Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Halogenerad agentleverans i svinmodell av akut respiratoriskt nödsyndrom via en intensivvårdsenhet typ enhet

Published: September 24, 2020 doi: 10.3791/61644
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 2, 2, 2, 1, 1,2, 1, 3, 2,4, 1,2,5
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

Summary

Vi beskriver en modell av saltsyra-inducerad akut luftvägarna nöd syndrom (ARDS) i smågrisar som får sedering med halogenated agenter, isofluran och sevofluran, genom en enhet som används för inhalerad intensiv vård sedering. Denna modell kan användas för att undersöka de biologiska mekanismerna hos halogenerade medel vid lungskada och reparation.

Abstract

Akut respiratoriskt nödsyndrom (ARDS) är en vanlig orsak till hypoxemisk andningssvikt och död hos kritiskt sjuka patienter, och det finns ett akut behov av att hitta effektiva terapier. Prekliniska studier har visat att inhalerade halogenerade agenser kan ha positiva effekter i djurmodeller av ARDS. Utvecklingen av nya enheter för att administrera halogenerade medel med hjälp av moderna intensivvårdsavdelning (ICU) ventilatorer har avsevärt förenklat dispensering av halogenerade medel till IVA patienter. Eftersom tidigare experimentell och klinisk forskning föreslog potentiella fördelar med halogenated flyktiga ämnen, såsom sevofluran eller isofluran, för lung alveolar epitelial skada och inflammation, två patophysiologic landmärken av diffusa alveolar skador under ARDS, utformade vi en djurmodell för att förstå mekanismerna för effekterna av halogenerade medel på lungskada och reparation. Efter generell anestesi, trakeal intubation och inledandet av mekanisk ventilation, ARDS inducerades i smågrisar via intratracheal instillation av saltsyra. Sedan sövdes smågrisarna med inhalerad sevofluran eller isofluran med hjälp av en ICU-typ enhet, och djuren ventilerades med lungskyddande mekanisk ventilation under en 4 h period. Under studieperioden samlades blod- och alveolarprover in för att utvärdera arteriell syresättning, permeabiliteten hos alveolar-kapillärmembranet, alveolar vätske clearance och lunginflammation. Mekaniska ventilationsparametrar samlades också in under hela experimentet. Även om denna modell induceras en markant minskning av kranskärlens syresättning med förändrad alveolar-kapillär permeabilitet, är det reproducerbart och kännetecknas av en snabb debut, god stabilitet över tiden och inga dödliga komplikationer.

Vi har utvecklat en nasse modell av syra strävan som reproducerar de flesta fysiologiska, biologiska och patologiska funktionerna i kliniska ARDS, och det kommer att vara till hjälp för att främja vår förståelse av de potentiella lungskyddande effekterna av halogenerade medel levereras genom enheter som används för inhalerad ICU sedering.

Introduction

Akut respiratoriskt nödsyndrom (ARDS) är en vanlig orsak till hypoxemisk andningssvikt och död hos kritiskt sjuka patienter1. Det kännetecknas av både diffusa alveolar epitelial och endotelskador, vilket leder till ökad permeabilitet och lungödem, förändrad alveolar vätskefrigång (AFC) och förvärrad andnöd2. Resorptionen av alveolarödem och återhämtning från ARDS kräver epitelvätska transport genom alveolerna för att förbli intakt, vilket tyder på att en terapi som förbättrar AFC kan vara användbar3,4. Även om lungskyddande ventilation och en restriktiv strategi för intravenös vätsketerapi har visat sig vara fördelaktigt för att förbättra resultaten2,5, är de fortfarande förknippade med hög dödlighet och sjuklighet6. Därför finns det ett brådskande behov av att utveckla effektiva terapier för syndromet och att bättre förstå de exakta mekanismer genom vilka sådana terapier kan fungera.

Halogenerade bedövningsmedel, såsom isofluran eller sevofluran, har använts i stor utsträckning för narkos i operationssalen. Sevofluran är förknippat med minskad inflammation i lungorna hos patienter som genomgår thoraxkirurgi och med en minskning av postoperativa lungkomplikationer, såsom ARDS7. Liknande resultat har hittats i en metaanalys av patienter efter hjärtkirurgi8. Halogenerade flyktiga ämnen har också en bronkdilatory effekt9,10 och kanske några egenskaper som skyddar flera organ, såsom hjärtat8,11 och njurarna12,13,14. Nyligen har det funnits ett växande intresse för klinisk användning av inhalerade anestetika som lugnande medel på intensivvårdsavdelningen (IVA). Både djur- och humanstudier stöder de skyddande effekterna av förbehandling med halogenerade medel före långvarig ischemi i levern15, hjärnan16eller hjärtat11. Halogenerade medel har också potentiella farmakokinetiska och farmakodynamiska fördelar jämfört med andra intravenösa medel för sedering av kritiskt sjuka patienter, inklusive en snabb insättande av åtgärder och snabb offset på grund av liten ackumulering i vävnader. Inhalerade halogenerade medel minskar intuberingstiderna jämfört med intravenös sedering hos patienter som genomgår hjärtkirurgi17. Flera studier stöder säkerhet och effekt av halogenerade medel vid sedering av IVA-patienter18,19,20. I experimentella modeller av ARDS förbättrar inhalerad sevofluran gasutbyte21,22, minskar alveolarödem21,22och dämpar både lung- och systemisk inflammation23. Isofluran lindrar också lungreparation efter skada genom att upprätthålla integriteten hos alveolar-kapillärbarriären, eventuellt genom att modulera uttrycket av ett viktigt tätt kopplingsprotein24,25,26. Dessutom hade musmakrofager som odlades och behandlades med isofluran bättre fagocytiska effekter på neutrofiler än makrofager som inte behandlades med isofluran27.

De exakta biologiska vägarna och mekanismerna som redovisar de lungskyddande egenskaperna hos flyktiga bedövningsmedel är dock fortfarande i stort sett okända hittills, vilket kräver ytterligare undersökning18. Ytterligare studier är också motiverade för att undersöka de exakta effekterna av sevofluran på lungskada och för att kontrollera om experimentella bevis kan översättas till patienter. Den första randomiserade kontrollstudien från vårt team fann att administrering av inhalerad sevofluran hos patienter med ARDS var förknippad med syresättningsförbättring och minskade nivåer av både proinflammatoriska cytokiner och lungepitetelskada markörer, som bedömts av plasma- och alveolarlösliga receptorer för avancerade glykationsslutprodukter (sRAGE)28 . Eftersom sRAGE nu betraktas som en markör för alveolar typ 1 cellskada och en viktig medlare av alveolar inflammation, dessa resultat kan föreslå några positiva effekter av sevofluran på lung alveolar epitelial skada21,29,30.

Användningen av halogenerade medel för inhalerad IVA sedering har länge krävt operationssal anestesi ventilatorer och gas vaporizers att distribueras i ICU. Sedan dess har anestesireflektorer lämpliga för användning med moderna kritiska skötselventiler utvecklats för specifik användning på IVA31. Dessa enheter har modifierade värme- och fuktutbytesfilter som sätts in mellan Y-delen av andningskretsen och endotrachealröret. De tillåter administrering av halogenerade medel, där isofluran och sevofluran är de vanligaste, och de består av en porös polypropylenförångarstav, i vilken ett flytande medel, levererat av en specifik sprutpump, frigörs. Det halogenerade medlet absorberas under utgången av ett reflekterande medium som finns i enheten och det frigörs under nästa inspiration, vilket möjliggör återcirkulation av cirka 90% av det utgångna halogenerade medlet31,32. Nyligen utvecklades en miniatyriserad version av enheten med ett instrumentellt dött utrymme på 50 ml, vilket gör den ännu mer lämplig för användning under ultraskyddande ventilation hos ARDS-patienter, med tidvattenvolymer som kan vara så låga som 200 ml31. En sådan miniatyriserad anordning har aldrig studerats i en experimentell nassemodell av ARDS.

Eftersom tidigare forskning stöder de lovande rollerna av halogenerade flyktiga ämnen i lungalveolar inflammation och skada under ARDS, utformade vi en experimentell djurmodell för att uppnå en translationell förståelse av mekanismerna för effekterna av halogenerade medel på lungskada och reparation33,34,35. I denna studie utvecklade vi en modell av saltsyra (HCl)-inducerad ARDS i smågrisar i vilka inhalerad sedering kan levereras med hjälp av den miniatyriserade versionen av bedövningsmedel spara enhet, en ICU-typ enhet. Denna stora djurmodell av ARDS kan användas för att främja vår förståelse av de potentiella lungskyddande effekterna av inhalerade halogenerade medel.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Studieprotokollet godkändes av den franska ministère de l'Education Nationales djuriska kommitté, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (godkännandenummer 01505.03) innan det registrerades vid preclinicaltrials.eu (Pre-clinical registeridentifiering PCTE0000129). Alla förfaranden utfördes i Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Frankrike, i enlighet med riktlinjernafördjurforskning: Rapportering i vivoexperiment (ARRIVE).

1. Djurberedning och anestesi

  1. Nasseläge
    1. Se till att försöksprotokollet överensstämmer med riktlinjer för djurförsök, inklusive 3R-principerna (ersättning, minskning och förfining) och nationella/internationella bestämmelser.
    2. Inhämta godkännanden från etikkommittén för vård och användning av försöksdjur vid den berörda institutionen innan protokollet påbörjas.
    3. Använd en manlig vit Landrace gris (2–4 månader gammal; väger 10–15 kg).
    4. Placera grisen i ryggläge efter premedicinering med intramuskulär azaperon (beskrivs i 1.2.2).
  2. Anestesi induktion
    1. Begränsa djur från att ha mat över natten samtidigt som det ger fri tillgång till vatten.
    2. Administrera anxiolytisk premedicinering till grisen med intramuskulär azaperon (2 mg.kg-1) bakom örat.
    3. Applicera ett fingertryck på de mjuka vävnaderna i grisens auricular bas för att identifiera den mediala och laterala auricular venen.
    4. Sätt in en perifer intravenös 22 G kateter i smågrisens mediala eller laterala auricular ven. Följ med katetern i en grund vinkel på 45° genom huden och avancera tills blod uppträder genom katetern.
    5. Inducera generell anestesi med intravenös propofol (3 mg.kg-1)och sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Kontrollera anestesins djup genom brist på svar på pedalreflex.
  3. Intubering av luftstrupe38,39
    1. Förbered laryngoscopet med ett stegigt Miller laryngoscopeblad i storlek 4.
    2. Skicka laryngoscopet in i faryngalan och tryck ner tungan med laryngoscopebladet, vilket gör epiglottis synliga.
    3. Visualisera struphuvudets öppning före svalginnad.
    4. Sätt i ett 6 mm innerdiameter manschettförsedd endotraketrör.
    5. Blås upp endotrachealrörets manschett för att nå ett manschetttryck runt 20–30 cmH2O.
    6. Fäst endotraketröret på grisens näsa med mikroporkirurgiskt tejp.
    7. Anslut till fläkten och påbörja mekanisk ventilation enligt de inställningar som beskrivs i avsnitt 3.
  4. Sederingsunderhåll
    1. Upprätthålla anestesi med kontinuerlig intravenös infusion av propofol (5 mg.kg-1.h-1) före syrainducerad lungskada. Infusionen av propofol kommer att stoppas när halogenerade medel startas.
    2. Tillsätt en kontinuerlig intravenös infusion av remifentanil (10–20 μ g.kg−1.h−1 = 0,15–0, 33 μ g.kg−1.min−1) för smärtlindring.
    3. Tillsätt kontinuerlig intravenös infusion av cisatracurium (0,2 mg.kg-1.h-1) för en neuromuskulär blockad.
    4. Håll grisens kroppstemperatur vid cirka 38 °C med varma filtar.
    5. Övervaka elektrokardiogramaktivitet, perifer syremättnad (SpO2) och artärtrycket kontinuerligt med hjälp av en extern bildskärm.
  5. Kirurgi
    1. Sätt in central venös åtkomst med hjälp av en kirurgisk exponering av rätt inre halsven och Seldinger-metoden för att sätta in en 3-lumenkateter (7 franska, 16 cm).
      1. Gör ett kutan mittlinjesnitt på den ventrala aspekten av nacken, 2 cm lateralt från luftstrupen. Använd kirurgiska tångar för att dissekera vävnaderna.
      2. Lokalisera den inre halsvenen (ca 1-2 cm djup, lateral till den inre halspulsåderären) och, med hjälp av nålen (18 G, 6,35 cm), göra en punktering med en kraniokaudal riktningsorientering.
      3. För med handen, för in "J" -ledaren (0,81 mm diameter, 60 cm) genom nålen. Ta försiktigt bort nålen och sätt snabbt in en venkateter med tre linjer i den inre halsvenen längs "J"-ledaren. Ta bort "J"-ledaren samtidigt som venkateteren bibehålls på plats.
      4. Aspirera blod genom varje linje i venkateter för att avlägsna luften från de olika linjerna och spola med 5 ml saltlösning (0,9% NaCl) för att skölja de tre linjerna.
      5. Suturera huden med en 3,0 icke absorberbar suturtråd efter det kontinuerliga Lembert-mönstret och fixera katetern på huden med en enda stygn och trippelknutar på varje lateral perforering av den centrala venkatetern.
    2. Sätt in en arteriell linje via kirurgisk exponering av rätt lårbensartär och använd Seldinger-metoden för att sätta in termodilutionskatetern (3–5 franska, 20 cm).
      1. Placera den högra förbenet av grisen i förlängning.
      2. Gör ett kutan snitt på grisens högra ljumskar. Använd kirurgiska tångar för att dissekera subkutana och muskulösa vävnader.
      3. Lokalisera rätt lårbensartär genom palpering av lårbenspulsen (ca 3-4 cm djup) och, med hjälp av nålen (19 G, 54 mm), göra en punktering med en kaudokridspråklig riktningsorientering.
      4. För in "J"-ledaren genom nålen. Ta försiktigt bort nålen och för snabbt in en arteriell kateter i lårbensartären längs ledaren. Ta bort ledaren samtidigt som katetern bibehålls på plats.
      5. Ta bort luften från artärkateter och spola med saltlösning för att skölja linjen.
      6. Suturera huden med en 3,0 icke absorberbar suturtråd efter det kontinuerliga Lembert-mönstret och fixera katetern på huden med en enda stygn och trippelknutar på varje lateral perforering av artärkatetern.
      7. Anslut katetern på en arteriell linje slang för att möjliggöra hämtning av seriella blodprover och kontinuerlig hemodynamisk övervakning (arteriellt tryck, hjärtindex och extravaskulärt lungvatten, som indexeras till kroppsvikt) med en puls kontur hjärtutgång monitor enhet.

2. Syrainducerad akut lungskada

VARNING: Använd handskar och glasögon under detta steg för att undvika risk för att syran kommer i kontakt med huden eller ögonen)

  1. Gör 100 ml HCl vid 0,05 M och pH 1,4.
  2. Använd det anatomiska landmärket i det sista segmentet av bröstbenet, mät avståndet mellan spetsen på endotrachealröret och grisens carina.
  3. Markera detta avstånd med en svart penna på en Ch14 sugkateter.
  4. För in sugkateteren genom endotraketröret upp till det svarta landmärket.
  5. Ingjut försiktigt 4 mL.kg-1 (kroppsvikt) syra genom sugkatetern i över 3 minuter.
  6. Ta bort sugkatetern.

3. Mekanisk ventilation

  1. Använd volymstyrd ventilation på en intensivvårdsventilator.
  2. Använd en tidvattenvolym på 6 mL.kg-1, ett positivt slututgångstryck (PEEP) på 5 cmH2O och en inspirerad syrefraktion (FiO2) på 40%.
  3. Justera andningshastigheten för att bibehålla koldioxiden mellan 35 och 45 mmHg.
    OBS: Baserat på tidigare studier37,40,41anses lungskada vara etablerad när artär syrespänningen (PaO2)-till-FiO2-förhållandet minskar till 25% från baslinjen, cirka 1 h efter luftvägarna HCl instillation.

4. Halogenerad bedövningsmedel

OBS: Börja sedering med halogenerad bedövningsmedel (sevofluran eller isofluran) när syrainducerad lungskada har uppnåtts. Intravenös sedering med propofol ska sedan avbrytas.

  1. Fyllning av sprutan(figur 1A):Fäst den påfyllningsadapter som tillverkaren tillhandahåller på den halogenerade medlets 250 ml-flaska och en 60 ml-spruta på påfyllningsadaptern. Vänd flaskan upp och ner och fyll sprutan genom att trycka och dra i kolven. Vänd flaskan upprätt och ta bort sprutan.
  2. Rensning (figur 1B)
    1. Placera kolfiltret, som används för att avlägsna halogenerade anestesigaser för kolväten, nära ventilatorn.
    2. Ta bort skyddslocket från kolfiltret.
    3. Anslut kolfiltret till ventilatorns expiratoriska ventil med ett flexrör.
  3. Använd den bedövningsbevarande anordningen (anordning som används för inandning av IVA-sedering) (figur 1C) enligt beskrivningen nedan.
    1. Anslut jonomermembrantorkens linje till gasprovtagningsporten på bedövningsanordningen.
    2. Anslut ena sidan av gasprovtagningsledningen till jonomermembrantorken.
    3. Anslut den andra sidan av gasprovtagningsledningen till gasanalysatorn.
    4. Sätt in bedövningsbevarande anordningen mellan Y-delen av andningskretsen och endotraketröret.
    5. Se till att bedövningsbevarande anordningen har den svarta sidan uppåt och lutar ner mot grisen.
  4. Leverera inandning genom bedövningsmedelsbevarande anordning(figur 2).
    1. Placera den specifika sprutan i sprutpumpen.
    2. Anslut anestetikalindern till sprutan.
    3. Prime agentlinjen med en bolus på 1,5 ml av det halogenerade medlet.
    4. Anpassa den ursprungliga pumphastigheten i mL.h-1 (de ursprungliga sprutpumpsinställningarna för isofluran och sevofluran är 3 respektive 5 ml/h) till den riktade utgångna sevofluranfraktionen (FEsevo) eller det utgångna isofluranfraktionvärdet (FEiso), som visas på gasanalysatorn.
    5. Se till att gasanalysatorn visar ett FEsevo %–FEiso % eller motsvarande minimalt alveolarkoncentrationsvärde som är större än noll. Vid behov, ge en extra bolus på 0,3 ml halogenerat medel.
    6. Anpassa den sprutpumphastighet som krävs för att uppnå en viss koncentration beroende på minutvolymen och den riktade koncentrationen, med hastigheter på 2–7 mL.h-1 och 4–10 mL.h-1 som i allmänhet är associerade med utgångna fraktioner på 0,2%–0,7% respektive 0,5%–1,4% för isofluran42 respektive sevofluran28.
    7. Under experimentet fortsätter du administring av halogenerade agenser med FEsevo- och FEiso-mål på 0,8–1,1 respektive 0,5–0,8.

5. Mätningar

  1. Övervakning
    1. Samla olika parametrar mätt med den externa monitorn: hjärtfrekvens, blodtryck och perifer syremättnad.
    2. Registrera parametrar mätt med ventilatorn: tidvattenvolym, andningshastighet, ställa in PEEP, auto-PEEP (genom att applicera en expiratorisk hållmanöver på 5 s på ventilatorn), andningsorganens överensstämmelse, luftvägsmotstånd, inandningsplatåtryck (genom att applicera en inandningshållning på 2 s på ventilatorn), maximalt inandningstryck och körtryck.
    3. Beräkna lungfunktionell restkapacitet med metoden Nitrogen Wash In/Wash Out om den är integrerad i ventilatorn.
    4. Använd den termiska indikatorn som tidigare satts in i lårartären för att mäta lungornas extravaskulära vattenvolym, hjärtindex och systemisk kärlbeständighet.
  2. Outspädd lungödemvätska provtagning för att mäta netto AFC-hastigheten.
    1. För in en mjuk 14 Fr sugkateter i ett kilat läge i de distala bronkerna genom endotrakealröret.
    2. Provsmaka ödemvätskan i en sugfälla genom att applicera skonsamt sug.
    3. Centrifugera alla prover vid 240 x g vid 4 °C i 10 minuter i en kyld centrifug.
    4. Samla supernatanterna.
      OBS: Den totala proteinkoncentrationen i outspädd lungödemvätska mäts med en kolorimetrisk metod. Eftersom clearancehastigheten av ödemvätska från alveolarutrymmet är mycket snabbare än graden av proteinborttagning, beräknades netto AFC-hastigheten som procent AFC = 100 × [1 - (initialt ödemprotein/slutligt ödem totalt protein)] och därefter rapporterades som %/h37. Outspädd lungödemvätska tas från djuren vid baslinjen och 4 timmar senare, enligt tidigare beskrivna34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini bronchoalveolar lavage provtagning.
    1. För in en mjuk 14 Fr sugkateter i ett kilat läge i en distal bronchus genom endotraketröret.
    2. Ingjut 50 ml av en 0,9% natriumkloridlösning i sugkateter.
    3. Ta omedelbart vätskan i en sugfälla.
    4. Samla mini bronchoalveolar lavage.
      OBS: Den totala proteinkoncentrationen i mini BAL mäts med en kolorimetrisk metod och till exempel nivåerna av proinflammatoriska cytokiner, såsom TNF-α, IL-6, IL-1β och IL-18, mäts med hjälp av en multiplex immunoassay-metod. Prover samlas in 4 h efter den syrainducerade lungskadan.
  4. Analys av blodgas
    1. Samla upp arteriella blodgaser genom artärlinjen i en 3 mL BD Förinställd spruta med BD Luer-Lok spets vid baslinjen. Mät omedelbart PaO2/FiO2, PaCO2,pH, serumlaktat och serumkreatinin med hjälp av en point-of-care blodgasanalysator.
    2. Upprepa detta steg varje timme i 4 timmar efter syrainstillation.
  5. Lungprovtagning
    1. Offra grisen med en intravenös injektion av pentobarbital (150 mg.kg-1) i slutet av experimentet (4 h efter syrainducerad lungskada).
    2. Dissekera och ta bort hela lungorna. Fix med alkoholacetifierad formalin.
    3. Bädda in i paraffin och skiva med en tjocklek på 10 μm.
    4. Fläcka med hematoxylin och eosin.
      OBS: Histologiska bevis på lungskada kan bedömas med hjälp av en standardiserad histologi skada poäng50.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

För detta experiment bedövades 25 grisar och delades in i två grupper: 12 smågrisar i den obehandlade gruppen (SHAM-gruppen) och 13 grisar i den syraskadade gruppen (HCl-gruppen). Ingen gris dog innan experimentet var slut. En tvåvägs analys av variansen (RM-ANOVA) visade en signifikant tid per gruppinteraktion (P < 10−4) med en skadlig effekt av HCl-inducerad ARDS på PaO2/FiO2, jämfört med skendjur utan ARDS (figur 3). En signifikant skillnad mellan grupperna noterades i de outspädda lungödem flytande nivåerna av det totala proteinet mätt efter 4 h mekanisk ventilation (P < 10−4). HCl-inducerad ARDS var förknippad med ökat BAL-protein jämfört med skendjuren (figur 4). En tvåvägs RM-ANOVA indikerade en betydande tid efter gruppinteraktion (P < 10−4) med HCl-inducerad ARDS associeras med ökat extravaskulärt lungvatten, jämfört med skendjur utan ARDS (figur 5A). Hjärtutgång och systemiska kärlresistensvärden redovisas i figur 5B respektive figur 5C. Inandnings- och expiratoriska fraktioner av sevofluran mätt i alla djur rapporteras i figur 6, och makroskopiska bevis på histolog lungskada visas i figur 7.

Figure 1
Figur 1: Illustration av den uppsättning som behövs för att administrera sedering med halogenerade flyktiga medel med hjälp av bedövningsmedel. (A)Fyll den specifika sprutan med flaskadaptern. (B)Rensning av halogenerade medel med hjälp av rensningskolfiltret. (C) Montering av både sprutpumpen och gasanalysatorn med bedövningsbevarande anordning som ska användas tillsammans med ventilatorn. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 2
Figur 2: Schematisk representation av anslutningen av bedövningsbevarande anordning till respiratorns andningskrets. Detta inkluderar integrering av modulen för att mäta lungfunktionell restkapacitet. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 3
Figur 3: Mätning av förändringen i artärsyrning. ( A) Utveckling av arteriell syrespänning (PaO2) till inspirerad syrefraktion (FiO2)i obehandlade smågrisar (SHAM-gruppen, N = 12) och syraskadade smågrisar (HCl-gruppen, N = 13) under en 4 h-period. b)Utvecklingen av deltat i PaO2/FiO2 vid en viss tidpunkt och av PaO2/FiO2 vid H0 hos obehandlade smågrisar (SHAM-gruppen, N = 12) och syraskadade smågrisar (HCl-gruppen, N = 13). Värden uttrycks i mmHg och representeras som medel, med felstaplar som representerar standardfel i medlen. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 4
Figur 4: Mätningar av förändringen i alveolar-kapillärmembrangenomsläpplighet. Mini bronchoalveolar nivåer (BAL) av totalt protein vid 4 h i obehandlade smågrisar (SHAM grupp, N = 12) och syraskadade grisar (HCl grupp, N = 13). Värden uttrycks ig.L-1 och representeras som medel, med felstaplar som representerar standardfel för medlen. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 5
Figur 5: Mätningar som tillhandahålls genom transpulmonär termodilering. (A) Lungödem, bedömt med extravaskulärt lungvatten. (B)Hjärtutgång. c)Systemisk kärlresistens. Transpulmonary termodubtion utfördes i obehandlade smågrisar (SHAM grupp, N = 12) och syra-skadade grisar (HCl grupp, N = 13) med hjälp av en puls kontur hjärt utgång monitor. Värden uttrycks i mL.kg-1, L.min-1, dynes.s.cm-5respektive, och rapporteras som medel, med felstaplar som representerar standardfel för medlen. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 6
Figur 6: Mätningar av utgångna fraktioner av halogenerade agenser, sevofluran och isofluran. (A) Utgångna (FEsevoflurane) och inspirerade (FIsevoflurane) sevofluranfraktioner under 4-h studieperioden. (B) Utgångna (F E-isofluran) och inspirerade (FIisofluran) isofluranfraktioner under 4-h-studieperioden. Värden uttrycks i % och representeras som medel, med felstaplar som representerar standardfel i medlen. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 7
Figur 7: Makroskopisk utvärdering av hela lungan efter 4-timmarsstudieperioden. a)Hela lungan hos en obehandlad gris (SHAM-gruppen). b)Hela lungan hos en syraskadad gris (HCl-gruppen). Makroskopisk lungskada, med synlig blödning och trängsel, märks i de röda delarna av lungan (vita pilar). Histologic utvärdering av lungan efter 4 h studieperioden. (C) Histological skiva av lungan hos en obehandlad gris (SHAM grupp). ( D) Histologisk bit av lungan hos en syraskadad gris (HCl-gruppen). Histologic bevis på lungskada var en större celluläritet som huvudsakligen består av neutrofiler (svarta pilspetsar), med fler områden av atelektas och ökad alveolar störningar, hyaline membran, protein skräp, blödning (vit pil) och förtjockning av alveolar väggen (svarta pilar). Skalningsstaplar är lika med 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denna artikel beskriver en reproducerbar experimentell modell av ARDS inducerad av intratracheal instillation av HCl i smågrisar att undersöka de lungskyddande effekterna av halogenated flyktiga ämnen, såsom sevofluran eller isofluran, levereras med hjälp av en bedövningsmedel bevara enhet.

Det primära målet med denna studie var att utveckla en experimentell modell av ARDS där flyktiga medel kunde levereras av en bedövningsmedel som bevarar enheten, såsom de som används i IVA patienter. Även om vissa effekter av halogenerade medel tidigare har studerats i djurmodeller, är styrkan i vår modell att det är en kliniskt relevant, translationell modell för att främja vår förståelse av sådana effekter. En annan fördel med denna modell är att betydande lungskada kan induceras hos djur större än möss med låg dödlighet över tid. En viktig faktor vid valet av en djurmodell av ARDS bör vara den experimentella fråga som skall behandlas51. I en musmodell kan experimentella tekniker för att inducera lungskador, såsom intravenös oljesyra52, lavageinducerad ytaktiv utarmning40och högsträckt mekanisk ventilation53, inducera intensiv skada över en tidsskala från timmar till dagar, men de tillåter inte undersökning av lungskada reparation / upplösning. Dessutom kan vissa utmaningar med djurmodellen (t.ex. extremt stora tidvattenvolymer i vissa modeller av ventilatorinducerad lungskada) vara extrema, så att de inte är representativa för de olika tillstånd som finns hos människor med ARDS. Omvänt kan sådana modeller som intratrakeal endotoxin54 tillåta undersökning av vissa aspekter av upplösning av inflammation och fibrotiska processer som kan uppstå efter klinisk ARDS, men de producerar inte den betydande hypoxemi som är en förutsättning för en diagnos av syndromet51. För att karakterisera deras specifika effekter bättre bör terapeutiska läkemedel sannolikt testas i flera modeller, eftersom ingen tillräckligt reproducerar heterogeniteten hos ARDS55.

Vår modell har vissa inneboende begränsningar. För det första, eftersom vi avlivade djuren 4 h efter experimentell ARDS-debut, samlade vi bara in parametrar under den tidiga fasen av ARDS. Mer utarbetade anläggningar, såsom "djur ICUS", behövs för att undersöka senare faser av ARDS hos smågrisar. För det andra, under de nuvarande experimenten, bedömde vi bara graden av lungskada med hjälp av ett index av arteriell syresättning, såsom PaO2/ FiO2. De flesta funktioner i experimentella ARDS var dock närvarande när vi tidigare rapporterade användning av denna syrainducerade ARDS modell37. För att förbättra vår modell kan det vara intressant att lägga till icke-invasiva mått på graden av lungskada, bestämd, till exempel med hjälp av elektrisk impedanstomografi eller lung ultraljud56. För det tredje rapporterar vi bara användningen av en "one-hit-modell" för att inducera lungskada hos smågrisar, medan modeller där mer än en anstiftan till stimulans för lungskada induceras sannolikt mer återspeglar den patologiska mänskliga situationen, där en enda anstiftan till stimulans sällan är närvarande ("två-hit hypotes")51. Ur detta perspektiv kan ventilatorinducerad lungskada till exempel läggas till vår modell för att producera en extra träff, och denna modell kan kombineras med andra skadliga "träffar" om det behövs för att undersöka mer komplexa kliniska scenarier som involverar flera funktioner i ARDS patofysiologi, såsom lung endothelial skada, alveolar makrofag aktivering och effekterna av cellfri hemoglobin57, bland annat58. För det fjärde testade vi inte andra halogenerade medel som desfluran. Faktum är att vi bara använde isofluran och sevofluran för inhalerad sedering hos smågrisar eftersom de oftast används i klinisk IVA-praxis, åtminstone i Europa och i vissa andra delar av världen.

Svinmodellen har bidragit till betydande framsteg inom experimentell forskning under de senaste decennierna, och den har blivit en allt viktigare translationell bro mellan traditionella små laboratoriedjursmodeller och humanmedicin. En stor fördel med att använda experimentella modeller hos stora djur är att tillåta undersökningar som involverar ventilation av djur över tid. Ändå kan sådana modeller vara extremt dyra, och de kan ibland kräva tillgång till en djur-IVA. Dessutom är den begränsade tillgången på vissa molekylära reagenser hos grisar en viktig begränsning. Studier på mindre djur, såsom möss, råttor eller kaniner, har varit mycket användbara för att studera enskilda vägar, men resultatens generaliserbarhet för människor verkar begränsad59. Större djurstudier kan ge fokuserade utvärderingar av viktiga fysiologiska och molekylära vägar och kan användas för att testa nya terapier hos människor, såsom sedering med halogenerade medel. Dessutom stöder djurens storlek användningen av kliniskt använda katetrar, endotraketrör, ventilatorer och monitorer som inte är fullt tillgängliga för användning hos mindre däggdjur. De viktiga fördelarna med att använda experimentella modeller med stora djur inkluderar förmågan att ta flera longitudinella blodprover och utföra blodgasanalyser över tid. Dessutom kan invasiv hemodynamisk övervakning användas som transpulmonär termodilering med en pulskontur hjärtutgångsmonitor, vilket möjliggör studier av graden av alveolarödem genom att mäta extravaskulärt lungvatten, en mycket relevant parameter vid förändring av alveolar-kapillärbarriären under ARDS51. Försiktighet är dock nödvändig när data bortsett från storlek tolkas från djurmodeller, eftersom det finns viktiga anatomiska, fysiologiska och immunologiska skillnader mellan djurarter. Djurmodeller kan ha anatomiska skillnader som kommer att påverka forskningen och översättningen till människor. Faktum är att många djur, såsom möss eller kaniner, har ett ofullständigt mediastinum och tunna viscerala membran, vilket till exempel förbjuder användningen av kontralateral pleura som kontroll. Större djur (t.ex. får eller grisar) har dock en pleurahålighet runt varje lunga och en tjock visceral pleura som liknar människans60.

Administrera flyktiga anestetika till IVA patienter har studerats alltmer under det senaste decenniet, främst på grund av utvecklingen av dedikerade enheter baserade antingen på reflektion eller på ett cirkelsystem. Sådana anordningar kan sättas in i alla mekaniska ventilationskretsar för att administrera de två medel som oftast används i IVA-inställningen, sevofluran och isofluran61. På grund av deras hypnotiska, bronkdilator och antikonvulsiva egenskaper har halogenerade medel använts under lång tid på IVA för att hantera patienter med eldfast status asthmaticus, status epilepticus och komplexa sederingsscenarier med höga sederingskrav, såsom brännskador, kronisk smärta, högriskoperationer eller en historia av drogmissbruk. Även om de senaste internationella riktlinjerna inte rekommenderar att man använder flyktiga medel för procedurmässig smärthantering62, är halogenerad anestetika alltmer populär i Europa, och de anses vara ett genomförbart alternativ för sedering i 2015 års tyska riktlinjer63, särskilt om korta väckningstider behövs. Potentiella terapeutiska endorgan-skyddande egenskaper via cytoprotektiva och antiinflammatoriska mekanismer64 av flyktiga anestetika har uppmärksammats av forskare och läkare. Faktum är att deras framväxande användning i ICO: er har banat väg för studien av deras potentiella fördelar hos patienter med ARDS. ARDS representerar den ultimata och allvarligaste formen av lungorgandysfunktion, liksom en stor utmaning för patienter, deras familjer, vårdgivare från olika discipliner och hälso- och sjukvårdssystem när de tar hand om kritiskt sjuka patienter, särskilt under vissa exceptionella omständigheter, till exempel under den nuvarande COVID-19-pandemin65,66,67 . Utöver de nuvarande ansträngningarna för att hitta specifika antivirala behandlingar är förbättring av stödjande vård- och behandlingsalternativ för patienter med COVID-19-relaterad ARDS därför av stor betydelse65,68,69. Ur detta perspektiv är den logiska grunden för inandning av sedering med sevofluran eller isofluran som ett sätt att förbättra lungepitetelpermeabilitet, att minska det inflammatoriska svaret och, potentiellt, att förbättra patientens resultat starkt. Dessutom har flera icke-mänskliga modeller visat att ett flyktigt bedövningsmedel, såsom inhalerat sevofluran, förbättrar gasutbytet21,70,71, minskar alveolarödem22och minskar nivåerna av proinflammatoriska cytokiner72,73. Dessa effekter kan förklaras av återställda lung epitelial funktion och av immunmodulerande effekter av halogenated agenten. I en tidigare pilot randomiserad kontrollstudie förbättrade användningen av ett halogenerat medel, såsom sevofluran, för att söva ARDS-patienter på IVA syresättningen och minskade nivåer av en markör för lungepitetelskada och vissa proinflammatoriska cytokiner (interleukin [IL]-1β, IL-6 och IL-8 och tumörnekrosfaktor-α) jämfört med intravenös sedering28 . Dessa resultat förstärker den skyddande effekten av sevofluran på inflammation och på minskad epitelskada eller förbättrad AFC, enligt bedömning av plasma sRAGE34.

Att förstå de biologiska mekanismer och patofysiologiska vägar som är involverade i akut lungskada och dess upplösning under inhalerad sedering med halogenerade medel kräver användning av experimentella och prekliniska modeller. Även om in vitro-studier utgör ett viktigt steg i beskrivningen av dessa mekanismer74, är in vivo-experiment grundläggande innan resultaten kan extrapoleras till den kliniska inställningen. Dessutom, i denna stora djurmodell, halogenerade medel kunde administreras med samma bedövningsmedel spara enhet som hos människor. Faktum är att produkter baserade antingen på eftertanke eller på ett cirkelsystem, som båda är tillgängliga för patienter i vissa länder, inte har specifika motsvarigheter tillgängliga för små djur, till exempel för möss, råttor eller kaniner. Följaktligen, när forskare vill administrera halogenerade medel till djur, måste de välja mellan antingen före eller efterexponering för halogenerade medel, vanligtvis via anestesikammareinduktion under en mer eller mindre lång tid utan specifik mekanisk ventilation under denna period75. Denna grismodell möjliggör specifik reproduktion av samma behandlingsförhållanden som hos IVA-patienter med ARDS, det vill säga administrering av halogenerade medel, såsom sevofluran, förutom att leverera lungskyddande mekanisk ventilation med låga tidvattenvolymer och PEEP. Intressant nog rapporterade vår modell användningen av den senaste, miniatyriserade versionen av bedövningsbevarande enheten för att administrera sevofluran för första gången hos grisar, vilket gör det möjligt att ställa in mindre tidvattenvolymer och ytterligare instrumentellt dött utrymme jämfört med den tidigare versionen av enheten. Dessutom, förutom att administrera halogenerade flyktiga ämnen, denna modell av syrainducerad ARDS kan vara användbar för att studera specifika vägar, såsom de som är involverade i lung epitelial skada och dess reparation37.

Sammanfattningsvis har denna experimentella modell av ARDS hos smågrisar betydande fördelar jämfört med de befintliga. Dessa inkluderar snabb debut (inom 1 h i allmänhet), god reproducerbarhet och stabilitet över tid, en låg dödlighet och, ännu viktigare, användning av en kliniskt relevant enhet för att leverera inhalerad ICU sedering, vilket möjliggör nya translationella metoder för att studera effekterna av halogenerade medel i ARDS.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Författarna vill tacka personalen från GreD, Université Clermont Auvergne och Centre International de Chirurgie Endoscopique (alla i Clermont-Ferrand, Frankrike).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mm Covidien 18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm) Arrow CV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm) Getinge Pulsion Medical System catheter
Warm blankets WarmTouch5300 MedTronic 5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40 Phillips MNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis System Siemens 20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor Getinge Pulsion Medical System PulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström Carestation General Electrics Engström
Halogenated anesthetics
Anaconda Syringe SedanaMedical 26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-S SedanaMedical 26050
Charcoal filter FlurAbsorb SedanaMedical 26096
Filling Adaptaters SedanaMedical 26042
Ionomer membrane dryer line Nafion SedanaMedical 26053
Products
Propofol Mylan 66617123
Isoflurane Virbac QN01AB06
Cisatracurium Mylan 69252651
Pentobarbital PanPharma 68942457
Sevoflurane Abbvie N01AB08
Sufentanil Mylan 62404996

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Tags

Medicin nummer 163 svinmodell sevofluran isofluran halogenerade medel lungskada nya terapier ARDS
Halogenerad agentleverans i svinmodell av akut respiratoriskt nödsyndrom via en intensivvårdsenhet typ enhet
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Blondonnet, R., Paquette, B.,… More

Blondonnet, R., Paquette, B., Audard, J., Guler, R., Roman, F. X., Zhai, R., Belville, C., Blanchon, L., Godet, T., Futier, E., Bazin, J. E., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device. J. Vis. Exp. (163), e61644, doi:10.3791/61644 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter