Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Mekanik Havalandırmalı Domuz Yavrularında Glomerüler Filtrasyon Hızının Transdermal Ölçümü

Published: September 13, 2022 doi: 10.3791/64413
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1, 1, 1
1Department of Physiology, College of Medicine University of Tennessee Health Science Center
* These authors contributed equally

Summary

Glomerüler filtrasyon hızı (GFR), böbrek fonksiyonlarını değerlendirmek için ideal bir belirteçtir. Bununla birlikte, seri kan ve idrar analizi ile inülin enjeksiyonu kullanan standart ölçüm yöntemi pratik değildir. Bu makalede, domuz yavrularında GFR'yi transdermal olarak ölçmek için pratik bir yöntem açıklanmaktadır.

Abstract

Glomerüler filtrasyon hızının (GFR) transdermal ölçümü, bilinçli hayvanlarda böbrek fonksiyonlarını değerlendirmek için kullanılmıştır. Bu teknik, akut böbrek hasarı ve kronik böbrek hastalığını incelemek için kemirgenlerde iyi kurulmuştur. Bununla birlikte, transdermal sistemi kullanan GFR ölçümü, insanlara benzer bir böbrek sistemine sahip bir tür olan domuzlarda doğrulanmamıştır. Bu nedenle, anestezi uygulanan ve mekanik olarak ventilasyona tabi tutulan yenidoğan domuzlarında sepsisin transdermal GFR üzerine etkisini araştırdık. Polimikrobiyal sepsis, çekal ligasyon ve ponksiyon (CLP) ile indüklendi. Minyatür bir floresan sensöründen oluşan transdermal GFR ölçüm sistemi, intravenöz olarak enjekte edilen bir GFR izleyici olan floresein-izotiyosiyanat (FITC) konjuge sinistrinin temizlenmesini belirlemek için domuzun traşlı derisine bağlandı. Sonuçlarımız, CLP sonrası 12 saat sonrasında, GFR'de bir azalma ile serum kreatinininin arttığını göstermektedir. Bu çalışma, ilk kez, mekanik olarak ventilasyona tabi tutulan yenidoğan domuzlarında böbrek fonksiyonunun belirlenmesinde transdermal GFR yaklaşımının yararlılığını göstermektedir.

Introduction

Böbrek fonksiyonunun pratik ve kantitatif bir değerlendirmesi, böbreklerin klirens prensibi1'e dayanarak kanı ne kadar iyi filtrelediğini söyleyen glomerüler filtrasyon hızı (GFR) ölçümüdür. GFR'yi ölçmenin daha önceki bir yöntemi, inülin veya sinistrin gibi eksojen bileşiklerin intravenöz enjeksiyonunu gerektirir ve klirenslerini tespit etmek için plazma / idrar seviyelerinin seri ölçümlerini yapar 2,3. Bu yöntem hantaldır, plazma ve idrar örneklerinin seri toplanmasını gerektirir4. Bir alternatif, kreatinin gibi endojen metabolik son ürünlerin ölçümüdür. Bununla birlikte, bu zaman alıcıdır ve zaman zaman yanlıştır, çünkü sadece glomerulus tarafından filtrelenmekle kalmaz, aynı zamandatübüller 5,6 tarafından da salgılanır. Ayrıca, kreatinin seviyesi cinsiyet, yaş, diyet ve kas kütlesi 7,8,9'dan etkilenir.

GFR'nin daha hassas, minimal invaziv ve yaygın olarak kullanılan bir ölçüsü, hayvanlarda gerçek zamanlı GFR'yi ölçen transdermal GFR monitörlerinin kullanılmasıdır 4,10. Yüksek oranda çözünür ve serbestçe filtrelenmiş eksojen bir böbrek belirteci olan Sinistrin, floresein-izotiyosiyanat (FITC) ile etiketlenmiştir. Bu konjuge bileşik intravenöz olarak enjekte edilir ve gerçek zamanlı böbrek fonksiyonu kan ve idrar örnekleri toplanmadan değerlendirilebilir11. Transdermal GFR ölçümünün kullanımı kemirgenlerde 12, köpekler13 ve kediler14'te doğrulanmıştır, ancak domuzlarda doğrulanmamıştır.

Domuz türleri, insanlarla çeşitli anatomik ve fizyolojik özellikleri paylaşır ve bu da onları çeşitli insan hastalıklarını incelemek için ideal hayvanlar haline getirir15. Translasyonel biyomedikal araştırmalarda domuzların kullanımı giderek daha popüler hale gelmiş ve insan fizyolojisini ve patofizyolojisini taklit ettiği için kemirgen modellerine göre tercih edilmiştir16. Yenidoğan domuzları, pediatrik hastalara özgü hastalıkların mekanizmalarını anlamada ilgi çekicidir17. Ayrıca, domuzdan insana organ naklindeki son gelişmeler, klinik öncesi ve klinik çalışmalar için tanı araçlarını genişletme dürtüsünü ortaya koymaktadır 18,19,20,21. Bu makale, ilk kez, yenidoğan domuzlarında GFR ölçümünde transdermal cihazın kullanımı için bir kılavuz sunmaktadır.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Prosedürler, laboratuvar hayvanlarının bakımı ve kullanımı için ulusal standartlara göre yazılmıştır ve Tennessee Üniversitesi Sağlık Bilimleri Merkezi (UTHSC) Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır.

NOT: Deney grubundaki domuz yavruları çekal ligasyonuna ve delinmeye maruz kalırken, sahte grup sadece çekal ligasyonu veya delinmesi olmadan karın açılmasına maruz kalır. Her iki gruptaki domuz yavruları, deney grubunda sepsis ve akut böbrek hasarının (AKI) ortaya çıkması için yeterli zaman tanımak amacıyla işlem sonrası 12 saat boyunca anestezi altında tutulur. Transdermal GFR ölçümü işlem sonrası 8 saatte toplam 12 saat sürecektir.

1. Domuz yavrusu temini ve barınağı

  1. 3-5 günlük yenidoğan domuz yavruları sağlayabilecek yerel bir domuz çiftliği tanımlayın. Herhangi bir domuz yavrusu 7 günden daha eski olmadan denemeyi tamamlamak için teslimatı haftanın başlarında planlayın.
    NOT: Tedarikçi bu deney için Pazartesi günleri üç ila beş domuz yavrusu sağladı; Cuma gününe kadar, domuz yavruları deneyden geçecekti. Aynı cinsiyeti ve benzer yaşa yakın kullanmak, kafa karıştırıcı faktörlerden kaçınmak için çok önemlidir.
  2. Domuz yavrusu geldiğinde, bireysel bir kimliğe sahip olduklarından emin olun (örneğin, bir kulak etiketi ve ağırlık ve yaş içeren bir kayıt).
  3. Domuz yavrularını lisanslı bir veterinerin bakımı altında bir laboratuar hayvan bakım ünitesinde (LACU) barındırın. Hayvanlar, iyi sanitasyonu korumak için suyla kolayca yıkanabilen sağlam bir beton zemine sahip geniş bir kalemde bir grup olarak barındırılır.
  4. Çevresel zenginleştirme ve uyarılmaya izin vermek için ağır bir top gibi bir mobilya parçası ekleyin.
  5. LACU'nun aşağıdaki temel unsurlar da dahil olmak üzere optimum çevresel koşullar sağladığından emin olun: sanitasyon, beslenme, sıcaklık kontrolü, havalandırma ve aydınlatmayı kontrol ederek gündüz-gece döngüsü.
  6. Veterinerin, herhangi bir domuz yavrusu hasta görünüyorsa araştırmacıyı bilgilendirmek için ağırlık ölçümü de dahil olmak üzere günlük olarak domuz yavrusu üzerinde kontrol etmesini sağlayın, bu da deneyden dışlanmayı gerektirebilir.
  7. Domuz yavrularını çevreye alışmak için en az 1 gün bekletin, bu da stresi en aza indirmeye yardımcı olur.

2. Ameliyat öncesi hazırlık

  1. Deneyi başlatmadan önce cerrahi istasyonu hazırlayın. Buna bir ısıtma yastığı, kateterler, bir ventilatör, bir endotrakeal tüp, heparinize salin ve bir torba zil laktat sıvısı dahildir.
    NOT: Domuz yavruları zayıf termoregülasyon kapasitansına sahiptir ve hemodinamiği değiştiren hipotermiye eğilimlidir22,23. Bu nedenle, ısıtma yastığının ısınması için yeterli zamana izin vermek önemlidir.
  2. Karışım temizlenene kadar 60 °C'de tuzlu suyla karıştırarak 10 mg/mL α-kloraloz hazırlayın. Soğuduktan sonra ilacın kristalleşmesini önlemek için çözeltiyi aşırı ısıtmayın. Domuz yavrularına uygulamadan önce bir şırınga filtresi (boyut 0.22 μm) ile filtreleyin.
  3. Hayvan ağırlığına dayalı anestezik ilaçlar hazırlayın-Ketamin: 20 mg / kg ve Ksilazin: 2.2 mg / kg. Anesteziyi sürdürmek için α-kloraloz (5 mL / kg) kullanın.
    NOT: α -kloraloz, solunan ile karşılaştırıldığında IV uygulama kolaylığı nedeniyle kullanılır
    anestezikler, ikincisi bir anestezi makinesi ve bir endotrakeal tüp aracılığıyla verilecek uygun bir süpürme sistemi gerektirir.

3. Anestezi

  1. Aşırı stresi önlemek için domuz yavruları için tanıdık bir ortam olan domuz kaleminde anestezi indüksiyonu yapın.
  2. Domuz yavrusunu yavaşça arka bacaklarından alın ve 23 G 3/4 iğne kullanarak Ketamin: 20 mg / kg ve Ksilazin: 2.2 mg / kg'ı semimembranosus / semitendinosus kasındaki arka bacağa uygulayın.
  3. İlaçların etkili olması için birkaç dakika bekleyin. Hayvanın hareketsiz kalacak kadar rahat olmasını sağlayarak, ameliyat istasyonuna kolay ve güvenli bir şekilde taşınmasına izin vermek için palpebral refleks ve çene tonunun kaybından emin olarak yeterli anestezi seviyesini kontrol edin. Palpebral refleksi gözün iç köşesine dokunarak değerlendirin; yanıp sönme yokluğu yeterli anesteziyi gösterir.

4. Trakeostomi

NOT: Bu deney hayatta kalamaz, bu nedenle mekanik ventilasyon için bir hava yolu oluşturmak için trakeotomi yapılır. Trakeostomi, baş ve üst solunum yolu anatomisi24,25 göz önüne alındığında domuz yavrularında zorlayıcı olan endotrakeal entübasyonun aksine hızlı ve kolay bir işlemdir. Ek olarak, laringospazm entübasyon sırasında yaygın olarak bildirilir ve sonuçları tehlikeye atabilecek uzun süreli hipoksi ve hiperkarbi ile sonuçlanır26.

  1. Domuz yavrusunu sırt yassılığına yerleştirin. Sıkı hissettiren tiroid kıkırdağının belirginliğini palpe ederek krikotiroid kıkırdağını tanımlayın. Steril bir örtü uygulamadan önce bölgeyi povidon-iyot ve% 70 etanol kullanarak sterilize edin.
  2. Cerrahi bir bıçak kullanarak, tiroid kıkırdağının kaudal ucundan daha düşük 2-3 cm'lik bir ventral orta hat insizyonu yapın.
  3. Kavisli bir sivrisinek hemostatı kullanarak, krikotiroid membran ve ilk birkaç trakea halkası görselleştirilinceye kadar üstteki deri altı dokuları ve kasları (sternohyoideus ve kutanöz coli) açıkça diseke edin. Diseksiyon yaparken, herhangi bir kan damarına zarar vermemek için dikkatli olun.
  4. Krikotiroid membranın ve trakea halkalarının24 net bir görünümünü elde edin, ardından yapıları yükseltmek için bir çift uzun karıştırıcı dik açılı forseps kullanın.
    1. Bir çift küçük makasla krikotiroid zarında veya ilk trakea halkasında küçük bir kesim yapın. 3.0 mm'lik bir endotrakeal tüpü geçmek için kesimi yatay olarak ~ 0.5 cm'ye uzatın.
    2. Tüpü 5 cm işaretine yerleştirin. Tüpü sabitlemeden önce iki taraflı göğüs genişlemesi ve nefes seslerini sağlayın.
  5. Yerine sabitlemek için trakeanın etrafına göbek bandı geçirin. Tüpü çenenin tabanına sabitlemek için ek bant kullanılır.
  6. Ventilatörü açın, endotrakeal tüpü bağlayın ve belirli düğmeleri yuvarlayın (örn. SIMV düğmeleri, PEEP düğmeleri, vb.) aşağıdaki temel ayarları seçmek için kullanılır. Basınç Kontrol Modu: senkronize aralıklı mekanik ventilasyon (SIMV); tepe inspiratuar basıncı (PIP) - 15; pozitif ekspiratuar basınç (PEEP) - 5; Oranı- 20; I-time - 0.6. İlk kan gazı analizini takiben, yeterli oksijenasyon ve ventilasyonu korumak amacıyla ventilatör ayarlarını kan gazı sonuçlarına göre ayarlayın.

