Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Доставка галогенированного агента в свиной модели острого респираторного дистресс-синдрома через устройство типа отделения интенсивной терапии

Published: September 24, 2020 doi: 10.3791/61644
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 2, 2, 2, 1, 1,2, 1, 3, 2,4, 1,2,5
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

Summary

Описана модель вызванного соляной кислотой острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС) у поросят, получающих сидацию галогенированными агентами, изофлураном и севофлураном, через устройство, используемое для ингаляционной усвоения интенсивной терапии. Эта модель может быть использована для исследования биологических механизмов галогенированных агентов при повреждении и восстановлении легких.

Abstract

Острый респираторный дистресс-синдром (ОРДС) является распространенной причиной гипоксемической дыхательной недостаточности и смерти у тяжелобольных пациентов, и существует острая необходимость в поиске эффективных методов лечения. Доклинические исследования показали, что ингаляционные галогенированные агенты могут оказывать благотворное влияние на животные модели ОРДС. Разработка новых устройств для введения галогенированных агентов с использованием современных аппаратов ИВЛ для отделений интенсивной терапии (ОИТ) значительно упростила выдачу галогенированных агентов пациентам ОИТ. Поскольку предыдущие экспериментальные и клинические исследования предполагали потенциальную пользу галогенированных летучих веществ, таких как севофлуран или изофлуран, для повреждения и воспаления альвеолярных эпителий легких, двух патофизиологических ориентиров диффузного альвеолярного повреждения во время ОРДС, мы разработали животную модель, чтобы понять механизмы воздействия галогенированных агентов на повреждение и восстановление легких. После общей анестезии, интубации трахеи и начала искусственной вентиляции легких ОРДС индуцировали у поросят путем внутритрахеальной инстилляции соляной кислоты. Затем поросят усыпляли ингаляционным севофлураном или изофлураном с помощью устройства типа ОИТ, а животных вентилировали с помощью защитной легкой механической вентиляции в течение 4-х ч. В течение периода исследования были собраны образцы крови и альвеолярных артерий для оценки артериальной оксигенации, проницаемости альвеолярно-капиллярной мембраны, клиренса альвеолярной жидкости и воспаления легких. Параметры механической вентиляции также собирались на протяжении всего эксперимента. Хотя эта модель индуцировала заметное снижение артериальной оксигенации с измененной альвеолярно-капиллярной проницаемостью, она воспроизводима и характеризуется быстрым началом, хорошей стабильностью с течением времени и отсутствием смертельных осложнений.

Мы разработали модель кислотной аспирации поросят, которая воспроизводит большинство физиологических, биологических и патологических особенностей клинического ОРДС, и это будет полезно для дальнейшего понимания потенциальных защитных эффектов галогенированных агентов, доставляемых через устройства, используемые для ингаляционной сакации ОИТ.

Introduction

Острый респираторный дистресс-синдром (ОРДС) является частой причиной гипоксемической дыхательной недостаточности и смерти у тяжелобольныхпациентов1. Характеризуется как диффузными альвеолярными эпителиальными, так и эндотелиальными повреждениями, приводящими к повышенной проницаемости и отеку легких, изменению клиренса альвеолярной жидкости (АФК) и ухудшению дыхательной недостаточности2. Резорбция альвеолярного отека и восстановление после ОРДС требуют переноса эпителиальной жидкости через альвеолы, чтобы оставаться неповрежденной, что говорит о том, что терапия, улучшая АФК, может быть полезна3,4. Хотя вентиляция легких и ограничительная стратегия внутривенной жидкостной терапии оказались полезными для улучшения исходов2,5,они по-прежнему связаны с высокой смертностью и заболеваемостью6. Поэтому существует острая необходимость в разработке эффективных методов лечения синдрома и в лучшем понимании точных механизмов, с помощью которых такие методы лечения могут работать.

Галогенированные анестетики, такие как изофлуран или севофлуран, широко используются для общей анестезии в операционной. Севофлуран связан с уменьшением воспаления в легких пациентов, перенесших торакальное хирургическое вмешательство, и с уменьшением послеоперационных легочных осложнений, таких как ОРДС7. Аналогичные результаты были обнаружены при мета-анализе пациентов после кардиохирургии8. Галогенированные летучие вещества также обладают бронходилататорным эффектом9,10 и, возможно, некоторыми свойствами, которые защищают несколько органов, таких как сердце8,11 и почки12,13,14. В последнее время растет интерес к клиническому использованию ингаляционных анестетиков в качестве седативных средств в отделении интенсивной терапии (ОИТ). Исследования на животных и людях подтверждают защитные эффекты предварительной обработки галогенированными агентами перед длительной ишемией печени15,мозга16или сердца11. Галогенированные агенты также обладают потенциальными фармакокинетическими и фармакодинамическими преимуществами по сравнению с другими внутривенными агентами для усвоения тяжелобольных пациентов, включая быстрое начало действия и быструю компенсацию из-за небольшого накопления в тканях. Ингаляционные галогенированные средства уменьшают время интубации по сравнению с внутривенной седализацией у пациентов, перенесших кардиохирургию17. Несколько исследований подтверждают безопасность и эффективность галогенированных средств при купации пациентов ОИТ18,19,20. В экспериментальных моделях ОРДС ингаляционный севофлуран улучшает газообмен21,22,уменьшает альвеолярный отек21,22и смягчает как легочное, так и системное воспаление23. Изофлуран также смягчает восстановление легких после травмы, поддерживая целостность альвеолярно-капиллярного барьера, возможно, модулируя экспрессию ключевого белка плотного соединения24,25,26. Кроме того, мышиные макрофаги, которые культивировали и лечили изофлураном, имели лучшее фагоцитарные эффекты на нейтрофилы, чем макрофаги, которые не лечились изофлураном27.

Однако точные биологические пути и механизмы, учитывающие легочные защитные свойства летучих анестетиков, остаются в значительной степени неизвестными на сегодняшний день, требуя дальнейшего изучения18. Дополнительные исследования также необходимы для изучения точного влияния севофлурана на повреждение легких и проверки того, могут ли экспериментальные данные быть переведены пациентам. Первое рандомизированное контрольное исследование от нашей команды показало, что введение ингаляционного севофлурана пациентам с ОРДС было связано с улучшением оксигенации и снижением уровня как провоспалительных цитокинов, так и маркеров повреждения эпителия легких, оцениваемых плазменными и альвеолярными растворимыми рецепторами для конечных продуктов прогрессирования гликирования (sRAGE)28 . Поскольку sRAGE в настоящее время рассматривается как маркер повреждения клеток альвеолярного типа 1 и ключевой медиатор альвеолярного воспаления, эти результаты могут свидетельствовать о некоторых полезных эффектах севофлурана на повреждение альвеолярного эпителия легких21,29,30.

Использование галогенированных агентов для ингаляционной сакации оит уже давно требует развертывания в отделении интенсивной терапии анестезии в операционной и испарителей газа. С тех пор анестетики-отражатели, подходящие для использования с современными аппаратами ИВЛ интенсивной терапии, были разработаны для специального использования в отделении интенсивной терапии31. Эти устройства оснащены модифицированными тепло- и влагообменными фильтрами, вставленными между Y-частью дыхательного контура и эндотрахеальной трубкой. Они позволяют ввести галогенированные агенты, наиболее часто используемыми изофлураном и севофлураном, и они состоят из пористого полипропиленового испарителя, в который высвобождается жидкий агент, доставляемый специфическим шприцевым насосом. Галогенированный агент поглощается во время истечения срока годности отражающей средой, содержащейся в устройстве, и высвобождается при следующем вдохе, что позволяет рециркуляцию приблизительно 90% просроченного галогенированного агента31,32. Недавно была разработана миниатюрная версия устройства с инструментальным мертвым пространством 50 мл, что делает его еще более подходящим для использования во время ультразащитной вентиляции у пациентов с ОРДС, с приливными объемами, которые могут составлять всего 200 мл31. Такое миниатюрное устройство никогда не изучалось в экспериментальной модели поросенка ОРДС.

Поскольку предыдущие исследования подтверждают многообещающую роль галогенированных летучих веществ в альвеолярном воспалении и повреждении легких во время ОРДС, мы разработали экспериментальную модель на животных для достижения трансляционного понимания механизмов воздействия галогенированных агентов на повреждение легких и восстановление33,34,35. В этом исследовании мы разработали модель ОРДС, индуцированного соляной кислотой (HCl), у поросят, у которых ингаляционная зедания может быть доставлена с использованием миниатюрной версии устройства сохранения анестетика, устройства типа ICU. Эта большая животная модель ОРДС может быть использована для дальнейшего понимания потенциальных защитных эффектов легких ингаляционных галогенированных агентов.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Протокол исследования был одобрен Комитетом по этике животных Министерства национального образования Франции, высшего образования и исследований (номер одобрения 01505.03) перед регистрацией в preclinicaltrials.eu(доклинический регистрационный идентификатор PCTE0000129). Все процедуры были выполнены в Международном центре хирургии эндоскопии, Университет Клермон Овернь,Клермон-Ферран, Франция, в соответствии с руководящими принципами Исследования на животных: отчетность экспериментов in vivo (ARRIVE)36.

1. Подготовка и анестезия животных

  1. Режим поросенка
    1. Обеспечить, чтобы экспериментальный протокол соответствовал руководящим принципам для экспериментов на животных, включая принципы 3R (замена, сокращение и уточнение) и национальные/международные правила.
    2. Получить одобрение от комитета по этике по уходу и использованию подопытных животных в соответствующем учреждении до начала протокола.
    3. Используйте самца белого поросенка ландраса (2–4 месяца; вес 10–15 кг).
    4. Поместите поросенка в положение лежа на спине после премедикации с помощью внутримышечного азаперона (описано в 1.2.2).
  2. Индукция анестезии
    1. Ограничьте животных от еды на ночь, разрешив свободный доступ к воде.
    2. Вводят анксиолитическую премедикацию поросенку с помощью внутримышечного азаперона (2 mg.kg-1)за ухом.
    3. Нанесите пальцевое давление на мягкие ткани ушного основания поросенка для выявления медиаальной и латеральной ушной вен.
    4. Вводят периферический внутривенный катетер 22 Г в медиальную или латеральную ушную вену поросенка. Затем следует с катетером под неглубоким углом 45° через кожу и продвигается, пока кровь не появится через катетер.
    5. Вызывают общую анестезию внутривенным введением пропофола (3mg.kg-1)и суфентанила (0,3 мкм g.kg-1)37. Проверьте глубину анестезии по отсутствию реакции на педальный рефлекс.
  3. Интубация трахеи38,39
    1. Подготовьте ларингоскоп с помощью 4-го размера прямого лезвия ларингоскопа Миллера.
    2. Пройдите ларингоскопом в глотковую полость и прижмите язык лопаткой ларингоскопа, сделав надгортанник видимым.
    3. Визуализируйте отверстие гортани поросенка перед оротрахеальной интубацией.
    4. Вставьте эндотрахеальную трубку с манжетами внутреннего диаметра 6 мм.
    5. Надувают манжету эндотрахеальной трубки, чтобы достичь давления манжеты около 20–30 смН2О.
    6. Закрепите эндотрахеальную трубку на носу поросенка с помощью микропорной хирургической ленты.
    7. Подключитесь к вентилятору и запустите механическую вентиляцию в соответствии с настройками, описанными в разделе 3.
  4. Обслуживание сикации
    1. Поддерживать анестезию с непрерывной внутривенной инфузией пропофола (5 mg.kg-1ч-1)перед кислотно-индуцированным повреждением легких. Инфузия пропофола будет прекращена при начале работы галогенированных агентов.
    2. Добавляют непрерывную внутривенную инфузию ремифентанила (10–20 мк g.kg−1,ч−1 = 0,15–0,33 мкм g.kg−1мин−1)для лечения боли.
    3. Добавляют непрерывную внутривенную инфузию цизатракурия (0,2 mg.kg-1,ч-1)для нервно-мышечной блокады.
    4. Поддерживайте температуру тела поросенка примерно на уровне 38 °C с помощью теплых одеял.
    5. Мониторинг активности электрокардиограммы, насыщения периферическим кислородом (SpO2)и артериального давления непрерывно осуществляется с помощью внешнего монитора.
  5. Хирургия
    1. Вставить центральный венозный доступ с помощью хирургического воздействия правой внутренней яремной вены и метода Зельдингера для введения 3-люменного катетера (7 французских, 16 см).
      1. Сделать кожный разрез средней линии на вентральном аспекте шеи, в 2 см латерально от трахеи. Используйте хирургические щипцы для рассечения тканей.
      2. Локализовать внутреннюю яремную вену (примерно 1–2 см глубиной, латерально к внутренней сонной артерии) и, используя иглу (18 г, 6,35 см), сделать пункцию с краниокаудальным направлением ориентации.
      3. Рукой вставьте направляющую проволоку «J» (диаметр 0,81 мм, 60 см) через иглу. Аккуратно извлеките иглу и быстро вставьте венозный катетер с тремя линиями во внутреннюю яремную вену вдоль направляющей проволоки «J». Снимите направляющую проволоку «J», сохраняя венозный катетер на месте.
      4. Аспирировать кровь через каждую линию венозного катетера для удаления воздуха из разных линий и промыть 5 мл физиологического раствора (0,9% NaCl) для промывания трех линий.
      5. Зашить кожу нерассасывающейся шовной нитью 3.0 по непрерывному рисунку Лемберта и зафиксировать катетер к коже одним швом и тройными узлами на каждой боковой перфорации центрального венозного катетера.
    2. Вставить артериальную линию путем хирургического воздействия на правую бедренную артерию и использовать метод Селдингера для введения терморазводного катетера (3–5 французских, 20 см).
      1. Поместите правую правую передисок поросенка в расширение.
      2. Сделайте кожный разрез на правом паховом участке поросенка. Используйте хирургические щипцы для рассечения подкожной и мышечной клетчатки.
      3. Локализовать правую бедренную артерию путем пальпации бедренного пульса (примерно 3–4 см глубиной) и, используя иглу (19 G, 54 мм), сделать пункцию с ориентацией каудокраниального направления.
      4. Вставьте направляющую проволоку "J" через иглу. Аккуратно извлеките иглу и быстро вставьте артериальный катетер в бедренную артерию вверх по направляющей проволоке. Снимите направляющую проволоку, сохраняя катетер на месте.
      5. Удалите воздух из артериального катетера и промойте физиологическим раствором, чтобы промыть линию.
      6. Зашить кожу нерассасывающейся шовной нитью 3.0 по непрерывному рисунку Лемберта и закрепить катетер к коже одним швом и тройными узлами на каждой боковой перфорации артериального катетера.
      7. Подключите катетер к трубке артериальной линии, чтобы обеспечить получение серийных образцов крови и непрерывный гемодинамический мониторинг (артериальное давление, сердечный индекс и внесосудистая легочная вода, индексируемая по массе тела) с помощью прибора для мониторинга контура пульса сердечного выброса.

2. Кислотно-индуцированное острое повреждение легких

ВНИМАНИЕ: Используйте перчатки и очки во время этого шага, чтобы избежать любого риска контакта кислоты с кожей или глазами)

  1. Внесите 100 мл HCl при 0,05 М и рН 1,4.
  2. Используя анатомический ориентир последнего сегмента грудины, измерьте расстояние между кончиком эндотрахеальной трубки и килем поросенка.
  3. Отметьте это расстояние черной ручкой на всасываемом катетере Ch14.
  4. Вставьте всасывающий катетер через эндотрахеальную трубку до черного ориентира.
  5. Осторожно закапывают 4 mL.kg-1 (массы тела) кислоты через всасывающий катетер в течение более 3 мин.
  6. Снимите всасывающий катетер.

3. Механическая вентиляция

  1. Используйте объемную вентиляцию на вентиляторе интенсивной терапии.
  2. Используйте приливный объем 6 mL.kg-1,положительное давление на конец выдоха (PEEP) 5 смН2O и фракцию вдыхаемого кислорода (FiO2)40%.
  3. Отрегулируйте частоту дыхания, чтобы поддерживать конечный прилив углекислый газ между 35 и 45 мм рт.ст.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На основании предыдущих исследований37,40,41,повреждение легких считается установленным, когда артериальное напряжение кислорода (PaO2)к FiO2 снижается до 25% от исходного уровня, примерно через 1 ч после инстилляции HCl в дыхательных путях.

4. Галогенированные анестетики

ПРИМЕЧАНИЕ: Начните сидацию с использованием галогенированных анестетиков (севофлуран или изофлуран) после достижения кислотно-индуцированного повреждения легких. Затем внутривенная сакация с использованием пропофола должна быть прервана.

  1. Заполнение шприца(рисунок 1А):Прикрепите адаптер для наполнения, предоставленный производителем, к бутылке галогенированного агента объемом 250 мл и шприц объемом 60 мл к адаптеру наполнения. Переверните бутылку вверх дном и наполните шприц, толкая и вытягивая поршень. Поверните флакон вертикально и снимите шприц.
  2. Падальщик(рисунок 1B)
    1. Поместите угольный фильтр, используемый для удаления галогенированных углеводородных анестезирующие газы, рядом с вентилятором.
    2. Снимите защитный колпачок с угольного фильтра.
    3. Подключите угольный фильтр к клапану выдоха вентилятора с помощью гибкой трубки.
  3. Используйте анестезирующее консервирующее устройство (устройство, используемое для ингаляционной сакации ОИТ)(рисунок 1С),как описано ниже.
    1. Подключите линию иономеритной мембранной сушилки к порту для отбора проб газа устройства для сохранения анестетика.
    2. Подключите одну сторону линии отбора проб газа к линии осушителя иономерольной мембраны.
    3. Подключите другую сторону линии отбора проб газа к газоанализатору.
    4. Вставьте обезболивающее устройство между Y-частью дыхательного контура и эндотрахеальной трубкой.
    5. Убедитесь, что анестезирующее консервирующее устройство имеет черную сторону вверх и наклонено вниз к поросенку.
  4. Доставить ингаляционную ксацию через обезболивающее устройство(рисунок 2).
    1. Поместите специальный шприц в шприцевой насос.
    2. Подключите линию анестетика к шприцев.
    3. Загрунтуют агентную линию болюсом 1,5 мл галогенированного агента.
    4. Адаптировать начальную скорость насоса в мл.ч-1 (начальные настройки скорости шприцевого насоса изофлурана и севофлурана составляют 3 и 5 мл/ч соответственно) к целевой фракции севофлурана с истекшим сроком годности (FEsevo) или значению просроченной изофлурановой фракции (FEiso), отображаемой на газоанализаторе.
    5. Убедитесь, что газоанализатор отображает FEsevo %–FEiso % или эквивалентное минимальное значение альвеолярной концентрации, превышающее ноль. При необходимости дают дополнительный болюс в 0,3 мл галогенированного агента.
    6. Адаптировать скорость шприцевого насоса, необходимую для достижения определенной концентрации в зависимости от минутного объема и целевой концентрации, при этом скорости2–7 мл.ч-1 и 4–10 мл.ч-1, как правило, связаны с просроченными фракциями 0,2%–0,7% и 0,5%–1,4% для изофлурана42 и севофлурана28,43соответственно.
    7. В ходе эксперимента продолжают введение галогенированных агентов с FEsevo и FEiso мишенями 0,8–1,1 и 0,5–0,8 соответственно.

5. Измерения

  1. Контроль
    1. Соберите различные параметры, измеряемые внешним монитором: частота сердечных сокращений, артериальное давление и насыщение периферическим кислородом.
    2. Регистрируемые параметры, измеренные вентилятором: приливный объем, частота дыхания, набор PEEP, авто-PEEP (путем применения маневра удержания выдоха 5 с на вентиляторе), соответствие дыхательной системы, сопротивление дыхательных путей, давление плато вдоха (путем применения инспираторного удерживающего маневра 2 с на вентиляторе), пиковое давление вдоха и давление вождения.
    3. Рассчитайте функциональную остаточную емкость легких с использованием метода Азотной промывки/промывки, если она интегрирована в вентилятор.
    4. Используйте тепловой индикатор, ранее вставленный в бедренную артерию, для измерения объема внесосудистой воды легких, сердечного индекса и системного сосудистого сопротивления.
  2. Отбор проб жидкости для неразбавленный отек легких для измерения чистой скорости АФК.
    1. Вставьте мягкий всасывающий катетер 14 Fr в клиновидное положение в дистальном бронхе через эндотрахеальную трубку.
    2. Пробуйте отековую жидкость в всасывающую ловушку, применяя мягкое всасывание.
    3. Центрифугировать все образцы при 240 х г при 4 °C в течение 10 мин в охлажденном центрифуге.
    4. Соберите супернатанты.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Общую концентрацию белка в неразбавленном отековым жидкости легких измеряют колориметрическим методом. Поскольку скорость клиренса отековой жидкости из альвеолярного пространства намного быстрее, чем скорость удаления белка, чистая скорость AFC была рассчитана как процент AFC = 100 × [1 - (исходный белок отека / конечный общий белок отека)] и впоследствии была сообщена как %/ч37. Образцы жидкости для неразбавленный отек легких собирают у животных на исходном уровне и через 4 ч, как описаноранее 34,44,45,46,47,48,49.
  3. Отбор проб мини-бронхоальвеолярного лаважа.
    1. Вставьте мягкий всасывающий катетер 14 Fr в клиновидное положение в дистальном бронхе через эндотрахеальную трубку.
    2. Закапывают 50 мл 0,9% раствора натрия хлорида в всасывающий катетер.
    3. Быстро отбирайте пробы жидкости в всасывающий ловушек.
    4. Соберите мини-бронхоальвеолярный лаваж.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Общую концентрацию белка в mini BAL измеряют колориметрическим методом и, например, уровни провоспалительных цитокинов, таких как TNF-α, IL-6, IL-1β и IL-18, измеряют с использованием метода мультиплексного иммуноанализа. Образцы собираются через 4 ч после кислотно-индуцированного повреждения легких.
  4. Анализ газов крови
    1. Соберите газы артериальной крови через артериальную линию в шприц 3 мл BD Preset с наконечником BD Luer-Lok на исходном уровне. Немедленно измерьте PaO2/ FiO2,PaCO2,pH, лактат сыворотки и креатинин сыворотки с помощью анализатора газов крови в месте оказания медицинской помощи.
    2. Повторяйте этот шаг каждый час в течение 4 ч после закапывания кислоты.
  5. Отбор проб легких
    1. Приносят в жертву поросенку внутривенную инъекцию пентобарбитала (150mg.kg-1)в конце эксперимента (через 4 ч после кислотно-индуцированного повреждения легких).
    2. Рассекните и удалите все легкие. Фиксировать с алкоголем ацетифицированный формалин.
    3. Вставить в парафин и нарезать толщиной 10 мкм.
    4. Окрашивание гематоксилином и эозином.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Гистологические доказательства повреждения легких могут быть оценены с использованием стандартизированного балла гистологического повреждения50.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Для этого эксперимента 25 поросят были обезболены и разделены на две группы: 12 поросят в необработанную группу (группа SHAM) и 13 поросят в группе с кислотным травмой (группа HCl). Ни один поросенок не умер до конца эксперимента. Двусторонний анализ дисперсии с повторными измерениями (RM-ANOVA) показал значительное время группового взаимодействия (P < 10−4)с пагубным влиянием HCl-индуцированного ОРДС на PaO2/FiO2по сравнению с фиктивными животными без ОРДС(рисунок 3). Значительная разница между группами была отмечена в неразбавленном отеке легких в жидкости уровня общего белка, измеренного после 4 ч механической вентиляции легких (P < 10−4). HCl-индуцированная ОРДС ассоциировалась с увеличением белка BAL по сравнению с фиктивными животными(рисунок 4). Двусторонняя RM-ANOVA указывала на значительное время группового взаимодействия (P < 10−4),при этом HCl-индуцированная ОРДС ассоциировалась с увеличением внесосудистой воды в легких по сравнению с фиктивными животными без ОРДС(рисунок 5А). Значения сердечного выброса и системного сосудистого сопротивления представлены на рисунке 5B и рисунке 5Cсоответственно. Фракции инспираторного и выдоха севофлурана, измеренные у всех животных, представлены на рисунке 6,а макроскопические доказательства гистологического повреждения легких показаны на рисунке 7.

Figure 1
Рисунок 1: Иллюстрация установки, необходимой для введения сакации с галогенированными летучими агентами с использованием анестезирующего устройства. (A) Заполнение конкретного шприца адаптером для бутылок. (B) Очистка галогенированных агентов с использованием фильтра древесного угля. (C) Сборка как шприцевого насоса, так и газоанализатора с анестетиком для использования вместе с вентилятором. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Схематическое изображение подключения анестезирующего устройства к дыхательной цепи вентилятора. Это включает в себя интеграцию модуля для измерения функциональной остаточной емкости легких. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Измерение изменения артериальной оксигенации. (A)Эволюция соотношения артериального напряжения кислорода (PaO2)к фракции вдохнуемого кислорода (FiO2)у необработанных поросят (группа SHAM, N = 12) и поросятов с кислотным повреждением (группа HCl, N = 13) в течение 4-х ч периода. (B)Эволюция дельты PaO2/FiO2 в определенный моментвремени и PaO2/FiO2 при H0 у необработанных поросят (группа SHAM, N = 12) и поросятов, поврежденных кислотой (группа HCl, N = 13). Значения выражаются в мм рт.ст. и представляются в виде средних значений, при этом полосы погрешности представляют собой стандартные погрешности средств. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Измерения изменения проницаемости альвеолярно-капиллярной мембраны. Мини-бронхоальвеолярные уровни (BAL) общего белка через 4 ч у необработанных поросят (группа SHAM, N = 12) и поросят с кислотным травмой (группа HCl, N = 13). Значения выражены в g.L-1 и представлены в виде средних значений, при этом полосы ошибок представляют стандартные погрешности средств. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 5
Рисунок 5: Измерения, обеспечиваемые транспульмонарным терморазлучением. (A) Отек легких, оцениваемый внесосудистой водой легких. (B) Сердечный выброс. (C) Системное сосудистое сопротивление. Транспульмонарное терморазлучение проводили у необработанных поросят (группа SHAM, N = 12) и поросят с кислотным травмой (группа HCl, N = 13) с использованием пульсового контурного монитора сердечного выброса. Значения выражаются в mL.kg-1,L.min-1,dynes.s.cm-5соответственно и сообщаются как средние, с полосами погрешности, представляющими стандартные погрешности средств. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 6
Рисунок 6: Измерения просроченных фракций галогенированных агентов, севофлурана и изофлурана. (A) Просроченные (FEсевофлуран) и инспирированные (FIсевофлюран) фракции севофлурана в течение 4-ч исследуемого периода. (B) Просроченные (FEизофлуран) и инспирированные (FIизофлуран) фракции изофлурана в течение 4-ч периода исследования. Значения выражаются в % и представляются в виде средних значений, при этом полосы погрешности представляют стандартные погрешности средних значений. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 7
Рисунок 7: Макроскопическая оценка всего легкого после 4-х ч исследования. (A) Целое легкое необработанных поросят (группа SHAM). (B) Целое легкое поросенка с кислотным повреждением (группа HCl). Макроскопическое повреждение легких, с видимым кровоизлиянием и застойными явлениями, заметно в красных частях легкого (белые стрелки). Гистологическая оценка легкого после 4 чисследования. (C)Гистологический срез легкого необработанного поросенка (группа SHAM). (D)Гистологический срез легкого поросенка с кислотным повреждением (группа HCl). Гистологическим свидетельством повреждения легких была большая клеточность, состоящая в основном из нейтрофилов (черные наконечники стрел), с большим количеством областей ателектаза и повышенным нарушением альвеолярных функций, гиалиновыми мембранами, белковыми обломками, кровоизлиянием (белая стрелка) и утолщением альвеолярной стенки (черные стрелы). Шкала равна 100 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

В этой статье описывается воспроизводимая экспериментальная модель ОРДС, индуцированная интратрахеальной инстилляцией HCl у поросят, для исследования защитных эффектов легких галогенированных летучих веществ, таких как севофлуран или изофлуран, доставляемых с использованием анестезирующего консервирующего устройства.

Основной целью этого исследования была разработка экспериментальной модели ОРДС, в которой летучие агенты могли бы доставляться с помощью анестезирующего устройства, такого как те, которые используются у пациентов ОИТ. Хотя некоторые эффекты галогенированных агентов были ранее изучены на животных моделях, сила нашей модели заключается в том, что она является клинически значимой, трансляционной моделью для дальнейшего понимания таких эффектов. Еще одним преимуществом этой модели является то, что значительное повреждение легких может быть вызвано у животных, более крупных, чем мыши, с низкой смертностью с течением времени. Действительно, важным соображением при выборе животной модели ОРДС должен быть экспериментальный вопрос, который должен быть рассмотрен51. В мышиной модели экспериментальные методы индуцирования повреждений легких, такие как внутривенное введение олеиновой кислоты52,вызванное лаважем истощение поверхностно-активного действия40и высокорастягивающая механическая вентиляция53,могут вызывать интенсивное повреждение в течение периода времени от нескольких часов до дней, но они не позволяют проводить исследования восстановления / разрешения повреждения легких. Кроме того, некоторые проблемы животной модели (например, чрезвычайно большие приливные объемы в некоторых моделях повреждения легких, вызванного вентилятором) могут быть экстремальными, так что они не представляют диапазон состояний, присутствующих у людей с ОРДС. И наоборот, такие модели, как интратрахеальный эндотоксин54, могут позволить исследование определенных аспектов разрешения воспаления и фиброзных процессов, которые могут возникать после клинического ОРДС, но они не вызывают существенной гипоксемии, которая является предпосылкой для диагностики синдрома51. Чтобы лучше охарактеризовать их специфические эффекты, терапевтические средства, вероятно, должны быть протестированы в нескольких моделях, поскольку ни одна из них не воспроизводит в достаточной степени гетерогенность ARDS55.

Наша модель имеет некоторые неотъемлемые ограничения. Во-первых, поскольку мы усыплены животных через 4 ч после начала экспериментальной ОРДС, мы собрали параметры только во время ранней фазы ОРДС. Более сложные средства, такие как «животный ICUS», необходимы для исследования более поздних фаз ОРДС у поросят. Во-вторых, во время текущих экспериментов мы оценивали только степень повреждения легких, используя индекс артериальной оксигенации, такой как PaO2/ FiO2. Тем не менее, большинство особенностей экспериментальной ОРДС присутствовали, когда мы ранее сообщали об использовании этой кислотно-индуцированной моделиARDS 37. Для улучшения нашей модели было бы интересно добавить неинвазивные показатели степени повреждения легких, определяемые, например, с помощью электроимпедансной томографии или УЗИ легких56. В-третьих, мы сообщаем только об использовании «модели одного удара» для индуцирования повреждения легких у поросят, в то время как модели, в которых индуцируется более одного подстрекательского стимула к повреждению легких, вероятно, более отражают патологическую ситуацию человека, в которой один подстрекательский стимул редко присутствует («гипотеза двух ударов»)51. С этой точки зрения, вызванное вентилятором повреждение легких может, например, быть добавлено в нашу модель для получения дополнительного удара, и эта модель может быть объединена с другими вредными «ударами», если это необходимо для изучения более сложных клинических сценариев, включающих множественные особенности патофизиологии ОРДС, такие как повреждение эндотелия легких, активация альвеолярных макрофагов и эффекты бесклеточного гемоглобина57, среди прочих58. В-четвертых, мы не тестировали другие галогенированные агенты, такие как десфлуран. Действительно, мы использовали изофлуран и севофлуран только для ингаляционной сакации у поросят, потому что они наиболее часто используются в клинической практике ОИТ, по крайней мере, в Европе и в некоторых других районах мира.

Модель свиней способствовала значительным достижениям в экспериментальных исследованиях за последние десятилетия, и она становится все более важным трансляционным мостом между традиционными моделями мелких лабораторных животных и медициной человека. Основным преимуществом использования экспериментальных моделей у крупных животных является возможность проведения исследований, которые включают вентиляцию животных с течением времени. Тем не менее, такие модели могут быть чрезвычайно дорогими, и иногда они могут требовать наличия отделения интенсивной терапии для животных. Кроме того, ограниченная доступность некоторых молекулярных реагентов у свиней является важным ограничением. Исследования на более мелких животных, таких как мыши, крысы или кролики, были очень полезны при изучении отдельных путей, но обобщаемость результатов для людей, по-видимому, ограничена59. Более крупные исследования на животных могут обеспечить целенаправленную оценку ключевых физиологических и молекулярных путей и могут быть использованы для тестирования новых методов лечения на людях, таких как седация с галогенированными агентами. Кроме того, размер животных поддерживает использование клинически используемых катетеров, эндотрахеальных трубок, вентиляторов и мониторов, которые не полностью доступны для использования у мелких млекопитающих. Действительно, важные преимущества использования экспериментальных моделей с крупными животными включают возможность брать несколько продольных образцов крови и выполнять анализ газов крови с течением времени. Кроме того, инвазивный гемодинамический мониторинг может быть использован в качестве транспульмонального терморазложения с помощью прибора для мониторинга пульсового контура сердечного выброса, позволяющего изучать степень альвеолярного отека путем измерения внесосудистой воды в легких, что является весьма актуальным параметром в изменении альвеолярно-капиллярного барьера во время ОРДС51. Тем не менее, осторожность необходима, когда данные, помимо размера, интерпретируются из животных моделей, потому что между видами животных существуют важные анатомические, физиологические и иммунологические различия. Животные модели могут иметь анатомические различия, которые повлияют на исследования и перевод на людей. Действительно, многие животные, такие как мыши или кролики, имеют неполное средостение и тонкие висцеральные мембраны, запрещающие, например, использование контралатеральной плевры в качестве контрольной. Однако более крупные животные (например, овцы или свиньи) имеют одну плевральную полость вокруг каждого легкого и толстую висцеральную плевру, напоминающую у людей60.

Введение летучих анестетиков пациентам оИТ все чаще изучается в последнее десятилетие, в основном из-за разработки специализированных устройств, основанных либо на отражении, либо на круговой системе. Такие устройства могут быть вставлены в любой контур механической вентиляции для введения двух агентов, наиболее часто используемых в условиях ОИТ, севофлурана и изофлурана61. Благодаря своим снотворным, бронходиляционным и противосудорожным свойствам, галогенированные агенты долгое время использовались в отделении интенсивной терапии для лечения пациентов с рефрактерным астматическим статусом, эпилептическим статусом и сложными сценариями сакдации с высокими требованиями к зедации, такими как ожоги, хроническая боль, операции высокого риска или история злоупотребления наркотиками. Хотя недавние международные руководящие принципы не рекомендуют использовать летучие агенты для процедурного лечения боли62,галогенированные анестетики становятся все более популярными в Европе, и они считаются возможным вариантом усвоения в Немецких руководящих принципах632015 года, особенно если требуется короткое время пробуждения. Потенциальные терапевтические защитные свойства конечных органов с помощью цитопротекторных и противовоспалительных механизмов64 летучих анестетиков привлекли внимание исследователей и врачей. Фактически, их появление в ОИТ проложило путь к изучению их потенциальных преимуществ у пациентов с ОРДС. ОРДС представляет собой конечную и наиболее тяжелую форму дисфункции органов легких, а также серьезную проблему для пациентов, их семей, медицинских работников из различных дисциплин и систем здравоохранения при уходе за тяжелобольными пациентами, особенно в некоторых исключительных обстоятельствах, таких как во время текущей пандемии COVID-1965,66,67 . Помимо текущих усилий по поиску специфических противовирусных препаратов, улучшение поддерживающей терапии и вариантов лечения пациентов с ОРДС, связанным с COVID-19, имеет большое значение65,68,69. С этой точки зрения обоснование, поддерживающего ингаляционную селацию с севофлураном или изофлураном как способ улучшить проницаемость эпителия легких, уменьшить воспалительную реакцию и, потенциально, улучшить результаты лечения пациентов, является сильным. Кроме того, несколько нечеловеческих моделей показали, что летучий анестетик, такой как ингаляционный севофлуран, улучшает газообмен21,70,71,уменьшает альвеолярный отек22и снижает уровни провоспалительных цитокинов72,73. Эти эффекты могут быть объяснены восстановленной функцией эпителия легких и иммуномодулирующими эффектами галогенированного агента. В предыдущем пилотном рандомизированном контрольном исследовании использование галогенированного агента, такого как севофлуран, для седации пациентов с ОРДС в отделении интенсивной терапии улучшало оксигенацию и снижало уровни маркера повреждения эпителия легких и некоторых провоспалительных цитокинов (интерлейкин [IL]-1β, IL-6 и IL-8 и фактор некроза опухоли-α) по сравнению с внутривенной седацией28 . Эти результаты усиливают защитный эффект севофлурана на воспаление и на снижение повреждения эпителия или улучшение АФК, как оценивалось в плазме sRAGE34.

Понимание биологических механизмов и патофизиологических путей, связанных с острым повреждением легких, и его разрешение при ингаляционной селении галогенированными агентами требует использования экспериментальных и доклинических моделей. Хотя исследования in vitro представляют собой важный шаг в описании этих механизмов74,эксперименты in vivo являются фундаментальными, прежде чем результаты могут быть экстраполированы в клинические условия. Кроме того, в этой модели крупного животного галогенированные агенты могут вводиться с использованием того же анестезирующего устройства, что и у людей. Фактически, устройства, основанные либо на отражении, либо на круговой системе, которые доступны для пациентов в некоторых странах, не имеют конкретных эквивалентов, доступных для мелких животных, таких как мыши, крысы или кролики. Следовательно, когда исследователи хотят вводить галогенированные агенты животным, они должны выбирать между предварительным или постэкспозиционным воздействием галогенированных агентов, обычно через индукцию анестезионной камеры в течение более или менее длительного времени без специфической механической вентиляции в течение этого периода75. Эта модель поросят позволяет специфическое воспроизведение тех же условий лечения, что и у пациентов ОИТ с ОРДС, то есть введение галогенированных агентов, таких как севофлуран, в дополнение к обеспечению защитной легких механической вентиляции с низкими приливными объемами и PEEP. Интересно, что наша модель сообщила об использовании недавней, миниатюрной версии анестезирующего устройства для введения севофлурана впервые в поросята, тем самым позволяя устанавливать меньшие приливные объемы и дополнительное инструментальное мертвое пространство по сравнению с предыдущей версией устройства. Кроме того, в дополнение к введению галогенированных летучих веществ, эта модель кислотно-индуцированного ОРДС может быть полезна для изучения конкретных путей, таких как те, которые участвуют в повреждении эпителия легких и его восстановлении37.

В заключение, данная экспериментальная модель ОРДС у поросят имеет значительные преимущества по сравнению с существующими. К ним относятся быстрое начало (в течение 1 ч в целом), хорошая воспроизводимость и стабильность с течением времени, низкий уровень смертности и, что более важно, использование клинически значимого устройства для доставки ингаляционной сакации оит, что позволяет использовать новые трансляционные подходы к изучению эффектов галогенированных агентов при ОРДС.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Авторы хотели бы поблагодарить сотрудников GreD, Университета Клермон-Оверни и Международного центра эндоскопии хирургии (все в Клермон-Ферране, Франция).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mm Covidien 18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm) Arrow CV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm) Getinge Pulsion Medical System catheter
Warm blankets WarmTouch5300 MedTronic 5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40 Phillips MNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis System Siemens 20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor Getinge Pulsion Medical System PulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström Carestation General Electrics Engström
Halogenated anesthetics
Anaconda Syringe SedanaMedical 26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-S SedanaMedical 26050
Charcoal filter FlurAbsorb SedanaMedical 26096
Filling Adaptaters SedanaMedical 26042
Ionomer membrane dryer line Nafion SedanaMedical 26053
Products
Propofol Mylan 66617123
Isoflurane Virbac QN01AB06
Cisatracurium Mylan 69252651
Pentobarbital PanPharma 68942457
Sevoflurane Abbvie N01AB08
Sufentanil Mylan 62404996

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Tags

Медицина выпуск 163 модель свиней севофлуран изофлуран галогенированные агенты повреждение легких новые методы лечения ОРДС
Доставка галогенированного агента в свиной модели острого респираторного дистресс-синдрома через устройство типа отделения интенсивной терапии
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Blondonnet, R., Paquette, B.,… More

Blondonnet, R., Paquette, B., Audard, J., Guler, R., Roman, F. X., Zhai, R., Belville, C., Blanchon, L., Godet, T., Futier, E., Bazin, J. E., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device. J. Vis. Exp. (163), e61644, doi:10.3791/61644 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter