Summary
I detta protokoll beskrivs en modell av ortotopisk levertransplantation hos svin efter statisk kylförvaring av donatororgan i 20 timmar utan användning av en veno-venös bypass under engraftment. Tillvägagångssättet använder en förenklad kirurgisk teknik med minimering av den anhepatiska fasen och sofistikerad volym- och vasopressorhantering.
Abstract
Levertransplantation betraktas som guldstandarden för behandling av en mängd dödliga leversjukdomar. Olösta problem med kronisk transplantatsvikt, pågående brist på organdonatorer och ökad användning av marginella transplantat kräver dock en förbättring av nuvarande koncept, såsom implementering av organmaskinperfusion. För att utvärdera nya metoder för transplantatrekonditionering och modulering krävs translationella modeller. När det gäller anatomiska och fysiologiska likheter med människor och de senaste framstegen inom xenotransplantation har grisar blivit de viktigaste stora djurarterna som används i transplantationsmodeller. Efter den första introduktionen av en ortotopisk levertransplantationsmodell för svin av Garnier et al. 1965 har flera modifieringar publicerats under de senaste 60 åren.
På grund av specifika anatomiska egenskaper betraktas en veno-venös bypass under den anhepatiska fasen som en nödvändighet för att minska tarmstockning och ischemi vilket resulterar i hemodynamisk instabilitet och perioperativ dödlighet. Genomförandet av en förbikoppling ökar emellertid procedurens tekniska och logistiska komplexitet. Dessutom har associerade komplikationer som luftemboli, blödning och behovet av samtidig splenektomi rapporterats tidigare.
I detta protokoll beskriver vi en modell av ortotopisk levertransplantation hos svin utan användning av en veno-venös bypass. Engraftment av donatorlever efter statisk kylförvaring på 20 timmar - simulering av utökade kriterier givarförhållanden - visar att detta förenklade tillvägagångssätt kan utföras utan signifikanta hemodynamiska förändringar eller intraoperativ dödlighet och med regelbundet upptag av leverfunktionen (enligt definitionen av gallproduktion och leverspecifik CYP1A2-metabolism). Framgången med detta tillvägagångssätt säkerställs genom en optimerad kirurgisk teknik och en sofistikerad anestesiologisk volym och vasopressorhantering.
Denna modell bör vara av särskilt intresse för arbetsgrupper som fokuserar på det omedelbara postoperativa förloppet, ischemi-reperfusionsskada, associerade immunologiska mekanismer och rekonditionering av donatororgan med utökade kriterier.
Introduction
Levertransplantation är fortfarande den enda chansen att överleva i en mängd olika sjukdomar som leder till akut eller kronisk leversvikt. Sedan dess första framgångsrika tillämpning i mänskligheten 1963 av Thomas E. Starzl har begreppet levertransplantation utvecklats till ett pålitligt behandlingsalternativ som tillämpas över hela världen, främst som ett resultat av framsteg i förståelsen av immunsystemet, utvecklingen av modern immunsuppression och optimering av perioperativ vård och kirurgiska tekniker 1,2 . Åldrande befolkningar och en högre efterfrågan på organ har dock resulterat i donatorbrist, med ökad användning av marginella transplantat från donatorer med utökade kriterier och framväxten av nya utmaningar under de senaste decennierna. Införandet och den utbredda implementeringen av organmaskinperfusion tros öppna en rad möjligheter när det gäller rekonditionering och modulering av transplantat och bidra till att mildra organbrist och minska dödligheten i väntelistor 3,4,5,6.
För att utvärdera dessa begrepp och deras effekter in vivo är translationella transplantationsmodeller nödvändiga7. introducerade 1983 en effektiv ortotopisk levertransplantationsmodell hos råttor som sedan dess har modifierats och tillämpats i stor utsträckning av arbetsgrupper runt om i världen 8,9,10,11. Den ortotopiska levertransplantationsmodellen hos möss är tekniskt mer krävande, men också mer värdefull när det gäller immunologisk överförbarhet, och rapporterades först 1991 av Qian et al.12. Trots fördelar när det gäller tillgänglighet, djurskydd och kostnader är gnagarmodeller begränsade i sin tillämplighet i kliniska miljöer7. Därför krävs stora djurmodeller.
Under de senaste åren har grisar blivit de viktigaste djurarterna som används för translationell forskning på grund av deras anatomiska och fysiologiska likheter med människor. Dessutom kan nuvarande framsteg på området xenotransplantation ytterligare öka svinens betydelse som forskningsobjekt13,14.
beskrev en levertransplantationsmodell hos grisar redan 196515. Flera författare, inklusive Calne et al. 1967 och Chalstrey et al. 1971, rapporterade därefter modifieringar, vilket i slutändan ledde till ett säkert och genomförbart koncept för experimentell levertransplantation av svin under årtiondena som följde 16,17,18,19,20,21.
På senare tid har olika arbetsgrupper tillhandahållit data om aktuella frågor vid levertransplantation med hjälp av en teknik för ortotopisk levertransplantation hos svin, nästan undantagslöst inklusive en aktiv eller passiv veno-venös, dvs porto-kaval, bypass19,22. Anledningen till detta är en artspecifik intolerans mot klämning av vena cava inferior och portalvenen under den anhepatiska fasen på grund av en jämförelsevis större tarm och färre porto-caval eller cavo-caval shunts (t.ex. brist på vena azygos), vilket resulterar i ökad perioperativ sjuklighet och dödlighet23. Vena cava sämre sparsamma transplantationstekniker som tillämpas på mänskliga mottagare som ett alternativ är inte genomförbara eftersom svin vena cava inferior är innesluten av levervävnad23.
Användningen av en veno-venös bypass ökar emellertid ytterligare den tekniska och logistiska komplexiteten i ett redan krävande kirurgiskt ingrepp, vilket möjligen hindrar arbetsgrupper från att försöka implementera modellen helt och hållet. Bortsett från de direkta fysiologiska och immunologiska effekterna av en bypass, har vissa författare påpekat den signifikanta sjukligheten såsom blodförlust eller luftemboli under shuntplacering och behovet av en samtidig splenektomi, vilket potentiellt påverkar kort- och långsiktiga resultat efter engraftment24,25.
Följande protokoll beskriver en enkel teknik för ortotopisk levertransplantation hos svin efter statisk kylförvaring av donatororgan i 20 timmar, vilket representerar utökade kriterier donatorförhållanden utan användning av en veno-venös bypass under engraftment, inklusive donatorleverupphandling, bakbordsberedning, mottagarhepatektomi och anestesiologisk pre- och intraoperativ hantering.
Denna modell bör vara av särskilt intresse för kirurgiska arbetsgrupper med fokus på det omedelbara postoperativa förloppet, ischemi-reperfusionsskada, rekonditionering av donatororgan med utökade kriterier och tillhörande immunologiska mekanismer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denna studie utfördes vid laboratoriet för husdjursvetenskap vid Hannover Medical School efter godkännande av Niedersachsens regionala myndighet för konsumentskydd och livsmedelssäkerhet (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146)
1. Tillvaratagande av donatorlever
OBS: Leverdonatorerna var kvinnliga tamgrisar (Sus scrofa domesticus), i åldern 4-5 månader gamla och med en genomsnittlig kroppsvikt på cirka 50 kg, som redan hade varit i karantän på djurförsöksanläggningen i minst 10 dagar före operationen.
- Utför premedicinering genom intramuskulär injektion av atropin (0,04-0,08 mg/kg kroppsvikt), zolazepam (5 mg/kg kroppsvikt) och tiletamin (5 mg/kg kroppsvikt). Efter att ha etablerat en intravenös åtkomst (t.ex. öronven) inducera anestesi med en injektion av propofol (1,5 - 2,5 mg / kg kroppsvikt).
- Utför intubation med ett 8,0-8,5 mm endotrakealt rör, beroende på djurstorlek och anatomi. Upprätta övervakning av elektrokardiografi, mätning av andningsgaser och perifer syremättnad och icke-invasiv blodtrycksmätning.
- Bibehålla anestesi hos grisar under donatorlevertillvaratagande via inandning av isofluran (0,8-1,5 vol%) och intravenös applicering av fentanyl (0,003-0,007 mg/kg kroppsvikt). Utför volymkontrollerad ventilation under hela proceduren.
- Efter placering av donatorgrisen i ryggläge och fixering av lemmarna vid basen av operationsbordet med elastiska band, skrubba huden med antiseptiskt medel, t.ex. povidon-jod eller isopropylalkohol, och täck djuret med sterila draperier.
- Bekräfta ett tillräckligt anestesidjup genom förlust av abstinenssvaret på tåklämma. Utför en midline laparotomi som börjar vid xiphoid-processen genom att använda monopolar cautery. Placera en bukretraktor och mobilisera tarmen till höger om givaren.
- Utför en splenektomi genom dissektion av det splenokoliska ligamentet, det gastroskopeniska ligamentet och det frenikospleniska ligamentet. Kläm fast mjältvenen och mjältartären nära mjälten med en Overholt-klämma och placera ligaturer (3-0 polyfilamentsutur) efter avskiljning av kärlen. Sever ytterligare (mindre) kärl antingen genom bipolär pincett eller genom ligering.
OBS: En splenektomi under tillvaratagande av donatorlever är inte obligatorisk men minskar blodflödet under och efter perfusion. - Mobilisera tarmen till vänster om givaren och skär av det falciforma ligamentet och de triangulära ligamenten med sax och bipolär cautery.
- Efter tillräcklig dissektion av levern, skär den vänstra delen av membranet över ett avstånd av 5-10 cm med sax för att lokalisera bröstkorgssegmentet i den nedåtgående aortan. Omsluta och placera en ligatur (3-0 polyfilamentsutur) utan åtdragning.
- Skär den högra delen av membranet över ett avstånd av 5-10 cm med sax och identifiera den suprahepatiska vena cava inferior.
- Flytta tarmen till övre vänstra delen av givaren och gå in i retroperitonealutrymmet genom tvärgående snitt av bukhinnan över ett avstånd av 5-10 cm med sax.
- Leta reda på bukaorta och underlägsen vena cava strax ovanför iliac bifurcation och separera båda kärlen över en längd av ca 6 cm. Placera två 3-0 polyfilamentligaturer runt bukaortan: en kranial av iliac bifurcation och en ca 3 cm kranialt, utan åtdragning. Placera en annan ligatur runt den intrahepatiska vena cava underlägsen utan att dra åt.
- Injicera heparin intravenöst (25 000 I.E.). Välj en lämplig kanyl och lufta dropplinjen med kyld konserveringslösning.
- Dra åt den kaudalt belägna första ligaturen runt bukaortan. Efter ockludering av bukaorta kranialt i den andra ligaturen (antingen manuellt eller genom att placera en atraumatisk vaskulär klämma), gör ett tvärgående snitt mellan båda ligaturerna med sax.
- Sätt in kanylen i snittet och säkra den med den återstående ligaturen. Sever den suprahepatiska underlägsna vena cava långt kranialt (nära höger atrium) med sax.
- Efter blodförlust på cirka 1 500-2 000 ml, korskläm fast bröstsegmentet i den fallande aortan genom att binda ligaturen och starta antegrad perfusion.
OBS: För det eventuella behovet av blod (transfusioner) under engraftment eller för normotermisk maskinperfusion kan helblod (cirka 1 500 ml) samlas in med hjälp av en behållare som innehåller citratbaserat antikoagulantia. - Dra åt ligaturen placerad runt den infrahepatiska vena cava underlägsen, snitta kärlet kranialt i ligaturen och sätt in en kirurgisk aspirator. Injicera en dödlig dos pentobarbitalnatrium (5 000 mg). Placera krossad steril is i bröstkorgen och bukhålan utan att kompromissa med levervävnaden.
- Efter perfusion med 3 500 ml konserveringslösning under cirka 10-15 minuter, skär den snittade suprahepatiska vena cava sämre. Sever den infrahepatiska vena cava sämre vid nivån av vänster njurven.
- Skär gallgångens kranial i bukspottkörtelvävnaden mellan två ligaturer (3-0 polyfilament) för att undvika gallspill. Sever portalvenen kranial i bukspottkörteln.
- Leta reda på celiakiartären efter trubbig förberedelse och följ dorsalt till bukaortan. Punktskattepliktiga respektive aortasegment för att skapa en lapp för senare ingraftment.
- Skär ut membranet runt den suprahepatiska vena cava inferior och skära av återstående vidhäftningar med sax. Extrahera levern.
- Utför en cholecystektomi eller dra åt en ligatur runt den cystiska kanalen och spola den gemensamma gallgången med minst 20 ml konserveringslösning. Placera perfusionskanylen i portalvenen och spola transplantatet med ytterligare 500 ml konserveringslösning. Placera transplantatet i en steril skål placerad på is.
OBS: Beroende på det vetenskapliga målet kan organet omedelbart förberedas för engraftment eller hållas på is på obestämd tid (20 timmar i detta protokoll) innan man börjar förbereda bakbord och engraftment.
2. Bakbordsberedning av levern
- Ta bort lymfvävnaden som börjar vid aortasegmentet och därigenom identifiera och ockludera de arteriella sidogrenarna och lymfkärlen med antingen klämmor, ligaturer (4-0 polyfilament) eller suturer (5-0 monofilament; Figur 1A). Ta också bort lymfvävnaden runt portalvenen och täck sidogrenarna med suturer (5-0 monofilament).
- Identifiera den suprahepatiska vena cava inferior och placera suturer runt båda membranvenerna (5-0 monofilament) efter avlägsnande av omgivande membranvävnad. Spola alla kärl med kall saltlösning eller konserveringslösning för att identifiera eventuella kvarvarande läckage. Utför förkortning av kärlen och beredning av aortaplåstret endast vid engraftment för att ta hänsyn till de enskilda anatomiska omständigheterna.
3. Mottagarhepatektomi, donatorleveringraftment och perioperativ hantering
OBS: Som levermottagare användes tamsvin (Sus scrofa domesticus) i åldern 4-5 månader och med en genomsnittlig kroppsvikt på cirka 50 kg. Analogt med leverdonatorerna hade mottagarna varit i karantän på djurförsöksanläggningen i minst 10 dagar före transplantationen.
- Anestesi och perioperativ hantering
- Utför premedicinering genom intramuskulär injektion av atropin (0,04-0,08 mg/kg kroppsvikt), zolazepam (5 mg/kg kroppsvikt) och tiletamin (5 mg/kg kroppsvikt). Efter att ha etablerat en intravenös åtkomst (t.ex. öronven), inducera anestesi med en injektion av propofol (1,5-2,5 mg / kg kroppsvikt).
- Utför intubation med ett 8,0-8,5 mm endotrakealt rör, beroende på djurstorlek och anatomi. Upprätta övervakning av elektrokardiografi, mätning av andningsgaser och perifer syremättnad och icke-invasiv blodtrycksmätning. Vid en kronisk modell, applicera ögonsalva för att undvika torrhet efter det kirurgiska ingreppet.
- Placera mottagardjuret på en värmebas i ryggläge och fixera lemmarna på operationsbordets botten med elastiska band.
- För utökad övervakning, under ultraljudsvägledning, placera en tre-lumen central venkateter och en storborrad venkateter (7 Fr.) i den inre halsvenen och en storborrad venkateter (7 Fr.) för volymbehandling. Sätt dessutom in en arteriell kateter i den inre halspulsådern under ultraljudskontroll för invasiv blodtrycksmätning (figur 1B).
- Bibehålla anestesi under organhämtning via inandning av isofluran (0,8-1,5 volymprocent) och intravenös applicering av fentanyl (0,003-0,007 mg/kg kroppsvikt). Utför volymkontrollerad ventilation under hela proceduren. Applicera 2 000 mg sultamicillin för perioperativ antibios och 250 mg metylprednisolon intravenöst.
- Administrera en vasopressor såsom noradrenalin intravenöst för att uppnå ett målmedelartärtryck på 60 mmHg. Applicera dessutom kristalloida lösningar såsom Ringers laktatlösning eller kolloidlösningar såsom vätskegelatiner vid behov.
- Applicera kalciumglukonat (10%) och natriumbikarbonat (8,4%), glukos (40%) eller kaliumklorid (7,45%) intravenöst med avseende på blodgasanalyser erhållna var 30: e minut.
- Mottagare hepatektomi
- Skrubba huden med antiseptiskt medel, t.ex. povidon-jod eller isopropylalkohol, och täck djuret med sterila draperier.
- Bekräfta ett tillräckligt anestesidjup genom förlust av abstinenssvaret på tåklämma. Utför en midline laparotomi som börjar vid xiphoid-processen genom att använda monopolar cautery. Placera en bukretraktor och mobilisera tarmen till vänster om givaren. Täck tarmarna med en fuktad trasa.
- Placera en suprapubisk urinkateter för optimering av intraoperativ volymhantering.
- Skär av det falciforma ligamentet och de triangulära ligamenten med sax och bipolär cautery. Efter tillräcklig dissektion av levern, omsluta både den suprahepatiska och infrahepatiska vena cavae underlägsen nära leverparenkymen.
- Dissekera och skära av den gemensamma gallgången under korsningen av den cystiska kanalen mellan två ligaturer (3-0 polyfilament).
- Incise det ytliga peritoneala skiktet som täcker hepatoduodenalt ligament och identifiera leverartärerna strax innan de går in i leverparenkymen. Dissekera med bipolär cautery eller placering av klipp, ligaturer eller suturer.
- Dissekera bukaortan genom snitt i mittlinjen (avaskulärt skikt) i höger och vänster membranmuskler. Förbered aortan för aortaastomos genom avlägsnande av den omgivande vävnaden.
OBS: Detta steg krävs endast om en aortaa-anastomos utförs. Annars dissekera ytterligare leverartären / hilarregionen för att förbereda sig för en konventionell end-to-end anastomos mellan givaren och mottagarens leverartärer. - Utför mottagarhepatektomi genom att placera en atraumatisk vaskulär klämma på portalvenen, följt av atraumatiska vaskulära klämmor på den suprahepatiska vena cava inferior (inklusive det omgivande membranet medan det caudally drar tillbaka levern) och den infrahepatiska vena cava underlägsen.
- Sever alla tre kärlen nära leverparenkymen. Ta bort mottagarleveren från bukhålan.
OBS: Fastspänningen av kärlen markerar början på den anhepatiska fasen. Under den anhepatiska fasen är grisarna hemodynamiskt instabila och kräver relevanta mängder vasopressorer/katekolaminer. Anestesiologen bör beredas att applicera noradrenalin och adrenalin. Håll fasen tills reperfusion av levern så kort som möjligt. Kommunicera bra med anestesiologen.
- Donatorlevertransplantation
- Placera donatorlevern i bukhålan. Förkorta donatorn och / eller mottagaren suprahepatisk vena cava sämre än en tillräcklig längd samtidigt som du undviker kinking eller för mycket spänning på anastomosen.
- Placera en enda sutur som en stödtråd (5-0 monofilament), anpassa det högra hörnet av givaren och mottagaren suprahepatisk vena cavae sämre. Börja dorsalsidan av anastomosen från det vänstra hörnet av kärlet /kärlen med en löpande sutur (5-0 monofilament, dubbelbeväpnad).
- När du når det högra hörnet, ta bort stödtråden, säkra den löpande suturen med en klämma och fortsätt med den ventrala sidan av anastomosen, återigen med början från det vänstra hörnet av kärlet / kärlen. Dra åt suturen med flera knutar utan att begränsa kärldiametern för att undvika stenos.
- Förkorta donator- och / eller mottagarportalvenen till en tillräcklig längd samtidigt som du undviker kinking eller för mycket spänning på anastomosen.
- Utför en vaskulär anastomos av givar- och mottagarportalvenen analog med steg 3.3.2-3.3.3 med användning av en 6-0 monofilament, dubbelarmad sutur.
- Utför den porto-venösa reperfusionen genom att ta bort kärlklämman, täppa till mottagarportalvenen och ockludera givarens infrahepatiska vena cava underlägsen med en vaskulär klämma efter tömning av cirka 200-400 ml blod. Ta långsamt bort kärlklämman som täcker mottagaren suprahepatisk vena cava inferior och sök efter aktiv blödning.
OBS: Avlägsnandet av båda klämmorna markerar slutet på den anhepatiska fasen. Mängden katekolaminer som krävs bör minska avsevärt kort därefter. - Förkorta givaren och/eller mottagaren infrahepatisk vena cava inferior. Utför en vaskulär anastomos av givaren och mottagarens infrahepatiska vena cavae sämre analogt med steg 3.3.2-3.3.3 med användning av en 5-0 monofilament, dubbelarmad sutur. Ta bort klämmorna som täcker givaren och mottagaren infrahepatisk vena cavae sämre.
- Förbered en elliptisk aortaplåster (Carrel patch) med en diameter på cirka 1-1,5, cm beroende på anatomiska omständigheter, med sax. Kläm bukaortan med en atraumatisk Cooley vaskulär klämma och gör ett snitt med hjälp av en skalpell. Förstora snittet med sax för att passa plåstret.
- Börja aortaastomos med en löpande sutur (6-0 monofilament, dubbelbeväpnad) vid snittets/plåstrets kranialhörn. När du når det kaudala hörnet, säkra den löpande suturen med en klämma och slutför anastomosen igen som börjar vid kranialhörnet. Dra åt suturen med flera knutar och ta långsamt bort kärlklämman.
OBS: Fastspänning av bukaortan kommer att påverka grisens blodtryck avsevärt. Kommunicera bra med anestesiologen. - Placera en hemostatisk gasbindning runt arteriell anastomos. Placera en kateter i den gemensamma gallgången och säkra den med en enda ligatur. Se till att inte ockludera kateterns diameter.
- Stäng buken tillfälligt genom att anpassa muskelfascian och huden med en rinnande sutur och täck buken med plastfolie och/eller draperier för att undvika termisk förlust.
OBS: Om de vetenskapliga målen kräver en kronisk modell, utför en end-to-end anastomos mellan donatorn och mottagarens gallgång, stäng buken med separata löpande suturer för bukhinnan och muskelfascian och stäng huden med enstaka suturer. - I slutet av uppföljningen, injicera en dödlig dos på 5 000 mg pentobarbitalnatrium för intraoperativ eutanasi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Tekniken som presenteras i detta protokoll har gett tillförlitliga och reproducerbara resultat när det gäller hemodynamisk stabilitet och djuröverlevnad under hela proceduren, liksom transplantatfunktion i den postoperativa kursen.
Senast tillämpade vi modellen för studier av ischemi-reperfusionsskada och terapeutiska ingrepp som mildrar skadliga effekter i det omedelbara postoperativa förloppet. Vid hämtning och 20 timmars statisk kylförvaring implanterades levertransplantat (med en medelvikt på 983,38 g) på det beskrivna sättet. Experimenten avslutades 6 timmar efter portal-venös reperfusion och provtagning av blod och galla samt lever- och gallgångsvävnad med definierade intervall. Alla mottagare överlevde engraftmentet och den efterföljande 6 h uppföljningen under narkos fram till dödshjälp.
Eftersom fokus för detta protokoll ligger i genomförbarheten av en ortotopisk levertransplantationsmodell för svin utan användning av en veno-venös bypass, är resultaten som presenteras här begränsade till de intraoperativa vitalparametrarna och tillämpningen av vasopressorer (figur 2), liksom transplantatprestanda, definierad av konventionella laboratorieparametrar, dvs serumkoncentrationer av laktat, aspartattransaminas (ASAT), alanintransaminas (ALAT) och glutamatdehydrogenas (GLDH), gallproduktion (tabell 1) och leverns maximala funktionsförmåga (LiMAx) test som beskrivits tidigare i en modell av leverresektion hos svin (figur 3)26. LiMAx-testet är baserat på realtidsmetabolismen av intravenöst injicerat 13C-metacetin av det leverspecifika CYP1A2-systemet. Före och efter injektionen bestäms förhållandet 13CO2 12 CO2i utandningsluften för att kvantifiera den individuella leverfunktionen27.
Som förväntat krävde mottagarna ökade koncentrationer av noradrenalin omedelbart före och under hela den anhepatiska fasen för att stabilisera det genomsnittliga arteriella trycket (MAD) vid ≥60 mmHg. Låga koncentrationer av adrenalin användes samtidigt för att dessutom öka hjärtminutvolymen under denna sårbara tidsperiod. Vid portal-venös reperfusion minskade behovet av vasopressorer snabbt och ännu mer under tillfällig fastspänning av bukaorta för slutförande av aortaastomos. Efter engraftment förblev MAD och erforderliga doser av vasopressorer stabila.
Genomsnittlig operationstid, definierad som tiden från hudsnitt till slutförande av all vaskulär anastomos och reperfusion, var 103,50 min, inklusive en genomsnittlig anhepatisk fas på 27,13 min. Observera att endast två mottagare genomgick en anhepatisk fas på mer än 30 minuter. Alla mottagare visade sjunkande laktatserumkoncentrationer 4 timmar efter portal-venös reperfusion, och LiMAx-värden erhållna 6 timmar efter portal-venös reperfusion var jämförbara med de värden som uppmättes hos leverdonatorerna före organtillvaratagande hos alla utom en mottagare (anhepatisk fas på 34 min).
Figur 1: Ympning och mottagarförberedelse. (A) Figuren visar beredningen av celiakiaxeln och aortasegmentet på bakbordet. (B) Denna figur visar mottagaren i ryggläge med utökad övervakning, inklusive en central venkateter (blå) i den vänstra inre halsvenen och en arteriell kateter (röd) i den högra inre halspulsådern/livmoderhalsartären. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Genomsnittligt arteriellt tryck och koncentrationer av vasopressorer som krävs under engraftment. Figuren visar det uppmätta genomsnittliga artärtrycket (MAD i mmHg) och koncentrationerna av noradrenalin och adrenalin (i μg/kg/h) under definierade tidsperioder under hela proceduren hos alla åtta mottagarna. Värden presenteras som medelvärde ± SEM. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Värden för leverns test för maximal funktionskapacitet (LiMAx) som erhållits från givarna före levertillvaratagande och från mottagarna 6 timmar efter engraftment. Figuren visar rutdiagramdata (medelvärde och standardfel för medelvärdet) från leverns maximala funktionskapacitetstest (LiMAx) från givarna före levertillvaratagande och från mottagarna 6 timmar efter engraftment (n = 8). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
| Experiment | Grafens vikt | Mottagarens vikt | GRWR | Drifttid | Anatomisk fas | Amat (mmol/L) | Topp AST | Topp ALT | Topp GLDH | Galla volym | ||
| Nej. | g) | (kg) | (%) | (min) | (min) | 2 timmar | 4 timmar | 6 timmar | (U/L) | (U/L) | (U/L) | (ml) |
| 1 | 1082 | 48.8 | 2.22 | 115 | 25 | 5.8 | 4.7 | 3.7 | 677 | 122 | 39 | 48 |
| 2 | 946 | 51.4 | 1.84 | 125 | 34 | 6.6 | 5.9 | 5.2 | 1207 | 109 | 268 | 15 |
| 3 | 957 | 57.6 | 1.66 | 110 | 30 | 8.3 | 5.8 | 8.1 | 742 | 125 | 143 | 73 |
| 4 | 825 | 49.2 | 1.68 | 87 | 22 | 7.6 | 6.7 | 6.5 | 675 | 99 | 113 | 35 |
| 5 | 1045 | 53.4 | 1.96 | 101 | 25 | 7.9 | 6.8 | 5.6 | 919 | 86 | 129 | 25 |
| 6 | 924 | 45.2 | 2.04 | 105 | 32 | 6.7 | 4.6 | 3.7 | 414 | 90 | 114 | 75 |
| 7 | 785 | 48.2 | 1.63 | 95 | 24 | 6.8 | 4.8 | 4.1 | 557 | 70 | 110 | 1.5 |
| 8 | 1303 | 54.6 | 2.39 | 90 | 25 | 12.7 | 12.2 | 9.8 | 1011 | 87 | 94 | 10 |
| BETYDA | 983.38 | 51.05 | 1.93 | 103.50 | 27.13 | 7.80 | 6.44 | 5.84 | 775.25 | 98.50 | 126.25 | 35.31 |
| SEM | 57.59 | 1.41 | 0.10 | 4.57 | 1.52 | 0.76 | 0.88 | 0.78 | 90.79 | 6.73 | 23.00 | 9.87 |
Tabell 1: Perioperativa transplantat- och mottagarvariabler. Tabellen sammanfattar transplantat- och mottagarvikt, liksom viktförhållandet mellan transplantat och mottagare (GRWR) och operationens längd (hudsnitt till slutförande av all vaskulär anastomos och reperfusion) och av den anhepatiska fasen. Variabler som indikerar transplantatfunktion, såsom konventionella laboratorieparametrar, dvs serumkoncentrationer av laktat, aspartattransaminas (ASAT), alanintransaminas (ALT) och glutamatdehydrogenas (GLDH) och gallproduktion tillhandahålls för var och en av de åtta transplantationer som utförs.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den senaste tekniska utvecklingen som införandet av maskinperfusion har potential att revolutionera området levertransplantation. För att översätta transplantatrekonditionerings- eller modifieringskoncept till kliniska miljöer är reproducerbara transplantationsmodeller hos stora djur oundvikliga.
Efter den första introduktionen av ortotopisk levertransplantation hos svin har flera författare arbetat med att förbättra dessa tekniker under de senaste fem decennierna. Skillnader inom de rapporterade kirurgiska tillvägagångssätten är ofta mindre och gäller vaskulära och gallanastomoser, anestesi och perioperativ hantering. Till skillnad från den nuvarande situationen vid klinisk levertransplantation, där användningen av veno-venös bypass fortfarande är vanlig men frivillig 28, anses dock en aktiv eller passiv porto-kaval-bypass under den anhepatiska fasen hos svin vara en nödvändighet för att minska tarmstockningar och därmed efterföljande tarmischemi med hemodynamisk instabilitet och perioperativ dödlighet. som beskrivs i ett väl utarbetat verk av Esmaeilzadeh et al.25.
Bortsett från de inblandade merkostnaderna och tekniska utmaningarna med en veno-venös bypass, t.ex. katetrar, en pumpanordning, behovet av ytterligare antikoagulation och potentiella komplikationer som luftemboli eller blödning, och beroende på det valda tillvägagångssättet, har behovet av en samtidig splenektomi fått grupper att beskriva modifierade tekniker utan veno-venösa förbikopplingar25,29, 30.
Torres et al.31 observerade allvarlig hemodynamisk instabilitet hos djur som genomgick engraftment utan användning av en veno-venös bypass i jämförelse med mottagare med en passiv porto-caval shunt och utförde därmed tillfällig fastspänning av supraceliac aorta hos dessa djur, vilket också beskrevs av andra i modeller av svinlever auto-/allo-transplantation 23,31,32 . Induktion av varm ischemi genom korsklämning av mottagaraorta medför dock en risk för relevant frisättning av proinflammatoriska molekyler och vävnadsskador vid reperfusion och bör därför undvikas till varje pris för att ge tillförlitliga vetenskapliga resultat, särskilt vid utvärdering av ischemi-reperfusionsskada. Dessutom liknar detta tillvägagångssätt inte klinisk praxis hos människor, vilket därmed begränsar översättningen av resultat som erhållits i dessa modeller.
För att undvika sådana skadliga stödåtgärder anser vi att två punkter är avgörande. (1) Anfallsfasen bör hållas på ett absolut minimum, dvs. under 30 minuter, vilket redan har visats i de tidiga faserna av levertransplantation hos svin av Battersby et al.33. Vi tror att löpande suturer (dubbelbeväpnade) och högst en stödtråd är tillräckliga för att skapa en enkel och säker anastomos för både den suprahepatiska vena cava inferior och portalvenen. Uppenbarligen bör portal-venös reperfusion påbörjas innan anastomosering av den infrahepatiska vena cava underlägsen. (2) Narkoshantering bör utföras av en erfaren anestesiolog, helst bekant med leverkirurgi eller transplantation hos mänskliga patienter34. Sofistikerad volymhantering och terapi med vasopressorer, dvs noradrenalin och adrenalin, i kombination med en förenklad kirurgisk teknik är grunden för ett framgångsrikt genomförande av denna modell.
Intressant nog har endast ett litet antal kirurgiska grupper tillhandahållit data om framgångsrik ortotopisk levertransplantation hos svin utan veno-venös bypass och samtidig supraceliac aorta-fastspänning. Såvitt vi vet var Oike et al., Heuer et al., och senast Fondevila et al., de enda grupperna som rapporterade sina (lovande) resultat, med överlevnadsnivåer på 87%, 80% respektive 100% 35,36,37. Mediantiden för anhepatisk tid i vår kohort var 25 min och var därmed identisk med de data som presenterades av Heuer et al.36. Under den anhepatiska fasen rapporterade Oike et al.35 en 50%-60% minskning av det arteriella blodtrycket, liknande de observationer som gjorts i denna kohort, vilket ledde till ökade doser av vasopressorer för att undvika en minskning av MAD under 60 mmHg. Heuer et al.36 nämnde inte användningen av katekolaminbehandling i sin publikation men nämnde icke-specifikt transfusion av helblod för att förbättra hemodynamisk stabilitet. Det senare var inte nödvändigt i denna modell. Fondevila et al., som rapporterade en genomsnittlig anhepatisk tid på mindre än 20 minuter, förlitade sig enbart på administrering av kristalloida lösningar och applicerade inte vasoaktiva substanser under engraftment37.
Observera att i motsats till de senaste publikationerna som tillämpar end-to-end anastomos från givaren till mottagarens leverartär19,22, inkluderar denna modell en end-to-side anastomos med en Carrel-lapp av donatoraortan som anastomoseras till mottagarens supraceliaki-aorta. Speciellt för experimentella miljöer, med användning av organ som uppfyller utökade donatorkriterier, t.ex. långvarig kall ischemisk tid, kan det vara gynnsamt att utesluta eventuella problem med transplantatets arteriella perfusion. Appliceringen av ett Carrel-plåster hjälper till att undvika stenos av arteriell anastomos som kan bli funktionellt relevant vid samtidiga perifera vasospasmer som ofta observeras efter reperfusion. Ändå kommer detta tillvägagångssätt att vara mer tidskrävande än den konventionella end-to-end-anastomosen på grund av den mer utarbetade tillgången till aortan.
Eftersom våra representativa experiment fokuserade på den omedelbara postoperativa fasen och ischemi-reperfusionsskada, hölls mottagarna under anestesi och avlivades 6 timmar efter reperfusion. Även om det är fördelaktigt med avseende på djurskydd, utgör detta en betydande begränsning av valideringen av vår teknik avseende transplantat och mottagaröverlevnad. Vi anser dock att på grundval av de vitala parametrarna, hemodynamik, laktatclearance, gallproduktion och särskilt den leverspecifika CYP1A2-metabolismen i realtid (LiMAx-test) som observerats under hela uppföljningen, bör den långsiktiga tillämpningen av vår modell vara möjlig, särskilt eftersom transplantaten som användes inom experimenten genomgick statisk kylförvaring i 20 timmar före engraftment, i motsats till den framgångsrika tillämpningen av jämförbara transplantationsmodeller av andra35, 36,37. Vidare visade de nämnda tidigare rapporterna att perioperativ dödlighet uteslutande observerades under och upp till 6 timmar efter operationen, med undantag för en mottagare som dog av en lungemboli den första postoperativa dagen i studien av Oike et al.35.
I detta arbete visar vi att ett förenklat tillvägagångssätt för ortotopisk levertransplantation hos svin utan användning av en veno-venös bypass under engraftment kan utföras säkert och är mer kostnadseffektivt, utan signifikanta hemodynamiska förändringar eller intraoperativ dödlighet även efter långvarig statisk kylförvaring av donatororganet. En sådan modell bör vara av särskilt intresse för (kirurgiska) arbetsgrupper som fokuserar på det omedelbara postoperativa förloppet, ischemi-reperfusionsskada, rekonditionering av donatororgan med utökade kriterier och tillhörande immunologiska mekanismer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Författarna tackar Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel och Ingrid Meder för deras flit och engagemang. Dessutom tackar författarna Tom Figiel för att han producerat bildmaterialet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 - 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
References
- Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
- Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
- Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
- Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
- Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
- Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
- Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
- Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143 (2012).
- Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
- Chen, X. -C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
- Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. Orthotopic liver transplantation in the mouse. Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).
- Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
- Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
- Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l'Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
- Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
- Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
- Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
- Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
- Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
- Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
- Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
- Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
- Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
- Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
- Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
- Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
- Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
- Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
- Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs -- Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
- Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
- Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
- Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes' normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
- Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
- Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
- Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
- Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).