5. Femoral damar kanülasyonu

  1. Venöz erişim ve invaziv kan basıncı izleme için femoral damarlara dikkat etmeden önce hava yolunu ve ventilasyonu ayarlayın. Femoral arter, sartorius ve gracilis kasları arasındaki olukta bir nabız hissi ile tanımlanır ve damar, artere sadece medial olarak bulunabilir.
  2. Domuz yavrusu sırt yaslanmış pozisyonda yatarken, kasık bölgesini povidon-iyot ve etanol kullanarak sterilize edin ve uygun büyüklükte bir örtü uygulayın.
  3. Kasık kıvrımında kraniyal olarak başlayıp femur kanalı boyunca distal olarak uzanan 3-4 cm'lik uzunlamasına bir kesi oluşturmak için cerrahi bir bıçak kullanın.
  4. Femoral nörovasküler demet seviyesine kadar diseksiyon yapmak için sırasıyla sivrisinek kavisli forseps ve makas kullanarak künt ve keskin diseksiyon uygulayın. Demet, gracillis kası27'nin gövdesinin derinliklerinde bulunabilir. Kanülasyona izin vermek için femoral arteri ve damarı 2-3 cm boyunca çevresel olarak diseke edin. Gerekirse küçük yan dalları bağlayın.
  5. Çekiş uygulamak için hem arter hem de venin proksimal ve distal uçlarına 3.0 ipek bir bağ uygulayın. Distal ipek sütürü hem damar hem de arter üzerine bağlayarak damarları bağlayın.
  6. Femoral venden başlayarak, ipek bağlar üzerinde distal ve proksimal çekişi koruyun ve daha sonra bir venotomi oluşturmak için bir çift mikro makas kullanın.
  7. Daha sonra, iç çapı x dış çapı 0,86 mm x 1,32 mm olan önceden ölçülmüş bir poliüretan kateter yerleştirirken damarı açmak için bir damar toplama kateteri tanıtıcısı kullanın. Yerleştirildikten sonra, kateteri sabitlemek için proksimal 3.0 ipek sütürü bağlayın. Kateteri 3 mL heparinize salin çözeltisi (1 U/mL) ile yıkayın. Bu çözelti, 50 mL normal saline 0,5 mL heparin eklenerek yapılabilir.
  8. Bir arteriyotomi oluşturmak ve kateteri geçirmek için yukarıdaki aynı yaklaşımı kullanarak invaziv bir kan basıncı kateteri yerleştirin.
    NOT: Distal ve proksimal traksiyonun sürdürülmesi, artere erişirken kan kaybını en aza indirmek için gereklidir.
  9. Kateterler sabitlendikten sonra, bölgeyi tuzlu suyla ıslatılmış gazlı bezle örtün ve gerekirse, enfeksiyonu önlemek için cilt 3.0 ipek dikiş kullanılarak dikilebilir.

6. Anestezi, sıvı ve kan gazının sürdürülmesi

  1. Çene tonu ve palpebral refleks kullanarak deney boyunca anestezi derinliğini izleyin ve hayvanı derin anestezi altında tutmak için gerektiğinde intravenöz olarak α-kloraloz uygulayın. Daha fazla bolus için 50 mg / kg ve 20 mg / kg'lık bir başlangıç yükleme dozu kullanın.
  2. Zil laktatını deney boyunca bakım sıvısı olarak 4 mL/kg/s oranında infüze edin. Örneğin, domuz yavrusu ağırlığı 3 kg ise, sıvı infüzyon hızı 12 mL / s'dir.
  3. Yatak başı gaz analizi için, heparinize bir kan gazı şırıngasına bir arteriyel kan örneği çekin ve numuneyi analizör makinesine sunun. Arteriyel kan gazı seçeneğini seçin ve analizörün kan alma iğnesini sunması için ~ 2-3 s bekleyin.
    1. İğneyi kan örneğini içeren şırınganın ucuna dikkatlice yerleştirin. Analizörün gerekli numuneyi aspire etmesini ve şırıngayı geri çekmesini bekleyin. Makinenin kan gazını analiz etmesine ve sonuçları sunmasına izin verin.
    2. Sonuçlara dayanarak, ventilatörü pH'ı 7.35--7.45 arasında, kısmi karbondioksit basıncını (PCO2) 35-45 mmHg arasında ve kısmi oksijen basıncını (PaO2) 80-150 mmHg arasında tutacak şekilde ayarlayın. Ayarlar ventilatör tipine göre farklılık gösterir, ancak büyük ölçüde hipoksi ve / veya hiperkapni için uygun düğmeler kullanarak solunum hızının arttırılmasını veya azaltılmasını içerir.
  4. Açık yeşil bir tüpe (Lityum Heparin) 3 mL kan çekin. Numuneyi 15dakika boyunca 2000 x g'da santrifüj edin, plazmayı çıkarmak için 4 ° C'de tutun. Tamamlandığında, plazma yatak başı kimya analizörü ile serum kreatinin seviyesi için hemen analiz edilebilir veya daha sonra analiz için -80 ° C'de saklanabilir.
  5. Bir rektal prob termometresi kullanarak sıcaklığı sürekli izleyin ve domuz yavrusu sıcaklığını 101 ila 103 ° F arasında tutmak için ısıtma yastığı sıcaklığını ayarlayın.

7. Deney grubu; çekal ligasyon ve perforasyon (CLP) 25,28,29

NOT: Deney grubundaki domuz yavruları için, polimikrobiyal sepsis28'i indüklemek için CLP yapın ve şiddetli sepsisin ortaya çıkması için yeterli zamana izin vermek için hayvanı ameliyat sonrası 12 saat boyunca izleyin. Transdermal GFR kaydı, 4 saatlik kayda izin vermek için çekal ligasyon sonrası 8 saatte başlar.

  1. Domuzlardaki çekum sol paralomber fossa30'da yattığı için 5-6 cm sol paramedian dikey insizyon oluşturmak için cerrahi bir bıçak kullanın. Karın duvarı tabakalarını disseke ederek yüzeysel epigastrik damarların yaralanmasını önleyin.
  2. Peritoneal tabaka kesildikten sonra, karın içi yapılara erişimi iyileştirmek için bir retraktör kullanın.
  3. Karnın sol üst kadranındaki spiral kolonu tanımlayın. Çekumu bulmak için spiral kolonu kaudal ve dorsal olarak izleyin. İleum, çekumun tabanındaki spiral kolona katılarak görülür.
  4. Çekumu ileoçekal bileşkeye sadece distal olarak bağlayın (Şekil 1).
  5. 18 G'lık bir iğne kullanarak, çekumda yedi delinme yapın ve dışkıyı periton bölgesine ekstrüzyon yapın.
  6. Karnı, basit kesilmiş veya sürekli dikişler kullanarak 3.0 ipek dikişle katmanlar halinde kapatın. Varsa cilt tabakasını kapatmak için bir zımba da kullanılabilir.

8. Şam grubu

  1. Yukarıdaki 7.2-7.4 arasındaki adımları izleyin. Çekumu tanımladıktan sonra, el değmeden geri yerleştirin ve karın duvarını benzer şekilde kapatın.
  2. Anesteziye uzun süre maruz kalmaya atfedilen kafa karıştırıcı önyargıları ortadan kaldırmak için sahte gruptaki domuz yavrularını 12 saat boyunca izleyin.

9. Transdermal GFR cihazı kurulumu

  1. 8 saatlik çekal ligasyondan sonra, GFR'nin transdermal ölçümünü başlatmaya hazır olun.
  2. GFR cihazındaki örnekleme hızını ayarlamak için MB servis yazılımı sürüm 3.0'ı kullanın. Kısaca, transdermal GFR cihazını USB konektörünü kullanarak bilgisayar yazılımına bağlayın. Yazılımı açın, bağlan'a tıklayın ve zamanlamayı 4000 ms'ye ayarlayın. Ayarları kaydetmek için yaz'ı tıklatın.
    NOT: Bu, toplam örnekleme süresinin 6 saate kadar olmasını sağlar. Domuzlarda, transdermal GFR 4 saatte tamamlanır. 12 saate kadar örnekleme gerektiren deneyler için 8000 ms seçeneğini belirleyin.
  3. Çift taraflı yapışkan yamaları şeffaf bir pencereyle cihaza takın. Cihazı bir tarafa takın ve ışık yayan diyotun, izleyici algılamasına izin vermek için şeffaf pencerenin üzerine oturduğundan emin olun.
  4. Lateral torasik duvarın üzerindeki alanı tıraş edin. Pili cihaza takın ve yapışkan yamayı hemen cihaz yerine yapıştırın ve iyi sabitlendiğinden emin olun (Şekil 2). Domuz yavruları derinlemesine uyuşturulduğundan, cihazı yerinde tutmak için bant gereksiz olabilir.
    NOT: Yapışkan yama tek başına sabitlemek için yeterlidir. Bununla birlikte, hayvanın manipüle edileceği, aktif hale geleceği veya anestezinin bozulabileceği prosedürlerde, bir bant uygulamak önemli olabilir. Bir bandaj da alternatif bir yaklaşım olabilir31.
  5. FITC-sinistrin uygulanmadan önce 3-5 dakikalık bir temel kayıt gereklidir.

10. FITC-sinistrin hazırlama ve enjeksiyon

  1. 50 mg / mL'lik bir nihai konsantrasyona tuzlu su çözeltisi ile bir FITC-sinistrin karışımı hazırlayın. Domuz yavrusuna uygulanan doz 20 mg / kg'dır. FITC-sinistrin toz halinde tedarik edilir.
    NOT: FITC-sinistrin, auriküler ven içine yerleştirilen periferik venöz kateter yoluyla da uygulanabilir. FITC-sinistrin'i femoral ven venöz kateterinden bir itme bolusu olarak uygulayarak yüksek bir tepe seviyesine ulaşmak esastır.
  2. Şırıngayı ilaçla üç yönlü bir durdurma horozunun bir tarafına ve durdurma horozunun diğer tarafına bir salin flush ile takın. FITC-sinistrini itin ve üç yönlü durdurma horozunu domuz yavrusu damarına kapatmadan önce hemen 5 mL'lik bir salin bolus ile takip edin.

11. Transdermal GFR kaydı

  1. Cihazı domuz yavrusuna 4 saat boyunca bağlı tutun. Bu süre zarfında, herhangi bir hareket artefaktını önlemek için aralıklı α-kloraloz dozlarını 20 mg / kg'lık bir konsantrasyonda kullanarak domuz yavrusunu anestezi altında tutun.
  2. 4 saatin sonunda, cihazı çıkarın ve hemen pilin bağlantısını kesin.

12. GFR ölçümü

  1. Transdermal GFR aygıtını, tedarikçi tarafından sağlanan USB konektörünü kullanarak bilgisayara bağlayın.
  2. Cihazdan veri almak için okuma yazılımını açın. Sırayı tıklatarak ham verileri kaydedin: bağlanma, okuma, yeniden adlandırma ve kaydetme. Kılavuzda belirtildiği gibi, analiz yazılımında kayıtlı verileri işleyin ve değerlendirin.
  3. Kısaca, yazılımı sürüm 3.0'ı açın ve verileri içe aktarın. Otomatik işaretçileri kullanarak ofset, başlangıç ve bitiş konumlarını ayarlayın. Gerekirse yapıları kaldırın ve sığdır'ı tıklatın. Bu, FITC-sinistrin klerensini dakikalar içinde (t1/2) gösteren bir okuma verir. T1/2 daha sonra tGFR32,33'ü aşağıdaki gibi hesaplamak için kullanılır:
    Equation 1
    NOT: Üreticiye danışıldığında, domuzlar için kullanılan dönüşüm faktörü, sıçanlarda 21.33 (mL / dak cinsinden tGFR) ve farelerde 14.616.8 (μL / dak'da tGFR) aksine, 20'dir (vücut ağırlığının% 20'sinin hücre dışı alan olduğunu gösterir). Bunun nedeni, GFR'nin hücre dışı sıvı 34,35'in bir fonksiyonu olarak doğru bir şekilde ölçülmesidir, bu da vücut ağırlığına bağlıdır36.

13. Domuz yavrusu ötenazisi

  1. Daha fazla biyokimyasal analiz için 12 saatlik CLP'den sonra 3 mL kan toplayın.
  2. İntravenöz olarak 0.2 mL / kg önceden karıştırılmış %20 sodyum pentobarbital ve Fenitoin Sodyum karışımı uygulayarak domuz yavrusu ötenazileştirin.
  3. Domuz yavrusunu morga götürmeden önce histopatolojik çalışma için doğru böbreği hasat edin.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Bu bölümde, yenidoğan domuzlarda transdermal GFR kullanımından elde edilen temsili verileri ilk kez sunuyoruz. Daha önce böbrek fonksiyonlarını azalttığı gösterilen bir çekal ligasyon ve ponksiyon modeli kullandık28. Buna göre, CLP domuzlarımızda, GFR'de AKI'ya karşılık gelen akut bir düşüş olması gerektiğini ve bunun transdermal GFR cihazında artan boşluk süresi (t1/2) olarak tespit edilmesi ve böylece domuzlarda kullanımının doğrulanması gerektiğini varsaydık. Yedi erkek domuz yavrusu, üç sahte ve dört sepsis dahil edildi. İki grup karşılaştırılabilir ağırlıklara sahipti (Şekil 3A). Beklendiği gibi28, 12 saatlik sepsis, serum C-reaktif protein (CRP), bakteriyemi ve sepsis belirteci düzeylerini arttırdı (Şekil 3B). Sahte ve septik domuz yavrularında temsili FITC-sinistrin klirens eğrileri gösterilmiştir (Şekil 4 A,B), sahte ve sepsis eğrilerinin üst üste binmesiyle AKI gösterilmiştir (Şekil 4C). AKI, CLP domuzları için eğrinin altında artan bir alanla gösterilir. Bu, sahte eğri CLP eğrisi üzerine yerleştirildiğinde gözle görülür şekilde görülebilir. Sahte ve sepsis gruplarında FITC-sinistrin için ortalama yarılanma ömrü sırasıyla 114 ve 537 dakika idi (Şekil 5A). Sahte grupta ortalama GFR vücut ağırlığının 5.1 mL/dak/100 gm'si iken, sepsis grubunda vücut ağırlığının 1.06 mL/dak/100 gm'si idi (Şekil 5B). Prob yer değiştirdiği için ek bir hayvan hariç tutuldu ve bu da boşluk eğrisini ve zamanını bozdu. 12 saatlik serum kreatinin (akut böbrek hasarının biyobelirteci) sahte grupta değişmezken, septik domuzlarda ~ 0.6'dan 1.08 mg / dL'ye yükseldi (Şekil 6).

Figure 1
Resim 1: Çekum ligasyonu cerrahisi. (A) Cecum tespit edildi ve dışarıya getirildi. (B) Cecum, iğneyle delmeden önce tabanda ipek bir bağ ile bağlandı. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 2
Şekil 2: Transdermal cihazın cilde bağlanması. (A) Yapışkan yamanın yapıştırılmasından önce tıraş edilen cilt. (B) Yapışkan yamaya tutturulmuş transdermal GFR cihazı. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 3
Şekil 3: Temsili sonuçlar. (A ) Bu çalışmada kullanılan domuz yavrularının ağırlığı ve (B) mekanik olarak havalandırılan sahte ve septik erkek domuz yavrularında serum C-reaktif protein (CRP ) seviyeleri ( eşleşmemiş t-testi). Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 4
Resim 4: Mekanik olarak havalandırılan sahte ve septik erkek domuz yavrularında temsili FITC-sinistrin klirens eğrileri. (A ) 12 saat sahte, (B) 12 saat sepsis. Septik domuzlar, eğrinin altındaki artmış bir alanın gösterdiği gibi böbrek fonksiyon bozukluğu ile birlikte bulunurlar. Siyah veri noktaları ham verileri, üç bölmeli sığan mavi çizgileri, %95 güven aralıklarını yeşil çizgileri ve filtrelenen verileri kırmızı çizgiyi temsil eder. (C) Septik domuzlarda taban çizgisinden sapma derecesini yansıtmak için temsili eğrilerin üst üste binmesi. Sepsis eğrisi (kırmızı), AKI'yı gösteren FITC-sinistrin minimal klerensini gösterdi. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 5
Şekil 5: Temsili sonuçlar. (A ) FITC-sinistrin yarılanma ömrü ve ( B) mekanik olarak havalandırılan sahte ve septik erkek domuz yavrularında GFR grafikleri (eşlenmemiş t-testi). Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 6
Şekil 6: Mekanik ventilasyonlu sahte ve septik erkek domuz yavrularında serum kreatinin. (Tek yönlü ANOVA testi). Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Bu yazıda, minyatür transdermal GFR monitörleri ve mekanik olarak havalandırılan, anestezi uygulanmış yenidoğan domuz modelinde FITC-sinistrin kullanılarak domuzlarda böbrek fonksiyonunu belirlemenin pratik adımları açıklanmaktadır. Önceki makaleler11,12,14 kemirgenlerinde deneysel transdermal GFR protokolleri oluşturmuştur, ancak domuzlarda protokol yoktur.

Son zamanlarda, inatçı hastalıkları çözmek ve insanlarda böbrek hastalığının yükünü hafifletmek için alternatif hayvan modellerini keşfetme dürtüsü olmuştur. Ne yazık ki, bu yaklaşımların birçoğunun boyut, anatomik ve fizyolojik farklılıklar nedeniyle translasyonel sınırlamaları olmuştur. Kemirgenlerin böbrek anatomisi ve patofizyolojisi, insanlarla karşılaştırıldığında büyük farklılıklar gösterir37. İnsan ve domuz sistemleri benzer anatomik ve fonksiyonel özellikleri paylaştığından, domuz modeli insan hastalıklarının daha gerçekçi bir patofizyolojik modeli olabilir38,39. Domuzlar şimdi patofizyolojiyi tanımlamak ve ilaç geliştirmede yaygın olarak kullanılmaktadır. Domuz genomunun yayınlanmasıyla, hastalığa özgü modellerin başarılı transgenik üretiminin yanı sıra, domuz modeli translasyonel araştırmalarda daha kritik bir rol üstlenecek40,41.

İnülin klerensi GFR tayininin en kabul edilen aracı olmaya devam etmektedir, ancak inülinin sürekli infüzyonu, mesanenin kateterizasyonu ve zaman alıcı ve hantal doğası nedeniyle büyük hayvan modellerinde pratik değildir42. Serum kreatinin ve kan üre azotu (BUN), klinik öncesi çalışmalarda böbrek fonksiyonunu ölçmek için yaygın olarak kullanılmaktadır, ancak kreatinin tübüllerde salgılandığından ve üre dehidrasyonda giderek daha fazla emildiğinden, bu belirteçlerin böbrek fonksiyonunu tahmin etmede zayıf olduğu kanıtlanmıştır 5,43. En önemlisi, tübüler kreatinin sekresyonunun, domuzlarda böbrek fonksiyonunun bir belirteci olarak kullanıldığında GFR'nin aşırı tahmin edilmesine neden olduğu bulunmuştur6. Ayrıca, vücut habitusları nedeniyle, kemirgenlere kıyasla büyük hayvan modellerinde kreatinin artışının görülme olasılığı daha yüksektir. Farelerde yapılan bir çalışmada, çekal ligasyon sonrası 6 saat serum kreatinininde 1.5 kat artış olduğu ortaya konmuştur44. Daha önce, yenidoğan domuzlarında CLP28 sonrası 6 saatte kreatinin'de bir artış gösterdik. Bu çalışmada, hayvanları daha uzun bir süre, çekal ligasyondan sonra ~ 12 saat boyunca tuttuk, böylece önemli AKI için yeterli zamana ve daha sonra kreatininde bir artışa izin verdik. Önceki çalışmamızda olduğu gibi, sepsis indüksiyonunu, bir inflamasyon ve sepsis belirteci olan CRP'nin serum düzeylerindeki artışla doğruladık. Bu çalışmada ve önceki makalelerin gösterdiği gibi, CLP'yi takip eden sepsisin şiddeti, ligasyon uzunluğuna ve delinme sayısına bağlıdır44.

Iohexol kullanarak domuzlarda GFR'yi ölçmek için bir protokol daha önce domuzlarda37'de doğrulanmıştır, ancak aksine, transdermal GFR prosedürü belirgin bir gelişmedir. Daha az hantaldır, tekrarlanan kan veya idrar örneklemesini önler ve böbrek fonksiyonuna gerçek zamanlı bir pencere ve aynı hayvanda tekrarlanan, seri ölçümler olasılığı sunar45. Bu çalışma, domuzlarda transdermal GFR tayini için pratik kılavuzlar sunmaktadır.

Diğer gruplar tarafından belirlendiği gibi, en kritik adımlar, cihazın hayvana doğru şekilde sabitlenmesi ve FITC-sinistrinin bolus enjeksiyonudur. İz üzerindeki hareket artefaktlarını önlemek için ölçüm cihazı cilt yüzeyine iyi sabitlenmelidir. Domuzlar kemirgenlerden daha az tüylü olduğundan, tüy dökücü bir krem kullanmak gerekli değildir. Bir kesme makinesi ile temiz bir tıraş gerekli olan tek şey olabilir. Bu, mekanizması bilinmeyen FITC-sinistrinin yarı ömründeki epilasyona bağlı artışı en aza indirir12. Doğru sabitleme için, cihazı yerinde tutmak için çift taraflı bir yapışkan yama ve bant gerekir. En uygun cihaz yerleştirme yerleri lateral torasik duvar ve ventral karın bölgesidir. Bu alanlar daha az hareket eseri ile ilişkiliydi.

FITC-sinistrin enjekte edilirken, doğru ve tüm doz damar içine tek bir sıvı hareketle enjekte edilmelidir. Enjeksiyon kesildiğinde ve yeniden başlatıldığında, boşluk eğrisinde birden fazla "mini pik" oluşturur. Kuyruk damarı rutin olarak küçük kemirgenler için kullanılır, ancak auriküler kulak damarı domuzlarda daha erişilebilir ve belirgin bir yol sunar. Bilinçli domuzlarda çoklu ölçümler için kulak damarına bir kanül yerleştirilebilir. Örnekleme süresinde dikkat edilmesi gereken önemli bir ayrım, kemirgenlerin (~ 1-2 saat) aksine, domuzların daha uzun süre dayanmasıdır (~ 4 saat), bu da FITC-sinistrinin dolaşımdan temizlenmesi için gereken süreye yaklaşır. Bildiğimiz kadarıyla, bu, domuzlarda FITC-sinistrin klerensi yoluyla transdermal GFR'yi detaylandıran ilk makaledir. Bu nedenle, referans için herhangi bir atıf yoktur. Kullanılan ölçüm süresine ~ 4 saat, üreticiyle istişareler yoluyla ulaşıldı. Bu örnekleme süresi, diğer kemirgen olmayan memelilerde transdermal GFR'yi doğrulayan önceki bir çalışmayla karşılaştırılabilir14.

Domuz yavrularında transdermal GFR'yi değerlendirirken, dikkate alınması gereken birkaç faktör vardır. Tek bölmeli modellerin GFR'yi önemli ölçüde abarttığı bilinmektedir46; intravenöz olarak enjekte edilen belirtecin plazma, hücre dışı alan ve daha derin bileşenler arasında üç yönlü iletişimini sağlayan, daha doğru olan üç bölmeli kinetik modeli kullanıyoruz46. Ayrıca, bunlar ~ 12 saat boyunca çok derin anestezi altında mekanik olarak havalandırılan domuz yavrularıdır. Anestezi böbrek fonksiyonunu etkilediğinden47,48, uzun sedasyon gerektiren veya deneysel manevraların GFR monitörizasyonu ile birlikte ek anestezi gerektirdiği prosedürlerde bunu dikkate almaya değer olabilir. Son olarak ve belki de en önemlisi, yenidoğan domuz yavruları, yetişkin hayvanın bir kısmında işlev gören olgunlaşmamış nefronlarla hala gelişmekte olan böbrek sistemlerine sahiptir49. Bu nedenle, daha düşük GFR ve böbrek fonksiyonu50 gösterirler.

Daha önce de belirtildiği gibi, domuzlardaki transdermal GFR, kandaki sinistrin konsantrasyonlarının mutlak bir ölçüsü değildir. Sadece zaman içinde floresandaki çürümenin bir tahmini12. Bir dönüşüm faktörünün kullanılması, GFR'yi mL / dak cinsinden ifade ederek bunu hafifletmeye çalışır. Bununla birlikte, dönüşüm faktörü, vücut ağırlığına34,35,36 dayanan hücre dışı boşluğa bağlı olduğundan, ağırlık kontrol edilmezse veya hücre dışı alan doğru bir şekilde tanımlanmamışsa geniş varyasyonların var olması mümkündür 51,52.

Ek olarak, deri pigmentasyonunun transdermal FITC-sinistrin klerensini etkilediği görülmektedir12,31. Çalışmalarımızda, pigmentli domuzların azalmış sinyal gösterdiğini bulduk. Bir örnekte, yoğun koyu renkli bir domuzda sinyal tespit etmedik. Bununla birlikte, pigmentli hayvanlarda arka plan sinyali azalma eğiliminde olduğundan12, GFR değerlerinin büyük ölçüde karşılaştırılabilir olduğunu bulduk. Bunun bir çözümü, cihazı yerleştirirken cildin daha açık renkli bölgelerini tercih etmektir. Bu domuzlar büyük ölçüde cerrahi bir hastalık modelinde kullanıldığından, çeşitli aydınlatma ve ısı kaynakları söz konusu olduğundan, GFR izleri üzerindeki potansiyel hareket artefaktlarını, çevredeki deriden emilen yansıyan ışık yoluyla hesaba katmalıdır12. Bunun bir çözümü, kayıt sırasında kızılötesi ışığı en aza indirmek veya cihazları folyo içinde kaplamak olabilir.

Özetle, bu çalışma, FITC-sinistrin klirensinin transdermal ölçümünü kullanarak yenidoğan domuzlarında glomerüler filtrasyon hızını ölçmek için basit ve güvenilir bir yöntem sunmaktadır. Ayrıca, verilerimiz akut böbrek hasarı ortamlarında böbrek fonksiyonlarının değerlendirilmesinde sistemin yararlılığını desteklemektedir.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Hiç kimse.

Acknowledgments

Bu çalışma, Dr. Adebiyi'ye verilen Ulusal Sağlık Enstitüleri R01 DK120595 ve R01 DK127625 hibeleri ile desteklenmiştir. Bu makalenin içeriği yalnızca yazarların sorumluluğundadır ve Ulusal Sağlık Enstitüleri'nin resmi görüşlerini temsil etmek zorunda değildir. MediBeacon GmbH Saha Direktörü Dr. Daniel Schock-Kusch'a tavsiyeleri için teşekkür ederiz.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Alpha - Chloralose Sigma-Aldrich C0128-25G Used for maintanining anesthesia
Black braided silk  3-0 Surgical Specialties SP117 Silk tie for blood vessel traction and ligation
Centrifugation machine AccuSpin 8C Fischer Scientific 75-008-821 Used to extract plasma from whole blood sample
Endotracheal Tube 3.0 uncuffed Progressive Medical International 1109021995 Inserted through tracheostomy
FITC-Sinistrin 1.0 g MediBeacon Inc. FTCF S001 Store at room temp and protect from light
GEM Premier 3000 Blood gas analyzer Instrumentation Laboratory 5700 For bedside blood gas analysis
Heating Pad medium size 20 in x 29 in Adroit Medical Systems V029 Connects to heat therapy pump
HTP-Heat Therapy Pump Adroit Medical Systems HTP Allows you to set temperature as needed.
IDEXX Catalyst One IDEXX Laboratories 89-92525-00 Plasma creatinine analysis
Invasive blood pressure catheter 3.5Fr Millar SPR-524 Inserted in femoral artery
IV adminstration set with flow regulator True Care TCRTCBINF033G Used to connect IV fluid bag to vein catheter
Ketamine Covetrus 68317 Used for induction of Anesthesia
MediBeacon analysis software version 3.0 MediBeacon Inc. N/A Software program used for analysing data to obtain sinistrin clearance half life and curve
Millex-GV Syringe Filter Unit 0.22 µm Millipore Sigma SLGVR33RS Syringe filter for chloralose injection
Neonate/Infant Ventilator Sechrist Millennium 20409 Connected to air supply to provide ventilation through endotracheal tube
Phenobarbital Sodium + Phenytoin Sodium (Euthasol) Covetrus 72934 Used for euthanasia
Ringer Lactate 500 mL bag Baxter 2B2323Q Maintanence fluid infusion
Sterile Gloves Henry Schein 104-5920 Used by operator during surgery
Sterile Gown Halyard Health 95021 Used by operator during surgery
Steril Towel Medline 42131704 Used as drape to maintaine sterile field when operating
Suture 3-0 silk reverse cutting needle Ethicon NC1842168 Used for suturing abdominal wall layers
Transdermal Mini GFR Monitor MediBeacon Inc. TDM004 Battery and USB connector included in package
Transdermal monitor adhesive patch MediBeacon Inc. PTC-SM001 Doubl sided adhesive patch for GFR probe
Umbilical Tape 1/8 in x 20 yds Fisher Scientific NC9303017 To secure endotracheal tube
Venous Catheter size PE/5 Micro medical tubing BB31695 For femoral vein cannulation
Xylazine Covetrus 61035 Used for induction of anesthesia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Pasala, S., Carmody, J. B. How to use... serum creatinine, cystatin C and GFR. Archives of Disease in Childhood Education and Practice Edition. 102 (1), 37-43 (2017).
  2. Smith, H. W. The Kidney: Structure and Function in Health and Disease. , Oxford University Press, USA. (1951).
  3. Gutman, Y., Gottschalk, C. W., Lassiter, W. E. Micropuncture study of inulin absorption in the rat kidney. Science. 147 (3659), 753-754 (1965).
  4. Ellery, S. J., Cai, X., Walker, D. D., Dickinson, H., Kett, M. M. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in small rodents: through the skin for the win. Nephrology. 20 (3), 117-123 (2015).
  5. Eisner, C., et al. Major contribution of tubular secretion to creatinine clearance in mice. Kidney International. 77 (6), 519-526 (2010).
  6. Wendt, M., Waldmann, K. H., Bickhardt, K. Comparative studies of the clearance of inulin and creatinine in swine. Zentralblatt fur Veterinarmedizin. Reihe A. 37 (10), 752-759 (1990).
  7. Schwartz, G. J., Brion, L. P., Spitzer, A. The use of plasma creatinine concentration for estimating glomerular filtration rate in infants, children, and adolescents. Pediatric Clinics of North America. 34 (3), 571-590 (1987).
  8. Boer, D. P., de Rijke, Y. B., Hop, W. C., Cransberg, K., Dorresteijn, E. M. Reference values for serum creatinine in children younger than 1 year of age. Pediatric Nephrology. 25 (10), 2107-2113 (2010).
  9. Guignard, J. P., Drukker, A. Why do newborn infants have a high plasma creatinine. Pediatrics. 103 (4), 49 (1999).
  10. Friedemann, J., Schock-Kusch, D., Shulhevich, Y. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in conscious laboratory animals: state of the art and future perspectives. Reporters, Markers, Dyes, Nanoparticles, and Molecular Probes for Biomedical Applications IX. 10079, 63-71 (2017).
  11. Herrera Pérez, Z., Weinfurter, S., Gretz, N. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rodents. Journal of Visualized Experiments. (109), e53767 (2016).
  12. Scarfe, L., et al. Transdermal measurement of glomerular filtration rate in mice. Journal of Visualized Experiments. (140), e58520 (2018).
  13. Mondritzki, T., et al. Transcutaneous glomerular filtration rate measurement in a canine animal model of chronic kidney disease. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 90, 7-12 (2018).
  14. Steinbach, S., et al. A pilot study to assess the feasibility of transcutaneous glomerular filtration rate measurement using fluorescence-labelled sinistrin in dogs and cats. PLoS One. 9 (11), 111734 (2014).
  15. Almond, G. W. Research applications using pigs. The Veterinary Clinics of North America Food Animal Practice. 12 (3), 707-716 (1996).
  16. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  17. Ayuso, M., Irwin, R., Walsh, C., Van Cruchten, S., Van Ginneken, C. Low birth weight female piglets show altered intestinal development, gene expression, and epigenetic changes at key developmental loci. FASEB Journal. 35 (4), 21522 (2021).
  18. Pierson, R. N. Progress toward pig-to-human xenotransplantation. The New England Journal of Medicine. 386 (20), 1871-1873 (2022).
  19. Montgomery, R. A., et al. Results of two cases of pig-to-human kidney xenotransplantation. The New England Journal of Medicine. 386 (20), 1889-1898 (2022).
  20. Reardon, S. First pig kidneys transplanted into people: what scientists think. Nature. 605 (7911), 597-598 (2022).
  21. Lu, T., Yang, B., Wang, R., Qin, C. Xenotransplantation: current status in preclinical research. Frontiers in Immunology. 10, 3060 (2019).
  22. Pattison, R. J., English, P. R., MacPherson, O., Roden, J. A., Birnie, M. Hypothermia and its attempted control in newborn piglets. Proceedings of the British Society of Animal Production. 1990, 81 (1972).
  23. Tucker, B. S., Petrovski, K. R., Kirkwood, R. N. Neonatal piglet temperature changes: effect of intraperitoneal warm saline injection. Animals. 12 (10), 1312 (2022).
  24. Alcalá Rueda, I., et al. A live porcine model for surgical training in tracheostomy, neck dissection, and total laryngectomy. European Archives of Oto-Rhino-Laryngology. 278 (8), 3081-3090 (2021).
  25. Swindle, M. M., Smith, A. C. Swine in the Laboratory: Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques, Third Edition. , CRC Press/Taylor & Francis Group. Boca Raton. (2016).
  26. Steinbacher, R., von Ritgen, S., Moens, Y. P. Laryngeal perforation during a standard intubation procedure in a pig. Laboratory Animals. 46 (3), 261-263 (2012).
  27. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Göttingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), e2652 (2011).
  28. Soni, H., Adebiyi, A. Early septic insult in neonatal pigs increases serum and urinary soluble Fas ligand and decreases kidney function without inducing significant renal apoptosis. Renal Failure. 39 (1), 83-91 (2017).
  29. Bütz, D. E., Morello, S. L., Sand, J., Holland, G. N., Cook, M. E. The expired breath carbon delta value is a marker for the onset of sepsis in a swine model. Journal of Analytical Atomic Spectrometry. 29 (4), 606-613 (2014).
  30. Turner, A. S., McIlwraith, C. W. Techniques in Large Animal Surgery. , Lea & Febiger. (1989).
  31. Steinbach, S., et al. A pilot study to assess the feasibility of transcutaneous glomerular filtration rate measurement using fluorescence-labelled sinistrin in dogs and cats. PLoS One. 9 (11), 111734 (2014).
  32. Mondritzki, T., et al. Transcutaneous glomerular filtration rate measurement in a canine animal model of chronic kidney disease. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 90, 7-12 (2018).
  33. Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate using FITC-sinistrin in rats. Nephrology Dialysis Transplantation. 24 (10), 2997-3001 (2009).
  34. Peters, A. M. Expressing glomerular filtration rate in terms of extracellular fluid volume. Nephrology Dialysis Transplantation. 7 (3), 205-210 (1992).
  35. Groth, S., Christensen, A. B., Nielsen, H. CdTe-detector registration of 99mTc-DTPA clearance. European Journal of Nuclear Medicine. 8 (6), 242-244 (1983).
  36. Guyton, A. C., Hall, J. E. The body fluid compartments: extracellular and intracellular fluids; interstitial fluid and edema. Textbook of Medical Physiology. 9, 306-308 (2000).
  37. Luis-Lima, S., et al. Iohexol plasma clearance simplified by dried blood spot testing. Nephrology, Dialysis, Transplantation. 33 (9), 1597-1603 (2018).
  38. Kobayashi, E., Hishikawa, S., Teratani, T., Lefor, A. T. The pig as a model for translational research: overview of porcine animal models at Jichi Medical University. Transplantation Research. 1 (1), 8 (2012).
  39. Swindle, M. M., et al. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  40. Ibrahim, Z., et al. Selected physiologic compatibilities and incompatibilities between human and porcine organ systems. Xenotransplantation. 13 (6), 488-499 (2006).
  41. Judge, E. P., et al. Anatomy and bronchoscopy of the porcine lung. A model for translational respiratory medicine. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 51 (3), 334-343 (2014).
  42. Stevens, L. A., Levey, A. S. Measured GFR as a confirmatory test for estimated GFR. Journal of the American Society of Nephrology. 20 (11), 2305-2313 (2009).
  43. Bankir, L., Yang, B. New insights into urea and glucose handling by the kidney, and the urine concentrating mechanism. Kidney International. 81 (12), 1179-1198 (2012).
  44. Ruiz, S., et al. Sepsis modeling in mice: ligation length is a major severity factor in cecal ligation and puncture. Intensive Care Medicine Experimental. 4 (1), 22 (2016).
  45. Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves. Kidney International. 79 (11), 1254-1258 (2011).
  46. Frennby, B., Sterner, G. Contrast media as markers of GFR. European Radiology. 12 (2), 475484 (2002).
  47. Burchardi, H., Kaczmarczyk, G. The effect of anaesthesia on renal function. European Journal of Anaesthesiology. 11 (3), 163-168 (1994).
  48. Fusellier, M., et al. Influence of three anesthetic protocols on glomerular filtration rate in dogs. American Journal of Veterinary Research. 68 (8), 807811 (2007).
  49. Arant, B. S. Functional immaturity of the newborn kidney-paradox or prostaglandin. Homeostasis, Nephrotoxicity, and Renal Anomalies in the Newborn. , Springer. Boston, MA. 271-278 (1986).
  50. Gattineni, J., Baum, M. Developmental changes in renal tubular transport-an overview. Pediatric Nephrology. 30 (12), 2085-2098 (2015).
  51. Gu, X., Yang, B. Methods for assessment of the glomerular filtration rate in laboratory animals. Kidney Diseases. , 1-11 (2022).
  52. Mullins, T. P., Tan, W. S., Carter, D. A., Gallo, L. A. Validation of non-invasive transcutaneous measurement for glomerular filtration rate in lean and obese C57BL/6J mice. Nephrology. 25 (7), 575-581 (2020).

Tags

Tıp Sayı 187
Mekanik Havalandırmalı Domuz Yavrularında Glomerüler Filtrasyon Hızının Transdermal Ölçümü
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fanous, M. S., Afolabi, J. M.,… More

Fanous, M. S., Afolabi, J. M., Michael, O. S., Falayi, O. O., Iwhiwhu, S. A., Adebiyi, A. Transdermal Measurement of Glomerular Filtration Rate in Mechanically Ventilated Piglets. J. Vis. Exp. (187), e64413, doi:10.3791/64413 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter