثنائي الاتجاه إلى وقت كبير حسب تفاعل المجموعة (P < 10−4)مع ارتباط ARDS الناجم عن HCl بزيادة مياه الرئة خارج الأوعية الدموية ، مقارنة بالحيوانات الصورية بدون ARDS (الشكل 5A). يتم الإبلاغ عن الناتج القلبي وقيم مقاومة الأوعية الدموية الجهازية في الشكل 5B والشكل 5C، على التوالي. يتم الإبلاغ عن الكسور Inspiratory وزد صلاحية من sevoflurane تقاس في جميع الحيوانات في الشكل 6, ويظهر دليل العياني من إصابة الرئة النسيجية في الشكل 7.

Figure 1
الشكل 1: توضيح الإعداد اللازم لإدارة التخدير مع العوامل المتطايرة المهلجنة باستخدام جهاز حفظ التخدير. (أ) تعبئة المحقنة المحددة بمحول الزجاجة. (ب) مسح العوامل المهلجنة باستخدام فلتر الفحم الكاسح. (ج)تجميع كل من مضخة الحقنة ومحلل الغاز مع جهاز حفظ مخدر لاستخدامه جنبا إلى جنب مع جهاز التنفس الصناعي. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2: التمثيل التخطيطي لاتصال جهاز حفظ التخدير بالدائرة التنفسية للجهاز التنفسى. وهذا يشمل دمج وحدة لقياس قدرة الرئة الوظيفية المتبقية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3: قياس التغيير في الأوكسجين الشرياني. (أ)تطور التوتر الأكسجين الشرياني (باو2)إلى جزء الأكسجين مستوحاة (فيو2) نسبةفي الخنازير غير المعالجة (مجموعة شام، N = 12) والخنازير المصابة بالأحماض (مجموعة HCl، N = 13) خلال فترة 4 ساعة. (ب)تطور دلتا باو2/FiO2 في نقطة زمنية محددة وPAO2/FiO2 في H0 في الخنازير غير المعالجة (مجموعة SHAM ، N = 12) والخنازير المصابة بالأحماض (مجموعة HCl ، N = 13). يتم التعبير عن القيم في مم زئبق ويتم تمثيلها كوسيلة، مع أشرطة الخطأ التي تمثل الأخطاء القياسية للوسائل. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 4
الشكل 4: قياسات التغيير في نفاذية الغشاء الشعيرات الدموية. مستويات القصبات الهوائية المصغرة (BAL) من البروتين الكلي عند 4 ساعة في الخنازير غير المعالجة (مجموعة SHAM ، N = 12) والخنازير المصابة بالأحماض (مجموعة HCl ، N = 13). يتم التعبير عن القيم فيg.L-1 ويتم تمثيلها كوسيلة، مع وجود أشرطة خطأ تمثل الأخطاء القياسية للوسيلة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 5
الشكل 5: القياسات التي يوفرها توليد الحرارة عبر العظام. (أ) وذمة الرئة، كما تم تقييمها من قبل المياه الرئة خارج الأوعية الدموية. (ب)إخراج القلب. (ج)مقاومة الأوعية الدموية الجهازية. تم إجراء توليد حراري عبر الرئة في الخنازير غير المعالجة (مجموعة SHAM ، N = 12) والخنازير المصابة بالأحماض (مجموعة HCl ، N = 13) باستخدام جهاز مراقبة إخراج القلب كفاف النبض. يتم التعبير عن القيم في mL.kg-1، L.min-1، dynes.s.cm-5، على التوالي ، ويتم الإبلاغ عنها كوسيلة ، مع أشرطة الخطأ التي تمثل الأخطاء القياسية للوسيلة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 6
الشكل 6: قياسات الكسور المنتهية الصلاحية للعوامل المهلجنة، سيفوفلوران وإيسوففلوران. (أ)انتهت صلاحيتها (FEsevoflurane) ومستوحاة (FIsevoflurane) كسور سيفوفلوران خلال فترة الدراسة 4 ساعة. (ب)انتهت صلاحيتها (FEisoflurane) ومستوحاة (FIisoflurane) كسور isoflurane خلال فترة الدراسة 4 ساعة. يتم التعبير عن القيم في ٪ ويتم تمثيلها كوسيلة، مع وجود أشرطة خطأ تمثل الأخطاء القياسية للوسيلة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 7
الشكل 7: التقييم العياني للرئة بأكملها بعد فترة الدراسة 4 ساعة. (أ)الرئة الكاملة لخنزير صغير غير معالج (مجموعة SHAM). (ب)الرئة الكاملة من خنزير صغير مصاب بالحمض (مجموعة HCl). إصابة الرئة بالمنظار ، مع نزيف واضح واحتقان ، ملحوظة في الأجزاء الحمراء من الرئة (السهام البيضاء). تقييم النسيجية للرئة بعد فترة الدراسة 4 ح. (ج) شريحة الهسطة من الرئة من خنزير صغير غير المعالجة (مجموعة شام). (د) شريحة الهسته من الرئة خنزير مصاب بالحمض (مجموعة HCl). كان الدليل النسيجي على إصابة الرئة هو زيادة الخلوية التي تتكون بشكل رئيسي من العدلات (رؤوس الأسهم السوداء) ، مع المزيد من مناطق الركام وزيادة اضطراب الحويصلات الدموية ، والأغشية الهيالينية ، وحطام البروتين ، والنزيف (السهم الأبيض) ، وسماكة جدار الحويصلات (السهام السوداء). أشرطة مقياس يساوي 100 ميكرومتر. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

تصف هذه المقالة نموذجا تجريبيا قابلا للاستنساخ من ARDS الناجم عن غرس HCl داخل التراكشي في الخنازير للتحقيق في الآثار الوقائية للرئة من المواد المتطايرة المهلجنة ، مثل sevoflurane أو isoflurane ، التي يتم تسليمها باستخدام جهاز حفظ مخدر.

كان الهدف الأساسي من هذه الدراسة هو تطوير نموذج تجريبي ل ARDS حيث يمكن تسليم العوامل المتطايرة بواسطة جهاز حفظ مخدر ، مثل تلك المستخدمة في مرضى وحدة العناية المركزة. على الرغم من أن بعض آثار العوامل الهالوجينية قد درست سابقا في النماذج الحيوانية، فإن قوة نموذجنا هو أنه نموذج ذو صلة سريريا، وترجمي لتعزيز فهمنا لمثل هذه الآثار. ميزة أخرى لهذا النموذج هو أن إصابات الرئة الكبيرة يمكن أن يسبب في الحيوانات أكبر من الفئران مع انخفاض معدل الوفيات مع مرور الوقت. في الواقع ، ينبغي أن يكون الاعتبار الهام في اختيار نموذج حيواني من ARDS هو السؤال التجريبي الذي سيتم تناوله51. في نموذج الماوس، والتقنيات التجريبية للحث على إصابات الرئة، مثل حمض الأوليك الوريدي52،استنفاد السطحي الناجم عن الحمم40،والتهوية الميكانيكية عالية الامتداد53،يمكن أن تحفز إصابة مكثفة على مدى فترة زمنية من ساعات إلى أيام، لكنها لا تسمح بالتحقيق في إصلاح إصابة الرئة / القرار. وعلاوة على ذلك، قد تكون بعض التحديات التي يواجهها النموذج الحيواني (مثل كميات المد والجزر الكبيرة للغاية في نماذج معينة من إصابات الرئة الناجمة عن جهاز التنفس الصناعي) شديدة، بحيث لا تمثل مجموعة الظروف الموجودة في البشر المصابين بأمراض القلب والضراء. وعلى العكس من ذلك، قد تسمح نماذج مثل إندوتوكسينس54 داخل التراكشي بالتحقيق في جوانب معينة من دقة الالتهاب والعمليات الليفية التي يمكن أن تحدث بعد ARDS السريرية، لكنها لا تنتج نقص الأكسجين الكبير الذي هو شرط أساسي لتشخيصمتلازمة 51. لتوصيف آثارها المحددة بشكل أفضل ، من المرجح أن يتم اختبار العلاجات في نماذج متعددة ، حيث لا يوجد منها ما يكفي من عدم التجانس في ARDS55.

نموذجنا لديه بعض القيود المتأصلة. أولا، لأننا قتلنا الحيوانات 4 ح بعد بداية ARDS التجريبية، جمعنا المعلمات فقط خلال المرحلة المبكرة من ARDS. وهناك حاجة إلى مرافق أكثر تفصيلا، مثل "ICUS الحيوان"، للتحقيق في المراحل اللاحقة من ARDS في الخنازير الصغيرة. ثانيا، خلال التجارب الحالية، قمنا بتقييم درجة إصابة الرئة فقط باستخدام مؤشر الأكسجين الشرياني، مثل PaO2/FiO2. ومع ذلك، كانت معظم ميزات ARDS التجريبية موجودة عندما أبلغنا سابقا استخدام هذا النموذج ARDS الناجم عن حمض37. لتحسين نموذجنا، يمكن أن يكون من المثير للاهتمام لإضافة تدابير غير الغازية لدرجة إصابة الرئة، وتحديد، على سبيل المثال، باستخدام التصوير المقطعي المعاوقة الكهربائية أو الموجات فوق الصوتية الرئة56. ثالثا، نحن نبلغ فقط عن استخدام "نموذج ضربة واحدة" للحث على إصابة الرئة في الخنازير الصغيرة، في حين أن النماذج التي يتم فيها تحفيز أكثر من واحد لإصابة الرئة هي على الأرجح أكثر تعبيرا عن الوضع البشري المرضي، حيث نادرا ما يكون هناك حافز تحريضي واحد ("فرضية ضربتين")51. من هذا المنظور، يمكن، على سبيل المثال، إضافة إصابة الرئة الناجمة عن جهاز التنفس الصناعي إلى نموذجنا لإنتاج ضربة إضافية، ويمكن الجمع بين هذا النموذج مع "الزيارات" الضارة الأخرى إذا لزم الأمر للتحقيق في سيناريوهات سريرية أكثر تعقيدا تنطوي على ميزات متعددة من الفيزيولوجيا المرضية ARDS، مثل إصابة البطانية الرئة، وتنشيط الضامة السنفلية، وآثار الهيموغلوبين الخالي من الخلايا57، من بين آخرين58. رابعا، لم نختبر عوامل هالوجينات أخرى مثل الديسفلوران. في الواقع، استخدمنا فقط الأيزوفلوران والسوفوففلوران للتحسيس المستنشق في الخنازير الصغيرة لأنها تستخدم في معظم الأحيان في الممارسة السريرية لوحدة العناية المركزة، على الأقل في أوروبا وفي بعض المناطق الأخرى من العالم.

وقد ساهم نموذج البورسين في تحقيق تقدم كبير في البحوث التجريبية على مدى العقود الماضية، وأصبح جسرا تحويليا متزايد الأهمية بين النماذج الحيوانية المختبرية الصغيرة التقليدية والطب البشري. ميزة رئيسية لاستخدام نماذج تجريبية في الحيوانات الكبيرة هو السماح للتحقيقات التي تنطوي على تهوية الحيوانات مع مرور الوقت. ومع ذلك، يمكن أن تكون هذه النماذج مكلفة للغاية، وقد تتطلب في بعض الأحيان توافر وحدة العناية المركزة الحيوانية. بالإضافة إلى ذلك ، فإن محدودية توافر بعض الكواشف الجزيئية في الخنازير هو قيد مهم. الدراسات على الحيوانات الصغيرة، مثل الفئران والجرذان والأرانب، كانت مفيدة للغاية في دراسة المسارات الفردية، ولكن تعميم النتائج على البشر يبدو محدودا59. يمكن أن توفر الدراسات الحيوانية الأكبر تقييمات مركزة للمسارات الفسيولوجية والجزيئية الرئيسية ويمكن استخدامها لاختبار علاجات جديدة في البشر ، مثل التخدير بعوامل الهالوجينات. وعلاوة على ذلك، فإن حجم الحيوانات يدعم استخدام القسطرة المستخدمة سريريا، وأنابيب القصبة الهوائية، وأجهزة التنفس الصناعي، والشاشات التي ليست متاحة تماما للاستخدام في الثدييات الصغيرة. في الواقع، تشمل المزايا الهامة لاستخدام النماذج التجريبية مع الحيوانات الكبيرة القدرة على أخذ عينات دم طولية متعددة وإجراء تحليلات غاز الدم مع مرور الوقت. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن استخدام الرصد الحراري الغازية كترموديل حراري عبر الرئة مع جهاز رصد إخراج القلب كفاف النبض، مما يسمح لدراسة درجة وذمة الحويصلات الدموية عن طريق قياس مياه الرئة خارج الأوعية الدموية، معلمة ذات صلة عالية في تغيير الحاجز الحويصلات الدموية والشعيرات الدموية خلال ARDS51. ومع ذلك، فإن الحذر ضروري عندما يتم تفسير البيانات بصرف النظر عن الحجم من النماذج الحيوانية، لأن هناك اختلافات تشريحية وفسيولوجية ومناعية مهمة بين الأنواع الحيوانية. يمكن أن يكون للنماذج الحيوانية اختلافات تشريحية من شأنها أن تؤثر على البحث والترجمة إلى البشر. في الواقع ، العديد من الحيوانات ، مثل الفئران أو الأرانب ، لديها وسيطة غير مكتملة وأغشية حشوية رقيقة ، تحظر ، على سبيل المثال ، استخدام الجنبة الكونترالاتال كعنصر تحكم. ومع ذلك ، فإن الحيوانات الكبيرة (على سبيل المثال ، الأغنام أو الخنازير) لديها تجويف الجنبي واحد حول كل رئة وغشاء الجنب الحشوي السميك الذي يشبه الإنسان60.

تمت دراسة إدارة التخدير المتطاير لمرضى وحدة العناية المركزة بشكل متزايد في العقد الماضي ، ويرجع ذلك في الغالب إلى تطوير أجهزة مخصصة تعتمد إما على التفكير أو على نظام دائرة. ويمكن إدخال هذه الأجهزة في أي دائرة التهوية الميكانيكية لإدارة اثنين من وكلاء الأكثر استخداما في الإعداد وحدة العناية المركزة, sevoflurane وisoflurane61. بسبب خصائصها المنومة والشعب الهوائية ومضادات الاختلاج ، تم استخدام العوامل الهالوجينية لفترة طويلة في وحدة العناية المركزة لإدارة المرضى الذين يعانون من حالة الانكسار الربوي ، وسيناريوهات الصرع الحالة ، وسيناريوهات التخدير المعقدة مع متطلبات التخدير العالية ، مثل الحروق والألم المزمن والعمليات الجراحية عالية الخطورة ، أو تاريخ من تعاطي المخدرات. على الرغم من أن المبادئ التوجيهية الدولية الأخيرة لا توصي باستخدام وكلاء متقلبة لإدارة الألمالإجرائية 62، التخدير المهلجنة تحظى بشعبية متزايدة في أوروبا ، وتعتبر خيارا ممكنا للتسكين في المبادئ التوجيهية الألمانية 201563، خاصة إذا كانت هناك حاجة إلى أوقات استيقاظ قصيرة. وقد اجتذبت الخصائص العلاجية المحتملة لوقاية الأعضاء عن طريق الآليات المضادة للالتهابات والسيتوبروتيكتيف64 من التخدير المتطاير انتباه الباحثين والأطباء. في الواقع ، مهد استخدامها الناشئ في وحدات الاستثمار الدولية الطريق لدراسة فوائدها المحتملة في المرضى الذين يعانون من ARDS. يمثل ARDS الشكل النهائي والأشد من خلل أعضاء الرئة ، وكذلك تحديا كبيرا للمرضى وأسرهم ومقدمي الرعاية الصحية من مختلف التخصصات ، وأنظمة الرعاية الصحية عند رعاية المرضى الذين يعانون من أمراض خطيرة ، خاصة في ظل بعض الظروف الاستثنائية ، كما هو الحال خلال وباء COVID-19 الحالي65و66و67 . وراء الجهود المبذولة حاليا لإيجاد علاجات محددة مضادة للفيروسات، وتحسين الرعاية الداعمة وخيارات العلاج للمرضى الذين يعانون من COVID-19 ذات الصلة ARDS، وبالتالي، من أهمية كبيرة65،68،69. من هذا المنظور ، فإن الأساس المنطقي لدعم التخدير المستنشق مع sevoflurane أو isoflurane كوسيلة لتحسين نفاذية ظهارية الرئة ، لتقليل الاستجابة الالتهابية ، وربما ، لتحسين نتائج المريض قوي. بالإضافة إلى ذلك ، أظهرت العديد من النماذج غير البشرية أن عامل التخدير المتطاير ، مثل سيفوفلوران المستنشق ، يحسن تبادل الغاز21،70،71، يقلل من الوذمة الحويصلة22، ويقلل من مستويات السيتوكينات المؤيدة للالتهابات72،73. ويمكن تفسير هذه الآثار عن طريق استعادة وظيفة الظهارية الرئة والآثار المناعية للعامل الهالوجينات. في تجربة تجريبية سابقة للتحكم العشوائي ، أدى استخدام عامل هالوجينات ، مثل sevoflurane ، لتخدير مرضى ARDS في وحدة العناية المركزة إلى تحسين الأكسجين وانخفاض مستويات علامة الإصابة الظهارية للرئة وبعض السيتوكينات المؤيدة للالتهابات (إنترلوكين [IL]-1β وIL-6 وIL-8 وعامل نخر الورم α) مقارنة بالسرد الوريدي28 . تعزز هذه النتائج التأثير الوقائي للسيفوفلوران على الالتهاب وعلى انخفاض الإصابة الظهارية أو تحسين الاتحاد الآسيوي لكرة القدم ، كما تم تقييمه من قبل البلازما sRAGE34.

فهم الآليات البيولوجية والمسارات المرضية الفسيولوجية المشاركة في إصابات الرئة الحادة وحلها تحت التخدير المستنشق مع عوامل الهالوجينات يتطلب استخدام نماذج تجريبية وقبل السريرية. على الرغم من أن الدراسات في المختبر تمثل خطوة هامة في وصف هذه الآليات74، في تجارب الجسم الحي أساسية قبل أن يمكن استقراء النتائج إلى الإعداد السريري. وعلاوة على ذلك، في هذا النموذج الحيواني الكبير، يمكن إعطاء العوامل الهالوجينية باستخدام نفس جهاز حفظ التخدير كما هو الحال في البشر. في الواقع، الأجهزة القائمة إما على التفكير أو على نظام دائرة، والتي تتوفر للمرضى في بعض البلدان، ليس لديها مكافئات محددة متاحة للحيوانات الصغيرة، مثل الفئران أو الفئران أو الأرانب. وبالتالي ، عندما يرغب الباحثون في إعطاء العوامل الهالوجينية للحيوانات ، يجب عليهم الاختيار بين إما قبل أو بعد التعرض للعوامل المهلجنة ، عادة عن طريق تحريض غرفة التخدير على مدى وقت طويل أو أقل مع عدم وجود تهوية ميكانيكية محددة خلال هذه الفترة75. يسمح هذا النموذج من الخنازير بالاستنساخ المحدد لنفس حالات العلاج كما هو الحال في مرضى وحدة العناية المركزة الذين يعانون من ARDS ، أي إدارة العوامل المهلجنة ، مثل sevoflurane ، بالإضافة إلى توفير التهوية الميكانيكية الواقية من الرئة مع أحجام منخفضة من المد والجزر و PEEP. ومن المثير للاهتمام، أبلغ نموذجنا عن استخدام النسخة المصغرة الحديثة من جهاز حفظ التخدير لإدارة sevoflurane لأول مرة في الخنازير، مما يسمح بتعيين أحجام مد وجزر أصغر ومساحة ميتة مفيدة أخرى مقارنة بالنسخة السابقة من الجهاز. وعلاوة على ذلك، بالإضافة إلى إعطاء المواد المتطايرة الهالوجينية، يمكن أن يكون هذا النموذج من ARDS الناجم عن الحمض مفيدا في دراسة مسارات محددة، مثل تلك المشاركة في إصابة ظهارية الرئة وإصلاحها37.

في الختام، هذا النموذج التجريبي من ARDS في الخنازير له مزايا كبيرة بالمقارنة مع تلك الموجودة. وتشمل هذه البداية السريعة (في غضون ساعة واحدة بشكل عام)، والقابلية الجيدة للتكرار والاستقرار مع مرور الوقت، وانخفاض معدل الوفيات، والأهم من ذلك، استخدام جهاز ذي صلة سريريا لتقديم التخدير المستنشق لوحدة العناية المركزة، مما يسمح باتباع نهج تحويلية جديدة لدراسة آثار العوامل المهلجنة في ARDS.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgments

ويود المؤلفان أن يشكرا الموظفين من هيئة GreD وجامعة كليرمون أوفيرني والمركز الدولي للمنظار (وكلها في كليرمون فيران، فرنسا).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mm Covidien 18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm) Arrow CV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm) Getinge Pulsion Medical System catheter
Warm blankets WarmTouch5300 MedTronic 5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40 Phillips MNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis System Siemens 20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor Getinge Pulsion Medical System PulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström Carestation General Electrics Engström
Halogenated anesthetics
Anaconda Syringe SedanaMedical 26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-S SedanaMedical 26050
Charcoal filter FlurAbsorb SedanaMedical 26096
Filling Adaptaters SedanaMedical 26042
Ionomer membrane dryer line Nafion SedanaMedical 26053
Products
Propofol Mylan 66617123
Isoflurane Virbac QN01AB06
Cisatracurium Mylan 69252651
Pentobarbital PanPharma 68942457
Sevoflurane Abbvie N01AB08
Sufentanil Mylan 62404996

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Tags

الطب، العدد 163، نموذج البورسين، سيفوفلوران، ايزوفلوران، عوامل الهالوجينات، إصابة الرئة، العلاجات الجديدة، ARDS
ولادة عامل المهلجنة في نموذج Porcine من متلازمة الضائقة التنفسية الحادة عن طريق جهاز نوع وحدة العناية المركزة
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Blondonnet, R., Paquette, B.,… More

Blondonnet, R., Paquette, B., Audard, J., Guler, R., Roman, F. X., Zhai, R., Belville, C., Blanchon, L., Godet, T., Futier, E., Bazin, J. E., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device. J. Vis. Exp. (163), e61644, doi:10.3791/61644 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter