Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Entrega de agente halogenado em modelo suíno de síndrome de angústia respiratória aguda através de um dispositivo tipo unidade de terapia intensiva

Published: September 24, 2020 doi: 10.3791/61644
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 2, 2, 2, 1, 1,2, 1, 3, 2,4, 1,2,5
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

Summary

Descrevemos um modelo de síndrome de angústia respiratória aguda induzida por ácido clorídrico (ARDS) em leitões que recebem sedação com agentes halogenados, isoflurano e sevoflurano, através de um dispositivo usado para sedação intensiva inalada. Este modelo pode ser usado para investigar os mecanismos biológicos de agentes halogenados em lesões pulmonares e reparos.

Abstract

A síndrome do desconforto respiratório agudo (ARDS) é uma causa comum de insuficiência respiratória hipoxêmica e morte em pacientes gravemente doentes, e há uma necessidade urgente de encontrar terapias eficazes. Estudos pré-clínicos mostraram que agentes halogenados inalados podem ter efeitos benéficos em modelos animais de ARDS. O desenvolvimento de novos dispositivos para administrar agentes halogenados utilizando modernos ventiladores de unidade de terapia intensiva (UTI) simplificou significativamente a dispensação de agentes halogados para pacientes de UTI. Como pesquisas experimentais e clínicas anteriores sugeriram potenciais benefícios de voláteis halogenados, como sevoflurano ou isoflurano, para lesão epitelial alveolar pulmonar e inflamação, dois marcos fisiofiológicos de danos alveolares difusos durante a ARDS, projetamos um modelo animal para entender os mecanismos dos efeitos dos agentes halógenados na lesão pulmonar e reparação. Após anestesia geral, intubação traqueal e início da ventilação mecânica, a ARDS foi induzida em leitões através da instilação intratraqueal de ácido clorídrico. Em seguida, os leitões foram sedados com sevoflurano inalado ou isoflurano usando um dispositivo do tipo UTI, e os animais foram ventilados com ventilação mecânica protetora do pulmão durante um período de 4h. Durante o período de estudo, foram coletadas amostras de sangue e alveolar para avaliar a oxigenação arterial, a permeabilidade da membrana alveolar-capilar, o despejo de fluidos alveolares e a inflamação pulmonar. Parâmetros de ventilação mecânica também foram coletados durante todo o experimento. Embora este modelo tenha induzido uma diminuição acentuada da oxigenação arterial com permeabilidade alveolar-capilar alterada, é reprodutível e é caracterizado por um início rápido, boa estabilidade ao longo do tempo e sem complicações fatais.

Desenvolvemos um modelo de aspiração ácida que reproduz a maioria das características fisiológicas, biológicas e patológicas da ARDS clínica, e será útil para aprofundar nossa compreensão dos potenciais efeitos protetores pulmonares de agentes halogenados entregues através de dispositivos usados para sedação inalada da UTI.

Introduction

Síndrome de angústia respiratória aguda (ARDS) é uma causa comum de insuficiência respiratória hipoxêmica e morte em pacientes gravemente doentes1. Caracteriza-se por lesões epiteliais e endoteliais difusas, levando ao aumento da permeabilidade e edema pulmonar, liberação alterada do fluido alveolar (AFC) e piora do desconforto respiratório2. A resorção do edema alveolar e a recuperação da ARDS requerem o transporte de fluido epitelial através dos alvéolos para permanecer intacto, o que sugere que uma terapia que melhore a AFC poderia ser útil3,4. Embora a ventilação protetora pulmonar e uma estratégia restritiva para a terapia de fluidos intravenosos tenham se mostrado benéficas para melhorar os desfechos2,5, eles ainda estão associados à alta mortalidade e morbidade6. Portanto, é urgente desenvolver terapias eficazes para a síndrome e entender melhor os mecanismos precisos através dos quais tais terapias podem funcionar.

Anestésicos halogenados, como isoflurano ou sevoflurano, têm sido amplamente utilizados para anestesia geral na sala de cirurgia. Sevoflurano está associado à diminuição da inflamação nos pulmões de pacientes submetidos à cirurgia torácica e à diminuição de complicações pulmonares pós-operatórias, como a ARDS7. Resultados semelhantes foram encontrados em uma meta-análise de pacientes após cirurgia cardíaca8. Os voláteis halógenos também têm um efeito broncodilatário9,10 e talvez algumas propriedades que protegem vários órgãos, como o coração8,11 e os rins12,13,14. Recentemente, tem crescido o interesse pelo uso clínico de anestésicos inalados como sedativos na Unidade de Terapia Intensiva (UTI). Tanto estudos em animais quanto humanos apoiam os efeitos protetores do pré-tratamento com agentes halogenados antes da isquemia prolongada do fígado15, do cérebro16ou do coração11. Os agentes halogenados também têm potenciais vantagens farmacocinéticas e farmacodinâmicas em relação a outros agentes intravenosos para a sedação de pacientes gravemente doentes, incluindo um rápido início de ação e deslocamento rápido devido ao pouco acúmulo de tecidos. Agentes halogenados inalados diminuem os tempos de intubação em comparação com a sedação intravenosa em pacientes submetidos à cirurgia cardíaca17. Diversos estudos apoiam a segurança e a eficácia dos agentes halogados na sedação de pacientes da UTI18,19,20. Em modelos experimentais de ARDS, a sevoflurano inalada melhora a troca de gás21,22, reduz o edema alveolar21,22, e atenua tanto a inflamação pulmonar quanto sistêmica23. Isoflurano também ameniza o reparo pulmonar após lesão mantendo a integridade da barreira alveolar-capilar, possivelmente modulando a expressão de uma proteína de junção apertadachave 24,25,26. Além disso, macrófagos de camundongos que foram cultivados e tratados com isoflurane tiveram melhores efeitos fagocíticos em neutrófilos do que macrófagos que não foram tratados com isoflurane27.

No entanto, as vias biológicas precisas e os mecanismos que contabilizam as propriedades de proteção pulmonar de anestésicos voláteis permanecem amplamente desconhecidos até o momento, exigindo uma investigação mais aprofundada18. Estudos adicionais também são justificados para investigar os efeitos precisos do sevoflurano na lesão pulmonar e verificar se evidências experimentais podem ser traduzidas para pacientes. O primeiro teste de controle randomizado de nossa equipe descobriu que a administração de sevoflurano inalado em pacientes com ARDS estava associada à melhora da oxigenação e diminuição dos níveis de citocinas pró-inflamatórias e marcadores de lesão epitelial pulmonar, avaliados por receptores solúveis de plasma e alveolar para produtos finais de glicação avançada (sRAGE)28 . Como o sRAGE é agora considerado como um marcador de lesão celular tipo 1 alveolar e um mediador chave da inflamação alveolar, esses resultados podem sugerir alguns efeitos benéficos do sevoflurano na lesão epitelial21,29,30.

O uso de agentes halogêgenos para sedação inalada da UTI há muito tempo requer ventiladores de anestesia da sala de cirurgia e vaporizadores de gás para serem implantados na UTI. Desde então, refletores anestésicos adequados para uso com modernos ventiladores de cuidados críticos foram desenvolvidos para uso específico na UTI31. Estes dispositivos apresentam filtros modificados de troca de calor e umidade inseridos entre a peça Y do circuito respiratório e o tubo endotraqueal. Eles permitem a administração de agentes halogenados, com isoflurano e sevoflurano sendo o mais usado, e consistem em uma haste evaporador de polipropileno poroso, na qual um agente líquido, entregue por uma bomba de seringa específica, é liberado. O agente halogenado é absorvido durante a expiração por um meio refletivo contido no dispositivo e é liberado durante a próxima inspiração, permitindo a recirculação de aproximadamente 90% do agente halogenado expirado31,32. Recentemente, uma versão miniaturizada do dispositivo foi desenvolvida com um espaço instrumental morto de 50 mL, tornando-o ainda mais adequado para uso durante a ventilação ultraprote protetora em pacientes ARDS, com volumes de marés que poderiam ser tão baixos quanto 200 mL31. Tal dispositivo miniaturizado nunca foi estudado em um modelo experimental de leitão da ARDS.

Como pesquisas anteriores apoiam os papéis promissores de voláteis halogenados na inflamação e lesão do alveolar pulmonar durante a ARDS, projetamos um modelo animal experimental para alcançar uma compreensão translacional dos mecanismos dos efeitos dos agentes halogenados na lesão pulmonar e reparar33,34,35. Neste estudo, desenvolvemos um modelo de ARDS induzido por ácido clorídrico (HCl) em leitões nos quais a sedação inalada pode ser entregue usando a versão miniaturizada do dispositivo de conservação anestésica, um dispositivo do tipo UTI. Este grande modelo animal de ARDS poderia ser usado para aprofundar nossa compreensão dos potenciais efeitos protetores pulmonares de agentes halogenados inalados.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

O protocolo de estudo foi aprovado pelo Comitê de Ética Animal da Ministère de l'Education Nationale francesa, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (número de aprovação 01505.03) antes de ser registrado no preclinicaltrials.eu (identificador de registro pré-clínico PCTE0000129). Todos os procedimentos foram realizados no Centro Internacional de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, França, de acordo com as diretrizes36da Pesquisa Animal: Reportagem in Vivo (ARRIVE).

1. Preparação animal e anestesia

  1. Modo leitão
    1. Certifique-se de que o protocolo experimental seja consistente com as diretrizes para experimentos em animais, incluindo os princípios 3R (substituição, redução e refinamento) e regulamentos nacionais/internacionais.
    2. Obtenha aprovações do comitê de ética para atendimento e uso de animais experimentais na instituição competente antes de iniciar o protocolo.
    3. Use um leitão landrace branco masculino (2-4 meses de idade; pesando 10-15 kg).
    4. Coloque o leitão na posição supina após a premedicação usando azaperona intramuscular (descrita em 1.2.2).
  2. Indução de anestesia
    1. Restringir os animais de ter comida durante a noite, permitindo o livre acesso à água.
    2. Administre a premedicação ansiolítica ao leitão usando azaperona intramuscular (2 mg.kg-1) atrás da orelha.
    3. Aplique uma pressão dos dedos sobre os tecidos moles da base auricular do leitão para identificar a veia auricular medial e lateral.
    4. Insira um cateter intravenoso periférico de 22 G na veia auricular medial ou lateral do leitão. Siga com o cateter em um ângulo raso de 45° através da pele e avance até que o sangue apareça através do cateter.
    5. Induzir anestesia geral com propofol intravenoso (3 mg.kg-1) e sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Verifique a profundidade da anestesia por falta de resposta ao reflexo do pedal.
  3. Intubação traqueal38,39
    1. Prepare o laringoscópio usando uma lâmina de laringoscópio Miller tamanho 4.
    2. Passe o laringoscópio para a cavidade farínngeal e deprimi a língua com a lâmina do laringoscópio, tornando as epiglotes visíveis.
    3. Visualize a abertura da laringe do leitão antes da intubação orotraqueal.
    4. Insira um tubo endotraqueal de diâmetro interno de 6 mm.
    5. Infle o manguito do tubo endotraqueal para atingir uma pressão de punho em torno de 20-30 cmH2O.
    6. Fixar o tubo endotraqueal no nariz do leitão com fita cirúrgica de microporos.
    7. Conecte-se ao ventilador e inicie a ventilação mecânica seguindo as configurações descritas na seção 3.
  4. Manutenção de sedação
    1. Mantenha a anestesia com infusão intravenosa contínua de propofol (5 mg.kg-1.h-1) antes da lesão pulmonar induzida por ácido. A infusão de propofol será interrompida quando os agentes halogenados forem iniciados.
    2. Adicione uma infusão intravenosa contínua de remifentanil (10-20 μ g.kg−1.h−1 = 0,15-0,33 μ g.kg−1.min−1) para o tratamento da dor.
    3. Adicione infusão intravenosa contínua de cisatracurium (0,2 mg.kg-1.h-1) para um bloqueio neuromuscular.
    4. Mantenha a temperatura corporal do leitão a aproximadamente 38 °C usando cobertores quentes.
    5. Monitore a atividade do eletrocardiograma, a saturação periférica de oxigênio (SpO2)e a pressão arterial continuamente usando um monitor externo.
  5. Cirurgia
    1. Insira acesso venoso central utilizando uma exposição cirúrgica da veia jugular interna direita e do método Seldinger para inserir um cateter de 3-lúmen (7 francês, 16 cm).
      1. Faça uma incisão cutânea no aspecto ventral do pescoço, 2 cm lateral da traqueia. Use fórceps cirúrgicos para dissecar os tecidos.
      2. Localize a veia jugular interna (aproximadamente 1-2 cm de profundidade, lateral à artéria carótida interna) e, utilizando a agulha (18 G, 6,35 cm), faça uma punção com orientação de direção craniocaudal.
      3. Com a mão, insira o fio-guia "J" (0,81 mm de diâmetro, 60 cm) através da agulha. Remova suavemente a agulha e insira rapidamente um cateter venoso com três linhas na veia jugular interna ao longo do fio-guia "J". Remova o fio-guia "J" mantendo o cateter venoso no lugar.
      4. Aspire sangue através de cada linha do cateter venoso para remover o ar das diferentes linhas e lave com 5 mL de solução salina (0,9% NaCl) para enxaguar as três linhas.
      5. Sutura a pele com um fio de sutura 3.0 não absorvível seguindo o padrão contínuo de Lembert e fixe o cateter na pele com um único ponto e nós triplos em cada perfuração lateral do cateter venoso central.
    2. Insira uma linha arterial através da exposição cirúrgica da artéria femoral direita e utilize o método Seldinger para inserir o cateter de termodilução (3-5 francês, 20 cm).
      1. Coloque o membro dianteiro direito do leitão em extensão.
      2. Faça uma incisão cutânea na região da virilha direita do leitão. Use fórceps cirúrgicos para dissecar os tecidos subcutâneos e musculares.
      3. Localize a artéria femoral direita palpatando o pulso femoral (aproximadamente 3-4 cm de profundidade) e, usando a agulha (19 G, 54 mm), faça uma punção com uma orientação de direção caudocranal.
      4. Insira o fio-guia "J" através da agulha. Remova suavemente a agulha e insira rapidamente um cateter arterial na artéria femoral ao longo do fio-guia. Remova o fio-guia enquanto mantém o cateter no lugar.
      5. Remova o ar do cateter arterial e lave com solução salina para enxaguar a linha.
      6. Sutura a pele com um fio de sutura 3.0 não absorvível seguindo o padrão contínuo de Lembert e fixar o cateter na pele com um único ponto e nós triplos em cada perfuração lateral do cateter arterial.
      7. Conecte o cateter em uma tubulação de linha arterial para permitir a recuperação de amostras de sangue em série e monitoramento hemodinâmico contínuo (pressão arterial, índice cardíaco e água pulmonar extravascular, indexada ao peso corporal) com um dispositivo de monitor de saída cardíaca de contorno de pulso.

2. Lesão pulmonar aguda induzida por ácido

ATENÇÃO: Use luvas e óculos durante esta etapa para evitar qualquer risco de contato do ácido com a pele ou os olhos)

  1. Faça 100 mL de HCl a 0,05 M e pH 1.4.
  2. Utilizando o marco anatômico do último segmento do esterno, meça a distância entre a ponta do tubo endotraqueal e a carina do leitão.
  3. Marque esta distância com uma caneta preta em um cateter de sucção Ch14.
  4. Insira o cateter de sucção através do tubo endotraqueal até o marco preto.
  5. Incutir suavemente 4 mL.kg-1 (peso corporal) do ácido através do cateter de sucção por mais de 3 minutos.
  6. Remova o cateter de sucção.

3. Ventilação mecânica

  1. Use ventilação controlada por volume em um ventilador de cuidados intensivos.
  2. Use um volume de maré de 6 mL.kg-1, uma pressão final-expiratória positiva (PEEP) de 5 cmH2O, e uma fração de oxigênio inspirada (FiO2) de 40%.
  3. Ajuste a taxa respiratória para manter o dióxido de carbono da maré final entre 35 e 45 mmHg.
    NOTA: Com base em estudos anteriores37,40,41, a lesão pulmonar é considerada estabelecida quando a tensão de oxigênio arterial (PaO2)-para-FiO2 razão diminui para 25% da linha de base, aproximadamente 1 h após a instilação do HCL das vias aéreas.

4. Anestésicos halogenados

NOTA: Inicie a sedação usando anestésicos halogenados (sevoflurano ou isoflurano) uma vez que a lesão pulmonar induzida por ácido seja alcançada. A sedação intravenosa usando propofol deve então ser interrompida.

  1. Enchimento da seringa (Figura 1A): Conecte o adaptador de enchimento fornecido pelo fabricante à garrafa de 250 mL do agente halogenado e uma seringa de 60 mL ao adaptador de enchimento. Vire a garrafa de cabeça para baixo e encha a seringa empurrando e puxando o êmbolo. Vire a garrafa para cima e retire a seringa.
  2. Scavenging (Figura 1B)
    1. Coloque o filtro de carvão, usado para remover gases anestésicos de hidrocarbonetos halogenados, perto do ventilador.
    2. Remova a tampa protetora do filtro de carvão.
    3. Conecte o filtro de carvão à válvula expiratória do ventilador com um tubo flex.
  3. Use o dispositivo de conservação anestésico (dispositivo usado para sedação da UTI inalada) (Figura 1C) conforme descrito abaixo.
    1. Conecte a linha de secador de membrana ionômera à porta de amostragem de gás do dispositivo de conservação anestésico.
    2. Conecte um lado da linha de amostragem de gás à linha de secador de membrana ionômera.
    3. Conecte o outro lado da linha de amostragem de gás ao analisador de gás.
    4. Insira o dispositivo de conservação anestésico entre a peça Y do circuito respiratório e o tubo endotraqueal.
    5. Certifique-se de que o dispositivo de conservação anestésico tenha o lado preto para cima e esteja inclinado para baixo em direção ao leitão.
  4. Entregar sedação inalada através do dispositivo de conservação anestésico(Figura 2).
    1. Coloque a seringa específica na bomba de seringa específica.
    2. Conecte a linha do agente anestésico à seringa.
    3. Prime a linha de agente com um bolus de 1,5 mL do agente halogenado.
    4. Adapte a taxa inicial de bomba em mL.h-1 (as configurações iniciais da taxa de bomba de seringa de isoflurane e sevoflurane são de 3 e 5 mL/h, respectivamente) para o valor de sevoflurano vencido (FEsevo) ou o valor da fração iso-de-iso iso expirado (FEiso), como mostrado no analisador de gás.
    5. Certifique-se de que o analisador de gás exiba um FEsevo %–FEiso % ou valor mínimo de concentração alveolar equivalente superior a zero. Se necessário, dê um bolus adicional de 0,3 mL do agente halogenado.
    6. Adapte a taxa de bomba de seringa necessária para atingir uma certa concentração dependendo do volume minucioso e da concentração direcionada, com taxas de 2-7 mL.h-1 e 4-10 mL.h-1 sendo, em geral, associadas a frações expiradas de 0,2%-0,7% e 0,5%-1,4% para isoflurane42 e sevoflurano28,43, respectivamente.
    7. Durante o experimento, continue a administração dosagentes halogenados com as metasde0,8-1.1 e 0,5-0,8, respectivamente.

5. Medições

  1. Monitorização
    1. Colete diferentes parâmetros medidos pelo monitor externo: frequência cardíaca, pressão arterial e saturação periférica de oxigênio.
    2. Parâmetros de registro medidos pelo ventilador: volume de maré, taxa respiratória, conjunto PEEP, auto-PEEP (aplicando uma manobra de resarca expiratória de 5 s no ventilador), conformidade do sistema respiratório, resistência das vias aéreas, pressão inspiratória do planalto (aplicando uma manobra de espera inspiratória de 2 s no ventilador), pressão inspiratória de pico e pressão de condução.
    3. Calcule a capacidade residual funcional pulmonar utilizando o método Nitrogen Wash In/Wash Out se integrado no ventilador.
    4. Utilize o indicador térmico previamente inserido na artéria femoral para medir o volume extravascular de água dos pulmões, índice cardíaco e resistência vascular sistêmica.
  2. Amostragem de fluido de edema pulmonar não diluído para medir a taxa líquida de AFC.
    1. Insira um cateter de sucção macio de 14 Fr em uma posição encravada no brônquio distal através do tubo endotraqueal.
    2. Prove o fluido de edema em uma armadilha de sucção aplicando sucção suave.
    3. Centrifugar todas as amostras a 240 x g a 4 °C por 10 min em uma centrífuga refrigerada.
    4. Pegue os supernantes.
      NOTA: A concentração total de proteínas em fluido de edema pulmonar não diluído é medida com um método colorimétrico. Como a taxa de desembaraço do fluido de edema do espaço alveolar é muito mais rápida do que a taxa de remoção de proteínas, a taxa líquida de AFC foi calculada como Por cento AFC = 100 × [1 - (proteína de edema inicial/proteína total de edema final)] e posteriormente foi relatada como %/h37. Amostras de fluido de edema pulmonar não diluídas são coletadas dos animais na linha de base e 4h depois, como descrito anteriormente34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini amostragem de lavage broncoalveolar.
    1. Insira um cateter de sucção macio de 14 Fr em uma posição encravada em um brônquio distal através do tubo endotraqueal.
    2. Incutir 50 mL de uma solução de cloreto de sódio de 0,9% no cateter de sucção.
    3. Prontamente prove o fluido em uma armadilha de sucção.
    4. Pegue a mini lavagem broncoalveolar.
      NOTA: A concentração total de proteínas em mini BAL é medida com um método colorimétrico e, por exemplo, os níveis de citocinas proinflamatórias, como TNF-α, IL-6, IL-1β e IL-18, são medidos usando um método de imunoensaio multiplex. As amostras são coletadas 4 h após a lesão pulmonar induzida por ácido.
  4. Análise de gás no sangue
    1. Coletar gases sanguíneos arteriais através da linha arterial em uma seringa de 3 mL BD Preset com ponta BD Luer-Lok na linha de base. Meça imediatamente PaO2/FiO2, PaCO2, pH, lactato de soro e creatinina sémica usando um analisador de gás sanguíneo ponto de cuidado.
    2. Repita esta etapa a cada hora durante 4 horas após a instilação do ácido.
  5. Amostragem pulmonar
    1. Sacrifique o leitão com uma injeção intravenosa de pentobarbital (150 mg.kg-1) no final do experimento (4h após lesão pulmonar induzida por ácido).
    2. Dissecar e remover os pulmões inteiros. Conserte com álcool acetificado formalin.
    3. Incorpore em parafina e corte a uma espessura de 10 μm.
    4. Mancha com hematoxilina e eosina.
      NOTA: Evidências histológicas de lesão pulmonar podem ser avaliadas usando uma pontuação padronizada de lesão histologia50.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Para este experimento, 25 leitões foram anestesiados e divididos em dois grupos: 12 leitões no grupo não tratado (grupo SHAM) e 13 leitões no grupo acidutico (grupo HCl). Nenhum leitão morreu antes do fim do experimento. Uma análise de duas medidas repetidas de variância (RM-ANOVA) indicou um tempo significativo de interação em grupo (P < 10−4) com um efeito prejudicial do ARDS induzido por HCl no PaO2/FiO2, em comparação com animais falsos sem ARDS(Figura 3). Observou-se diferença significativa entre grupos nos níveis não diluídos de fluidos de edema pulmonar da proteína total medida após 4h de ventilação mecânica (P < 10−4). A ARDS induzida por HCL foi associada ao aumento da proteína BAL quando comparada aos animais falsos(Figura 4). Um RM-ANOVA bidirecional indicou um tempo significativo por interação em grupo (P < 10−4) com ARDS induzido por HCL sendo associado com aumento da água pulmonar extravascular, em comparação com animais falsos sem ARDS(Figura 5A). A produção cardíaca e os valores de resistência vascular sistêmica são relatados na Figura 5B e Figura 5C, respectivamente. Frações inspiratórias e expiratórias de sevoflurano medidos em todos os animais são relatadas na Figura 6, e evidências macroscópicas de lesão pulmonar histópica são mostradas na Figura 7.

Figure 1
Figura 1: Ilustração da configuração necessária para administrar sedação com agentes voláteis halogenados usando o dispositivo de conservação anestésico. (A) Enchimento da seringa específica com o adaptador da garrafa. (B) Scavenging os agentes halogenados usando o filtro de carvão de limpeza. (C) Montagem tanto da bomba de seringa quanto do analisador de gás com o dispositivo de conservação anestésico para usar junto com o ventilador. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: Representação esquemática da conexão do dispositivo de conservação anestésico ao circuito respiratório do ventilador. Isso inclui a integração do módulo para medir a capacidade residual funcional pulmonar. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: Medição da alteração na oxigenação arterial. (A) Evolução da tensão arterial de oxigênio (PaO2) para fração de oxigênio inspirada (FiO2) razão em leitões não tratados (grupo SHAM, N = 12) e leitões acidá-ácidos (grupo HCl, N = 13) durante um período de 4h. (B) Evolução do delta de PaO2/FiO2 em um ponto de tempo específico e de PaO2/FiO2 em H0 em leitões não tratados (grupo SHAM, N = 12) e leitões acidá-ácido (grupo HCl, N = 13). Os valores são expressos em mmHg e representados como meios, com barras de erro representando erros padrão dos meios. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: Medidas da alteração na permeabilidade da membrana alveolar-capilar. Mini níveis de broncoalveolar (BAL) de proteína total a 4 h em leitões não tratados (grupo SHAM, N = 12) e leitões acidátricos (grupo HCl, N = 13). Os valores são expressos em g.L-1 e representados como meios, com barras de erro representando erros padrão dos meios. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5: Medições fornecidas pela termodiluição transpulmonar. (A) Edema pulmonar, conforme avaliado pela água pulmonar extravascular. (B) Saída cardíaca. (C) Resistência vascular sistêmica. A termodilução transpulmonar foi realizada em leitões não tratados (grupo SHAM, N = 12) e leitões acidentais (grupo HCl, N = 13) utilizando um monitor de saída cardíaca do contorno de pulso. Os valores são expressos em mL.kg-1, L.min-1, dynes.s.cm-5, respectivamente, e são relatados como meios, com barras de erro representando erros padrão dos meios. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 6
Figura 6: Medidas das frações expiradas de agentes halogenados, sevoflurano e isoflurane. (A) Expiradas (FEsevoflurane) e inspiradas (FIsevoflurane) frações de sevoflurano durante o período de estudo de 4h. (B) Expirado (FEisoflurane) e inspirado (FIisoflurane) frações de isoflurane durante o período de estudo de 4h. Os valores são expressos em % e representados como meios, com barras de erro representando erros padrão dos meios. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 7
Figura 7: Avaliação macroscópica de todo o pulmão após o período de estudo de 4h. (A) Pulmão inteiro de um leitão não tratado (grupo SHAM). (B) Pulmão inteiro de um leitão acidá-ácido (grupo HCl). A lesão pulmonar macroscópica, com hemorragia visível e congestão, é perceptível nas partes vermelhas do pulmão (setas brancas). Avaliação histológica do pulmão após o período de estudo de 4 h. (C) Fatia histológica do pulmão de um leitão não tratado (grupo SHAM). (D) Fatia histológica do pulmão de um leitão ferido por ácido (grupo HCl). A evidência histológica de lesão pulmonar foi uma maior celularidade composta principalmente de neutrófilos (pontas de flecha preta), com mais áreas de atelectasia e aumento da perturbação alveolar, membranas hialinas, detritos proteicos, hemorragia (seta branca), e o espessamento da parede alveolar (setas pretas). Barras de escala iguais a 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Este artigo descreve um modelo experimental reprodutível de ARDS induzido pela instilação intratraqueal de HCl em leitões para investigar os efeitos protetores pulmonares de voláteis halogenados, como sevoflurano ou isoflurano, entregue usando um dispositivo de conservação anestésico.

O objetivo principal deste estudo foi desenvolver um modelo experimental de ARDS no qual agentes voláteis pudessem ser entregues por um dispositivo de conservação anestésico, como os utilizados em pacientes de UTI. Embora alguns efeitos de agentes halogenados tenham sido previamente estudados em modelos animais, a força do nosso modelo é que ele é um modelo clinicamente relevante, translacional para promover nossa compreensão de tais efeitos. Outra vantagem deste modelo é que lesões pulmonares substanciais podem ser induzidas em animais maiores que camundongos com baixa mortalidade ao longo do tempo. De fato, uma consideração importante na escolha de um modelo animal de ARDS deve ser a questão experimental a ser abordada51. Em um modelo de camundongo, técnicas experimentais para induzir lesões pulmonares, como o ácido oleico intravenoso52,o esgotamento do surfactante induzido por lavage40e a ventilação mecânica de alto estiramento53,podem induzir lesões intensivas em uma escala de tempo de horas a dias, mas não permitem a investigação de reparação/resolução de lesões pulmonares. Além disso, alguns desafios do modelo animal (por exemplo, volumes de marés extremamente grandes em certos modelos de lesão pulmonar induzida pelo ventilador) podem ser extremos, de tal forma que não representam a gama de condições presentes em humanos com ARDS. Por outro lado, modelos como a endotoxina intratracheal54 podem permitir a investigação de certos aspectos da resolução de processos inflamatórios e fibrosos que podem ocorrer após a ARDS clínica, mas não produzem a hipoxemia substancial que é um pré-requisito para um diagnóstico da síndrome51. Para caracterizar melhor seus efeitos específicos, a terapêutica provavelmente deve ser testada em múltiplos modelos, pois nenhum reproduz suficientemente a heterogeneidade do ARDS55.

Nosso modelo tem algumas limitações inerentes. Primeiro, porque eutanásiamos os animais 4h após o início experimental da ARDS, só coletamos parâmetros durante a fase inicial da ARDS. Instalações mais elaboradas, como o "Animal ICUS", são necessárias para investigar fases posteriores da ARDS em leitões. Em segundo lugar, durante os experimentos atuais, apenas avaliamos o grau de lesão pulmonar utilizando um índice de oxigenação arterial, como PaO2/FiO2. No entanto, a maioria das características do ARDS experimental estava presente quando relatamos anteriormente o uso deste modelo ARDS induzido por ácido37. Para melhorar nosso modelo, pode ser interessante adicionar medidas não invasivas do grau de lesão pulmonar, determinadas, por exemplo, utilizando tomografia de impedância elétrica ou ultrassom pulmonar56. Em terceiro lugar, relatamos apenas o uso de um "modelo de um hit" para induzir lesões pulmonares em leitões, enquanto modelos em que mais de um estímulo incitador para lesão pulmonar é induzido são provavelmente mais reflexivos da situação humana patológica, em que um único estímulo incitador raramente está presente ("hipótese de dois acertos")51. Nessa perspectiva, a lesão pulmonar induzida pelo ventilador poderia, por exemplo, ser adicionada ao nosso modelo para produzir um impacto adicional, e este modelo pode ser combinado com outros "hits" prejudiciais se necessário para investigar cenários clínicos mais complexos envolvendo múltiplas características da fisiopatologia ARDS, como lesão endotelial pulmonar, ativação de macrófagos alveolares e os efeitos da hemoglobina livre de células57, entre outros58. Em quarto lugar, não testamos outros agentes halogenados, como o desflurano. Na verdade, só usamos isoflurane e sevoflurano para sedação inalada em leitões porque são mais frequentemente utilizados na prática clínica de UTI, pelo menos na Europa e em algumas outras áreas do mundo.

O modelo suíno contribuiu para avanços significativos na pesquisa experimental nas últimas décadas, e tornou-se uma ponte translacional cada vez mais importante entre modelos tradicionais de pequenos laboratórios de animais e medicina humana. Uma grande vantagem do uso de modelos experimentais em animais de grande porte é permitir investigações que envolvam a ventilação de animais ao longo do tempo. No entanto, esses modelos podem ser extremamente caros, e às vezes podem exigir a disponibilidade de uma UTI animal. Além disso, a disponibilidade limitada de alguns reagentes moleculares em suínos é uma limitação importante. Estudos em animais menores, como ratos, ratos ou coelhos, têm sido altamente úteis no estudo de caminhos individuais, mas a generalização dos resultados para humanos parece limitadaa 59. Estudos em animais maiores podem fornecer avaliações focadas das principais vias fisiológicas e moleculares e podem ser usados para testar novas terapias em humanos, como sedação com agentes halogenados. Além disso, o tamanho dos animais suporta o uso de cateteres clinicamente utilizados, tubos endotraqueais, ventiladores e monitores que não estão totalmente disponíveis para uso em mamíferos menores. De fato, as vantagens importantes do uso de modelos experimentais com animais de grande porte incluem a capacidade de colher várias amostras de sangue longitudinal e realizar análises de gás sanguíneo ao longo do tempo. Além disso, o monitoramento hemodinâmico invasivo poderia ser usado como termodilução transpulmonar com um dispositivo de monitor de saída cardíaca do contorno de pulso, permitindo o estudo do grau de edema alveolar medindo água pulmonar extravascular, parâmetro altamente relevante na alteração da barreira alveolar-capilar durante a ARDS51. No entanto, é necessário cautela quando existem dados além do tamanho a partir de modelos animais, pois existem importantes diferenças anatômicas, fisiológicas e imunológicas entre espécies animais. Modelos animais podem ter diferenças anatômicas que impactarão a pesquisa e a tradução para humanos. De fato, muitos animais, como ratos ou coelhos, têm um mediastino incompleto e membranas viscerais finas, proibindo, por exemplo, o uso da pleura contralateral como controle. No entanto, animais maiores (por exemplo, ovelhas ou porcos) têm uma cavidade pleural em torno de cada pulmão e uma grossa pleura visceral semelhante à dos humanos60.

A administração de anestésicos voláteis aos pacientes de UTI tem sido cada vez mais estudada na última década, principalmente por causa do desenvolvimento de dispositivos dedicados baseados na reflexão ou em um sistema de círculo. Tais dispositivos podem ser inseridos em qualquer circuito de ventilação mecânica para administrar os dois agentes mais utilizados no ajuste da UTI, sevoflurano e isoflurano61. Devido às suas propriedades hipnóticas, broncodilatadores e anticonvulsivantes, agentes halogenados têm sido usados há muito tempo na UTI para gerenciar pacientes com estado refratário asmático, epiléptico de status e cenários complexos de sedação com altos requisitos de sedação, como queimaduras, dor crônica, cirurgias de alto risco ou histórico de abuso de drogas. Embora as diretrizes internacionais recentes não recomendem o uso de agentes voláteis para o tratamento da dor processual62, anestésicos halogenados são cada vez mais populares na Europa, e são considerados uma opção viável para sedação nas DiretrizesAlemãs 63 de2015 , especialmente se forem necessários tempos de alerta curtos. Potenciais propriedades terapêuticas de proteção de órgãos finais através dos mecanismos citoprotetores e anti-inflamatórios64 de anestésicos voláteis têm atraído a atenção de pesquisadores e médicos. De fato, seu uso emergente em UTIs abriu caminho para o estudo de seus potenciais benefícios em pacientes com ARDS. A ARDS representa a forma mais grave e grave de disfunção de órgãos pulmonares, bem como um grande desafio para os pacientes, suas famílias, prestadores de cuidados de saúde de várias disciplinas e sistemas de saúde ao cuidar de pacientes gravemente doentes, especialmente em algumas circunstâncias excepcionais, como durante a atual pandemia COVID-1965,66,67 . Além dos esforços atuais para encontrar terapias antivirais específicas, melhorar as opções de assistência e tratamento de apoio para pacientes com ARDS relacionada ao COVID-19 é, portanto, de grande importância65,68,69. Nessa perspectiva, a lógica que sustenta a sedação inalada com sevoflurano ou isoflurane como forma de melhorar a permeabilidade epitelial pulmonar, diminuir a resposta inflamatória e, potencialmente, melhorar os resultados dos pacientes é forte. Além disso, vários modelos não humanos mostraram que um agente anestésico volátil, como o sevoflurano inalado, melhora a troca de gás21,70,71, reduz o edema alveolar22, e diminui os níveis de citocinas pró-inflamatórias72,73. Esses efeitos poderiam ser explicados pela função epitelial pulmonar restaurada e pelos efeitos imunomodulatórios do agente halogenado. Em um teste de controle randomizado piloto anterior, o uso de um agente halogenado, como sevoflurano, para sedar pacientes ARDS na UTI melhorou a oxigenação e diminuiu os níveis de um marcador de lesão epitelial pulmonar e de algumas citocinas pró-inflamatórias (interleucina [IL]-1β, IL-6 e IL-8 e fator de necrose α) em comparação com a sedação intravenosa28 . Esses resultados reforçam o efeito protetor do sevoflurano na inflamação e na redução da lesão epitelial ou na melhora da AFC, conforme avaliado pelo plasma sRAGE34.

Compreender os mecanismos biológicos e as vias fisiodológicas envolvidas em lesões pulmonares agudas e sua resolução sob sedação inalada com agentes halogenados requer o uso de modelos experimentais e pré-clínicos. Embora os estudos in vitro representem um passo importante na descrição desses mecanismos74, os experimentos in vivo são fundamentais antes que os resultados possam ser extrapolados para o cenário clínico. Além disso, neste grande modelo animal, agentes halogenados poderiam ser administrados usando o mesmo dispositivo de conservação anestésico que em humanos. De fato, dispositivos baseados em reflexão ou em um sistema de círculo, ambos disponíveis para pacientes em alguns países, não têm equivalentes específicos disponíveis para animais de pequeno porte, como para ratos, ratos ou coelhos. Consequentemente, quando os pesquisadores querem administrar agentes halógenos aos animais, eles devem escolher entre pré ou pós-exposição a agentes halogenados, geralmente por indução de câmara de anestesia por mais ou menos tempo sem ventilação mecânica específica durante este período75. Este modelo de leitão permite a reprodução específica das mesmas condições de tratamento como em pacientes de UTI com ARDS, ou seja, a administração de agentes halogenados, como o sevoflurano, além de fornecer ventilação mecânica protetora do pulmão com baixos volumes de maré e PEEP. Curiosamente, nosso modelo relatou o uso da versão recente e miniaturizada do dispositivo de conservação anestésico para administrar sevoflurano pela primeira vez em leitões, permitindo assim que volumes menores de maré e ainda mais espaço instrumental morto sejam definidos em comparação com a versão anterior do dispositivo. Além disso, além de administrar voláteis halógenos, esse modelo de ARDS induzido por ácido poderia ser útil no estudo de caminhos específicos, como os envolvidos em lesões epiteliais pulmonares e seu reparo37.

Em conclusão, este modelo experimental de ARDS em leitões tem vantagens significativas em relação aos existentes. Estes incluem início rápido (dentro de 1 h em geral), boa reprodutibilidade e estabilidade ao longo do tempo, baixa taxa de mortalidade e, mais importante, o uso de um dispositivo clinicamente relevante para fornecer sedação inalada da UTI, permitindo assim novas abordagens translacionais para o estudo dos efeitos dos agentes halogenados na ARDS.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Os autores não têm nada a revelar.

Acknowledgments

Os autores gostariam de agradecer à equipe do GreD, da Université Clermont Auvergne e do Centre International de Chirurgie Endoscopique (todos em Clermont-Ferrand, França).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mm Covidien 18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm) Arrow CV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm) Getinge Pulsion Medical System catheter
Warm blankets WarmTouch5300 MedTronic 5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40 Phillips MNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis System Siemens 20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor Getinge Pulsion Medical System PulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström Carestation General Electrics Engström
Halogenated anesthetics
Anaconda Syringe SedanaMedical 26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-S SedanaMedical 26050
Charcoal filter FlurAbsorb SedanaMedical 26096
Filling Adaptaters SedanaMedical 26042
Ionomer membrane dryer line Nafion SedanaMedical 26053
Products
Propofol Mylan 66617123
Isoflurane Virbac QN01AB06
Cisatracurium Mylan 69252651
Pentobarbital PanPharma 68942457
Sevoflurane Abbvie N01AB08
Sufentanil Mylan 62404996

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Tags

Medicina Edição 163 modelo suíno sevoflurano isoflurano agentes halogenados lesão pulmonar novas terapias ARDS
Entrega de agente halogenado em modelo suíno de síndrome de angústia respiratória aguda através de um dispositivo tipo unidade de terapia intensiva
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Blondonnet, R., Paquette, B.,… More

Blondonnet, R., Paquette, B., Audard, J., Guler, R., Roman, F. X., Zhai, R., Belville, C., Blanchon, L., Godet, T., Futier, E., Bazin, J. E., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device. J. Vis. Exp. (163), e61644, doi:10.3791/61644 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter