Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Halogenert agentlevering i svinemodell av akutt respiratorisk nødsyndrom via en intensivavdeling type enhet

Published: September 24, 2020 doi: 10.3791/61644
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 1,2, 2, 2, 2, 1, 1,2, 1, 3, 2,4, 1,2,5
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

Summary

Vi beskriver en modell av saltsyreindusert akutt respiratorisk nødsyndrom (ARDS) hos gris som mottar sedasjon med halogenerte midler, isofluran og sevofluran, gjennom en enhet som brukes til inhalert intensiv sedasjon. Denne modellen kan brukes til å undersøke de biologiske mekanismene til halogenerte midler på lungeskade og reparasjon.

Abstract

Akutt respiratorisk nødsyndrom (ARDS) er en vanlig årsak til hypoksemisk respirasjonssvikt og død hos kritisk syke pasienter, og det er et presserende behov for å finne effektive terapier. Prekliniske studier har vist at inhalerte halogenerte midler kan ha gunstige effekter i dyremodeller av ARDS. Utviklingen av nye enheter for å administrere halogenerte midler ved hjelp av moderne intensivventilatorer (ICU) har betydelig forenklet dispensering av halogenerte midler til intensivpasienter. Fordi tidligere eksperimentell og klinisk forskning antydet potensielle fordeler med halogenerte volatiler, som sevofluran eller isofluran, for lungealveolar epitelskade og betennelse, to patofysiologiske landemerker av diffus alveolarskade under ARDS, designet vi en dyremodell for å forstå mekanismene for effekten av halogenerte midler på lungeskade og reparasjon. Etter generell anestesi, trakeal intubasjon og initiering av mekanisk ventilasjon ble ARDS indusert i grisene via intratrakeal instillasjon av saltsyre. Deretter ble grisene bedøvet med inhalert sevofluran eller isofluran ved hjelp av en ICU-type enhet, og dyrene ble ventilert med lungebeskyttende mekanisk ventilasjon i løpet av en 4 timers periode. I løpet av studieperioden ble det samlet inn blod- og alveolarprøver for å evaluere arteriell oksygenering, permeabiliteten til alveolarkapillærmembranen, alveolarvæskeclearance og lungebetennelse. Mekaniske ventilasjonsparametere ble også samlet inn gjennom hele eksperimentet. Selv om denne modellen induserte en markert reduksjon i arteriell oksygenering med endret alveolar-kapillær permeabilitet, er den reproduserbar og er preget av en rask utbrudd, god stabilitet over tid og ingen dødelige komplikasjoner.

Vi har utviklet en grisemodell av syreaspirasjon som reproduserer de fleste fysiologiske, biologiske og patologiske egenskapene til klinisk ARDS, og det vil være nyttig å fremme vår forståelse av de potensielle lungebeskyttende effektene av halogenerte midler levert gjennom enheter som brukes til inhalert ICU-sedasjon.

Introduction

Akutt respiratorisk nødsyndrom (ARDS) er en vanlig årsak til hypoksemisk respirasjonssvikt og død hos kritisk syke pasienter1. Den er preget av både diffuse alveolar epitel- og endotelskader, noe som fører til økt permeabilitet og lungeødem, endret alveolarvæskeclearance (AFC) og forverret respiratorisk nød2. Resorpsjonen av alveolarødem og utvinning fra ARDS krever epitelvæsketransport gjennom alveolene for å forbli intakt, noe som tyder på at en terapi som forbedrer AFC kan være nyttig3,4. Selv om lungebeskyttende ventilasjon og en restriktiv strategi for intravenøs væskebehandling har vist seg gunstig for å forbedre resultatene2,5, er de fortsatt forbundet med høy dødelighet og sykelighet6. Derfor er det et presserende behov for å utvikle effektive terapier for syndromet og for bedre å forstå de nøyaktige mekanismene som slike terapier kan fungere gjennom.

Halogenerte bedøvelsesmidler, som isofluran eller sevofluran, har blitt mye brukt til generell anestesi i operasjonsrommet. Sevofluran er forbundet med redusert betennelse i lungene til pasienter som gjennomgår thoraxkirurgi og med en reduksjon i postoperative lungekomplikasjoner, som ARDS7. Lignende resultater har blitt funnet i en metaanalyse av pasienter etter hjertekirurgi8. Halogenerte volatiler har også en bronkodilaterende effekt9,10 og kanskje noen egenskaper som beskytter flere organer, for eksempel hjertet8,11 og nyrene12,13,14. I det siste har det vært økende interesse for klinisk bruk av inhalerte bedøvelsesmidler som beroligende midler på intensivavdelingen. Både dyre- og menneskelige studier støtter de beskyttende effektene av forbehandling med halogenerte midler før langvarig iskemi i leveren15, hjernen16, eller hjertet11. Halogenerte midler har også potensielle farmakokinetiske og farmakodynamiske fordeler i forhold til andre intravenøse midler for sedasjon av kritisk syke pasienter, inkludert en rask utbrudd av handling og rask offset på grunn av liten opphopning i vev. Inhalerte halogenerte midler reduserer intubasjonstider sammenlignet med intravenøs sedasjon hos pasienter som gjennomgår hjertekirurgi17. Flere studier støtter sikkerhet og effekt av halogenerte midler i sedasjon av intensivpasienter18,19,20. I eksperimentelle modeller av ARDS forbedrer inhalert sevofluran gassutveksling21,22, reduserer alveolar ødem21,22, og demper både lunge- og systemisk betennelse23. Isofluran ameliorates også lunge reparasjon etter skade ved å opprettholde integriteten til alveolar-kapillær barrieren, muligens ved å modulere uttrykket av en nøkkel tett knutepunkt protein24,25,26. I tillegg hadde musemakrofager som ble dyrket og behandlet med isofluran bedre fagocytiske effekter på nøytrofiler enn makrofager som ikke ble behandlet med isofluran27.

Imidlertid forblir de nøyaktige biologiske veiene og mekanismene som står for lungebeskyttende egenskaper til flyktige bedøvelser stort sett ukjent til dags dato, og krever videre undersøkelse18. Ytterligere studier er også berettiget til å undersøke de nøyaktige effektene av sevofluran på lungeskade og for å verifisere om eksperimentelle bevis kan oversettes til pasienter. Den første randomiserte kontrollstudien fra teamet vårt fant at administrering av inhalert sevofluran hos pasienter med ARDS var forbundet med oksygeneringsforbedring og reduserte nivåer av både proinflammatoriske cytokiner og lungeepitelskademarkører, vurdert av plasma- og alveolarløselige reseptorer for avanserte glykasjonsendeprodukter (sRAGE)28 . Siden sRAGE nå betraktes som en markør for alveolar type 1 celleskade og en nøkkelformidler av alveolarbetennelse, kan disse resultatene antyde noen gunstige effekter av sevofluran på lungealveolar epitelskade21,29,30.

Bruk av halogenerte midler til inhalert intensivsedasjon har lenge krevd at operasjonsromsbedøvelsesventilatorer og gassdampere skal utplasseres på intensivavdelingen. Siden da har bedøvelsesreflekser som er egnet for bruk med moderne kritiske pleieventilatorer, blitt utviklet for spesifikk bruk på intensivavdelingen31. Disse enhetene har modifisert varme- og fuktighetsvekslingsfiltre satt inn mellom Y-delen av luftveiene og endotrakealrøret. De tillater administrering av halogenerte midler, med isofluran og sevofluran som den mest brukte, og de består av en porøs polypropylen fordamperstang, der et flytende middel, levert av en bestemt sprøytepumpe, frigjøres. Det halogenerte middelet absorberes under utløp av et reflekterende medium som finnes i enheten, og det frigjøres under neste inspirasjon, slik at resirkulering av omtrent 90% av det utløpte halogenerte middelet31,32. Nylig ble en miniatyrisert versjon av enheten utviklet med et instrumentelt dødt rom på 50 ml, noe som gjør den enda mer egnet for bruk under ultrabeskyttelsesventilasjon hos ARDS-pasienter, med tidevannsvolumer som kan være så lave som 200 ml31. En slik miniatyrisert enhet har aldri blitt studert i en eksperimentell grismodell av ARDS.

Fordi tidligere forskning støtter de lovende rollene til halogenerte volatiler i lungealveolarbetennelse og skade under ARDS, designet vi en eksperimentell dyremodell for å oppnå en translasjonell forståelse av mekanismene for effekten av halogenerte midler på lungeskade og reparasjon33,34,35. I denne studien utviklet vi en modell av saltsyre (HCl)-indusert ARDS hos smågriser der inhalert sedasjon kan leveres ved hjelp av den miniatyriserte versjonen av bedøvelsesbevaringsenheten, en ICU-type enhet. Denne store dyremodellen av ARDS kan brukes til å fremme vår forståelse av de potensielle lungebeskyttende effektene av inhalerte halogenerte midler.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Studieprotokollen ble godkjent av Animal Ethics Committee i den franske Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (godkjenningsnummer 01505.03) før de ble registrert ved preclinicaltrials.eu (Pre-klinisk registeridentifikator PCTE00000129). Alle prosedyrer ble utført i Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Frankrike, i samsvar med Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE) retningslinjer36.

1. Dyreforberedelse og anestesi

  1. Piglet-modus
    1. Sikre at den eksperimentelle protokollen er i samsvar med retningslinjer for dyreforsøk, inkludert 3R-prinsippene (erstatning, reduksjon og raffinement) og nasjonale/internasjonale forskrifter.
    2. Innhente godkjenninger fra etikkutvalget for omsorg og bruk av forsøksdyr ved den aktuelle institusjonen før protokollen startes.
    3. Bruk en mannlig hvit Landrace gris (2-4 måneder gammel; veier 10-15 kg).
    4. Plasser grisen i liggende stilling etter premedikasjon ved hjelp av intramuskulær azaperon (beskrevet i 1.2.2).
  2. Anestesi induksjon
    1. Begrens dyr fra å ha mat for natten, samtidig som du gir fri tilgang til vann.
    2. Administrer anxiolytisk premedikasjon til grisen ved hjelp av intramuskulær azaperon (2 mg.kg-1) bak øret.
    3. Påfør et fingertrykk på bløtvevet i den aurikulære basen av grisen for å identifisere medial og lateral auricular vene.
    4. Sett inn et perifert intravenøst 22 G kateter i grisens mediale eller laterale aurikulære vene. Følg kateteret i en grunne vinkel på 45° gjennom huden og før frem til blodet kommer gjennom kateteret.
    5. Induser generell anestesi med intravenøs propofol (3 mg.kg-1) og sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Kontroller dybden på anestesi ved mangel på respons på pedalrefleks.
  3. Trakeal intubasjon38,39
    1. Forbered laryngoskopet med et 4 rett Miller laryngoskopblad.
    2. Før laryngoskopet inn i faryngealhulen og trykk tungen med laryngoskopbladet, noe som gjør epiglottiene synlige.
    3. Visualiser strupehodets åpning av grisen før orotracheal intubasjon.
    4. Sett inn et mansjettrør med 6 mm innvendig diameter.
    5. Blås opp mansjetten på endotrakealrøret for å nå et mansjetttrykk rundt 20–30 cmH2O.
    6. Fest endotrakealrøret til grisens nese med mikropore kirurgisk tape.
    7. Koble til ventilatoren og start mekanisk ventilasjon etter innstillingene som er beskrevet i avsnitt 3.
  4. Vedlikehold av sedasjon
    1. Opprettholde anestesi med kontinuerlig intravenøs infusjon av propofol (5 mg.kg-1.h-1) før syreindusert lungeskade. Infusjonen av propofol vil bli stoppet når halogenerte midler startes.
    2. Tilsett en kontinuerlig intravenøs infusjon av remifentanil (10–20 μ g.kg−1,h−1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1,min−1) for smertebehandling.
    3. Tilsett kontinuerlig intravenøs infusjon av cisatrcurium (0,2 mg.kg-1,h-1) for en nevromuskulær blokade.
    4. Hold kroppstemperaturen på grisen ved ca. 38 °C ved hjelp av varme tepper.
    5. Overvåk elektrokardiogramaktivitet, perifer oksygenmetning (SpO2) og arterielt trykk kontinuerlig ved hjelp av en ekstern skjerm.
  5. Kirurgi
    1. Sett inn sentral venøs tilgang ved hjelp av en kirurgisk eksponering av høyre indre jugularvene og Seldinger-metoden for å sette inn et 3-lumenkateter (7 fransk, 16 cm).
      1. Lag et kutan midtlinjesnitt på det ventrale aspektet av nakken, 2 cm lateral fra luftrøret. Bruk kirurgiske tang for å dissekere vevet.
      2. Lokaliser den indre jugulære venen (ca. 1-2 cm dyp, lateral til den indre halspulsåren) og bruk nålen (18 G, 6,35 cm), lag en punktering med kraniocaudal retningsretning.
      3. Med hånden setter du inn "J"-ledetråden (0,81 mm diameter, 60 cm) gjennom nålen. Fjern nålen forsiktig og sett raskt inn et venøst kateter med tre linjer inn i den indre jugulære venen langs "J" ledetråden. Fjern "J"-ledetråden mens du holder det venøse kateteret på plass.
      4. Aspirer blod gjennom hver linje av det venøse kateteret for å fjerne luften fra de forskjellige linjene og skyll med 5 ml saltoppløsning (0,9% NaCl) for å skylle de tre linjene.
      5. Suturer huden med en 3,0 ikke-absorberbar suturtråd etter det kontinuerlige Lembert-mønsteret og fest kateteret til huden med en enkelt maske og trippel knuter på hver lateral perforering av det sentrale venøse kateteret.
    2. Sett inn en arteriell linje via kirurgisk eksponering av høyre lårarterie og bruk Seldinger-metoden til å sette inn termodilusjonskateteret (3-5 fransk, 20 cm).
      1. Plasser riktig forben av grisen i forlengelse.
      2. Lag et kutan snitt på riktig lyskeområde av grisen. Bruk kirurgiske tang for å dissekere det subkutane og muskulære vevet.
      3. Lokaliser høyre lårarterie ved å palpere lårpulsen (ca. 3-4 cm dyp) og, ved hjelp av nålen (19 G, 54 mm), lag en punktering med en kaudocranial retningsretning.
      4. Sett inn "J"-ledetråden gjennom kanylen. Fjern nålen forsiktig og sett raskt inn et arterielt kateter i lårarterien opp langs ledetråden. Fjern ledetråden mens kateteret er på plass.
      5. Fjern luften fra arterielt kateter og skyll med saltløsning for å skylle linjen.
      6. Suturer huden med en 3,0 ikke-absorberbar suturtråd etter det kontinuerlige Lembert-mønsteret og fest kateteret til huden med en enkelt maske og trippel knuter på hver lateral perforering av arterielt kateter.
      7. Koble kateteret på en arteriell linjerør for å tillate gjenfinning av serielle blodprøver og kontinuerlig hemodynamisk overvåking (arterielt trykk, hjerteindeks og ekstravaskulært lungevann, som indeksert til kroppsvekt) med en pulskontur hjerteutgangsmonitorenhet.

2. Syreindusert akutt lungeskade

FORSIKTIG: Bruk hansker og briller i dette trinnet for å unngå risiko for kontakt med syren med huden eller øynene)

  1. Lag 100 ml HCl ved 0,05 M og pH 1,4.
  2. Ved hjelp av det anatomiske landemerket til det siste segmentet av brystbenet, mål avstanden mellom spissen av endotrakealrøret og karinaen til grisen.
  3. Merk denne avstanden med en svart penn på et Ch14 sugekateter.
  4. Sett sugekateteret gjennom endotrakealrøret opp til det svarte landemerket.
  5. Still forsiktig inn 4 mL.kg-1 (kroppsvekt) syre gjennom sugekateteret i over 3 minutter.
  6. Fjern sugekateteret.

3. Mekanisk ventilasjon

  1. Bruk volumstyrt ventilasjon på en intensivventilator.
  2. Bruk et tidevannsvolum på 6 mL.kg-1, et positivt sluttutløpstrykk (PEEP) på 5 cmH2O og en inspirert oksygenfraksjon (FiO2) på 40 %.
  3. Juster luftveiene for å opprettholde end-tidevann karbondioksid mellom 35 og 45 mmHg.
    MERK: Basert på tidligere studier37,40,41, lungeskade vurderes etablert når arteriell oksygenspenning (PaO2)-til-FiO2-forholdet reduseres til 25% fra grunnlinjen, ca. 1 time etter luftveis HCl-instillasjon.

4. Halogenerte bedøvelsesmidler

MERK: Start sedasjonen med halogenerte bedøvelsesmidler (sevofluran eller isofluran) når syreindusert lungeskade er oppnådd. Den intravenøse sedasjonen ved hjelp av propofol skal deretter avbrytes.

  1. Fylle sprøyten (Figur 1A): Fest påfyllingsadapteren fra produsenten til den 250 ml flasken med halogenert middel og en 60 ml sprøyte til påfyllingsadapteren. Snu flasken opp ned og fyll sprøyten ved å skyve og trekke stempelet. Vri flasken oppreist og fjern sprøyten.
  2. Scavenging (Figur 1B)
    1. Plasser kullfilteret, som brukes til å fjerne halogenerte hydrokarbonbedøvelsesgasser, nær ventilatoren.
    2. Fjern beskyttelseshetten fra kullfilteret.
    3. Koble kullfilteret til utløpsventilen til ventilatoren med et flexrør.
  3. Bruk bedøvelsesanordningen (enhet som brukes til innånding av ICU-sedasjon) (Figur 1C) som beskrevet nedenfor.
    1. Koble ionomermembrantørkeren til gassprøvetakingsporten til bedøvelsesvernet.
    2. Koble den ene siden av gassprøvetakingslinjen til ionomermembrantørkeren.
    3. Koble den andre siden av gassprøvetakingslinjen til gassanalysatoren.
    4. Sett inn bedøvelsesvernet mellom Y-stykket av luftveiene og endotrakealrøret.
    5. Forsikre deg om at bedøvelsesbevaringsanordningen har den svarte siden opp og er skrånende ned mot grisen.
  4. Lever inhalert sedasjon gjennom bedøvelsesvernet (figur 2).
    1. Plasser den spesifikke sprøyten i sprøytepumpen.
    2. Koble bedøvelsesmiddellinjen til sprøyten.
    3. Prime agentlinjen med en bolus på 1,5 ml halogenert middel.
    4. Tilpass den opprinnelige pumpehastigheten i henholdsvis mL.h-1 (innledende sprøytepumpehastighetsinnstillinger for isofluran og sevofluran er henholdsvis 3 og 5 ml / t) til den målrettede utløpte sevofluranfraksjonen (FEsevo) eller den utløpte isofluranfraksjonen (FEiso) -verdien, som vist på gassanalysatoren.
    5. Kontroller at gassanalysatoren viser en FEsevo %–FEiso % eller tilsvarende minimal alveolarkonsentrasjonsverdi som er større enn null. Om nødvendig, gi en ekstra bolus på 0,3 ml halogenert middel.
    6. Tilpass sprøytepumpehastigheten som er nødvendig for å nå en viss konsentrasjon avhengig av minuttvolumet og den målrettede konsentrasjonen, med rater på 2-7 ml.h-1 og 4-10 ml.h-1 er generelt forbundet med utløpte brøkdeler av henholdsvis 0,2% –0,7% og 0,5%-1,4% for isofluran42 og sevofluran28,43.
    7. Under eksperimentet fortsetter du administrasjonen av de halogenerte midlene med henholdsvis FEsevo og FEiso-mål på henholdsvis 0,8–1,1 og 0,5–0,8.

5. Målinger

  1. Overvåking
    1. Samle forskjellige parametere målt av den eksterne skjermen: hjertefrekvens, blodtrykk og perifer oksygenmetning.
    2. Registrer parametere målt av respiratoren: tidevannsvolum, åndedrettsfrekvens, sett PEEP, auto-PEEP (ved å bruke en utløpsrommanøver på 5 s på respiratoren), overholdelse av luftveiene, luftveismotstand, inspiratorisk platåtrykk (ved å bruke en inspiratorisk holdmanøver på 2 s på respiratoren), topp inspiratorisk trykk og drivtrykk.
    3. Beregn lungefunksjonell restkapasitet ved hjelp av Nitrogen Wash In/Wash Out-metoden hvis den er integrert i respiratoren.
    4. Bruk den termiske indikatoren som tidligere er satt inn i lårarterien for å måle det ekstravaskulære vannvolumet i lungene, hjerteindeksen og systemisk vaskulær motstand.
  2. Ufortynnet lungeødemvæskeprøvetaking for å måle netto AFC-rate.
    1. Sett inn et mykt 14 Fr sugekateter i kileposisjon i den distale bronchusen gjennom endotrakealrøret.
    2. Prøv ødemvæske i en sugefelle ved å påføre forsiktig sug.
    3. Sentrifuger alle prøver ved 240 x g ved 4 °C i 10 minutter i en nedkjølt sentrifuge.
    4. Samle supernatantene.
      MERK: Total proteinkonsentrasjon i ufortynnet lungeødemvæske måles med en kolorimetrisk metode. Fordi clearance av ødemvæske fra alveolarrommet er mye raskere enn proteinfjerningshastigheten, ble netto AFC-rate beregnet som Prosent AFC = 100 × [1 - (innledende ødemprotein / endelig ødem totalt protein)] og deretter ble rapportert som %/h37. Ufortynnet lungeødemvæskeprøver samles inn fra dyrene ved baseline og 4 timer senere, som tidligere beskrevet34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini bronchoalveolar lavage prøvetaking.
    1. Sett et mykt 14 Fr sugekateter i kileposisjon i en distal bronchus gjennom endotrakealrøret.
    2. Instill 50 ml av en 0,9% natriumkloridoppløsning i sugekateteret.
    3. Ta straks væsken i en sugefelle.
    4. Samle mini bronchoalveolar lavage.
      MERK: Total proteinkonsentrasjon i mini BAL måles med en kolorimetrisk metode, og for eksempel måles nivåene av proinflammatoriske cytokiner, som TNF-α, IL-6, IL-1β og IL-18, ved hjelp av en multipleks immunoassay-metode. Prøver samles inn 4 timer etter den syreinduserte lungeskaden.
  4. Analyse av blodgass
    1. Samle arterielle blodgasser gjennom arteriell linje i en 3 ml BD forhåndsinnstilt sprøyte med BD Luer-Lok spiss ved baseline. Mål umiddelbart PaO2/FiO2, PaCO2, pH, serumlaktat og serumkreatinin ved hjelp av en blodgassanalysator.
    2. Gjenta dette trinnet hver time i 4 timer etter syreinnånding.
  5. Lungeprøvetaking
    1. Ofre grisen med en intravenøs injeksjon av pentobarbital (150 mg.kg-1) på slutten av eksperimentet (4 timer etter syreindusert lungeskade).
    2. Disseker og fjern hele lungene. Fiks med alkohol acetified formalin.
    3. Bygg inn i parafin og skjær i en tykkelse på 10 μm.
    4. Flekk med hematoksylin og eosin.
      MERK: Histologiske bevis på lungeskade kan vurderes ved hjelp av en standardisert histologiskade score50.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

For dette eksperimentet ble 25 grisene bedøvet og delt i to grupper: 12 gris i den ubehandlede gruppen (SHAM-gruppen) og 13 gris i den syre-skadede gruppen (HCl-gruppen). Ingen gris døde før slutten av eksperimentet. En toveis gjentatt-måls analyse av varians (RM-ANOVA) indikerte en betydelig tid etter gruppeinteraksjon (P < 10−4) med en skadelig effekt av HCl-induserte ARDS på PaO2/FiO2, sammenlignet med skamdyr uten ARDS (figur 3). En signifikant forskjell mellom gruppene ble notert i de ufortynnede lungeødemvæskenivåene av det totale proteinet målt etter 4 timer mekanisk ventilasjon (P < 10−4). HCl-indusert ARDS var assosiert med økt BAL-protein sammenlignet med sham-dyrene (figur 4). En toveis RM-ANOVA indikerte en betydelig tid etter gruppeinteraksjon (P < 10-4) med HCl-induserte ARDS assosiert med økt ekstravaskulært lungevann, sammenlignet med sham dyr uten ARDS (Figur 5A). Hjerteutgang og systemiske vaskulære resistensverdier rapporteres i henholdsvis figur 5B og figur 5C. Inspiratoriske og ekspiratoriske fraksjoner av sevofluran målt hos alle dyr rapporteres i figur 6, og makroskopiske tegn på histopologisk lungeskade er vist i figur 7.

Figure 1
Figur 1: Illustrasjon av oppsettet som trengs for å administrere sedasjon med halogenerte flyktige midler ved hjelp av bedøvelsessikringen. (A) Fyll den spesifikke sprøyten med flaskeadapteren. (B) Scavenging av halogenerte midler ved hjelp av det scavenging kullfilteret. (C) Montering av både sprøytepumpen og gassanalysatoren med bedøvelsesvernet som skal brukes sammen med ventilatoren. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Skjematisk fremstilling av tilkoblingen av bedøvelsesvernet til respiratorisk krets av ventilatoren. Dette inkluderer integrering av modulen for å måle lungefunksjonell restkapasitet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Måling av endringen i arteriell oksygenering. (A) Utvikling av arteriell oksygenspenning (PaO2) til inspirert oksygenfraksjon (FiO2) i ubehandlede gris (SHAM-gruppe, N = 12) og syrefattige smågris (HCl-gruppe, N = 13) i løpet av en 4 h periode. (B) Evolusjon av deltaet i PaO2/FiO2 på et bestemt tidspunkt og av PaO2/FiO2 ved H0 i ubehandlede smågris (SHAM-gruppe, N = 12) og syre-skadde smågriser (HCl-gruppen, N = 13). Verdier uttrykkes i mmHg og representeres som midler, med feilfelt som representerer standardfeil av midlene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Målinger av endringen i alveolar-kapillær membrangjennomtrengelighet. Mini bronkoalveolar nivåer (BAL) av totalt protein ved 4 h i ubehandlede gris (SHAM gruppe, N = 12) og syre-skadet gris (HCl gruppe, N = 13). Verdier uttrykkes i g.L-1 og representeres som midler, med feilfelt som representerer standardfeil for midlene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Målinger gitt ved transpulmonal termodilusjon. (A) Lungeødem, vurdert ved ekstravaskulært lungevann. (B) Hjerteutgang. (C) Systemisk vaskulær motstand. Transpulmonal termodilusjon ble utført i ubehandlede smågris (SHAM-gruppe, N = 12) og syre-skadde gris (HCl-gruppe, N = 13) ved hjelp av en pulskontur hjerteutgangsmonitor. Verdier uttrykkes i henholdsvis mL.kg-1, L.min-1, dynes.s.cm-5og rapporteres på samme måte, med feilfelt som representerer standardfeil for midlene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 6
Figur 6: Målinger av de utløpte fraksjonene av halogenerte midler, sevofluran og isofluran. (A) Utløpt (FEsevofluran) og inspirert (FIsevofluran) sevofluranfraksjoner i løpet av 4-timers studieperioden. (B) Utløpt (FEisofluran) og inspirert (FIisofluran) isofluranfraksjoner i løpet av 4-timers studieperioden. Verdier uttrykkes i % og representeres som midler, med feilfelt som representerer standardfeil for midlene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 7
Figur 7: Makroskopisk evaluering av hele lungen etter 4 timers studietid. (A) Hel lunge av en ubehandlet gris (SHAM gruppe). (B) Hel lunge av en syre-skadet gris (HCl gruppe). Makroskopisk lungeskade, med synlig blødning og overbelastning, er merkbar i de røde delene av lungen (hvite piler). Histolog evaluering av lungen etter 4 h studieperioden. (C) Histologisk skive av lungen av en ubehandlet gris (SHAM gruppe). (D) Histologisk skive av lungen av en syre-skadet gris (HCl gruppe). Histologiske bevis på lungeskade var en større cellulæritet som hovedsakelig består av nøytrofiler (svarte pilspisser), med flere områder av atelektase og økt alveolarforstyrrelse, hyalinmembraner, proteinrester, blødning (hvit pil) og fortykning av alveolarveggen (svarte piler). Skalastenger lik 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne artikkelen beskriver en reproduserbar eksperimentell modell av ARDS indusert av intratrakeal instillasjon av HCl hos grisene for å undersøke lungebeskyttende effekter av halogenerte volatiler, for eksempel sevofluran eller isofluran, levert ved hjelp av en bedøvelseskonserveringsenhet.

Hovedmålet med denne studien var å utvikle en eksperimentell modell av ARDS der flyktige midler kunne leveres av en bedøvelsesbevaringsenhet, for eksempel de som brukes hos intensivpasienter. Selv om noen effekter av halogenerte midler tidligere har blitt studert i dyremodeller, er styrken på modellen vår at den er en klinisk relevant, translasjonell modell for å fremme vår forståelse av slike effekter. En annen fordel med denne modellen er at betydelig lungeskade kan induseres hos dyr som er større enn mus med lav dødelighet over tid. Faktisk bør en viktig vurdering i valget av en dyremodell av ARDS være det eksperimentelle spørsmålet som skal adresseres51. I en musemodell kan eksperimentelle teknikker for å indusere lungeskader, for eksempel intravenøs oljesyre52, lavageindusert overflateaktiv uttømming40og mekanisk ventilasjon med høy strekk53, forårsake intensiv skade over en tidsskala fra timer til dager, men de tillater ikke undersøkelse av reparasjon/oppløsning av lungeskader. Videre kan noen utfordringer med dyremodellen (f.eks. ekstremt store tidevannsvolumer i visse modeller av respiratorindusert lungeskade) være ekstreme, slik at de er upretensiøse av det spekteret av forhold som er tilstede hos mennesker med ARDS. Omvendt kan slike modeller som intratrakeal endotoxin54 tillate undersøkelse av visse aspekter ved oppløsning av betennelse og fibrotiske prosesser som kan oppstå etter klinisk ARDS, men de produserer ikke den betydelige hypoksemien som er en forutsetning for en diagnose av syndromet51. For å karakterisere deres spesifikke effekter bedre, bør terapeutiske stoffer sannsynligvis testes i flere modeller, da ingen tilstrekkelig reproduserer heterogeniteten til ARDS55.

Vår modell har noen iboende begrensninger. For det første, fordi vi euthanized dyrene 4 h etter eksperimentell ARDS utbrudd, samlet vi bare parametere i den tidlige fasen av ARDS. Mer forseggjorte fasiliteter, for eksempel "dyr ICUS", er nødvendig for å undersøke senere faser av ARDS i grisene. For det andre, under de nåværende forsøkene, vurderte vi bare graden av lungeskade ved hjelp av en indeks over arteriell oksygenering, for eksempel PaO2/ FiO2. Imidlertid var de fleste funksjonene i eksperimentelle ARDS til stede da vi tidligere rapporterte bruk av denne syreinduserte ARDS-modellen37. For å forbedre vår modell kan det være interessant å legge til ikke-invasive mål på graden av lungeskade, bestemt for eksempel ved hjelp av elektrisk impedanstomografi eller lunge ultralyd56. For det tredje rapporterer vi bare bruken av en "one-hit modell" for å indusere lungeskade hos grisene, mens modeller der mer enn en oppfordring til lungeskade er indusert, er sannsynligvis mer reflekterende for den patologiske menneskelige situasjonen, der en enkelt oppfordringstimulans sjelden er til stede ("to-hithypotese") 51. Fra dette perspektivet kan respiratorindusert lungeskade for eksempel legges til modellen vår for å produsere en ekstra hit, og denne modellen kan kombineres med andre skadelige "treff" om nødvendig for å undersøke mer komplekse kliniske scenarier som involverer flere funksjoner i ARDS-patofysiologien, for eksempel lunge endothelial skade, alveolar makrofagaktivering og effekten av cellefri hemoglobin57, blant annet58. For det fjerde testet vi ikke andre halogenerte midler som desfluran. Faktisk brukte vi bare isofluran og sevofluran for inhalert sedasjon hos grisene fordi de oftest brukes i klinisk intensivpraksis, i det minste i Europa og i noen andre områder av verden.

Svinemodellen har bidratt til betydelige fremskritt innen eksperimentell forskning de siste tiårene, og den har blitt en stadig viktigere oversettelsesbro mellom tradisjonelle små laboratoriedyrmodeller og human medisin. En stor fordel med å bruke eksperimentelle modeller hos store dyr er å tillate undersøkelser som involverer ventilasjon av dyr over tid. Likevel kan slike modeller være ekstremt dyre, og de kan noen ganger kreve tilgjengeligheten av en dyreintensiv. I tillegg er den begrensede tilgjengeligheten av noen molekylære reagenser hos griser en viktig begrensning. Studier på mindre dyr, som mus, rotter eller kaniner, har vært svært nyttige for å studere individuelle veier, men generaliserbarheten av resultatene til mennesker vises begrenset59. Større dyrestudier kan gi fokuserte evalueringer av viktige fysiologiske og molekylære veier og kan brukes til å teste nye terapier hos mennesker, for eksempel sedasjon med halogenerte midler. Videre støtter størrelsen på dyrene bruk av klinisk brukte katetre, endotrakeale rør, respiratorer og skjermer som ikke er fullt tilgjengelige for bruk i mindre pattedyr. Faktisk inkluderer de viktige fordelene ved å bruke eksperimentelle modeller med store dyr evnen til å ta flere langsgående blodprøver og utføre blodgassanalyser over tid. I tillegg kan invasiv hemodynamisk overvåking brukes som transpulmonal termodilusjon med pulskontur hjerteutgangsmonitorenhet, slik at studiet av graden av alveolarødem ved å måle ekstravaskulært lungevann, en svært relevant parameter i endringen av alveolar-kapillærbarrieren under ARDS51. Likevel er forsiktighet nødvendig når data bortsett fra størrelse tolkes fra dyremodeller, fordi viktige anatomiske, fysiologiske og immunologiske forskjeller eksisterer blant dyrearter. Dyremodeller kan ha anatomiske forskjeller som vil påvirke forskning og oversettelse til mennesker. Faktisk har mange dyr, som mus eller kaniner, et ufullstendig mediastinum og tynne viscerale membraner, som forbyr for eksempel bruk av den kontralaterale pleuraen som kontroll. Imidlertid har større dyr (f.eks. sauer eller griser) ett pleural hulrom rundt hver lunge og en tykk visceral pleura som ligner på mennesker60.

Administrasjonen av flyktige bedøvelsesmidler til intensivpasienter har blitt studert i økende grad det siste tiåret, hovedsakelig på grunn av utviklingen av dedikerte enheter basert enten på refleksjon eller på et sirkelsystem. Slike enheter kan settes inn i en hvilken som helst mekanisk ventilasjonskrets for å administrere de to midlene som oftest brukes i ICU-innstillingen, sevofluran og isofluran61. På grunn av deres hypnotiske, bronkodilatator og antikonvulsive egenskaper har halogenerte midler blitt brukt i lang tid på intensivavdelingen for å håndtere pasienter med ildfast status astmaticus, status epilepticus og komplekse sedasjonsscenarier med høye sedasjonskrav, for eksempel brannskader, kronisk smerte, høyrisikooperasjoner eller en historie med narkotikamisbruk. Selv om nyere internasjonale retningslinjer ikke anbefaler å bruke flyktige midler for prosedyremessig smertebehandling62, blir halogenerte bedøvelser stadig mer populære i Europa, og de regnes som et mulig alternativ for sedasjon i 2015 Tyske retningslinjer63, spesielt hvis det er behov for korte vekketider. Potensielle terapeutiske end-organ-beskyttende egenskaper via cytoprotective og antiinflammatoriske mekanismer64 av flyktige bedøvelser har tiltrukket seg oppmerksomheten til forskere og leger. Faktisk har deres nye bruk i ICUer banet vei for studiet av deres potensielle fordeler hos pasienter med ARDS. ARDS representerer den ultimate og mest alvorlige formen for lungeorgandysfunksjon, samt en stor utfordring for pasienter, deres familier, helsepersonell fra ulike disipliner og helsesystemer når de tar vare på kritisk syke pasienter, spesielt under noen eksepsjonelle omstendigheter, for eksempel under den nåværende COVID-19-pandemien65,66,67 . Utover den nåværende innsatsen for å finne spesifikke antivirale terapier, er det derfor av stor betydning65,68,69. Fra dette perspektivet er begrunnelsen som støtter inhalert sedasjon med sevofluran eller isofluran som en måte å forbedre lungeepitelets permeabilitet, for å redusere den inflammatoriske responsen, og potensielt for å forbedre pasientresultatene sterk. I tillegg har flere ikke-menneskelige modeller vist at et flyktig bedøvelsesmiddel, som inhalert sevofluran, forbedrergassutvekslingen 21,70,71, reduserer alveolar ødem22, og reduserer nivåene av proinflammatoriske cytokiner72,73. Disse effektene kan forklares med restaurert lungeepiteringsfunksjon og av immunmodulerende effekter av halogenert middel. I en tidligere pilot randomisert kontrollstudie ble bruk av et halogenert middel, som sevofluran, for å berolige ARDS-pasienter på intensivavdelingen forbedret oksygenering og reduserte nivåer av en markør for lungeepitelskade og av noen proinflammatoriske cytokiner (interleukin [IL]-1β, IL-6 og IL-8 og tumornekrosefaktor-α) sammenlignet med intravenøs sedasjon28 . Disse resultatene forsterker den beskyttende effekten av sevofluran på betennelse og på redusert epitelskade eller forbedret AFC, som vurdert av plasma sRAGE34.

Å forstå de biologiske mekanismene og patofysiologiske veiene som er involvert i akutt lungeskade og oppløsningen under inhalert sedasjon med halogenerte midler krever bruk av eksperimentelle og prekliniske modeller. Selv om in vitro-studier representerer et viktig skritt i å beskrive disse mekanismene74, er in vivo-eksperimenter grunnleggende før resultatene kan ekstrapoleres til den kliniske innstillingen. Videre, i denne store dyremodellen, kan halogenerte midler administreres ved hjelp av samme bedøvelsesbevaringsanordning som hos mennesker. Faktisk har enheter basert enten på refleksjon eller på et sirkelsystem, som begge er tilgjengelige for pasienter i noen land, ikke spesifikke ekvivalenter tilgjengelig for små dyr, for eksempel for mus, rotter eller kaniner. Følgelig, når forskere ønsker å administrere halogenerte midler til dyr, må de velge mellom enten pre- eller posteksponering for halogenerte midler, vanligvis via anestesikammerinduksjon over mer eller mindre lang tid uten spesifikk mekanisk ventilasjon i denne perioden75. Denne grisemodellen tillater spesifikk reproduksjon av de samme behandlingsforholdene som hos intensivpasienter med ARDS, det vil forventes administrering av halogenerte midler, som sevofluran, i tillegg til å levere lungebeskyttende mekanisk ventilasjon med lave tidevannsvolumer og PEEP. Interessant nok rapporterte vår modell bruken av den nylige, miniatyriserte versjonen av bedøvelsesbevaringsenheten for å administrere sevofluran for første gang i grisene, og dermed tillate mindre tidevannsvolumer og ytterligere instrumentell død plass å bli satt sammenlignet med den forrige versjonen av enheten. Videre, i tillegg til å administrere halogenerte volatiler, kan denne modellen av syreindusert ARDS være nyttig for å studere spesifikke veier, for eksempel de som er involvert i lungeepitelskade og reparasjon37.

Til slutt har denne eksperimentelle modellen av ARDS hos grisene betydelige fordeler sammenlignet med de eksisterende. Disse inkluderer rask utbrudd (innen 1 time generelt), god reproduserbarhet og stabilitet over tid, lav dødelighet, og enda viktigere, bruk av en klinisk relevant enhet for å levere inhalert ICU-sedasjon, og dermed tillate nye translasjonelle tilnærminger til studiet av effekten av halogenerte midler i ARDS.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne vil takke de ansatte fra GreD, Université Clermont Auvergne og Centre International de Chirurgie Endoscopique (alle i Clermont-Ferrand, Frankrike).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mm Covidien 18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm) Arrow CV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm) Getinge Pulsion Medical System catheter
Warm blankets WarmTouch5300 MedTronic 5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40 Phillips MNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis System Siemens 20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor Getinge Pulsion Medical System PulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström Carestation General Electrics Engström
Halogenated anesthetics
Anaconda Syringe SedanaMedical 26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-S SedanaMedical 26050
Charcoal filter FlurAbsorb SedanaMedical 26096
Filling Adaptaters SedanaMedical 26042
Ionomer membrane dryer line Nafion SedanaMedical 26053
Products
Propofol Mylan 66617123
Isoflurane Virbac QN01AB06
Cisatracurium Mylan 69252651
Pentobarbital PanPharma 68942457
Sevoflurane Abbvie N01AB08
Sufentanil Mylan 62404996

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Tags

Medisin Utgave 163 svinemodell sevofluran isofluran halogenerte midler lungeskade nye terapier ARDS
Halogenert agentlevering i svinemodell av akutt respiratorisk nødsyndrom via en intensivavdeling type enhet
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Blondonnet, R., Paquette, B.,… More

Blondonnet, R., Paquette, B., Audard, J., Guler, R., Roman, F. X., Zhai, R., Belville, C., Blanchon, L., Godet, T., Futier, E., Bazin, J. E., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device. J. Vis. Exp. (163), e61644, doi:10.3791/61644 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter