Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Somministrazione di agenti alogenati in modelli suini di sindrome da distress respiratorio acuto tramite un dispositivo di tipo unità di terapia intensiva

Published: September 24, 2020 doi: 10.3791/61644
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 2, 2, 2, 1, 1,2, 1, 3, 2,4, 1,2,5
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

Summary

Descriviamo un modello di sindrome da distress respiratorio acuto indotto da acido cloridrico (ARDS) in suinetti sottoposti a sedazione con agenti alogenati, isoflurano e sevoflurano, attraverso un dispositivo utilizzato per la sedazione in terapia intensiva inalatoria. Questo modello può essere utilizzato per studiare i meccanismi biologici degli agenti alogenati sulle lesioni polmonari e sulla riparazione.

Abstract

La sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS) è una causa comune di insufficienza respiratoria ipossiemica e morte nei pazienti critici e vi è un urgente bisogno di trovare terapie efficaci. Studi preclinici hanno dimostrato che gli agenti alogenati per via inalatoria possono avere effetti benefici in modelli animali di ARDS. Lo sviluppo di nuovi dispositivi per somministrare agenti alogenati utilizzando moderni ventilatori per unità di terapia intensiva (ICU) ha notevolmente semplificato l'erogazione di agenti alogenati ai pazienti in terapia intensiva. Poiché precedenti ricerche sperimentali e cliniche suggerivano potenziali benefici di sostanze volatili alogenate, come il sevoflurano o l'isoflurano, per lesioni epiteliali alveolari polmonari e infiammazione, due punti di riferimento fisiopatologico del danno alveolare diffuso durante l'ARDS, abbiamo progettato un modello animale per comprendere i meccanismi degli effetti degli agenti alogenati sulla lesione polmonare e sulla riparazione. Dopo l'anestesia generale, l'intubazione tracheale e l'inizio della ventilazione meccanica, l'ARDS è stata indotta nei suinetti attraverso l'instillazione intratracheale di acido cloridrico. Quindi, i suinetti sono stati sedati con sevoflurano o isoflurano inalatori utilizzando un dispositivo di tipo ICU e gli animali sono stati ventilati con ventilazione meccanica protettiva polmonare durante un periodo di 4 ore. Durante il periodo di studio, sono stati raccolti campioni di sangue e alveolari per valutare l'ossigenazione arteriosa, la permeabilità della membrana alveolare-capillare, la clearance del liquido alveolare e l'infiammazione polmonare. Durante l'esperimento sono stati raccolti anche i parametri di ventilazione meccanica. Sebbene questo modello abbia indotto una marcata diminuzione dell'ossigenazione arteriosa con alterata permeabilità alveolare-capillare, è riproducibile ed è caratterizzato da una rapida insorgenza, una buona stabilità nel tempo e nessuna complicanza fatale.

Abbiamo sviluppato un modello di suinetto di aspirazione acida che riproduce la maggior parte delle caratteristiche fisiologiche, biologiche e patologiche dell'ARDS clinico e sarà utile approfondire la nostra comprensione dei potenziali effetti protettivi polmonari degli agenti alogenati somministrati attraverso dispositivi utilizzati per la sedazione in terapia intensiva per via inalatoria.

Introduction

La sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS) è una causa comune di insufficienza respiratoria ipossiemica e morte nei pazienti critici1. È caratterizzato da lesioni epiteliali ed endoteliali alveolari diffuse, che portano ad un aumento della permeabilità e dell'edema polmonare, alterata clearance del liquido alveolare (AFC) e peggioramento del distress respiratorio2. Il riassorbimento dell'edema alveolare e il recupero dall'ARDS richiedono il trasporto del liquido epiteliale attraverso gli alveoli per rimanere intatti, il che suggerisce che una terapia che migliora l'AFC potrebbe essere utile3,4. Sebbene la ventilazione protettiva polmonare e una strategia restrittiva per la fluidoterapia endovenosa si siano dimostrate utili nel migliorare i risultati2,5, sono ancora associati ad alta mortalità e morbilità6. Pertanto, vi è un urgente bisogno di sviluppare terapie efficaci per la sindrome e di comprendere meglio i meccanismi precisi attraverso i quali tali terapie potrebbero funzionare.

Gli anestetici alogenati, come l'isoflurano o il sevoflurano, sono stati ampiamente utilizzati per l'anestesia generale in sala operatoria. Il sevoflurano è associato a una diminuzione dell'infiammazione nei polmoni dei pazienti sottoposti a chirurgia toracica e ad una diminuzione delle complicanze polmonari postoperatorie, come l'ARDS7. Risultati simili sono stati trovati in una meta-analisi di pazienti dopo cardiochirurgia8. I volatili alogenati hanno anche un effetto broncodilatatore9,10 e forse alcune proprietà che proteggono diversi organi, come il cuore8,11 e i reni12,13,14. Recentemente, c'è stato un crescente interesse per l'uso clinico di anestetici per via inalatoria come sedativi nell'unità di terapia intensiva (ICU). Sia gli studi sugli animali che sull'uomo supportano gli effetti protettivi del pretrattamento con agenti alogenati prima dell'ischemia prolungata del fegato15,del cervello16o del cuore11. Gli agenti alogenati presentano anche potenziali vantaggi farmacocinetici e farmacodinamici rispetto ad altri agenti per via endovenosa per la sedazione di pazienti critici, tra cui una rapida insorgenza d'azione e un rapido offset dovuto al piccolo accumulo nei tessuti. Gli agenti alogenati per via inalatoria riducono i tempi di intubazione rispetto alla sedazione endovenosa nei pazienti sottoposti a cardiochirurgia17. Diversi studi supportano la sicurezza e l'efficacia degli agenti alogenati nella sedazione dei pazienti in terapia intensiva18,19,20. Nei modelli sperimentali di ARDS, il sevoflurano per via inalatoria migliora lo scambio gassoso21,22,riduce l'edema alveolare21,22,e attenua l'infiammazione sia polmonare che sistemica23. L'isoflurano migliora anche la riparazione polmonare dopo l'infortunio mantenendo l'integrità della barriera alveolare-capillare, possibilmente modulando l'espressione di una proteina chiave a giunzione stretta24,25,26. Inoltre, i macrofagi di topo che sono stati coltivati e trattati con isoflurano hanno avuto effetti fagocitici migliori sui neutrofili rispetto ai macrofagi che non sono stati trattati con isoflurano27.

Tuttavia, le precise vie e meccanismi biologici che rappresentano le proprietà protettive polmonari degli anestetici volatili rimangono in gran parte sconosciuti fino ad oggi, richiedendo ulteriori indagini18. Ulteriori studi sono inoltre giustificati per indagare gli effetti precisi del sevoflurano sulla lesione polmonare e per verificare se le prove sperimentali possono essere tradotte nei pazienti. Il primo studio di controllo randomizzato del nostro team ha rilevato che la somministrazione di sevoflurano per via inalatoria in pazienti con ARDS era associata a un miglioramento dell'ossigenazione e a una diminuzione dei livelli sia di citochine pro-infiammatorie che di marcatori di danno epiteliale polmonare, come valutato dai recettori solubili plasmatici e alveolari per i prodotti finali di glicazione avanzata (sRAGE)28 . Poiché sRAGE è ora considerato un marker di danno cellulare alveolare di tipo 1 e un mediatore chiave dell'infiammazione alveolare, questi risultati potrebbero suggerire alcuni effetti benefici del sevoflurano sulla lesione epiteliale alveolare polmonare21,29,30.

L'uso di agenti alogenati per la sedazione in terapia intensiva per via inalatoria ha richiesto a lungo l'impiego di ventilatori per anestesia in sala operatoria e vaporizzatori a gas in terapia intensiva. Da allora, i riflettori anestetici adatti all'uso con i moderni ventilatori per terapia intensiva sono stati sviluppati per un uso specifico nella terapia intensiva31. Questi dispositivi sono dotati di filtri modificati per lo scambio di calore e umidità inseriti tra il pezzo Y del circuito respiratorio e il tubo endotracheale. Consentono la somministrazione di agenti alogenati, con isoflurano e sevoflurano che sono i più frequentemente utilizzati, e sono costituiti da un'asta di evaporazione porosa in polipropilene, in cui viene rilasciato un agente liquido, erogato da una specifica pompa a siringa. L'agente alogenato viene assorbito durante la scadenza da un mezzo riflettente contenuto nel dispositivo e viene rilasciato durante l'ispirazione successiva, consentendo il ricircolo di circa il 90% dell'agente alogenato scaduto31,32. Recentemente, è stata sviluppata una versione miniaturizzata del dispositivo con uno spazio morto strumentale di 50 ml, rendendolo ancora più adatto per l'uso durante la ventilazione ultraprotettiva nei pazienti con ARDS, con volumi di marea che potrebbero essere fino a 200 mL31. Un tale dispositivo miniaturizzato non è mai stato studiato in un modello sperimentale di maialino di ARDS.

Poiché ricerche precedenti supportano i ruoli promettenti dei volatili alogenati nell'infiammazione alveolare polmonare e nelle lesioni durante l'ARDS, abbiamo progettato un modello animale sperimentale per ottenere una comprensione traslazionale dei meccanismi degli effetti degli agenti alogenati sulla lesione polmonare e sulla riparazione33,34,35. In questo studio, abbiamo sviluppato un modello di ARDS indotto da acido cloridrico (HCl) in suinetti in cui la sedazione inalatoria può essere somministrata utilizzando la versione miniaturizzata del dispositivo di conservazione degli anestetici, un dispositivo di tipo ICU. Questo grande modello animale di ARDS potrebbe essere utilizzato per approfondire la nostra comprensione dei potenziali effetti protettivi polmonari degli agenti alogenati inalati.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Il protocollo di studio è stato approvato dal Comitato etico animale del Ministère de l'Education Nationale francese, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (numero di approvazione 01505.03) prima di essere registrato presso preclinicaltrials.eu (Identificatore del registro pre-clinico PCTE0000129). Tutte le procedure sono state eseguite presso il Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Francia, in conformità con le linee guida Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)36.

1. Preparazione animale e anestesia

  1. Modalità maialino
    1. Assicurarsi che il protocollo sperimentale sia coerente con le linee guida per gli esperimenti sugli animali, compresi i principi 3R (sostituzione, riduzione e perfezionamento) e le normative nazionali / internazionali.
    2. Ottenere le approvazioni del comitato etico per la cura e l'uso di animali da esperimento presso l'istituzione competente prima di iniziare il protocollo.
    3. Utilizzare un maialino Landrace bianco maschio (2-4 mesi; peso 10-15 kg).
    4. Posizionare il suinetto in posizione supina dopo la premedicazione con azaperone intramuscolare (descritto al punto 1.2.2).
  2. Induzione dell'anestesia
    1. Limitare gli animali dall'avere cibo per la notte consentendo al contempo il libero accesso all'acqua.
    2. Somministrare la premedicazione ansiolitica al maialino usando azaperone intramuscolare (2 mg.kg-1) dietro l'orecchio.
    3. Applicare una pressione del dito sui tessuti molli della base auricolare del maialino per identificare la vena auricolare mediale e laterale.
    4. Inserire un catetere periferico per via endovenosa da 22 G nella vena auricolare mediale o laterale del maialino. Seguire con il catetere con un angolo superficiale di 45 ° attraverso la pelle e avanzare fino a quando il sangue appare attraverso il catetere.
    5. Indurre l'anestesia generale con propofol per via endovenosa (3 mg.kg-1) e sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Controllare la profondità dell'anestesia per mancanza di risposta al riflesso del pedale.
  3. Intubazione tracheale38,39
    1. Preparare il laringoscopio utilizzando una lama per laringoscopio Miller dritta di taglia 4.
    2. Passare il laringoscopio nella cavità faringea e premere la lingua con la lama del laringoscopio, rendendo visibile l'epiglottide.
    3. Visualizza l'apertura della laringe del maialino prima dell'intubazione orotracheale.
    4. Inserire un tubo endotracheale con polsino di diametro interno di 6 mm.
    5. Gonfiare il bracciale del tubo endotracheale per raggiungere una pressione del bracciale intorno a 20-30 cmH2O.
    6. Fissare il tubo endotracheale al naso del maialino con nastro chirurgico a micropori.
    7. Collegare al ventilatore e avviare la ventilazione meccanica seguendo le impostazioni descritte nella sezione 3.
  4. Manutenzione della sedazione
    1. Mantenere l'anestesia con infusione endovenosa continua di propofol (5 mg.kg-1.h-1) prima di lesioni polmonari indotte da acido. L'infusione di propofol sarà interrotta quando vengono avviati agenti alogenati.
    2. Aggiungere un'infusione endovenosa continua di remifentanil (10-20 μ g.kg−1.h−1 = 0.15–0.33 μ g.kg−1.min−1) per la gestione del dolore.
    3. Aggiungere infusione endovenosa continua di cisatracurio (0,2 mg.kg-1.h-1) per un blocco neuromuscolare.
    4. Mantenere la temperatura corporea del maialino a circa 38 °C utilizzando coperte calde.
    5. Monitorare l'attività dell'elettrocardiogramma, la saturazione periferica di ossigeno (SpO2)e la pressione arteriosa in modo continuo utilizzando un monitor esterno.
  5. Chirurgia
    1. Inserire l'accesso venoso centrale utilizzando un'esposizione chirurgica della vena giugulare interna destra e il metodo Seldinger per inserire un catetere da 3 lumen (7 francesi, 16 cm).
      1. Fai un'incisione cutanea della linea mediana sull'aspetto ventrale del collo, a 2 cm lateralmente dalla trachea. Utilizzare pinzetto chirurgico per sezionare i tessuti.
      2. Localizzare la vena giugulare interna (circa 1-2 cm di profondità, laterale all'arteria carotide interna) e, utilizzando l'ago (18 G, 6,35 cm), effettuare una puntura con orientamento in direzione craniocaudale.
      3. Con la mano, inserire il filo guida "J" (0,81 mm di diametro, 60 cm) attraverso l'ago. Rimuovere delicatamente l'ago e inserire rapidamente un catetere venoso con tre linee nella vena giugulare interna lungo il filo guida "J". Rimuovere il filo guida "J" mantenendo il catetere venoso in posizione.
      4. Aspirare il sangue attraverso ogni linea del catetere venoso per rimuovere l'aria dalle diverse linee e lavare con 5 ml di soluzione salina (0,9% NaCl) per risciacquare le tre linee.
      5. Suturare la pelle con un filo di sutura 3.0 non assorbibile seguendo il modello continuo di Lembert e fissare il catetere alla pelle con un singolo punto e tripli nodi su ogni perforazione laterale del catetere venoso centrale.
    2. Inserire una linea arteriosa attraverso l'esposizione chirurgica dell'arteria femorale destra e utilizzare il metodo Seldinger per inserire il catetere di termodiluizione (3-5 francese, 20 cm).
      1. Posizionare l'archetto anteriore destro del maialino in estensione.
      2. Fai un'incisione cutanea sulla zona inguinale destra del maialino. Utilizzare pinzetto chirurgico per sezionare i tessuti sottocutanei e muscolari.
      3. Localizzare l'arteria femorale destra palpando l'impulso femorale (circa 3-4 cm di profondità) e, utilizzando l'ago (19 G, 54 mm), effettuare una puntura con orientamento caudocranica.
      4. Inserire il filo guida "J" attraverso l'ago. Rimuovere delicatamente l'ago e inserire rapidamente un catetere arterioso nell'arteria femorale lungo il filo guida. Rimuovere il filo guida mantenendo il catetere in posizione.
      5. Rimuovere l'aria dal catetere arterioso e lavare con soluzione salina per risciacquare la linea.
      6. Suturare la pelle con un filo di sutura 3.0 non assorbibile seguendo il modello continuo di Lembert e fissare il catetere alla pelle con un singolo punto e tripli nodi su ogni perforazione laterale del catetere arterioso.
      7. Collegare il catetere a un tubo della linea arteriosa per consentire il recupero di campioni di sangue seriali e il monitoraggio emodinamico continuo (pressione arteriosa, indice cardiaco e acqua polmonare extravascolare, indicizzata al peso corporeo) con un dispositivo di monitoraggio della gittata cardiaca a contorno di impulsi.

2. Danno polmonare acuto indotto da acido

ATTENZIONE: Utilizzare guanti e occhiali durante questa fase per evitare qualsiasi rischio di contatto dell'acido con la pelle o gli occhi)

  1. Produrre 100 mL di HCl a 0,05 M e pH 1,4.
  2. Utilizzando il punto di riferimento anatomico dell'ultimo segmento dello sterno, misurare la distanza tra la punta del tubo endotracheale e la carina del maialino.
  3. Segna questa distanza con una penna nera su un catetere di aspirazione Ch14.
  4. Inserire il catetere di aspirazione attraverso il tubo endotracheale fino al punto di riferimento nero.
  5. Instillare delicatamente 4 mL.kg-1 (peso corporeo) di acido attraverso il catetere di aspirazione per oltre 3 minuti.
  6. Rimuovere il catetere di aspirazione.

3. Ventilazione meccanica

  1. Utilizzare la ventilazione a volume controllato su un ventilatore per terapia intensiva.
  2. Utilizzare un volume di marea di 6 mL.kg-1,una pressione positiva di fine espirazione (PEEP) di 5 cmH2O e una frazione di ossigeno inspirato (FiO2)del 40%.
  3. Regolare la frequenza respiratoria per mantenere l'anidride carbonica di fine marea tra 35 e 45 mmHg.
    NOTA: Sulla base di studi precedenti37,40, 41,lalesionepolmonare è considerata accertata quando la tensione arteriosa dell'ossigeno (PaO2)rispetto al FiO2 diminuisce al 25% rispetto al basale, circa 1 ora dopo l'instillazione di HCl nelle vie aeree.

4. Anestetici alogenati

NOTA: Iniziare la sedazione utilizzando anestetici alogenati (sevoflurano o isoflurano) una volta raggiunta la lesione polmonare indotta dall'acido. La sedazione endovenosa con propofol deve quindi essere interrotta.

  1. Riempimento della siringa (Figura 1A): Collegare l'adattatore di riempimento fornito dal produttore al flacone da 250 ml dell'agente alogenato e una siringa da 60 mL all'adattatore di riempimento. Capovolgere il flacone e riempire la siringa spingendo e tirando lo stantuffo. Girare il flacone in posizione verticale e rimuovere la siringa.
  2. Scavenging (Figura 1B)
    1. Posizionare il filtro a carbone, utilizzato per rimuovere i gas anestetici idrocarburici alogenati, vicino al ventilatore.
    2. Rimuovere il cappuccio protettivo dal filtro a carbone.
    3. Collegare il filtro a carbone alla valvola espiratoria del ventilatore con un tubo flessibile.
  3. Utilizzare il dispositivo di conservazione dell'anestetico (dispositivo utilizzato per la sedazione in terapia intensiva per via inalatoria) (Figura 1C) come descritto di seguito.
    1. Collegare la linea dell'essiccatore a membrana ionomerica alla porta di campionamento del gas del dispositivo di conservazione degli anestetici.
    2. Collegare un lato della linea di campionamento del gas alla linea dell'essiccatore a membrana ionomerica.
    3. Collegare l'altro lato della linea di campionamento del gas all'analizzatore di gas.
    4. Inserire il dispositivo di conservazione anestetico tra il pezzo Y del circuito respiratorio e il tubo endotracheale.
    5. Assicurarsi che il dispositivo di conservazione dell'anestetico abbia il lato nero verso l'alto e sia inclinato verso il maialino.
  4. Ingrogare la sedazione per via inalatoria attraverso il dispositivo di conservazione dell'anestetico (Figura 2).
    1. Posizionare la siringa specifica nella pompa della siringa.
    2. Collegare la linea dell'agente anestetico alla siringa.
    3. Innescare la linea dell'agente con un bolo di 1,5 ml dell'agente alogenato.
    4. Adattare la velocità iniziale della pompa in mL.h-1 (le impostazioni iniziali della velocità della pompa della siringa di isoflurano e sevoflurano sono rispettivamente 3 e 5 mL/h) alla frazione di sevo espira e scaduta (FEsevo) o al valore della frazione isoflurano scaduta (FEiso), come visualizzato sull'analizzatore di gas.
    5. Assicurarsi che l'analizzatore di gas visualizzi unvaloredi concentrazione alveolare minima F E sevo %–FEo equivalente pari a zero. Se necessario, somoziona un bolo supplementare di 0,3 ml dell'agente alogenato.
    6. Adattare la velocità della pompa della siringa necessaria per raggiungere una certa concentrazione a seconda del volume minuto e della concentrazione mirata, con velocità di 2-7 ml.h-1 e 4-10 ml.h-1 essendo, in generale, associate a frazioni scadute dello 0,2%-0,7% e dello 0,5% -1,4% rispettivamente per l'isoflurano42 e il sevoflurano28,43.
    7. Durante l'esperimento, continuare la somministrazione degli agenti alogenati con bersagli iso FEsevo e FErispettivamente di 0,8-1,1 e 0,5-0,8.

5. Misurazioni

  1. Monitoraggio
    1. Raccogliere diversi parametri misurati dal monitor esterno: frequenza cardiaca, pressione sanguigna e saturazione di ossigeno periferico.
    2. Registrare i parametri misurati dal ventilatore: volume di marea, frequenza respiratoria, PEEP impostato, auto-PEEP (applicando una manovra di tenuta espiratoria di 5 s sul ventilatore), conformità del sistema respiratorio, resistenza delle vie aeree, pressione di plateau inspiratoria (applicando una manovra di tenuta inspiratoria di 2 s sul ventilatore), pressione inspiratoria di picco e pressione di guida.
    3. Calcolare la capacità residua funzionale polmonare utilizzando il metodo Nitrogen Wash In/Wash Out se integrato nel ventilatore.
    4. Utilizzare l'indicatore termico precedentemente inserito nell'arteria femorale per misurare il volume d'acqua extravascolare dei polmoni, l'indice cardiaco e la resistenza vascolare sistemica.
  2. Campionamento del liquido edema polmonare non diluito per misurare il tasso netto di AFC.
    1. Inserire un catetere di aspirazione morbido 14 Fr in una posizione incuneata nel bronco distale attraverso il tubo endotracheale.
    2. Campione di liquido edema in una trappola di aspirazione applicando un'aspirazione delicata.
    3. Centrifugare tutti i campioni a 240 x g a 4 °C per 10 minuti in una centrifuga refrigerata.
    4. Raccogli i supernatanti.
      NOTA: La concentrazione totale di proteine nel liquido edema polmonare non diluito viene misurata con un metodo colorimetrico. Poiché il tasso di clearance del liquido edema dallo spazio alveolare è molto più veloce del tasso di rimozione delle proteine, il tasso netto di AFC è stato calcolato come Percentuale AFC = 100 × [1 - (proteina edema iniziale/proteina totale dell'edema finale)] e successivamente è stato riportato come %/h37. I campioni di liquido edema polmonare non diluito vengono raccolti dagli animali al basale e 4 ore dopo, come precedentemente descritto34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini campionamento di lavaggio broncoalveolare.
    1. Inserire un catetere di aspirazione morbido 14 Fr in una posizione incuneata in un bronco distale attraverso il tubo endotracheale.
    2. Instillare 50 ml di una soluzione di cloruro di sodio allo 0,9% nel catetere di aspirazione.
    3. Campionare prontamente il fluido in una trappola di aspirazione.
    4. Raccogli il mini lavaggio broncoalveolare.
      NOTA: La concentrazione totale di proteine in mini BAL viene misurata con un metodo colorimetrico e, ad esempio, i livelli di citochine proinfiammatorie, come TNF-α, IL-6, IL-1β e IL-18, sono misurati utilizzando un metodo di dosaggio immunologico multiplex. I campioni vengono raccolti 4 ore dopo la lesione polmonare indotta dall'acido.
  4. Analisi dei gas del sangue
    1. Raccogliere i gas del sangue arterioso attraverso la linea arteriosa in una siringa preimpostata BD da 3 ml con punta BD Luer-Lok al basale. Misurare immediatamente PaO2/ FiO2, PaCO2, pH, lattato sierico e creatinina sierica utilizzando un analizzatore di gas ematici point-of-care.
    2. Ripetere questo passaggio ogni ora per 4 ore dopo l'instillazione acida.
  5. Campionamento polmonare
    1. Sacrificare il maialino con un'iniezione endovenosa di pentobarbital (150 mg.kg-1) alla fine dell'esperimento (4 ore dopo la lesione polmonare indotta dall'acido).
    2. Sezionare e rimuovere tutti i polmoni. Fissare con formalina acetificata alcolica.
    3. Incorporare la paraffina e affettare a uno spessore di 10 μm.
    4. Macchiare con ematossilina ed eosina.
      NOTA: L'evidenza istologica della lesione polmonare può essere valutata utilizzando un punteggio standardizzatodi lesione istologica 50.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Per questo esperimento, 25 suinetti sono stati anestetizzati e divisi in due gruppi: 12 suinetti nel gruppo non trattato (gruppo SHAM) e 13 suinetti nel gruppo acido-leso (gruppo HCl). Nessun maialino è morto prima della fine dell'esperimento. Un'analisi bidirezionale a misure ripetute di varianza (RM-ANOVA) ha indicato un tempo significativo per interazione di gruppo (P < 10−4) con un effetto dannoso dell'ARDS indotta da HCl su PaO2/ FiO2, rispetto agli animali finti senza ARDS (Figura 3). Una differenza significativa tra i gruppi è stata osservata nei livelli di liquido edema polmonare non diluito della proteina totale misurata dopo 4 ore di ventilazione meccanica (P < 10-4). L'ARDS indotta da HCl è stata associata ad un aumento della proteina BAL rispetto agli animali finti (Figura 4). Un RM-ANOVA bidirezionale ha indicato un tempo significativo per interazione di gruppo (P < 10−4) con ARDS indotta da HCl associata ad un aumento dell'acqua polmonare extravascolare, rispetto agli animali finti senza ARDS (Figura 5A). I valori di gittata cardiaca e resistenza vascolare sistemica sono riportati rispettivamente nella Figura 5B e nella Figura 5C. Le frazioni inspiratorie ed espiratorie di sevoflurano misurate in tutti gli animali sono riportate nella Figura 6e l'evidenza macroscopica di danno polmonare istologico è mostrata nella Figura 7.

Figure 1
Figura 1: Illustrazione del set up necessario per somministrare la sedazione con agenti volatili alogenati utilizzando il dispositivo di conservazione anestetica. (A) Riempire la siringa specifica con l'adattatore del flacone. (B) Scavenging degli agenti alogenati utilizzando il filtro a carbone di scavenging. (C) Assemblaggio sia della pompa a siringa che dell'analizzatore di gas con il dispositivo di conservazione dell'anestetico da utilizzare insieme al ventilatore. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2: Rappresentazione schematica del collegamento del dispositivo di conservazione anestetico al circuito respiratorio del ventilatore. Ciò include l'integrazione del modulo per misurare la capacità residua funzionale polmonare. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3: Misurazione dell'alterazione dell'ossigenazione arteriosa. (A) Evoluzione della tensione arteriosa dell'ossigeno (PaO2) in frazione di ossigeno inspirato (FiO2) rapporto nei suinetti non trattati (gruppo SHAM, N = 12) e nei suinetti acido-dannosi (gruppo HCl, N = 13) durante un periodo di 4 ore. (B) Evoluzione del delta di PaO2/FiO2 in un punto temporale specifico e di PaO2/FiO2 a H0 in suinetti non trattati (gruppo SHAM, N = 12) e suinetti acido-leso (gruppo HCl, N = 13). I valori sono espressi in mmHg e rappresentati come mezzi, con barre di errore che rappresentano errori standard dei mezzi. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4: Misure dell'alterazione della permeabilità della membrana alveolare-capillare. Livelli mini broncoalveolari (BAL) di proteine totali a 4 ore in suinetti non trattati (gruppo SHAM, N = 12) e suinetti acido-danneggiati (gruppo HCl, N = 13). I valori sono espressi in g.L-1 e rappresentati come mezzi, con barre di errore che rappresentano errori standard delle medie. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 5
Figura 5: Misure fornite dalla termodiluizione transpolmonare. (A) Edema polmonare, valutato con acqua polmonare extravascolare. (B) Gittata cardiaca. (C) Resistenza vascolare sistemica. La termodiluizione transpolmonare è stata eseguita in suinetti non trattati (gruppo SHAM, N = 12) e suinetti con danno acido (gruppo HCl, N = 13) utilizzando un monitor della gittata cardiaca a contorno di impulsi. I valori sono espressi rispettivamente in mL.kg-1, L.min-1, dynes.s.cm-5, e sono riportati come mezzi, con barre di errore che rappresentano errori standard delle medie. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 6
Figura 6: Misurazioni delle frazioni scadute di agenti alogenati, sevoflurano e isoflurano. (A) Frazioni di sevoflurano scadute (FEsevoflurano) e ispirate (FIsevoflurano) durante il periodo di studio di 4 ore. (B) Frazioni isoflurano scadute (isoflurano FE)e ispirate (isoflurano FI)durante il periodo di studio di 4 ore. I valori sono espressi in % e rappresentati come mezzi, con barre di errore che rappresentano errori standard dei mezzi. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 7
Figura 7: Valutazione macroscopica dell'intero polmone dopo il periodo di studio di 4 ore. (A) Polmone intero di un suinetto non trattato (gruppo SHAM). (B) Polmone intero di un suinetto acido-leso (gruppo HCl). La lesione polmonare macroscopica, con emorragia e congestione visibili, è evidente nelle parti rosse del polmone (frecce bianche). Valutazione istologica del polmone dopo il periodo di studio di 4 ore. (C) Fetta istologica del polmone di un suinetto non trattato (gruppo SHAM). (D) Fetta istologica del polmone di un suinetto acido-leso (gruppo HCl). L'evidenza istologica di danno polmonare era una maggiore cellularità costituita principalmente da neutrofili (punte di freccia nere), con più aree di atelettasia e aumento della distruzione alveolare, membrane ialine, detriti proteici, emorragia (freccia bianca) e ispessimento della parete alveolare (frecce nere). Barre di scala uguali a 100 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Questo articolo descrive un modello sperimentale riproducibile di ARDS indotto dall'instillazione intratracheale di HCl nei suinetti per studiare gli effetti protettivi polmonari di sostanze volatili alogenate, come il sevoflurano o l'isoflurano, somministrate utilizzando un dispositivo di conservazione anestetica.

L'obiettivo principale di questo studio era quello di sviluppare un modello sperimentale di ARDS in cui gli agenti volatili potessero essere somministrati da un dispositivo di conservazione anestetica, come quelli utilizzati nei pazienti in terapia intensiva. Sebbene alcuni effetti degli agenti alogenati siano stati precedentemente studiati in modelli animali, la forza del nostro modello è che si tratta di un modello traslazionale clinicamente rilevante per approfondire la nostra comprensione di tali effetti. Un altro vantaggio di questo modello è che lesioni polmonari sostanziali possono essere indotte in animali più grandi dei topi con bassa mortalità nel tempo. In effetti, una considerazione importante nella scelta di un modello animale di ARDS dovrebbe essere la questione sperimentale da affrontare51. In un modello murino, le tecniche sperimentali per indurre lesioni polmonari, come l'acido oleico52per via endovenosa, la deplezione di tensioattivi indotta dal lavaggio40e la ventilazione meccanica ad alto allungamento53,possono indurre lesioni intensive in un arco di tempo da ore a giorni, ma non consentono lo studio della riparazione / risoluzione delle lesioni polmonari. Inoltre, alcune sfide del modello animale (ad esempio, volumi di marea estremamente grandi in alcuni modelli di lesioni polmonari indotte da ventilatori) possono essere estreme, in modo tale da non essere rappresentative della gamma di condizioni presenti negli esseri umani con ARDS. Al contrario, modelli come l'endotossina intratracheale54 possono consentire lo studio di alcuni aspetti della risoluzione dell'infiammazione e dei processi fibrotici che possono verificarsi a seguito di ARDS clinico, ma non producono l'ipossiemia sostanziale che è un prerequisito per una diagnosi della sindrome51. Per caratterizzare meglio i loro effetti specifici, le terapie dovrebbero probabilmente essere testate in più modelli, poiché nessuno riproduce sufficientemente l'eterogeneità di ARDS55.

Il nostro modello ha alcune limitazioni intrinseche. In primo luogo, poiché abbiamo eutanasizzato gli animali 4 ore dopo l'insorgenza sperimentale dell'ARDS, abbiamo raccolto i parametri solo durante la fase iniziale dell'ARDS. Sono necessarie strutture più elaborate, come "ICUS animale", per studiare le fasi successive dell'ARDS nei suinetti. In secondo luogo, durante gli esperimenti in corso, abbiamo valutato solo il grado di lesione polmonare utilizzando un indice di ossigenazione arteriosa, come PaO2/ FiO2. Tuttavia, la maggior parte delle caratteristiche dell'ARDS sperimentale erano presenti quando in precedenza abbiamo riportato l'uso di questo modello ARDS37indotto da acido. Per migliorare il nostro modello, potrebbe essere interessante aggiungere misure non invasive del grado di lesione polmonare, determinato, ad esempio, utilizzando la tomografia a impedenza elettrica o l'ecografia polmonare56. In terzo luogo, riportiamo solo l'uso di un "modello one-hit" per indurre lesioni polmonari nei suinetti, mentre i modelli in cui viene indotto più di uno stimolo di incitamento per lesioni polmonari sono probabilmente più riflessivi della situazione umana patologica, in cui un singolo stimolo di incitamento è raramente presente ("ipotesi a due colpi")51. Da questo punto di vista, la lesione polmonare indotta dal ventilatore potrebbe, ad esempio, essere aggiunta al nostro modello per produrre un ulteriore colpo, e questo modello può essere combinato con altri "colpi" dannosi se necessario per indagare scenari clinici più complessi che coinvolgono molteplici caratteristiche della fisiopatologia ARDS, come la lesione endoteliale polmonare, l'attivazione del macrofago alveolare e gli effetti dell'emoglobina57senza cellule , tra gli altri58. In quarto luogo, non abbiamo testato altri agenti alogenati come il desflurano. In effetti, abbiamo usato solo isoflurano e sevoflurano per la sedazione per via inalatoria nei suinetti perché sono più frequentemente utilizzati nella pratica clinica in terapia intensiva, almeno in Europa e in alcune altre aree del mondo.

Il modello suino ha contribuito a significativi progressi nella ricerca sperimentale negli ultimi decenni ed è diventato un ponte traslazionale sempre più importante tra i tradizionali modelli di piccoli animali da laboratorio e la medicina umana. Uno dei principali vantaggi dell'utilizzo di modelli sperimentali in animali di grandi dimensioni è quello di consentire indagini che comportano la ventilazione degli animali nel tempo. Tuttavia, tali modelli possono essere estremamente costosi e talvolta possono richiedere la disponibilità di una terapia intensiva per animali. Inoltre, la limitata disponibilità di alcuni reagenti molecolari nei suini è una limitazione importante. Gli studi su animali più piccoli, come topi, ratti o conigli, sono stati molto utili nello studio dei percorsi individuali, ma la generalizzabilità dei risultati per l'uomo sembra limitataa 59. Studi più ampi sugli animali possono fornire valutazioni mirate dei principali percorsi fisiologici e molecolari e possono essere utilizzati per testare nuove terapie nell'uomo, come la sedazione con agenti alogenati. Inoltre, le dimensioni degli animali supportano l'uso di cateteri clinicamente usati, tubi endotracheali, ventilatori e monitor che non sono completamente disponibili per l'uso nei mammiferi più piccoli. In effetti, gli importanti vantaggi dell'utilizzo di modelli sperimentali con animali di grandi dimensioni includono la possibilità di prelevare più campioni di sangue longitudinale ed eseguire analisi dei gas ematici nel tempo. Inoltre, il monitoraggio emodinamico invasivo potrebbe essere utilizzato come termodiluizione transpolmonare con un dispositivo di monitoraggio della gittata cardiaca a contorno di impulsi, consentendo lo studio del grado di edema alveolare misurando l'acqua polmonare extravascolare, un parametro altamente rilevante nell'alterazione della barriera alveolare-capillare durante ARDS51. Tuttavia, è necessaria cautela quando i dati a parte le dimensioni vengono interpretati da modelli animali, perché esistono importanti differenze anatomiche, fisiologiche e immunologiche tra le specie animali. I modelli animali potrebbero avere differenze anatomiche che avranno un impatto sulla ricerca e sulla traduzione per gli esseri umani. Infatti, molti animali, come topi o conigli, hanno un mediastino incompleto e sottili membrane viscerali, vietando, ad esempio, l'uso della pleura controlaterale come controllo. Tuttavia, gli animali più grandi (ad esempio, pecore o maiali) hanno una cavità pleurica attorno a ciascun polmone e una spessa pleura viscerale simile a quella degliumani 60.

La somministrazione di anestetici volatili ai pazienti in terapia intensiva è stata sempre più studiata nell'ultimo decennio, soprattutto a causa dello sviluppo di dispositivi dedicati basati sulla riflessione o su un sistema circolare. Tali dispositivi possono essere inseriti in qualsiasi circuito di ventilazione meccanica per somministrare i due agenti più frequentemente utilizzati in terapia intensiva, il sevoflurano e l'isoflurano61. A causa delle loro proprietà ipnotiche, broncodilatatorie e anticonvulsivanti, gli agenti alogenati sono stati utilizzati per lungo tempo in terapia intensiva per gestire i pazienti con stato refrattario asmatico, stato epilettico e scenari di sedazione complessi con elevati requisiti di sedazione, come ustioni, dolore cronico, interventi chirurgici ad alto rischio o una storia di abuso di droghe. Sebbene le recenti linee guida internazionali non raccomandino l'uso di agenti volatili per la gestione del dolore procedurale62, gli anestetici alogenati sono sempre più popolari in Europa e sono considerati un'opzione fattibile per la sedazione nelle linee guida tedesche63del 2015, soprattutto se sono necessari brevi tempi di sveglia. Potenziali proprietà terapeutiche di protezione degli organi finali attraverso i meccanismi citoprotettivi e antinfiammatori64 degli anestetici volatili hanno attirato l'attenzione di ricercatori e medici. In effetti, il loro uso emergente nelle unità di terapia intensiva ha spianato la strada allo studio dei loro potenziali benefici nei pazienti con ARDS. L'ARDS rappresenta la forma ultima e più grave di disfunzione degli organi polmonari, nonché una grande sfida per i pazienti, le loro famiglie, gli operatori sanitari di varie discipline e i sistemi sanitari quando si prendono cura di pazienti in condizioni critiche, specialmente in alcune circostanze eccezionali, come durante l'attuale pandemia di COVID-1965,66,67 . Al di là degli attuali sforzi per trovare terapie antivirali specifiche, il miglioramento delle cure di supporto e delle opzioni di trattamento per i pazienti con ARDS correlato a COVID-19 è, quindi, di grande importanza65,68,69. Da questo punto di vista, il razionale a supporto della sedazione per via inalatoria con sevoflurano o isoflurano come un modo per migliorare la permeabilità epiteliale polmonare, per diminuire la risposta infiammatoria e, potenzialmente, per migliorare gli esiti dei pazienti è forte. Inoltre, diversi modelli non umani hanno dimostrato che un agente anestetico volatile, come il sevoflurano per via inalatoria, migliora lo scambio gassoso21,70,71,riduce l'edema alveolare22e diminuisce i livelli di citochine pro-infiammatorie72,73. Questi effetti potrebbero essere spiegati dal ripristino della funzione epiteliale polmonare e dagli effetti immunomodulatori dell'agente alogenato. In un precedente studio pilota randomizzato di controllo, l'uso di un agente alogenato, come il sevoflurano, per sedare i pazienti con ARDS in terapia intensiva ha migliorato l'ossigenazione e diminuito i livelli di un marcatore di danno epiteliale polmonare e di alcune citochine pro-infiammatorie (interleuchina [IL]-1β, IL-6 e IL-8 e fattore di necrosi tumorale-α) rispetto alla sedazione endovenosa28 . Questi risultati rafforzano l'effetto protettivo del sevoflurano sull'infiammazione e sulla riduzione della lesione epiteliale o sul miglioramento dell'AFC, come valutato da sRAGE34plasmatico.

Comprendere i meccanismi biologici e le vie fisiopatologiche coinvolte nel danno polmonare acuto e la sua risoluzione sotto sedazione per via inalatoria con agenti alogenati richiede l'uso di modelli sperimentali e preclinici. Sebbene gli studi in vitro rappresentino un passo importante nella descrizione di questi meccanismi74, gli esperimenti in vivo sono fondamentali prima che i risultati possano essere estrapolati al contesto clinico. Inoltre, in questo modello animale di grandi dimensioni, gli agenti alogenati potrebbero essere somministrati utilizzando lo stesso dispositivo di conservazione anestetica degli esseri umani. Infatti, i dispositivi basati sulla riflessione o su un sistema circolare, che sono entrambi disponibili per i pazienti in alcuni paesi, non hanno equivalenti specifici disponibili per piccoli animali, come topi, ratti o conigli. Di conseguenza, quando i ricercatori vogliono somministrare agenti alogenati agli animali, devono scegliere tra pre o post-esposizione ad agenti alogenati, di solito tramite induzione della camera di anestesia per un tempo più o meno lungo senza ventilazione meccanica specifica durante questo periodo75. Questo modello di suinetto consente la riproduzione specifica delle stesse condizioni di trattamento dei pazienti in terapia intensiva con ARDS, cioè la somministrazione di agenti alogenati, come il sevoflurano, oltre a fornire ventilazione meccanica protettiva polmonare con bassi volumi di marea e PEEP. È interessante notare che il nostro modello ha riportato l'uso della recente versione miniaturizzata del dispositivo di conservazione dell'anestetico per somministrare sevoflurano per la prima volta nei suinetti, consentendo così di impostare volumi di marea più piccoli e ulteriore spazio morto strumentale rispetto alla versione precedente del dispositivo. Inoltre, oltre a somministrare sostanze volatili alogenate, questo modello di ARDS acido-indotto potrebbe essere utile nello studio di percorsi specifici, come quelli coinvolti nella lesione epiteliale polmonare e nella sua riparazione37.

In conclusione, questo modello sperimentale di ARDS nei suinetti presenta notevoli vantaggi rispetto a quelli esistenti. Questi includono una rapida insorgenza (entro 1 ora in generale), una buona riproducibilità e stabilità nel tempo, un basso tasso di mortalità e, soprattutto, l'uso di un dispositivo clinicamente rilevante per fornire sedazione in terapia intensiva per via inalatoria, consentendo così nuovi approcci traslazionali allo studio degli effetti degli agenti alogenati nell'ARDS.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Acknowledgments

Gli autori desiderano ringraziare lo staff del GreD, dell'Université Clermont Auvergne e del Centre International de Chirurgie Endoscopique (tutti a Clermont-Ferrand, Francia).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mm Covidien 18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm) Arrow CV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm) Getinge Pulsion Medical System catheter
Warm blankets WarmTouch5300 MedTronic 5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40 Phillips MNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis System Siemens 20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor Getinge Pulsion Medical System PulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström Carestation General Electrics Engström
Halogenated anesthetics
Anaconda Syringe SedanaMedical 26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-S SedanaMedical 26050
Charcoal filter FlurAbsorb SedanaMedical 26096
Filling Adaptaters SedanaMedical 26042
Ionomer membrane dryer line Nafion SedanaMedical 26053
Products
Propofol Mylan 66617123
Isoflurane Virbac QN01AB06
Cisatracurium Mylan 69252651
Pentobarbital PanPharma 68942457
Sevoflurane Abbvie N01AB08
Sufentanil Mylan 62404996

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Tags

Medicina Numero 163 modello suino sevoflurano isoflurano agenti alogenati lesioni polmonari nuove terapie ARDS
Somministrazione di agenti alogenati in modelli suini di sindrome da distress respiratorio acuto tramite un dispositivo di tipo unità di terapia intensiva
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Blondonnet, R., Paquette, B.,… More

Blondonnet, R., Paquette, B., Audard, J., Guler, R., Roman, F. X., Zhai, R., Belville, C., Blanchon, L., Godet, T., Futier, E., Bazin, J. E., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device. J. Vis. Exp. (163), e61644, doi:10.3791/61644 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter