Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Halogeneret agent levering i svin Model af akut respiratorisk distress syndrom via en intensiv afdeling Type Device

Published: September 24, 2020 doi: 10.3791/61644
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 2, 2, 2, 1, 1,2, 1, 3, 2,4, 1,2,5
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

Summary

Vi beskriver en model af saltsyre-induceret akut respiratorisk nødsyndrom (ARDS) hos smågrise, der modtager sedation med halogenerede midler, isoflurane og sevoflurane, gennem en enhed, der anvendes til inhaleret intensivbehandlingsedation. Denne model kan bruges til at undersøge de biologiske mekanismer af halogenerede stoffer på lungeskade og reparation.

Abstract

Akut respiratorisk nødsyndrom (ARDS) er en almindelig årsag til hypoxæmisk respirationssvigt og død hos kritisk syge patienter, og der er et presserende behov for at finde effektive behandlinger. Prækliniske undersøgelser har vist, at inhalerede halogenerede stoffer kan have gavnlige virkninger i dyremodeller af ARDS. Udviklingen af nye enheder til administration af halogenerede midler ved hjælp af moderne intensivafdeling (ICU) ventilatorer har væsentligt forenklet udleveringen af halogenerede midler til intensivpatienter. Fordi tidligere eksperimentel og klinisk forskning foreslog potentielle fordele ved halogenerede flygtige stoffer, såsom sevoflurane eller isoflurane, for lunge alveolær epitelskade og betændelse, to patofysiologiske landemærker for diffuse alveolær skader under ARDS, vi designet et dyr model til at forstå mekanismerne i virkningerne af halogenerede midler på lungeskade og reparation. Efter generel anæstesi, luftrørsinubation og initiering af mekanisk ventilation blev ARDS induceret hos smågrise via intratracheal instillation af saltsyre. Derefter blev smågrisene bedøvet med inhaleret sevoflurane eller isoflurane ved hjælp af en ICU-type enhed, og dyrene blev ventileret med lungebeskyttende mekanisk ventilation i løbet af en 4 timers periode. I løbet af undersøgelsesperioden blev der indsamlet blod- og alveolærprøver for at evaluere arteriel iltning, permeabiliteten af alveolær-kapillærmembranen, alveolær væske clearance og lungebetændelse. Mekanisk ventilationsparametre blev også indsamlet under hele eksperimentet. Selv om denne model induceret et markant fald i arteriel iltning med ændret alveolær-kapillær permeabilitet, Det er reproducerbart og er karakteriseret ved en hurtig debut, god stabilitet over tid, og ingen fatale komplikationer.

Vi har udviklet en grisemodel af syre aspiration, der reproducerer de fleste af de fysiologiske, biologiske og patologiske træk ved klinisk ARDS, og det vil være nyttigt at fremme vores forståelse af de potentielle lungebeskyttende virkninger af halogenerede stoffer leveret gennem enheder, der anvendes til inhaleret ICU-sedation.

Introduction

Akut respiratorisk nødsyndrom (ARDS) er en almindelig årsag til hypoxæmisk respirationssvigt og død hos kritisk syge patienter1. Det er karakteriseret ved både diffuse alveolær epitel og endotelskader, hvilket fører til øget permeabilitet og lungeødem, ændret alveolær væske clearance (AFC) og forværret åndedrætsbesvær2. Resorption af alveolær ødem og nyttiggørelse fra ARDS kræver epitelvæske transport gennem alveolen for at forblive intakt, hvilket tyder på, at en terapi forbedre AFC kunne være nyttigt3,4. Selv om lungebeskyttende ventilation og en restriktiv strategi for intravenøs væsketerapi har vist sig gavnlig med hensyn til at forbedre resultaterne2,5, er de stadig forbundet med høj dødelighed og sygelighed6. Derfor er der et presserende behov for at udvikle effektive behandlinger for syndromet og for bedre at forstå de præcise mekanismer, hvorigennem sådanne behandlinger kan arbejde.

Halogenerede bedøvelsesmidler, såsom isoflurane eller sevoflurane, har været meget udbredt til generel anæstesi på operationsstuen. Sevoflurane er forbundet med nedsat betændelse i lungerne hos patienter, der gennemgår thoraxkirurgi, og med et fald i postoperative lungekomplikationer, såsom ARDS7. Lignende resultater er blevet fundet i en meta-analyse af patienter efter hjertekirurgi8. Halogenerede flygtige stoffer har også en bronkodiilatorisk virkning9,10 og måske nogle egenskaber, der beskytter flere organer, såsom hjertet8,11 og nyrerne12,13,14. For nylig har der været stigende interesse for klinisk brug af inhaleret bedøvelsesmidler som beroligende midler på intensivafdelingen (ICU). Både dyre- og humane undersøgelser understøtter de beskyttende virkninger af forbehandling med halogenerede midler før langvarig iskæmi i leveren15, hjernen16eller hjertet11. Halogenerede midler har også potentielle farmakokinetiske og farmakodynamiske fordele i forhold til andre intravenøse midler til sedation af kritisk syge patienter, herunder en hurtig indtræden af handling og hurtig offset på grund af ringe ophobning i væv. Inhalerede halogenerede stoffer nedsætter intuberingstider sammenlignet med intravenøs sedation hos patienter, der gennemgår hjertekirurgi17. Flere undersøgelser understøtter sikkerheden og effekten af halogenerede stoffer i sedationen af intensivpatienter18,19,20. I eksperimentelle modeller af ARDS forbedrer inhaleret sevoflurane gasudveksling21,22, reducerer alveolær ødem21,22og svækker både lunge- og systemisk betændelse23. Isoflurane også forbedre lunge reparation efter skade ved at opretholde integriteten af alveolær-kapillær barriere, eventuelt ved at modulere udtrykket af en vigtig stram junction protein24,25,26. Hertil kommer, at mus makrofager, der blev kultiveret og behandlet med isoflurane havde bedre fagoccytiske virkninger på neutrofiler end makrofager, der ikke blev behandlet med isoflurane27.

De præcise biologiske veje og mekanismer, der tegner sig for flygtige bedøvelsesmidlers lungebeskyttende egenskaber, er dog stort set ukendte indtil nu, hvilket kræver yderligere undersøgelse18. Yderligere undersøgelser er også berettiget til at undersøge de præcise virkninger af sevoflurane på lungeskade og for at kontrollere, om eksperimentel dokumentation kan oversættes til patienter. Det første randomiserede kontrolforsøg fra vores team fandt, at administrationen af inhaleret sevoflurane hos patienter med ARDS var forbundet med iltningsforbedring og reducerede niveauer af både proinflammatoriske cytokiner og lungeepileleskademarkører, som vurderet af plasma- og alveolæropløsereceptorer til avancerede glycation-slutprodukter (sRAGE)28 . Da sRAGE nu betragtes som en markør for alveolær type 1 celleskade og en vigtig mægler af alveolær betændelse, kan disse resultater tyde på nogle gavnlige virkninger af sevoflurane på lunge alveolær epitelskade21,29,30.

Brugen af halogenerede midler til inhaleret intensiv ICU sedation har længe krævet operationsstue anæstesi ventilatorer og gas vaporizers, der skal anvendes på intensiv. Siden da er der udviklet bedøvelsesreflektorer, der er egnede til brug med moderne ventilatorer til kritisk pleje, til specifik brug på intensiv31. Disse enheder har modificerede varme- og fugtudvekslingsfiltre, der er indsat mellem Y-stykket af åndedrætskredsløbet og endotrachealrøret. De tillader administration af halogenerede stoffer, hvor isoflurane og sevoflurane er de hyppigst anvendte, og de består af en porøs polypropylenfordamperstang, hvori et likvidsmiddel, leveret af en bestemt sprøjtepumpe, frigives. Halogeneret middel absorberes under udløb af et reflekterende medium indeholdt i enheden, og det frigives under den næste inspiration, hvilket gør det muligt at recirkulation af ca. 90% af det udløbne halogenerede middel31,32. For nylig blev en miniaturiseret version af enheden udviklet med et instrumentalt dødt rum på 50 mL, hvilket gør den endnu mere egnet til brug under ultrabeskyttende ventilation hos ARDS-patienter med tidevandsmængder, der kunne være så lave som 200 mL31. En sådan miniaturiseret enhed er aldrig blevet undersøgt i en eksperimentel grisemodel af ARDS.

Fordi tidligere forskning understøtter de lovende roller halogenerede flygtige stoffer i lunge alveolær betændelse og skade under ARDS, vi designet en eksperimentel dyremodel for at opnå en translationel forståelse af mekanismerne i virkningerne af halogenerede stoffer på lungeskade og reparation33,34,35. I denne undersøgelse udviklede vi en model af saltsyre (HCl)-induceret ARDS hos smågrise, hvor inhaleret sedation kan leveres ved hjælp af den miniaturiserede version af bedøvelsesenheden, en ICU-type enhed. Denne store dyremodel af ARDS kunne bruges til at fremme vores forståelse af de potentielle lungebeskyttende virkninger af inhalerede halogenerede stoffer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Studieprotokollen blev godkendt af den dyreetiske komité under den franske Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (godkendelsesnummer 01505.03), før den blev registreret på preclinicaltrials.eu (Præklinisk registeridentifikator PCTE0000129). Alle procedurer blev udført i Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Frankrig, i overensstemmelse med Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE) retningslinjer36.

1. Dyreforberedelse og anæstesi

  1. Grisetilstand
    1. Sikre, at forsøgsprotokollen er i overensstemmelse med retningslinjerne for dyreforsøg, herunder 3R-principperne (udskiftning, reduktion og raffinement) og nationale/internationale bestemmelser.
    2. Indhente godkendelser fra den etiske komité for pleje og anvendelse af forsøgsdyr på den relevante institution, inden protokollen påbegyndes.
    3. Brug en mandlig hvid Landrace gris (2-4 måneder gammel, vejer 10-15 kg).
    4. Smågrisen placeres i liggende stilling efter fordedring ved hjælp af intramuskulær azaperon (beskrevet i 1.2.2).
  2. Anæstesi induktion
    1. Begræns dyr fra at have mad til natten over, samtidig med at der er fri adgang til vand.
    2. Giv den hæmiolytiske fordæmning til grisen ved hjælp af intramuskulær azaperon (2 mg.kg-1) bag øret.
    3. Påfør et fingertryk på det bløde væv i den aurikulære base af grisen for at identificere den mediale og laterale auricular vene.
    4. Indsæt et perifert intravenøst 22 G kateter i grisens mediale eller laterale auricular vene. Følg med kateteret i en lav vinkel på 45° gennem huden og gå videre, indtil blodet vises gennem kateteret.
    5. Fremkalde generel anæstesi med intravenøs propofol (3 mg.kg-1) og sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Kontroller dybden af anæstesi ved manglende reaktion på pedal refleks.
  3. Luftrør38,39
    1. Forbered laryngoskopet ved hjælp af en størrelse 4 lige Miller laryngoscope klinge.
    2. Før strubehovedet ind i svælghulen og tryk tungen med strubehovedet klinge, hvilket gør epiglottis synlige.
    3. Visualiser strubehovedets åbning af grisen før orotracheal intubation.
    4. Indsæt et 6 mm indre diameter manchet endotracheal rør.
    5. Oppust endotracheal rørmanchetten for at nå et manchettryk omkring 20-30 cmH2O.
    6. Fastgør endotrachealrøret til grisens næse med mikropor kirurgisk tape.
    7. Tilslut ventilatoren og start mekanisk ventilation efter de indstillinger, der er beskrevet i afsnit 3.
  4. Vedligeholdelse af sedation
    1. Anæstesi med kontinuerlig intravenøs infusion af propofol (5 mg.kg-1.h-1) før syreinduceret lungeskade. Infusionen af propofol vil blive stoppet, når halogenerede stoffer startes.
    2. Der tilsættes en kontinuerlig intravenøs infusion af remifentanil (10-20 μ g.kg−1,h−1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1,min−1 ) til smertebehandling.
    3. Der tilsættes kontinuerlig intravenøs infusion af cisatracurium (0,2 mg.kg-1,5-1) for en neuromuskulær blokade.
    4. Hold grisens kropstemperatur på ca. 38 °C ved hjælp af varme tæpper.
    5. Overvåg elektrokardiogramaktivitet, den perifere iltmætning (SpO2) og arterielt tryk kontinuerligt ved hjælp af en ekstern skærm.
  5. Kirurgi
    1. Indsæt central venøs adgang ved hjælp af en kirurgisk eksponering af den rigtige indre halspulsåre og Seldinger-metoden til at indsætte et 3-lumen kateter (7 fransk, 16 cm).
      1. Lav et kutant midterlinje snit på det ventrale aspekt af nakken, 2 cm lateral fra luftrøret. Brug kirurgiske drivkræfter til at dissekere vævene.
      2. Lokalisere den indre halspulsåre (ca. 1-2 cm dyb, lateral til den indre halspulsåre) og ved hjælp af nålen (18 G, 6,35 cm) lav en punktering med en craniocaudal retningsretning.
      3. Med hånden skal du indsætte "J" guidewire (0,81 mm diameter, 60 cm) gennem nålen. Fjern forsigtigt nålen, og sæt hurtigt et venøst kateter med tre linjer ind i den indre halsåre langs "J"-guidewiren. Fjern "J"-guidewiren, mens venekatet er på plads.
      4. Aspirere blod gennem hver linje af venøs kateter at fjerne luften fra de forskellige linjer og skylle med 5 mL saltvandsopløsning (0,9% NaCl) for at skylle de tre linjer.
      5. Sy huden med en 3,0 ikke-absorberelig suturtråd efter det kontinuerlige Lembert-mønster og fastgør kateteret til huden med en enkelt søm og tredobbelte knuder på hver sideperforering af det centrale venekateter.
    2. Indsæt en arteriel linje via kirurgisk eksponering af den rigtige lårpulsåre og brug Seldinger-metoden til at indsætte termodilutionkatetret (3-5 fransk, 20 cm).
      1. Placer grisens højre forben i forlængelse.
      2. Lav et kutant snit på grisens højre lyskeområde. Brug kirurgiske sammenkrøpper til at dissekere det subkutane og muskulære væv.
      3. Lokalisere den rigtige lårpulsåre ved palpering lårpulsen (ca. 3-4 cm dyb) og ved hjælp af nålen (19 G, 54 mm) skal du lave en punktering med en caudocranial retningsretning.
      4. Sæt "J"-guidewiren gennem nålen. Fjern forsigtigt nålen og sæt hurtigt et arterielt kateter ind i lårpulsåren op langs guidewiren. Fjern styretråden, mens kateteret bevares.
      5. Fjern luften fra arteriekatetret og skyl med saltvandsopløsning for at skylle linjen.
      6. Sy huden med en 3,0 ikke-absorberelig suturtråd efter det kontinuerlige Lembert mønster og fastgør kateteret til huden med en enkelt søm og tredobbelte knuder på hver lateral perforering af arteriekatetret.
      7. Sæt kateteret på en arteriel linje slanger for at tillade hentning af serielle blodprøver og kontinuerlig hæmodynamisk overvågning (arterielt tryk, hjerteindeks, og ekstravaskulært lungevand, som indekseret til kropsvægt) med en puls kontur hjerte output monitor enhed.

2. Syre-induceret akut lungeskade

FORSIGTIG: Brug handsker og briller i løbet af dette trin for at undgå enhver risiko for syrekontakt med huden eller øjnene)

  1. Lav 100 mL HCl ved 0,05 M og pH 1,4.
  2. Ved hjælp af brystbenets anatomiske vartegn måles afstanden mellem spidsen af endotrachealrøret og grisens carina.
  3. Markér denne afstand med en sort pen på et Ch14 sugekateter.
  4. Sæt sugekatetret gennem endotrachealrøret op til det sorte vartegn.
  5. Indgyde forsigtigt 4 mL.kg-1 (kropsvægt) syre gennem sugekatetret i over 3 min.
  6. Fjern sugekatetret.

3. Mekanisk ventilation

  1. Brug volumenstyret ventilation på en intensiv respirator.
  2. Brug et tidevandsvolumen på 6 mL.kg-1, et positivt slutudløbstryk (PEEP) på 5 cmH2O og en inspireret iltfraktion (FiO2)på 40%.
  3. Juster åndedrætshastigheden for at opretholde slut-tidevands kuldioxid mellem 35 og 45 mmHg.
    BEMÆRK: Baseret på tidligere undersøgelser37,40,41, lungeskade anses for etableret, når arteriel iltspænding (PaO2)-til-FiO2 forholdet falder til 25% fra baseline, ca 1 time efter luftvejs HCl instillation.

4. Halogeneret bedøvelse

BEMÆRK: Start sedation med halogeneret bedøvelse (sevofluran eller isofluran), når der er opnået syreinduceret lungeskade. Den intravenøse sedation ved hjælp af propofol bør derefter afbrydes.

  1. Påfyldning af sprøjten (Figur 1A): Fastgør den påfyldningsadapter, som fabrikanten stiller til rådighed, på den halogenerede 250 mL-flaske halogeneret middel og en 60 mm sprøjte på påfyldningsadapteren. Vend flasken på hovedet og fyld sprøjten ved at skubbe og trække stemplet. Vend flasken oprejst, og fjern sprøjten.
  2. Scavenging (Figur 1B)
    1. Placer kulfilteret, der bruges til at fjerne halogenerede kulbrintebedøvelsesgasser, tæt på ventilatoren.
    2. Fjern beskyttelseshætten fra kulfilteret.
    3. Tilslut kulfilteret til ventilatorens udløbsventil med et flexrør.
  3. Brug bedøvelsesanordningen (anordning, der anvendes til inhaleret ICU-sedation) (Figur 1C) som beskrevet nedenfor.
    1. Tilslut ionomermembrantørrerlinjen til gasprøvetagningsporten på bedøvelsesenheden.
    2. Tilslut den ene side af gasprøvetagningslinjen til ionomermembranens tørretumblerlinje.
    3. Tilslut den anden side af gasprøvetagningslinjen til gasanalysator.
    4. Indsæt bedøvelsesanordningen mellem Y-stykket af åndedrætskredsløbet og endotrachealrøret.
    5. Sørg for, at bedøvelsesanordningen har den sorte side op og skråner ned mod grisen.
  4. Levere inhaleret sedation gennem bedøvelsesanordningen (Figur 2).
    1. Placer den specifikke sprøjte i sprøjtepumpen.
    2. Tilslut bedøvelsesmiddellinjen til sprøjten.
    3. Prime agent linje med en bolus på 1,5 mL af halogeneret middel.
    4. Den oprindelige pumpehastighed i mL.h-1 (de første indstillinger for sprøjtepumpehastighed for isoflurane og sevoflurane er henholdsvis 3 og 5 mL/h) til den målrettede udløbne sevofluranefraktion (FEsevo) eller den udløbne isofluranefraktion (FEiso) værdi, som vist på gasanalysator.
    5. Sørg for, at gasanalysator viser en FEsevo %–FEiso % eller tilsvarende minimal alveolær koncentrationsværdi større end nul. Giv om nødvendigt en ekstra bolus på 0,3 mL af det halogenerede middel.
    6. Tilpas sprøjtepumpehastigheden, der er nødvendig for at nå en vis koncentration afhængigt af minutvolumen og den målrettede koncentration, med hastigheder på 2-7 mL.h-1 og 4-10 mL.h-1 er generelt forbundet med udløbne fraktioner på henholdsvis 0,2%-0,7% og 0,5%-1,4% for isoflurane42 og sevoflurane28,43.
    7. Under forsøget skal administrationen af halogenerede agenser fortsættes med FEsevo- og F E-iso-mål på henholdsvis 0,8-1,1 og 0,5-0,8.

5. Målinger

  1. Overvågning
    1. Saml forskellige parametre målt ved den eksterne skærm: puls, blodtryk og perifer iltmætning.
    2. Optag parametre målt ved ventilatoren: tidevandsvolumen, åndedrætsfrekvens, indstillet PEEP, auto-PEEP (ved at anvende en udløbsholdsmanøvre på 5 s på ventilatoren), overholdelse af åndedrætssystemet, luftvejsmodstand, inspiratorisk plateautryk (ved at anvende en inspiratorisk holdmanøvre på 2 s på ventilatoren), peak inspiratory tryk og kørselstryk.
    3. Lungefunktionskapaciteten beregnes ved hjælp af nitrogenvask-/vaskemetoden, hvis den er integreret i ventilatoren.
    4. Brug den termiske indikator, der tidligere er indsat i lårpulsåren, til at måle lungernes ekstravaskulære vandmængde, hjerteindekset og systemisk vaskulær modstand.
  2. Ufortyndet pulmonal ødem væske prøveudtagning til at måle netto AFC sats.
    1. Sæt et blødt 14 Fr sugekateter i kilet position i den distale bronkier gennem endotrachealrøret.
    2. Prøve ødemvæske i en sugefælde ved at påføre blid sugning.
    3. Centrifuge alle prøver ved 240 x g ved 4 °C i 10 min i en nedkølet centrifuge.
    4. Saml supernatants.
      BEMÆRK: Den samlede proteinkoncentration i ufortyndet lungeødemvæske måles med en colorimetric metode. Da rydningshastigheden af ødemvæske fra alveolærsrummet er meget hurtigere end proteinfjernelsen, blev nettoAFC-hastigheden beregnet som Procent AFC = 100 × [1 - (indledende ødemprotein /endeligt ødem totalprotein)] og blev derefter rapporteret som %/h37. Ufortyndede lungeødemvæskeprøver opsamles fra dyrene ved baseline og 4 timer senere, som tidligere beskrevet34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini bronchoalveolar lavage prøveudtagning.
    1. Sæt et blødt 14 Fr sugekateter i kilet position i en distal bronkier gennem endotrachealrøret.
    2. Indgyde 50 mL af en 0,9% natriumchloridopløsning i sugekatetret.
    3. Prøv straks væsken i en sugefælde.
    4. Saml mini bronchoalveolar lavage.
      BEMÆRK: Den samlede proteinkoncentration i miniBAL måles med en colorimetric-metode, og f.eks. måles niveauet af proinflammatoriske cytokiner, såsom TNF-α, IL-6, IL-1β og IL-18, ved hjælp af en multiplex immunassay-metode. Prøverne opsamles 4 timer efter den syreinducerede lungeskade.
  4. Analyse af blodgas
    1. Saml arteriel blodgasser gennem arterielinjen i en 3 mL BD Forudindstillet sprøjte med BD Luer-Lok spids ved baseline. Mål straks PaO2/FiO2, PaCO2,pH, serum laktat og serum kreatinin ved hjælp af en point-of-care blodgasanalysator.
    2. Gentag dette trin hver time i 4 timer efter syreinstillation.
  5. Lungeprøvetagning
    1. Afliv grisen med en intravenøs injektion af pentobarbital (150 mg.kg-1) ved forsøgets afslutning (4 timer efter syreinduceret lungeskade).
    2. Dissekere og fjerne hele lungerne. Fix med alkoholacetiseret formalin.
    3. Integrer i paraffin og skær ved en tykkelse på 10 μm.
    4. Plet med hæmatoxylin og eosin.
      BEMÆRK: Histologiske beviser for lungeskade kan vurderes ved hjælp af en standardiseret histologi skade score50.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Til dette forsøg blev 25 smågrise bedøvet og opdelt i to grupper: 12 smågrise i den ubehandlede gruppe (SHAM-gruppen) og 13 smågrise i den syreskadede gruppe (HCl-gruppen). Ingen smågris døde inden forsøgets afslutning. En tovejs analyse af gentagne målinger af variansen (RM-ANOVA) indikerede en betydelig tid efter gruppeinteraktion (P < 10−4) med en skadelig virkning af HCl-induceret ARDS på PaO2/FiO2sammenlignet med falske dyr uden ARDS (figur 3). Der blev konstateret en signifikant forskel mellem gruppen i det samlede proteins ufortyndede lungeødemvæskeniveauer målt efter 4 timers mekanisk ventilation (P < 10−4). HCl-induceret ARDS var forbundet med øget BAL-protein sammenlignet med de falske dyr (figur 4). En tovejs RM-ANOVA indikerede en signifikant tid efter gruppeinteraktion (P < 10−4) med HCl-induceret ARDS, der var forbundet med øget ekstravaskulært lungevand sammenlignet med falske dyr uden ARDS (Figur 5A). Hjerteroutput og systemiske vaskulære resistensværdier er rapporteret i henholdsvis figur 5B og figur 5C. Inspiratoriske og expiratoriske fraktioner af sevoflurane målt hos alle dyr er belydende i figur 6, og makroskopiske beviser for histologisk lungeskade er vist i figur 7.

Figure 1
Figur 1: Illustration af den opsætning, der er nødvendig for at administrere sedation med halogenerede flygtige stoffer ved hjælp af bedøvelsesanordningen. (A) Påfyldning af den specifikke sprøjte med flaskeadapteren. (B) Ådselæder de halogenerede midler ved hjælp af skyllekulsfilteret. (C) Samling af både sprøjtepumpen og gasanalysatoren med bedøvelsesenheden til brug sammen med ventilatoren. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: Skematisk repræsentation af anæstesiserves forbindelse til respiratorens åndedrætskredsløb. Dette omfatter integration af modulet til måling af lungefunktionel restkapacitet. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3: Måling af ændringen i arteriel iltning. (A) Udviklingen af arteriel iltspænding (PaO2) til inspireret iltfraktion (FiO2) forhold i ubehandlede smågrise (SHAM-gruppen, N = 12) og syreskadede smågrise (HCl-gruppen, N = 13) i løbet af en periode på 4 timer. (B) Udviklingen af deltaet af PaO2/FiO2 på et bestemt tidspunkt og af PaO2/FiO2 ved H0 hos ubehandlede smågrise (SHAM-gruppen, N = 12) og syreskadede smågrise (HCl-gruppen, N = 13). Værdier udtrykkes i mmHg og repræsenteres som middel, med fejllinjer, der repræsenterer standardfejl af midlerne. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 4
Figur 4: Målinger af ændringen i alveolær-kapillær membran permeabilitet. Mini bronchoalveolar niveauer (BAL) af det samlede protein ved 4 timer i ubehandlede smågrise (SHAM gruppe, N = 12) og syre-skadede smågrise (HCl gruppe, N = 13). Værdier udtrykkes i g.L-1 og repræsenteres som middel, hvor fejllinjer repræsenterer standardfejl på midlerne. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 5
Figur 5: Målinger fra transpulmonal termodilution. (A) Lungeødem, som vurderet af ekstravaskulært lungevand. (B) Hjerteudgang. (C) Systemisk vaskulær modstand. Transpulmonal termodilution blev udført hos ubehandlede smågrise (SHAM-gruppen, N = 12) og syreskadede smågrise (HCl-gruppen, N = 13) ved hjælp af en pulskonturs hjerteudgangsmåler. Værdier udtrykkes i henholdsvis mL.kg-1, L.min-1, dynes.s.cm-5og rapporteres som midler, hvor fejllinjer repræsenterer standardfejl af midlerne. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 6
Figur 6: Målinger af de udløbne fraktioner halogenerede agenser, sevofluran og isofluran. (A) Udløbne (FEsevoflurane) og inspirerede (FIsevoflurane) sevofluranefraktioner i løbet af 4-timers studieperioden. (B) Udløbet (FEisoflurane) og inspireret (FIisoflurane) isofluranefraktioner i løbet af 4-timers forsøgsperioden. Værdier udtrykkes i % og repræsenteres som midler, hvor fejllinjer repræsenterer standardfejl ved midlerne. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 7
Figur 7: Makroskopisk evaluering af hele lungen efter 4 timers undersøgelsesperioden. (A) Hele lungen af en ubehandlet gris (SHAM gruppe). (B) Hele lungen af en syreskadet pattegris (HCl-gruppen). Makroskopisk lungeskade, med synlig blødning og overbelastning, er mærkbar i de røde dele af lungen (hvide pile). Histologisk vurdering af lungen efter 4 timers undersøgelsesperiode. (C) Histologisk skive af lungen af en ubehandlet gris (SHAM-gruppen). (D) Histologisk skive af lungen af en syreskadet pattegris (HCl-gruppen). Histologiske beviser for lungeskade var en større cellulæritet, der hovedsagelig bestod af neutrofiler (sorte pilespidser), med flere områder af atelektase og øget alveolær forstyrrelse, hyaline membraner, proteinrester, blødning (hvid pil) og fortykkelse af alveolærvæggen (sorte pile). Skalalinjer er lig med 100 μm. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

I denne artikel beskrives en reproducerbar eksperimentel model af ARDS forårsaget af intratracheal instillation af HCl hos smågrise for at undersøge de lungebeskyttende virkninger af halogenerede flygtige stoffer, såsom sevoflurane eller isoflurane, leveret ved hjælp af en bedøvelsesanordning.

Det primære mål med denne undersøgelse var at udvikle en eksperimentel model af ARDS, hvor flygtige stoffer kunne leveres af en bedøvelsesenhed, såsom dem, der anvendes til intensivpatienter. Selvom nogle virkninger af halogenerede stoffer tidligere er blevet undersøgt i dyremodeller, er styrken af vores model, at det er en klinisk relevant, translationel model for at fremme vores forståelse af sådanne virkninger. En anden fordel ved denne model er, at betydelig lungeskade kan induceres hos dyr større end mus med lav dødelighed over tid. En vigtig overvejelse i valget af en dyremodel af ARDS bør være det forsøgsspørgsmål, der skal behandles51. I en musemodel kan eksperimentelle teknikker til at fremkalde lungeskader, såsom intravenøs oliesyre52, lavage-induceret overfladeaktiv udtømning40og højstræk mekanisk ventilation53, fremkalde intensiv skade over en tidsskala fra timer til dage, men de tillader ikke undersøgelse af lungeskade reparation / opløsning. Desuden kan nogle udfordringer ved dyremodellen (f.eks. ekstremt store tidevandsmængder i visse modeller af respiratorfremkaldt lungeskade) være ekstreme, således at de ikke er repræsentative for den vifte af forhold, der er til stede hos mennesker med ARDS. Omvendt kan sådanne modeller som intratracheal endotoxin54 tillade undersøgelse af visse aspekter af opløsningen af betændelse og fibrotiske processer, der kan opstå efter klinisk ARDS, men de producerer ikke den betydelige hypoxæmi, der er en forudsætning for en diagnose af syndromet51. For at karakterisere deres specifikke virkninger bedre bør terapi sandsynligvis testes i flere modeller, da ingen i tilstrækkelig grad gengiver heterogeniteten af ARDS55.

Vores model har nogle iboende begrænsninger. For det første, fordi vi aflivede dyrene 4 timer efter eksperimentel ARDS-debut, indsamlede vi kun parametre i den tidlige fase af ARDS. Mere omfattende faciliteter, såsom "dyr ICUS", er nødvendige for at undersøge senere faser af ARDS hos smågrise. For det andet vurderede vi under de nuværende eksperimenter kun graden af lungeskade ved hjælp af et indeks over arteriel iltning, såsom PaO2/ FiO2. De fleste træk ved eksperimentel ARDS var imidlertid til stede, da vi tidligere rapporterede brug af denne syreinducerede ARDS-model37. For at forbedre vores model kunne det være interessant at tilføje ikke-invasive foranstaltninger af graden af lungeskade, bestemt, for eksempel ved hjælp af elektrisk impedanstomografi eller lunge ultralyd56. For det tredje rapporterer vi kun brugen af en "one-hit model" til at fremkalde lungeskade hos smågrise, mens modeller, hvor mere end en tilskyndelse stimulus til lungeskade induceres, sandsynligvis mere afspejler den patologiske menneskelige situation, hvor en enkelt tilskyndelse stimulus sjældent er til stede ("to-hit hypotese")51. Fra dette perspektiv kan ventilatorinduceret lungeskade for eksempel føjes til vores model for at producere et ekstra hit, og denne model kan kombineres med andre skadelige "hits", hvis det er nødvendigt for at undersøge mere komplekse kliniske scenarier, der involverer flere funktioner i ARDS-patofysiologien, såsom lungeenothelial skade, alveolær makrofagsaktivering og virkningerne af cellefri hæmoglobin57, blandt andre58. For det fjerde har vi ikke testet andre halogenerede stoffer som desflurane. Faktisk brugte vi kun isoflurane og sevoflurane til inhaleret sedation hos smågrise, fordi de oftest anvendes i klinisk intensiv praksis, i det mindste i Europa og i nogle andre områder af verden.

Svinemodellen har bidraget til betydelige fremskridt inden for eksperimentel forskning i de seneste årtier, og den er blevet en stadig vigtigere translationel bro mellem traditionelle små laboratoriedyrmodeller og humanmedicin. En stor fordel ved at anvende forsøgsmodeller hos store dyr er at tillade undersøgelser, der involverer ventilation af dyr over tid. Ikke desto mindre kan sådanne modeller være ekstremt dyre, og de kan undertiden kræve tilgængeligheden af en dyre ICU. Derudover er den begrænsede tilgængelighed af nogle molekylære reagenser hos svin en vigtig begrænsning. Undersøgelser af mindre dyr, såsom mus, rotter eller kaniner, har været meget nyttige til at studere individuelle veje, men generalisering af resultaterne for mennesker synes begrænset59. Større dyreforsøg kan give fokuserede evalueringer af vigtige fysiologiske og molekylære veje og kan bruges til at teste nye behandlinger hos mennesker, såsom sedation med halogenerede stoffer. Desuden understøtter dyrenes størrelse brugen af klinisk anvendte katetre, endobberør, respiratorer og skærme, der ikke er fuldt tilgængelige til brug hos mindre pattedyr. Faktisk omfatter de vigtige fordele ved at bruge eksperimentelle modeller med store dyr evnen til at tage flere langsgående blodprøver og udføre blodgasanalyser over tid. Derudover kan invasiv hæmodynamisk overvågning anvendes som transpulmonal termodilution med en puls kontur hjerte output monitor enhed, der gør det muligt at studere graden af alveolær ødem ved at måle ekstravaskulært lungevand, en yderst relevant parameter i ændringen af alveolær-kapillær barriere under ARDS51. Ikke desto mindre er forsigtighed nødvendig, når data bortset fra størrelse fortolkes fra dyremodeller, fordi der findes vigtige anatomiske, fysiologiske og immunologiske forskelle blandt dyrearter. Dyremodeller kan have anatomiske forskelle, der vil påvirke forskning og oversættelse til mennesker. Faktisk har mange dyr, såsom mus eller kaniner, en ufuldstændig mediastinum og tynde viscerale membraner, der forbyder for eksempel brugen af den kontralaterale pleura som en kontrol. Større dyr (f.eks. får eller svin) har dog et pleuralhulrum omkring hver lunge og en tyk visceral pleura, der ligner menneskers60.

Administrationen af flygtige bedøvelsesmidler til intensivpatienter er i stigende grad blevet undersøgt i det sidste årti, hovedsagelig på grund af udviklingen af dedikerede enheder baseret på enten refleksion eller på et cirkelsystem. Sådanne anordninger kan indsættes i ethvert mekanisk ventilationskredsløb for at administrere de to midler, der oftest anvendes i ICU-indstillingen, sevoflurane og isoflurane61. På grund af deres hypnotiske, bronchodilator, og antikonvulsant egenskaber, halogenerede midler har været brugt i lang tid på intensiv til at styre patienter med ildfast status astmaticus, status epilepticus, og komplekse sedation scenarier med høje sedation krav, såsom forbrændinger, kroniske smerter, høj-risiko operationer, eller en historie af stofmisbrug. Selv om de seneste internationale retningslinjer ikke anbefaler at bruge flygtige midler til proceduremæssig smertebehandling62, halogeneret bedøvelse er stadig mere populære i Europa, og de betragtes som en mulig mulighed for sedation i 2015 tyske retningslinjer63, især hvis korte wake-up gange er nødvendige. Potentielle terapeutiske end-organ-beskyttende egenskaber via cytobeskyttende og antiinflammatoriske mekanismer64 af flygtige bedøvelsesmidler har tiltrukket sig opmærksomhed fra forskere og læger. Faktisk har deres nye anvendelse i ICO'er banet vejen for studiet af deres potentielle fordele hos patienter med ARDS. ARDS repræsenterer den ultimative og mest alvorlige form for lungeorgan dysfunktion, samt en stor udfordring for patienter, deres familier, sundhedspersonale fra forskellige discipliner, og sundhedssystemer, når pleje af kritisk syge patienter, især under nogle ekstraordinære omstændigheder, såsom under den nuværende COVID-19 pandemi65,66,67 . Ud over de nuværende bestræbelser på at finde specifikke antivirale behandlinger er forbedring af støttende pleje- og behandlingsmuligheder for patienter med COVID-19-relateret ARDS derfor af stor betydning65,68,69. Fra dette perspektiv er rationalet, der understøtter inhaleret sedation med sevoflurane eller isoflurane som en måde at forbedre lungeepilele permeabilitet, at reducere den inflammatoriske respons, og potentielt for at forbedre patientresultaterne er stærk. Derudover har flere ikke-menneskelige modeller vist, at et flygtigt bedøvelsesmiddel, såsom inhaleret sevoflurane, forbedrergasudvekslingen 21,70,71, reducerer alveolær ødem22og reducerer niveauet af proinflammatoriske cytokiner72,73. Disse virkninger kan forklares ved genoprettet lungeepællefunktion og af de immunmodulerende virkninger af halogeneret middel. I et tidligere pilot randomiseret kontrolforsøg forbedrede brugen af et halogeneret middel, såsom sevoflurane, til at bedøve ARDS-patienter på intensiv iltning og reducerede niveauer af en markør for lungeelektrotelskade og af nogle proinflammatoriske cytokiner (interleukin [IL]-1β, IL-6 og IL-8 og tumornekrosefaktorfaktor-α) sammenlignet med intravenøs sedation28 . Disse resultater forstærker den beskyttende virkning af sevoflurane på inflammation og på reduceret epitelskade eller forbedret AFC, som vurderet ved plasmasage34.

Forståelse af de biologiske mekanismer og patofysiologiske veje, der er involveret i akut lungeskade og dens opløsning under inhaleret sedation med halogenerede midler, kræver brug af eksperimentelle og prækliniske modeller. Selv om in vitro-undersøgelser udgør et vigtigt skridt i beskrivelsen af disse mekanismer74, in vivo eksperimenter er grundlæggende, før resultaterne kan ekstrapoleres til den kliniske indstilling. Desuden kunne halogenerede stoffer i denne store dyremodel administreres ved hjælp af den samme bedøvelsesenhed som hos mennesker. Faktisk har enheder, der er baseret på enten refleksion eller på et cirkelsystem, som begge er tilgængelige for patienter i nogle lande, ikke specifikke ækvivalenter til rådighed for små dyr, såsom for mus, rotter eller kaniner. Derfor, når forskere ønsker at administrere halogenerede stoffer til dyr, skal de vælge mellem enten før- eller eftereksponering for halogenerede stoffer, normalt via anæstesikammerinduktion over mere eller mindre lang tid uden specifik mekanisk ventilation i denne periode75. Denne grisemodel muliggør den specifikke reproduktion af de samme behandlingsbetingelser som hos ICU-patienter med ARDS, det vil sige administration af halogenerede stoffer, såsom sevoflurane, ud over at levere lungebeskyttende mekanisk ventilation med lave tidevandsmængder og PEEP. Interessant nok rapporterede vores model brugen af den nylige miniaturiserede version af bedøvelsesenheden til at administrere sevoflurane for første gang hos smågrise, hvilket gjorde det muligt at indstille mindre tidevandsmængder og yderligere instrumental død plads sammenlignet med den tidligere version af enheden. Ud over at administrere halogenerede flygtige stoffer kan denne model af syreinduceret ARDS desuden være nyttig til at studere specifikke veje, såsom dem, der er involveret i lungeepileleskade og reparation37.

Afslutningsvis har denne eksperimentelle model af ARDS hos smågrise betydelige fordele i forhold til de eksisterende. Disse omfatter hurtig debut (inden for 1 time generelt), god reproducerbarhed og stabilitet over tid, en lav dødelighed og, hvad der er vigtigere, brugen af en klinisk relevant anordning til at levere inhaleret ICU-sedation, hvilket giver mulighed for nye translationelle tilgange til studiet af virkningerne af halogenerede stoffer i ARDS.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Forfatterne vil gerne takke personalet fra GreD, Université Clermont Auvergne og Centre International de Chirurgie Endoscopique (alle i Clermont-Ferrand, Frankrig).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mm Covidien 18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm) Arrow CV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm) Getinge Pulsion Medical System catheter
Warm blankets WarmTouch5300 MedTronic 5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40 Phillips MNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis System Siemens 20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor Getinge Pulsion Medical System PulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström Carestation General Electrics Engström
Halogenated anesthetics
Anaconda Syringe SedanaMedical 26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-S SedanaMedical 26050
Charcoal filter FlurAbsorb SedanaMedical 26096
Filling Adaptaters SedanaMedical 26042
Ionomer membrane dryer line Nafion SedanaMedical 26053
Products
Propofol Mylan 66617123
Isoflurane Virbac QN01AB06
Cisatracurium Mylan 69252651
Pentobarbital PanPharma 68942457
Sevoflurane Abbvie N01AB08
Sufentanil Mylan 62404996

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Tags

Medicin Udgave 163 svin model sevoflurane isoflurane halogenerede midler lungeskade nye behandlinger ARDS
Halogeneret agent levering i svin Model af akut respiratorisk distress syndrom via en intensiv afdeling Type Device
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Blondonnet, R., Paquette, B.,… More

Blondonnet, R., Paquette, B., Audard, J., Guler, R., Roman, F. X., Zhai, R., Belville, C., Blanchon, L., Godet, T., Futier, E., Bazin, J. E., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device. J. Vis. Exp. (163), e61644, doi:10.3791/61644 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter