Summary
في هذا البروتوكول ، يتم وصف نموذج لزرع الكبد التقويمي الخنازير بعد التخزين البارد الثابت للأعضاء المانحة لمدة 20 ساعة دون استخدام مجازة وريدية وريدية أثناء التطعيم. يستخدم هذا النهج تقنية جراحية مبسطة مع تقليل المرحلة الكبدية وإدارة متطورة للحجم وضغط الأوعية.
Abstract
تعتبر زراعة الكبد المعيار الذهبي لعلاج مجموعة متنوعة من أمراض الكبد القاتلة. ومع ذلك ، فإن القضايا التي لم يتم حلها مثل فشل الكسب غير المشروع المزمن ، والنقص المستمر في المتبرعين بالأعضاء ، وزيادة استخدام الطعوم الهامشية تتطلب تحسين المفاهيم الحالية ، مثل تنفيذ تروية آلة الأعضاء. من أجل تقييم طرق جديدة لتجديد الكسب غير المشروع وتعديله ، هناك حاجة إلى نماذج متعدية. فيما يتعلق بأوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية مع البشر والتقدم الأخير في مجال زراعة الأعضاء الأجانب ، أصبحت الخنازير الأنواع الحيوانية الكبيرة الرئيسية المستخدمة في نماذج الزرع. بعد التقديم الأولي لنموذج زرع الكبد التقويمي الخنازير بواسطة Garnier et al. في عام 1965 ، تم نشر العديد من التعديلات على مدار ال 60 عاما الماضية.
نظرا للسمات التشريحية المحددة ، يعتبر المجازة الوريدية الوريدية خلال المرحلة الكبدية ضرورة لتقليل احتقان الأمعاء ونقص التروية مما يؤدي إلى عدم استقرار الدورة الدموية والوفيات المحيطة بالجراحة. ومع ذلك ، فإن تنفيذ الالتفافية يزيد من التعقيد التقني واللوجستي للإجراء. علاوة على ذلك ، تم الإبلاغ سابقا عن المضاعفات المرتبطة بها مثل انسداد الهواء والنزيف والحاجة إلى استئصال الطحال في وقت واحد.
في هذا البروتوكول ، نصف نموذجا لزراعة الكبد التقويمي الخنازير دون استخدام المجازة الوريدية. يوضح تطعيم أكباد المتبرع بعد التخزين البارد الثابت لمدة 20 ساعة - محاكاة المعايير الموسعة لظروف المتبرع - أنه يمكن تنفيذ هذا النهج المبسط دون تغييرات كبيرة في الدورة الدموية أو الوفيات أثناء العملية ومع امتصاص منتظم لوظائف الكبد (على النحو المحدد من خلال إنتاج الصفراء واستقلاب CYP1A2 الخاص بالكبد). يتم ضمان نجاح هذا النهج من خلال تقنية جراحية محسنة وحجم تخدير متطور وإدارة الأوعية الدموية.
يجب أن يكون هذا النموذج ذا أهمية خاصة لمجموعات العمل التي تركز على الدورة التدريبية اللاحقة للجراحة مباشرة ، وإصابة نقص التروية ، والآليات المناعية المرتبطة بها ، وإعادة تكييف الأعضاء المانحة ذات المعايير الموسعة.
Introduction
لا يزال زرع الكبد هو الفرصة الوحيدة للبقاء على قيد الحياة في مجموعة متنوعة من الأمراض المختلفة التي تؤدي إلى الفشل الكبدي الحاد أو المزمن. منذ أول تطبيق ناجح له في البشرية في عام 1963 من قبل Thomas E. Starzl ، تطور مفهوم زراعة الكبد إلى خيار علاج موثوق به يتم تطبيقه في جميع أنحاء العالم ، ويرجع ذلك أساسا إلى التقدم في فهم الجهاز المناعي ، وتطوير كبت المناعة الحديث ، وتحسين الرعاية المحيطة بالجراحة والتقنيات الجراحية 1,2 . ومع ذلك ، فقد أدى شيخوخة السكان وارتفاع الطلب على الأعضاء إلى نقص المتبرعين ، مع زيادة استخدام الطعوم الهامشية من المتبرعين ذوي المعايير الموسعة وظهور تحديات جديدة في العقود الماضية. يعتقد أن إدخال ونوية آلة الأعضاء وتنفيذها على نطاق واسع يفتح مجموعة من الاحتمالات فيما يتعلق بتجديد الكسب غير المشروع وتعديله والمساعدة في التخفيف من نقص الأعضاء وتقليل وفيات قائمة الانتظار3،4،5،6.
من أجل تقييم هذه المفاهيم وآثارها في الجسم الحي ، تعد نماذج الزرع الانتقالية ضرورية7. في عام 1983 ، قدم Kamada et al. نموذجا فعالا لزراعة الكبد في الفئران والذي تم تعديله وتطبيقه على نطاق واسع من قبل مجموعات العمل في جميع أنحاء العالم8،9،10،11. يعد نموذج زراعة الكبد التقويمي في الفئران أكثر تطلبا من الناحية الفنية ، ولكنه أيضا أكثر قيمة من حيث قابلية النقل المناعي ، وقد تم الإبلاغ عنه لأول مرة في عام 1991 بواسطة Qian et al.12. على الرغم من المزايا المتعلقة بالتوافر ورعاية الحيوان والتكاليف ، فإن نماذج القوارض محدودة في قابليتها للتطبيق في البيئات السريرية7. وبالتالي ، هناك حاجة إلى نماذج حيوانية كبيرة.
في السنوات الأخيرة ، أصبحت الخنازير الأنواع الحيوانية الرئيسية المستخدمة في البحوث الانتقالية بسبب أوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية مع البشر. علاوة على ذلك ، قد يؤدي التقدم الحالي في مجال زراعة الأعضاء الأجانب إلى زيادة أهمية الخنازير ككائنات بحثية13,14.
وصف Garnier et al. نموذج زرع الكبد في الخنازير في وقت مبكر من عام 196515. أبلغ العديد من المؤلفين ، بما في ذلك Calne et al. في عام 1967 و Chalstrey et al. في عام 1971 ، عن تعديلات لاحقة ، مما أدى في النهاية إلى مفهوم آمن وممكن لزراعة كبد الخنازير التجريبية في العقود التالية16،17،18،19،20،21.
في الآونة الأخيرة ، قدمت مجموعات عمل مختلفة بيانات فيما يتعلق بالقضايا الحالية في زراعة الكبد باستخدام تقنية زرع الكبد التقويمي الخنازير ، بما في ذلك دائما تقريبا الوريد الوريدي النشط أو السلبي ، أي بورتو كافال ، تجاوز19،22. والسبب في ذلك هو عدم تحمل الأنواع لقط الوريد الأجوف السفلي والوريد البابي خلال المرحلة الكبدية بسبب الأمعاء الأكبر نسبيا وعدد أقل من تحويلات بورتو كافال أو كافو كافال (على سبيل المثال ، عدم وجود الوريد azygos) ، مما يؤدي إلى زيادة المراضة والوفيات المحيطة بالجراحة23. تقنيات زرع الوريد الأجوف السفلي المطبقة على المتلقين من البشر كبديل غير مجدية لأن الوريد الأجوف السفلي للخنزير مغطى بأنسجة كبدية23.
ومع ذلك ، فإن استخدام المجازة الوريدية يزيد من التعقيد التقني واللوجستي في إجراء جراحي متطلب بالفعل ، وبالتالي قد يمنع مجموعات العمل من محاولة تنفيذ النموذج تماما. بصرف النظر عن التأثيرات الفسيولوجية والمناعية المباشرة للممر الجانبي ، أشار بعض المؤلفين إلى المراضة الكبيرة مثل فقدان الدم أو انسداد الهواء أثناء وضع التحويلة والحاجة إلى استئصال الطحال المتزامن ، مما قد يؤثر على النتائج قصيرة وطويلة الأجل بعد engraftment24,25.
يصف البروتوكول التالي تقنية بسيطة لزراعة الكبد التقويمي للخنازير بعد التخزين البارد الثابت لأعضاء المتبرع لمدة 20 ساعة ، والتي تمثل معايير ممتدة لظروف المتبرع دون استخدام المجازة الوريدية الوريدية أثناء التطعيم ، بما في ذلك شراء الكبد من المتبرع ، وإعداد الطاولة الخلفية ، واستئصال الكبد المتلقي ، وإدارة التخدير قبل وأثناء العملية.
يجب أن يكون هذا النموذج ذا أهمية خاصة لمجموعات العمل الجراحية التي تركز على الدورة التالية للجراحة مباشرة ، وإصابة نقص التروية ، وإعادة تكييف الأعضاء المانحة ذات المعايير الموسعة ، والآليات المناعية المرتبطة بها.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
أجريت هذه الدراسة في مختبر علوم الحيوان في كلية الطب في هانوفر بعد موافقة السلطة الإقليمية في ولاية سكسونيا السفلى لحماية المستهلك وسلامة الأغذية (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]؛ 19/3146).
1. شراء الكبد المانحة
ملاحظة: كان المتبرعون بالكبد من إناث الخنازير المنزلية (Sus scrofa domesticus) ، الذين تتراوح أعمارهم بين 4-5 أشهر ويبلغ متوسط وزن الجسم حوالي 50 كجم ، والتي كانت بالفعل في الحجر الصحي في مرفق أبحاث الحيوانات لمدة لا تقل عن 10 أيام قبل الجراحة.
- يجب إجراء التخدير المسبق عن طريق الحقن العضلي للأتروبين (0.04-0.08 ملغم / كغم من وزن الجسم) ، زولازيبام (5 ملغم / كغ من وزن الجسم) ، والتيليتامين (5 ملغ / كغ من وزن الجسم). بعد إنشاء الوصول عن طريق الوريد (على سبيل المثال ، وريد الأذن) حث التخدير بحقن البروبوفول (1.5 - 2.5 ملغ / كغ من وزن الجسم).
- إجراء التنبيب مع أنبوب القصبة الهوائية 8.0-8.5 ملم ، وهذا يتوقف على حجم الحيوان والتشريح. إنشاء مراقبة تخطيط القلب الكهربائي ، وقياس غازات الجهاز التنفسي وتشبع الأكسجين المحيطي ، وقياس ضغط الدم غير الغازية.
- الحفاظ على التخدير في الخنازير أثناء شراء الكبد من متبرع عن طريق استنشاق إيزوفلوران (0.8-1.5 حجم٪) وتطبيق الفنتانيل عن طريق الوريد (0.003-0.007 ملغم / كغم من وزن الجسم). قم بإجراء تهوية يتم التحكم في حجمها طوال الإجراء.
- بعد وضع الخنزير المانح في وضع ضعيف وتثبيت الأطراف في قاعدة طاولة العمليات بأشرطة مرنة ، افرك الجلد بعامل مطهر ، على سبيل المثال ، بوفيدون اليود أو كحول الأيزوبروبيل ، وقم بتغطية الحيوان بستائر معقمة.
- تأكد من عمق التخدير الكافي عن طريق فقدان استجابة الانسحاب لقرص إصبع القدم. إجراء بضع البطن خط الوسط بدءا من عملية الخنجري باستخدام الكي أحادي القطب. ضع ضابعة البطن وتعبئة الأمعاء على يمين المتبرع.
- إجراء استئصال الطحال عن طريق تشريح الرباط الطحال القولوني ، الرباط المعدي الطحال ، والرباط الفرينيكوسالطولي. قم بتثبيت الوريد الطحال والشريان الطحال بالقرب من الهيلوم الطحال بمشبك Overholt ووضع الأربطة (3-0 خياطة polyfilament) بعد قطع الأوعية. قطع أوعية إضافية (أصغر) إما عن طريق ملقط ثنائي القطب أو عن طريق الربط.
ملاحظة: استئصال الطحال أثناء شراء الكبد من متبرع ليس إلزاميا ولكنه يقلل من تدفق الدم أثناء وبعد التروية. - تعبئة الأمعاء إلى الجانب الأيسر من المتبرع وقطع الرباط المنجلي والأربطة المثلثة باستخدام المقص والكي ثنائي القطب.
- بعد تشريح الكبد بشكل كاف ، شق الجزء الأيسر من الحجاب الحاجز على مسافة 5-10 سم باستخدام مقص لتحديد الجزء الصدري من الشريان الأورطي النازل. تطويق ووضع الرباط (3-0 خياطة polyfilament) دون شد.
- شق الجزء الأيمن من الحجاب الحاجز على مسافة 5-10 سم باستخدام مقص وتحديد الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي.
- نقل الأمعاء إلى أعلى يسار المتبرع ودخول الفضاء خلف الصفاق عن طريق شق عرضي من الصفاق على مسافة 5-10 سم باستخدام مقص.
- حدد موقع الشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف السفلي فوق التشعب الحرقفي مباشرة وافصل كلا السفينتين بطول 6 سم تقريبا. ضع اثنين من الأربطة متعددة الشعيرات 3-0 حول الشريان الأورطي البطني: واحد في الجمجمة من التشعب الحرقفي والآخر حوالي 3 سم في الجمجمة ، دون شد. ضع رباطا آخر حول الوريد الأجوف داخل الكبد السفلي دون شد.
- حقن الهيبارين عن طريق الوريد (25000 I.E.). اختر قنية مناسبة وقم بإزالة الهواء من خط التنقيط بمحلول حفظ مبرد.
- شد الرباط الأول الموجود ذيليا حول الشريان الأورطي البطني. بعد انسداد الشريان الأورطي البطني في الرباط الثاني (إما يدويا أو عن طريق وضع مشبك وعائي غير رضحي) ، قم بعمل شق عرضي بين كلا الأربطة باستخدام المقص.
- أدخل القنية في الشق وقم بتثبيتها بالرباط المتبقي. قطع الوريد الأجوف السفلي فوق الكبدي بعيدا عن الجمجمة (بالقرب من الأذين الأيمن) باستخدام المقص.
- بعد فقدان الدم لما يقرب من 1500-2000 مل ، قم بربط الجزء الصدري من الشريان الأورطي الهابط عن طريق ربط الرباط وبدء التروية القبلية.
ملاحظة: بالنسبة للحاجة المحتملة للدم (عمليات نقل الدم) أثناء النقش أو لتروية آلة الحرارة العادية ، يمكن جمع الدم الكامل (حوالي 1500 مل) باستخدام حاوية تحتوي على مضادات التخثر القائمة على السيترات. - شد الرباط الموضوع حول الوريد الأجوف السفلي تحت الكبدي ، وقم بشق الوعاء القحفي للرباط ، وأدخل شفاطة جراحية. حقن جرعة قاتلة من الصوديوم بنتوباربيتال (5000 ملغ). ضع الثلج المعقم المسحوق في التجويف الصدري والبطني دون المساس بأنسجة الكبد.
- بعد التروية باستخدام 3500 مل من محلول الحفظ على مدار 10-15 دقيقة تقريبا ، قم بقطع الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي. قطع الوريد الأجوف تحت الكبد السفلي على مستوى الوريد الكلوي الأيسر.
- قطع القحف القناة الصفراوية من أنسجة البنكرياس بين اثنين من الأربطة (3-0 بوليفيليات) لتجنب انسكاب الصفراء. قطع القحف الوريد البابي للبنكرياس.
- حدد موقع الشريان البطني بعد التحضير الحاد واتبع ظهريا إلى الشريان الأورطي البطني. استئصال الجزء الأبهر المعني من أجل إنشاء رقعة للنقش في وقت لاحق.
- استئصال الحجاب الحاجز حول الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي وقطع الالتصاقات المتبقية باستخدام المقص. استخراج الكبد.
- قم بإجراء استئصال المرارة أو شد الرباط حول القناة الكيسية واغسل القناة الصفراوية المشتركة بما لا يقل عن 20 مل من محلول الحفظ. ضع قنية التروية في الوريد البابي واغسل الكسب غير المشروع بمحلول حفظ إضافي سعة 500 مل. ضع الكسب غير المشروع في وعاء معقم يوضع على الثلج.
ملاحظة: اعتمادا على الهدف العلمي ، يمكن تحضير العضو على الفور للنقش أو الاحتفاظ به على الجليد لفترة غير محددة من الوقت (20 ساعة في هذا البروتوكول) قبل البدء في إعداد الطاولة الخلفية وتطعيمها.
2. إعداد الجدول الخلفي للكبد
- إزالة الأنسجة اللمفاوية بدءا من الجزء الأبهري وبالتالي تحديد وانسداد الفروع الجانبية الشريانية والأوعية اللمفاوية إما بمشابك أو أربطة (4-0 بولي خيوط) أو خيوط (5-0 حيدة ؛ الشكل 1 أ). وبالمثل ، قم بإزالة الأنسجة اللمفاوية حول الوريد البابي وسد الفروع الجانبية بالغرز (5-0 حيدة).
- تحديد الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي ووضع الغرز حول كل من الأوردة الحجاب الحاجز (5-0 حيدة الشعيرة) بعد إزالة الأنسجة الحجاب الحاجز المحيطة. اغسل جميع الأوعية بمحلول ملحي بارد أو محلول حفظ لتحديد أي تسرب متبقي. إجراء تقصير الأوعية وإعداد رقعة الأبهر فقط عند engraftment لمراعاة الظروف التشريحية الفردية.
3. استئصال الكبد المتلقي ، تطعيم الكبد من متبرع ، والإدارة المحيطة بالجراحة
ملاحظة: كمتلقين للكبد ، تم استخدام إناث الخنازير المنزلية (Sus scrofa domesticus) التي تتراوح أعمارها بين 4-5 أشهر ويبلغ متوسط وزن الجسم حوالي 50 كجم. على غرار المتبرعين بالكبد ، كان المتلقون في الحجر الصحي في مرفق أبحاث الحيوانات لمدة لا تقل عن 10 أيام قبل الزرع.
- التخدير وإدارة الفترة المحيطة بالجراحة
- يجب إجراء التخدير المسبق عن طريق الحقن العضلي للأتروبين (0.04-0.08 ملغم / كغم من وزن الجسم) ، زولازيبام (5 ملغم / كغ من وزن الجسم) ، والتيليتامين (5 ملغ / كغ من وزن الجسم). بعد إنشاء مدخل وريدي (على سبيل المثال ، وريد الأذن) ، حث التخدير بحقن البروبوفول (1.5-2.5 مجم / كجم من وزن الجسم).
- إجراء التنبيب مع أنبوب القصبة الهوائية 8.0-8.5 ملم ، وهذا يتوقف على حجم الحيوان والتشريح. إنشاء مراقبة تخطيط القلب الكهربائي ، وقياس غازات الجهاز التنفسي وتشبع الأكسجين المحيطي ، وقياس ضغط الدم غير الغازية. في حالة وجود نموذج مزمن ، ضع مرهم العين لتجنب الجفاف بعد التدخل الجراحي.
- ضع الحيوان المتلقي على قاعدة تسخين في وضع ضعيف وثبت الأطراف على قاعدة طاولة العمليات بأشرطة مرنة.
- للمراقبة الممتدة ، تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع قسطرة وريدية مركزية ثلاثية التجويف وقسطرة وريدية كبيرة التجويف (7 Fr.) في الوريد الوداجي الداخلي وقسطرة وريدية كبيرة التجويف (7 Fr.) للعلاج الحجمي. بالإضافة إلى ذلك ، أدخل قسطرة شريانية في الشريان السباتي / العنقي الداخلي تحت التحكم بالموجات فوق الصوتية لقياس ضغط الدم الغازي (الشكل 1 ب).
- الحفاظ على التخدير أثناء استرجاع الأعضاء عن طريق استنشاق إيزوفلوران (0.8-1.5٪) وتطبيق الفنتانيل عن طريق الوريد (0.003-0.007 ملغم / كغم من وزن الجسم). قم بإجراء تهوية يتم التحكم في حجمها طوال الإجراء. ضع 2000 مجم من السولتاميسلين لعلاج المضادات الحيوية المحيطة بالجراحة و 250 مجم من ميثيل بريدنيزولون عن طريق الوريد.
- تطبيق حاصم الأوعية مثل بافراز عن طريق الوريد لتحقيق متوسط الضغط الشرياني المستهدف من 60 مم زئبق. بالإضافة إلى ذلك ، استخدم المحاليل البلورية مثل محلول لاكتات رينغر أو المحاليل الغروانية مثل الجيلاتين السائل إذا لزم الأمر.
- ضع غلوكونات الكالسيوم (10٪) وبيكربونات الصوديوم (8.4٪) أو الجلوكوز (40٪) أو كلوريد البوتاسيوم (7.45٪) عن طريق الوريد فيما يتعلق بتحليلات غازات الدم التي يتم الحصول عليها كل 30 دقيقة.
- استئصال الكبد المتلقي
- افرك الجلد بعامل مطهر ، على سبيل المثال ، بوفيدون اليود أو كحول الأيزوبروبيل ، وقم بتغطية الحيوان بستائر معقمة.
- تأكد من عمق التخدير الكافي عن طريق فقدان استجابة الانسحاب لقرص إصبع القدم. إجراء بضع البطن خط الوسط بدءا من عملية الخنجري باستخدام الكي أحادي القطب. ضع ضابعة في البطن وقم بتعبئة الأمعاء على يسار المتبرع. غطي الأمعاء بقطعة قماش مبللة.
- ضع قسطرة بولية فوق العانة لتحسين إدارة الحجم أثناء العملية.
- قطع الرباط المنجلي والأربطة المثلثة باستخدام المقص والكي ثنائي القطب. بعد تشريح كاف للكبد ، تطويق كل من الوريد الأجوف فوق الكبدي وتحت الكبدي السفلي بالقرب من حمة الكبد.
- تشريح وقطع القناة الصفراوية المشتركة أسفل تقاطع القناة الكيسية بين اثنين من الأربطة (3-0 بولي خيوط).
- شق الطبقة البريتونية السطحية التي تغطي الرباط الكبدي الاثني عشر وتحديد الشرايين الكبدية قبل وقت قصير من دخول حمة الكبد. تشريح باستخدام الكي ثنائي القطب أو وضع مقاطع أو أربطة أو غرز.
- تشريح الشريان الأورطي البطني عن طريق شق في خط الوسط (الطبقة اللاوعائية) لعضلات الحجاب الحاجز اليمنى واليسرى. تحضير الشريان الأورطي لمفاغرة الأبهر عن طريق إزالة الأنسجة المحيطة.
ملاحظة: هذه الخطوة مطلوبة فقط إذا تم إجراء مفاغرة الأبهر. خلاف ذلك ، قم بتشريح الشريان الكبدي / منطقة النقيم للتحضير لمفاغرة تقليدية من طرف إلى طرف بين الشرايين الكبدية المانحة والمتلقية. - إجراء استئصال الكبد المتلقي عن طريق وضع مشبك الأوعية الدموية اللارضحية على الوريد البابي ، تليها المشابك الوعائية اللارضحية على الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي (بما في ذلك الحجاب الحاجز المحيط أثناء تراجع الكبد ذيليا) والوريد الأجوف تحت الكبدي السفلي.
- قطع جميع الأوعية الثلاثة القريبة من حمة الكبد. إزالة الكبد المتلقي من تجويف البطن.
ملاحظة: يمثل تثبيت الأوعية بداية المرحلة الكبدية. خلال المرحلة الكبدية ، تكون الخنازير غير مستقرة ديناميكيا وتتطلب كميات ذات صلة من مثبطات الأوعية / الكاتيكولامينات. يجب أن يكون طبيب التخدير مستعدا لتطبيق بافراز والإبينفرين. الحفاظ على المرحلة حتى إعادة ضخ الكبد قصيرة قدر الإمكان. تواصل بشكل جيد مع طبيب التخدير.
- تطعيم كبد المتبرع
- ضع كبد المتبرع في تجويف البطن. تقصير الوريد الأجوف فوق الكبدي للمتبرع و / أو المتلقي أدنى من طول مناسب مع تجنب الالتواء أو الكثير من التوتر على مفاغرة.
- ضع خياطة واحدة كخيط داعم (5-0 حيدة ، مع تكييف الزاوية اليمنى من الوريد الأجوف فوق الكبدي والمتلقي السفلي. ابدأ الجانب الظهري من مفاغرة من الزاوية اليسرى من السفينة (الأوعية) بخياطة جارية (5-0 حيدة ، مزدوجة الذراعين).
- عند الوصول إلى الزاوية اليمنى ، قم بإزالة الخيط الداعم ، وقم بتأمين الخيط الجاري بمشبك ، واستمر في الجانب البطني من المفاغرة ، مرة أخرى بدءا من الزاوية اليسرى للوعاء (الأوعية). شد الخيط بعقدة متعددة دون تضييق قطر الوعاء لتجنب التضيق.
- تقصير الوريد البابي للمتبرع و / أو المتلقي إلى طول مناسب مع تجنب الالتواء أو الكثير من التوتر على المفاغرة.
- إجراء مفاغرة وعائية للوريد البابي للمتبرع والمتلقي مماثلة للخطوات 3.3.2-3.3.3 باستخدام خيط أحادي 6-0 ، مزدوج الذراعين.
- قم بإجراء إعادة التروية الوريدية عن طريق إزالة المشبك الوعائي ، وسد الوريد البابي المتلقي ، وسد الوريد الأجوف تحت الكبدي المانح السفلي بمشبك وعائي بعد تصريف ما يقرب من 200-400 مل من الدم. قم بإزالة المشبك الوعائي ببطء الذي يسد الوريد الأجوف فوق الكبدي المتلقي وابحث عن نزيف نشط.
ملاحظة: تمثل إزالة كلا المشابك نهاية مرحلة انعدام الكبد. يجب أن تنخفض كمية الكاتيكولامينات المطلوبة بشكل كبير بعد ذلك بوقت قصير. - تقصير المتبرع و / أو المتلقي الوريد الأجوف تحت الكبدي السفلي. إجراء مفاغرة الأوعية الدموية للمتبرع والمتلقي الوريد الأجوف تحت الكبدي أدنى مماثلة للخطوات 3.3.2-3.3.3 باستخدام حيدة 5-0 ، خياطة مزدوجة السلاح. إزالة المشابك التي تسد المتبرع والمتلقي تحت الكبد الوريد الأجوف السفلي.
- تحضير رقعة الأبهر الإهليلجية (رقعة كاريل) بقطر حوالي 1-1.5 ، سم حسب الظروف التشريحية ، باستخدام مقص. قم بتثبيت الشريان الأورطي البطني بمشبك كولي الوعائي الرضحي وقم بعمل شق باستخدام مشرط. قم بتكبير الشق باستخدام مقص ليناسب الرقعة.
- ابدأ مفاغرة الأبهر بخياطة جارية (6-0 حيدة ، مزدوجة الذراعين) في الزاوية القحفية من الشق / الرقعة. عند الوصول إلى الزاوية الذيلية ، قم بتأمين خياطة الجري بمشبك وأكمل مفاغرة مرة أخرى بدءا من الزاوية القحفية. تشديد خياطة مع عقدة متعددة وإزالة ببطء المشبك الوعائي.
ملاحظة: لقط الشريان الأورطي البطني سيؤثر بشكل كبير على ضغط دم الخنزير. تواصل بشكل جيد مع طبيب التخدير. - ضع شاش مرقئ حول مفاغرة الشرايين. ضع قسطرة في القناة الصفراوية المشتركة وقم بتثبيتها برباط واحد. تأكد من عدم انسداد قطر القسطرة.
- أغلق البطن مؤقتا عن طريق تكييف اللفافة العضلية والجلد بخياطة جارية وقم بتغطية البطن بغشاء ملتصق و / أو ستائر لتجنب الخسارة الحرارية.
ملاحظة: إذا كانت الأهداف العلمية تتطلب نموذجا مزمنا ، فقم بإجراء مفاغرة من طرف إلى طرف بين القناة الصفراوية المانحة والمتلقية ، وأغلق البطن بخيوط جارية منفصلة للبريتوني واللفافة العضلية ، وأغلق الجلد بخيوط فردية. - في نهاية المتابعة ، حقن جرعة مميتة من 5000 ملغ من الصوديوم بنتوباربيتال للقتل الرحيم أثناء العملية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
قدمت التقنية المقدمة في هذا البروتوكول نتائج موثوقة وقابلة للتكرار من حيث استقرار الدورة الدموية وبقاء الحيوان طوال العملية ، بالإضافة إلى وظيفة الكسب غير المشروع في دورة ما بعد الجراحة.
في الآونة الأخيرة ، قمنا بتطبيق نموذج لدراسة إصابة نقص التروية والتدخلات العلاجية التي تخفف من الآثار الضارة في دورة ما بعد الجراحة مباشرة. عند الاسترجاع و 20 ساعة من التخزين البارد الثابت ، تم زرع ترقيع الكبد (بمتوسط وزن 983.38 جم) بالطريقة الموصوفة. تم إنهاء التجارب بعد 6 ساعات من إعادة التروية الوريدية البابية وأخذ عينات من الدم والصفراء وكذلك أنسجة الكبد والقناة الصفراوية على فترات محددة. نجا جميع المتلقين من التطعيم والمتابعة اللاحقة لمدة 6 ساعات تحت التخدير العام حتى القتل الرحيم.
نظرا لأن تركيز هذا البروتوكول يكمن في جدوى نموذج زرع الكبد التقويمي الخنازير دون استخدام المجازة الوريدية الوريدية ، فإن النتائج المقدمة هنا تقتصر على المعلمات الحيوية أثناء العملية وتطبيق مثبطات الأوعية (الشكل 2) ، وكذلك أداء الكسب غير المشروع ، الذي تحدده المعلمات المختبرية التقليدية ، أي تركيزات المصل من اللاكتات ، ناقلة أمين الأسبارتات (AST) ، ناقلة أمين الألانين (ALT) ، ونازعة هيدروجين الغلوتامات (GLDH) ، إنتاج الصفراء (الجدول 1) ، واختبار قدرة وظائف الكبد القصوى (LiMAx) كما هو موضح سابقا في نموذج استئصال كبد الخنازير (الشكل 3) 26. يعتمد اختبار LiMAx على التمثيل الغذائي في الوقت الفعلي ل 13C-methacetin المحقونة عن طريق الوريد بواسطة نظام CYP1A2 الخاص بالكبد. قبل وبعد الحقن ، يتم تحديد نسبة 13CO 212 CO2 في هواء الزفير لتحديد الوظيفة الكبدية الفردية27.
كما هو متوقع ، احتاج المتلقون إلى تركيزات متزايدة من بافراز مباشرة قبل وطوال مرحلة انعدام الكبد من أجل تثبيت متوسط الضغط الشرياني (MAD) عند ≥60 مم زئبق. تم استخدام تركيزات منخفضة من الإبينفرين في وقت واحد لزيادة النتاج القلبي في هذه الفترة الزمنية الضعيفة. عند إعادة التروية الوريدية البابية ، انخفضت الحاجة إلى مثبطات الأوعية بسرعة وأكثر من ذلك أثناء التثبيت المؤقت للشريان الأورطي البطني لإكمال مفاغرة الأبهر. بعد engraftment ، ظلت MAD والجرعات المطلوبة من vasopressors مستقرة.
كان متوسط وقت العملية ، الذي يعرف بأنه الوقت من شق الجلد إلى الانتهاء من جميع مفاغرة الأوعية الدموية وإعادة التروية ، 103.50 دقيقة ، بما في ذلك متوسط مرحلة الأنف البالغة 27.13 دقيقة. وتجدر الإشارة إلى أن اثنين فقط من المتلقين خضعوا لمرحلة عدم كبد لأكثر من 30 دقيقة. أظهر جميع المتلقين انخفاضا في تركيزات مصل اللاكتات بعد 4 ساعات من إعادة التروية الوريدية البابية ، وكانت قيم LiMAx التي تم الحصول عليها بعد 6 ساعات من إعادة التروية الوريدية البابية قابلة للمقارنة مع القيم المقاسة في المتبرعين بالكبد قبل شراء الأعضاء في جميع المتلقين باستثناء واحد (المرحلة الكبدية لمدة 34 دقيقة).
الشكل 1: إعداد الكسب غير المشروع والمتلقي. (أ) يوضح الشكل تحضير الطاولة الخلفية للمحور البطني والجزء الأبهري. (ب) يوضح هذا الشكل المتلقي في وضع الاستلقاء مع مراقبة ممتدة ، بما في ذلك قسطرة وريدية مركزية (زرقاء) في الوريد الوداجي الداخلي الأيسر وقسطرة شريانية (حمراء) في الشريان السباتي / العنقي الداخلي الأيمن. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 2: متوسط الضغط الشرياني وتركيزات مثبطات الأوعية المطلوبة أثناء النقش. يوضح الشكل متوسط الضغط الشرياني (MAD في مم زئبق) المقاس وتركيزات النورادرينالين والإبينفرين (بالميكروغرام / كجم / ساعة) خلال فترات زمنية محددة طوال الإجراء في جميع المتلقين الثمانية. يتم تقديم القيم كمتوسط ± SEM. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 3: قيم اختبار قدرة وظائف الكبد القصوى (LiMAx) التي تم الحصول عليها من المتبرعين قبل شراء الكبد ومن المتلقين بعد 6 ساعات من التطعيم. يوضح الشكل بيانات مخطط الصندوق (متوسط والخطأ المعياري للمتوسط) من اختبار قدرة وظائف الكبد القصوى (LiMAx) من المتبرعين قبل شراء الكبد ومن المتلقين بعد 6 ساعات من التطعيم (ن = 8). الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
| التجربه | وزن الكسب غير المشروع | وزن المستلم | غرور | وقت التشغيل | المرحلة الكبدية | اللاكتات (مليمول / لتر) | ذروة AST | ذروة ALT | ذروة GLDH | حجم الصفراء | ||
| لا. | (ز) | (كلغ) | (%) | (دقيقة) | (دقيقة) | 2 ساعة | 4 ساعات | 6 ساعات | (ش / ل) | (ش / ل) | (ش / ل) | (مل) |
| 1 | 1082 | 48.8 | 2.22 | 115 | 25 | 5.8 | 4.7 | 3.7 | 677 | 122 | 39 | 48 |
| 2 | 946 | 51.4 | 1.84 | 125 | 34 | 6.6 | 5.9 | 5.2 | 1207 | 109 | 268 | 15 |
| 3 | 957 | 57.6 | 1.66 | 110 | 30 | 8.3 | 5.8 | 8.1 | 742 | 125 | 143 | 73 |
| 4 | 825 | 49.2 | 1.68 | 87 | 22 | 7.6 | 6.7 | 6.5 | 675 | 99 | 113 | 35 |
| 5 | 1045 | 53.4 | 1.96 | 101 | 25 | 7.9 | 6.8 | 5.6 | 919 | 86 | 129 | 25 |
| 6 | 924 | 45.2 | 2.04 | 105 | 32 | 6.7 | 4.6 | 3.7 | 414 | 90 | 114 | 75 |
| 7 | 785 | 48.2 | 1.63 | 95 | 24 | 6.8 | 4.8 | 4.1 | 557 | 70 | 110 | 1.5 |
| 8 | 1303 | 54.6 | 2.39 | 90 | 25 | 12.7 | 12.2 | 9.8 | 1011 | 87 | 94 | 10 |
| دني | 983.38 | 51.05 | 1.93 | 103.50 | 27.13 | 7.80 | 6.44 | 5.84 | 775.25 | 98.50 | 126.25 | 35.31 |
| التسويق عبر محرك البحث | 57.59 | 1.41 | 0.10 | 4.57 | 1.52 | 0.76 | 0.88 | 0.78 | 90.79 | 6.73 | 23.00 | 9.87 |
الجدول 1: الكسب غير المشروع في الفترة المحيطة بالجراحة ومتغيرات المتلقي. يلخص الجدول الكسب غير المشروع ووزن المتلقي ، بالإضافة إلى نسبة وزن الكسب غير المشروع إلى المتلقي (GRWR) وطول العملية (شق الجلد حتى الانتهاء من جميع مفاغرة الأوعية الدموية وإعادة التروية) ومرحلة انعدام الكبد. يتم توفير المتغيرات التي تشير إلى وظيفة الكسب غير المشروع ، مثل المعلمات المختبرية التقليدية ، أي تركيزات المصل من اللاكتات ، والترانساميناز الأسبارتات (AST) ، والترانساميناز الألانين (ALT) ، ونازعة هيدروجين الغلوتامات (GLDH) ، وإنتاج الصفراء لكل من عمليات الزرع الثمانية التي يتم إجراؤها.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
التطورات التقنية الحديثة مثل إدخال التروية الآلية لديها القدرة على إحداث ثورة في مجال زراعة الكبد. من أجل ترجمة مفاهيم تجديد الكسب غير المشروع أو تعديله إلى إعدادات سريرية ، فإن نماذج الزرع القابلة للتكرار في الحيوانات الكبيرة أمر لا مفر منه.
بعد الإدخال الأولي لزراعة الكبد التقويمي الخنازير ، عمل العديد من المؤلفين على تحسين هذه التقنيات على مدى العقود الخمسة الماضية. غالبا ما تكون الاختلافات داخل الأساليب الجراحية المبلغ عنها طفيفة وتتعلق بالمفاغرة الوعائية والصفراوية والتخدير والإدارة المحيطة بالجراحة. ومع ذلك ، على عكس الوضع الحالي في زراعة الكبد السريرية التي لا يزال فيها استخدام المجازة الوريدية الوريدية شائعا ولكنه اختياري 28 ، يعتبر تجاوز بورتو كافال النشط أو السلبي خلال المرحلة الكبدية في الخنازير ضرورة للحد من احتقان الأمعاء ، وبالتالي ، نقص التروية المعوية اللاحقة مع عدم استقرار الدورة الدموية والوفيات المحيطة بالجراحة ، كما هو موضح في عمل مفصل جيدا من قبل إسماعيل زاده وآخرون 25.
بصرف النظر عن التكاليف الإضافية المتورطة والتحديات التقنية للمجازة الوريدية الوريدية ، على سبيل المثال ، القسطرة ، وجهاز المضخة ، والحاجة إلى مضادات تخثر إضافية ، والمضاعفات المحتملة مثل انسداد الهواء أو النزف ، واعتمادا على النهج المختار ، دفعت الحاجة إلى استئصال الطحال المتزامن المجموعات إلى وصف التقنيات المعدلة بدون المجازات الوريديةالوريدية 25,29 ، 30.
لاحظ Torres et al.31 عدم استقرار الدورة الدموية الشديد في الحيوانات التي تخضع لعملية النقش دون استخدام مجازة وريدية مقارنة بالمتلقين الذين لديهم تحويلة بورتو كافال سلبية ، وبالتالي ، قاموا بإجراء تثبيت مؤقت للشريان الأورطي فوق الأجوف في هذه الحيوانات ، والذي وصفه آخرون أيضا في نماذج زرع الكبد الخنازير التلقائي / الو23،31،32 . ومع ذلك ، فإن تحريض نقص التروية الدافئ عن طريق اللقط المتقاطع للشريان الأورطي المتلقي يحمل خطر الإطلاق ذي الصلة للجزيئات المؤيدة للالتهابات وتلف الأنسجة عند إعادة التروية ، وبالتالي ، يجب تجنبه بأي ثمن من أجل تحقيق نتائج علمية موثوقة ، خاصة عند تقييم إصابة نقص التروية. علاوة على ذلك ، لا يشبه هذا النهج الممارسة السريرية في البشر ، مما يحد من ترجمة النتائج التي تم الحصول عليها في هذه النماذج.
ولتجنب تدابير الدعم الضارة هذه، نعتقد أن هناك نقطتين حاسمتين. (1) يجب أن تبقى المرحلة الكبدية عند الحد الأدنى المطلق ، أي أقل من 30 دقيقة ، كما هو موضح بالفعل في المراحل المبكرة من زرع كبد الخنازير بواسطة Battersby et al.33. نعتقد أن الغرز الجارية (مزدوجة الذراعين) وخيط داعم واحد كحد أقصى كافيان لإنشاء مفاغرة بسيطة وآمنة لكل من الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي والوريد البابي. من الواضح أن إعادة التروية الوريدية البوابية يجب أن تبدأ قبل مفاغرة الوريد الأجوف تحت الكبدي السفلي. (2) يجب أن يتم إجراء إدارة التخدير من قبل طبيب تخدير متمرس ، على دراية مثالية بجراحة الكبد أو زرعها في المرضى من البشر34. إن إدارة الحجم المتطورة والعلاج باستخدام مثبطات الأوعية ، أي النورادرينالين والإبينفرين ، جنبا إلى جنب مع تقنية جراحية مبسطة هي أساس التنفيذ الناجح لهذا النموذج.
ومن المثير للاهتمام ، أن عددا صغيرا فقط من المجموعات الجراحية قد قدم بيانات عن زراعة الكبد التقويمية الناجحة للخنازير دون المجازة الوريدية وما يصاحب ذلك من لقط الأبهر فوق الراسيلي. على حد علمنا ، كانت Oike et al. و Heuer et al. ومؤخرا Fondevila et al. المجموعات الوحيدة التي أبلغت عن نتائجها (الواعدة) ، مع معدلات بقاء تبلغ 87٪ و 80٪ و 100٪ على التوالي35،36،37. كان متوسط وقت انعدام الكبد في مجموعتنا 25 دقيقة ، وبالتالي كان مطابقا للبيانات التي قدمها Heuer et al.36. خلال المرحلة الكبدية ، أبلغ Oike et al.35 عن انخفاض بنسبة 50٪ -60٪ في ضغط الدم الشرياني ، على غرار الملاحظات التي تم إجراؤها في هذه المجموعة ، مما أدى إلى زيادة جرعات مثبطات الأوعية لتجنب انخفاض MAD إلى أقل من 60 مم زئبق. لم يذكر Heuer et al.36 استخدام العلاج بالكاتيكولامين في منشورهم ، لكنهم لم يذكروا على وجه التحديد نقل الدم الكامل لتحسين استقرار الدورة الدموية. هذا الأخير لم يكن مطلوبا في هذا النموذج. اعتمد Fondevila et al. ، الذي أبلغ عن متوسط وقت كبدي أقل من 20 دقيقة ، فقط على إعطاء المحاليل البلورية ولم يطبق المواد الفعالة في الأوعية أثناء engraftment37.
تجدر الإشارة إلى أنه على عكس المنشورات الحديثة التي تطبق مفاغرة من طرف إلى طرف من المتبرع إلى الشريان الكبدي المتلقي19,22 ، يتضمن هذا النموذج مفاغرة من طرف إلى جانب مع رقعة كاريل من الشريان الأورطي المانحة التي يتم مفاغرة الشريان الأورطي فوق الراسلي للمتلقي. خاصة بالنسبة للإعدادات التجريبية ، مع استخدام الأعضاء التي تفي بمعايير المتبرع الممتدة ، على سبيل المثال ، الوقت الإقفاري البارد المطول ، قد يكون من المناسب استبعاد أي مشاكل في التروية الشريانية للطعم. سيساعد تطبيق رقعة Carrel على تجنب تضيق مفاغرة الشرايين التي قد تصبح ذات صلة وظيفيا في حالة التشنجات الوعائية المحيطية المصاحبة التي يتم ملاحظتها بشكل متكرر بعد إعادة التروية. ومع ذلك ، فإن هذا النهج سيكون أكثر استهلاكا للوقت من مفاغرة نهاية إلى طرف التقليدية بسبب الوصول الأكثر تفصيلا للشريان الأورطي.
نظرا لأن تجاربنا التمثيلية ركزت على مرحلة ما بعد الجراحة مباشرة وإصابة نقص التروية ، فقد تم إبقاء المتلقين تحت التخدير وتم قتلهم رحيما بعد 6 ساعات من إعادة التروية. على الرغم من أنه مفيد فيما يتعلق برعاية الحيوان ، إلا أنه يشكل قيدا كبيرا على التحقق من صحة تقنيتنا فيما يتعلق بالكسب غير المشروع وبقاء المتلقي. ومع ذلك ، نعتقد أنه على أساس المعلمات الحيوية ، وديناميكا الدم ، وإزالة اللاكتات ، وإنتاج الصفراء ، وخاصة استقلاب CYP1A2 الخاص بالكبد في الوقت الفعلي (اختبار LiMAx) الذي لوحظ طوال فترة المتابعة ، يجب أن يكون التطبيق طويل المدى لنموذجنا ممكنا ، خاصة وأن الطعوم المستخدمة في التجارب خضعت لتبريد ثابت لمدة 20 ساعة من النقش المسبق ، على عكس التطبيق الناجح لنماذج الزرع المماثلة من قبل الآخرين35 ، 36,37. علاوة على ذلك ، أظهرت التقارير السابقة المذكورة أن الوفيات المحيطة بالجراحة لوحظت حصريا أثناء الجراحة وحتى 6 ساعات بعدها ، باستثناء متلقي واحد توفي من انسداد رئوي في اليوم الأول بعد الجراحة في الدراسة التي أجراها Oike et al.35.
في هذا العمل ، نوضح أنه يمكن إجراء نهج مبسط لزرع الكبد التقويمي للخنازير دون استخدام مجازة وريدية وريدية أثناء النقش بأمان وأكثر فعالية من حيث التكلفة ، دون تغييرات كبيرة في الدورة الدموية أو الوفيات أثناء العملية حتى بعد التخزين البارد الثابت لفترات طويلة للعضو المتبرع. يجب أن يكون هذا النموذج ذا أهمية خاصة لمجموعات العمل (الجراحية) التي تركز على مسار ما بعد الجراحة مباشرة ، وإصابة نقص التروية ، وإعادة تكييف الأعضاء المانحة ذات المعايير الموسعة ، والآليات المناعية المرتبطة بها.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
يشكر المؤلفون بريتا تراوتويج وكورينا لوبيرت وأستريد دينكل وإنغريد ميدر على اجتهادهم والتزامهم. علاوة على ذلك ، يشكر المؤلفون توم فيجيل على إنتاج مادة الصورة.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 - 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
References
- Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
- Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
- Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
- Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
- Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
- Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
- Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
- Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C.
- Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
- Chen, X. -C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
- Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E.
- Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
- Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
- Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l'Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
- Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
- Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
- Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
- Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
- Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
- Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
- Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
- Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
- Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
- Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
- Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
- Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
- Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
- Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
- Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs -- Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
- Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
- Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
- Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes' normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
- Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
- Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
- Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
- Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).
