Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Cancer Research
Click here for the English version

Cancer Research

Vurdering af kimær antigenreceptor T-celleassocieret toksicitet ved hjælp af en patientafledt xenograft musemodel med akut lymfoblastær leukæmi

Published: February 10, 2023 doi: 10.3791/64535
Automatic Translation
1,2,3,4,5, 1,2, 1,2, 6, 6, 1,2, 1,2, 6, 1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester, 2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester, 3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester, 4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, 5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester, 6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

ERRATUM NOTICE

Summary

Her beskriver vi en protokol, hvor en akut lymfoblastisk leukæmipatientafledt xenograftmodel anvendes som en strategi til at vurdere og overvåge CD19-målrettede kimære antigenreceptor T-celleassocierede toksiciteter.

Abstract

Chimeric antigen receptor T (CART) celleterapi har vist sig som et kraftfuldt værktøj til behandling af flere typer CD19+ maligniteter, hvilket har ført til den nylige FDA-godkendelse af flere CD19-målrettede CART (CART19) celleterapier. Imidlertid er CART-celleterapi forbundet med et unikt sæt toksiciteter, der bærer deres egen sygelighed og dødelighed. Dette omfatter cytokinfrigivelsessyndrom (CRS) og neuroinflammation (NI). Brugen af prækliniske musemodeller har været afgørende for forskning og udvikling af CART-teknologi til vurdering af både CART-effekt og CART-toksicitet. De tilgængelige prækliniske modeller til test af denne adoptive cellulære immunterapi omfatter syngeneic, xenograft, transgene og humaniserede musemodeller. Der er ingen enkelt model, der problemfrit afspejler det menneskelige immunsystem, og hver model har styrker og svagheder. Dette metodepapir har til formål at beskrive en patientafledt xenograftmodel ved hjælp af leukæmiske blaster fra patienter med akut lymfoblastær leukæmi som en strategi til vurdering af CART19-associerede toksiciteter, CRS og NI. Denne model har vist sig at rekapitulere CART19-associerede toksiciteter såvel som terapeutisk effekt som set i klinikken.

Introduction

Chimeric antigen receptor T (CART) celleterapi har revolutioneret området for cancer immunterapi. Det har vist sig at være vellykket til behandling af recidiverende/ildfast akut lymfoblastær leukæmi (ALL), stort B-celle lymfom, mantelcellelymfom, follikulært lymfom og myelomatose 1,2,3,4,5,6,7, hvilket fører til nylige FDA-godkendelser. På trods af den indledende succes i kliniske forsøg resulterer behandling med CART-celleterapi i toksiciteter, der ofte er alvorlige og lejlighedsvis dødelige. De mest almindelige toksiciteter efter CART-celleterapi omfatter udvikling af CRS og NI, også kaldet immuneffektorcelleassocieret neurotoksicitetssyndrom (ICANS)8,9. CRS er forårsaget på grund af overaktivering og massiv ekspansion af CART-celler in vivo, hvilket fører til den efterfølgende sekretion af flere inflammatoriske cytokiner, herunder interferon-γ, tumornekrosefaktor-α, granulocyt-makrofagkolonistimulerende faktor (GM-CSF) og interleukin-6 (IL-6). Dette resulterer i hypotension, høj feber, kapillær lækagesyndrom, respirationssvigt, multiorgansvigt og i nogle tilfælde død10,11. CRS udvikler sig i 50-100% af tilfældene efter CART19 celleterapi11,12,13. ICANS er en anden unik bivirkning forbundet med CART-celleterapi og er karakteriseret ved generaliseret cerebralt ødem, forvirring, obtundation, afasi, motorisk svaghed og lejlighedsvis anfald 9,14. Enhver grad af ICANS forekommer hos op til 70% af patienterne, og grad 3-4 rapporteres hos 20-30% af patienterne 5,10,15,16. Samlet set er CRS og ICANS almindelige og kan være dødelige.

Håndteringen af ICANS efter CART-celleterapi er udfordrende. De fleste patienter med ICANS oplever også CRS17, som ofte kan behandles med IL-6-receptorantagonisten tocilizumab eller steroider18. En tidligere rapport viste, at tidlig intervention med tocilizumab reducerede hyppigheden af svær CRS, men ikke påvirkede forekomsten eller sværhedsgraden af ICANS19. I øjeblikket er der ingen effektiv behandling eller profylaktisk middel til ICANS, og det er afgørende at undersøge forebyggende strategier20.

Myeloide celler og tilhørende cytokiner/kemokiner menes at være de vigtigste drivkræfter bag udviklingen af CRS og ICANS21. Mens CRS er direkte relateret til den ekstreme forhøjelse af cytokiner og T-celleekspansion, er patofysiologien af ICANS stort set ukendt22,23. Derfor er det bydende nødvendigt at etablere en musemodel, der rekapitulerer disse toksiciteter efter CART-celleterapi for at studere mekanismerne og udvikle forebyggende strategier.

Der er flere prækliniske dyremodeller, der i øjeblikket bruges til at studere, optimere og validere effektiviteten af CART-celler samt til at overvåge deres tilknyttede toksiciteter. Disse omfatter syngeneiske, xenograft, immunkompetente transgene, humaniserede transgene og patientafledte xenograftmus ud over primatmodeller. Imidlertid har hver af disse modeller ulemper, og nogle afspejler ikke den sande effektivitet eller sikkerhedsproblemer ved CART-celler24,25. Derfor er det bydende nødvendigt omhyggeligt at vælge den bedste model for de tilsigtede mål for undersøgelsen.

Denne artikel søger at beskrive den metode, der bruges til at vurdere CART-celleassocierede toksiciteter, CRS og NI, ved hjælp af en ALL-patientafledt xenograft (PDX) in vivo-model (figur 1). Specifikt anvendes CART19-celler genereret i forfatterens laboratorium i de her beskrevne metoder efter tidligere beskrevne protokoller. Kort fortalt isoleres humane T-celler fra raske mononukleære celler i donorperifert blod (PBMC'er) via en densitetsgradientteknik, stimuleret med CD3 / CD28-perler på dag 0 og lentiviralt transduceret på dag 1 med CAR'er sammensat af et CD19-målrettet enkeltkædevariabelfragment smeltet sammen til 4-1BB og CD3ζ signaldomæner. Disse CART-celler udvides derefter, de-beades på dag 6 og kryopræserveres på dag 8 26,27,28,29,30. Som tidligere beskrevet udsættes mus for lymfodepleterende behandling efterfulgt af administration af patientafledte leukæmiske blaster (ALL)28. For det første verificeres tumorindkapsling via submandibulær blodindsamling. Efter etablering af en passende tumorbyrde administreres CART19-celler til musene. Derefter vejes musene dagligt for at vurdere trivsel. Små dyrs magnetiske resonansbilleddannelse (MRI) udføres for at vurdere NI, sammen med haleblødning for at vurdere T-celleudvidelse og cytokin / kemokinproduktion. De teknikker, der er beskrevet nedenfor, anbefales stærkt at blive brugt som model til at studere CART-celleassocierede toksiciteter i en PDX-model.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Denne protokol følger retningslinjerne fra Mayo Clinic's Institutional Review Board (IRB), Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC A00001767) og Institutional Biosafety Committee (IBC, Bios00000006.04).

BEMÆRK: Alle materialer, der bruges til at arbejde med mus, skal være sterile.

1. Injektion af busulfan til NSG-mus

  1. Få hanmus, 8-12 uger gamle, immunkompromitterede, NOD-SCID IL2rγnull (NSG), og vej dem før injektion.
    BEMÆRK: For statistisk signifikans anbefales det at bruge mindst fem mus pr. gruppe og gentage dette eksperiment mindst en gang mere med hunmus.
  2. Forbered busulfan til intraperitoneal injektion (i.p.). Brug en 1 ml insulinsprøjte til langsomt og forsigtigt at fylde sprøjten med nøjagtigt 30 mg/kg busulfan, efterfulgt af i.p-injektion til musene, og sæt dem tilbage i buret.

2. Injektion af ALLE patientafledte blaster (CD19+) til NSG-musene

BEMÆRK: Denne protokol følger retningslinjerne fra Mayo Clinic's Institutional Biosafety Committee (IBC, Bios00000006.04).

  1. Indsamle primære leukæmiske blaster fra perifert blod hos patienter med recidiverende og ildfaste ALL.
  2. Forbered målceller til intravenøs (i.v.) injektion.
    1. Tæl CD19+ målceller ved hjælp af et hæmocytometer, og registrer det endelige volumen og koncentration af celler.
      BEMÆRK: For at bestemme cellelevedygtighed anbefales det kraftigt at bruge trypanblå, mens cellerne tælles.
    2. Pellet cellerne ved centrifugering ved 300 × g i 5 minutter ved 4 °C.
    3. Resuspender cellepellet i fosfatbufret saltvand (PBS) til en slutkoncentration på 50 × 106 celler / ml i et 1,5 ml mikrocentrifugerør og læg det på is.
    4. Fingerhvirvel 1,5 ml mikrocentrifugerøret, der indeholder målcellerne, indtil cellerne er fuldstændigt homogeniserede.
    5. Brug en 1 ml insulinsprøjte til langsomt og forsigtigt at fylde sprøjten med nøjagtigt 100 μL af de forberedte målceller, og svip sprøjten for at fjerne bobler.
      BEMÆRK: Volumenet på 100 μL administrerer 5 × 106 celler til hver mus.
    6. Placer musene under varmt lys i 5-10 min. Når halevenen bliver opslugt og mere synlig for det blotte øje, skal du placere musene i et passende indeslutnings-/fastholdelseskammer.
    7. Tør musens hale af med en alkoholpind. Injicer målcellerne direkte i halevenen (i.v.), og placer musen tilbage i buret. Efter podning af målcellerne skal musene overvåges dagligt eller som anbefalet af den lokale dyreetiske komité.

3. Vurdering af tumorindkapsling

  1. Fra 6 uger efter målcelleinjektionen skal du vurdere tumorindkapsling ved hjælp af flowcytometri til at måle ekspressionen af CD19+ celler i det perifere blod.
  2. Perifere blodanalyser til vurdering af CD19+ ekspansion
    1. Udtag blod fra musene 6-8 uger efter CART19-celleinjektion.
      BEMÆRK: Flere metoder kan bruges til at trække blod ud. For denne protokol er submandibulær blodindsamling den foretrukne metode.
    2. Bedøv musen med isofluran i et induktionskammer med 5% isofluran. Når anæstesi er opnået, opretholdes ved 1-3% isofluran inhaleret gennem en næsekegle.
      BEMÆRK: Det anbefales kraftigt at anvende oftalmisk salve for at forhindre øjentørhed.
    3. Fjern musen fra kammeret, og hold musen med den ikke-dominerende hånd ved at tage fat i den løse hud over halsen. Punktering venen med en lancet lidt bag underkæben.
      BEMÆRK: Kun spidsen af nålen (1-2 mm) er nødvendig for at komme ind i venen.
    4. Når blodet drypper, samles mindst 50 μL i et heparinbelagt rør og blandes godt ved at vende røret op og ned flere gange. Overfør 30 μL blod til et 5 ml rundbundet polystyrenrør.
      BEMÆRK: For det resterende blod drejes røret ned ved 17.000 × g i 10 minutter ved 4 °C. Serumet (supernatantlaget) overføres til et rent og mærket 1,5 ml mikrocentrifugeglas, og det opbevares ved -80 °C (til brug i cytokinassayet).
    5. Tilsæt 2 ml lysisbuffer (10x ammoniumchloridbaseret lyseringsbuffer fortyndet til 1x ved hjælp af nukleasefrit vand) i det 5 ml rundbundede rør, der indeholder blodet. Bland meget godt ved hvirvel røret. Inkuber røret ved stuetemperatur i 20 minutter for at sikre korrekt lysering af de røde blodlegemer.
    6. Tilsæt 2 ml flowbuffer (PBS, 0,2 g / l kaliumchlorid, 0,2 g / l kaliumphosphatmonobasisk, 8 g / l natriumchlorid og 1,15 g / l natriumphosphatdibasisk indeholdende 2% føtalt bovint serum og 1% natriumazid).
    7. Centrifuger glasset ved 300 × g i 5 minutter ved 4 °C. Supernatanten dekanteres, og der tilsættes 2 ml flowbuffer. Gentag dette vasketrin 2x.
    8. Dekanter forsigtigt indholdet af røret. Overhold den lille mængde væske med en pellet tilbage i røret. Tilsæt 100 μL flowbuffer, og resuspender meget godt.
    9. Overfør al den resterende væske i 5 ml flowrøret til en 96-brønds plade. Sørg for, at hver prøve er korrekt mærket. Der tilsættes 100 μL flowbuffer til de tilsvarende huller, og 96-brøndpladen centrifugeres ved 650 × g i 3 minutter ved 4 °C.
  3. Vurder udvidelsen af CD19+ målcellerne ved flowcytometri (figur 2).
    1. Forbered en masterblanding indeholdende 0,3 μL levende/død plet, 0,13 μg (2,5 μL) antihumant CD19-antistof, 0,06 μg (2,5 μL) anti-humant CD45-antistof, 5 μg (2,5 μL) anti-mus CD45 og 42,2 μL flowbuffer til i alt 50 μL pr. prøve. Inkuber i mørke ved stuetemperatur i 15 min.
    2. Der vaskes med 150 μL flowbuffer efterfulgt af centrifugering ved 650 × g i 3 minutter ved 4 °C. Supernatanten dekanteres, og pelletpen resuspenderes i 195 μL flowbuffer og 5 μL tælleperler.
    3. Få på et flowcytometer for at bestemme niveauet af CD19+ celleekspression. Til gating- og analyseformål skal du først gate populationen af interesse (CD19+) baseret på spredningskarakteristika fremad versus side, efterfulgt af en enkelt gating-population og derefter levende celler. Når de levende celler er lukket, skal du vurdere den humane CD45 versus mus CD45-population, og ud fra den menneskelige befolkning skal du gate CD19+ målpopulationen.
  4. Kvantificer for at bestemme mængden til stede i 70 μL, og udtryk derefter i celler / μL ved hjælp af ligning (1):
    Absolut CD19+ celleantal = ([CD19+ celler/tælleperler] × antal tælleperler inden for 5 μL)/70
    BEMÆRK: Gentag det perifere blodassay hver 5. dag for at vurdere CD19+ celleudvidelsen. Der må ikke indsamles mere end 200 μL blod kumulativt hver 2. uge i overensstemmelse med den lokale dyreetiske komités retningslinjer. Når musene har nået en sygdomsbyrde på ≥10 celler / μL, randomiseres til CART19-celle eller kontrolgrupper (afsnit 4).

4. Administration af CART19-celler in vivo

  1. Forberedelse af CART19-celler (~Dag 80):
    BEMÆRK: Genereringen af CART19-celler er tidligere blevet offentliggjort 27,30,31. Denne procedure skal udføres inde i et biosikkerhedsskab niveau 2+ ved hjælp af aseptisk teknik og personlige værnemidler.
    1. CART19-cellerne tøs op i en vandbadbeholder (37 °C). Vask derefter cellerne i varmt T-cellemedium (TCM) for at fjerne dimethylsulfoxid.
      BEMÆRK: TCM er lavet af 10% humant AB-serum (v / v), 1% penicillin-streptomycin-glutamin (v / v) og serumfrit hæmatopoietisk cellemedium27,30.
    2. CART19-cellerne centrifugeres ved 300 × g i 8 minutter ved 4 °C, og resuspenderes i varm TCM til en slutkoncentration på 2 × 106 celler/ml. Lad CART-cellerne hvile i en inkubator (37 °C, 5% CO2) natten over, men ikke mere end 16 timer.
  2. Administration af CART19-celler via iv-injektion (dag ~80)
    1. Tæl CART19-cellerne, og drej ned ved 300 × g i 8 minutter ved 4 °C.
    2. Resuspender CART19-cellerne med 10 ml PBS, og drej ned ved 300 × g i 8 minutter ved 4 °C.
    3. Resuspender CART19-cellerne til en slutkoncentration på 40 × 106 celler / ml med PBS, overfør cellerne til et sterilt 1,5 ml mikrocentrifugerør og læg dem på is.
    4. Udfør CART19-cellehaleveneinjektioner (som beskrevet ovenfor) ved at injicere 100 μL resuspenderede celler i.v.
      BEMÆRK: Et volumen på 100 μL administrerer 4 × 106 celler til hver mus. Inkluder en gruppe ubehandlede mus som en negativ kontrol.

5. Vurdering af CART19-celleassocierede toksiciteter

  1. Efter CART19-celleadministration skal du overvåge musene 2x om dagen for at vurdere eventuelle ændringer i deres velbefindende, såsom motorisk svaghed, krumbøjet krop og tab af kropsvægt.
    BEMÆRK: Alle disse fysiske ændringer korrelerer med CRS-symptomer i denne model28.
  2. Når musene begynder at udvikle motorisk svaghed og vægttab (10-20% reduktion fra baseline), skal du indsamle perifert blod for at analysere tumorbyrden og udføre serumisolering for cytokiner i henhold til metoden beskrevet i afsnit 3 (figur 3).
  3. Serummikrocentrifugeglassene opbevares ved -80 °C, og brug sera til at analysere kemokiner og cytokiner ved hjælp af et multiplex-assay (figur 4).
    BEMÆRK: Hvis musene udviser tegn på lammelse af bagbenene, virker døende eller sløve, og vægttabet er > 20% af deres kropsvægt op til det punkt, der begrænser deres evne til at nå mad og / eller vand, vil de blive udsat for eutanasi.

6. MR-billeddannelse

BEMÆRK: En præklinisk (til små dyr) MR-scanner med en lodret boremagnet blev brugt til in vivo magnetisk resonans og billedoptagelse32,33.

  1. Bland 120 μL Gadolinium + 880 μL saltopløsning, og kom i en 1 ml insulinsprøjte. Injicer 100 μL i hver mus (i.p.).
    BEMÆRK: Gadolinium skal injiceres 15-20 minutter før forsøgets start.
  2. Bedøv musen med isofluran (2-3%) i et induktionskammer i 10-15 min.
    BEMÆRK: Det anbefales stærkt at anvende oftalmisk salve for at forhindre øjentørhed.
  3. Placer musens rygsøjle på den gnaverkompatible vuggesonde. Fortsæt derefter med at placere musen ved at hænge tænderne på bidestangen.
  4. Træk musens hoved ind i volumenspolen på 25 mm, og juster næsekeglen, der er bundet til isofluranbedøvelsessystemet. Stram bidestangens knap for at opretholde positionen under scanningen.
    BEMÆRK: Hvis du udfører en kontrastforstærket MR-scanning, skal du sikre dig, at gadolinium (i dette tilfælde) eller kontrastmiddel injiceres mindst 10 minutter, før apparatet placeres i boremagneten. I hele billeddannelsestiden vil musene blive bedøvet ved indånding af 2-3% isofluran i luft via næsekeglen, og deres respirationsfrekvens vil blive overvåget samtidigt.
  5. Til vejrtrækningsvurdering skal du bruge en åndedræts-/åndedrætsovervågningsenhed.
    BEMÆRK: Det er vigtigt at vurdere kropstemperaturen også for at forhindre mulig hypotermi på grund af langvarig udsættelse for anæstesi. Det anbefales at bruge varmepuder til at kontrollere kropstemperaturen.
    1. Fastgør åndedrætsmonitorsonden tæt på membranen, og fastgør den med kirurgisk tape. Hold respirationshastigheden mellem 20-60 vejrtrækninger i minuttet, så musens tilstand er stabil.
      BEMÆRK: Denne hastighed giver mere stabile MR-billeder og forhindrer bevægelsesartefakter i det erhvervede billede. Hvis respirationsfrekvensen er højere end intervallet 20-60 vejrtrækninger pr. min., øges koncentrationen af isofluran. Hvis respirationsfrekvensen er mindre end 20 vejrtrækninger pr. Min, er anæstesien for dyb; Derfor skal koncentrationen reduceres.
  6. Indsæt dyresonden i den lille boring i MR-systemet med lodret boring af små dyr. Juster dyrets hoved i midten af spolen. Fastgør apparatet med låsen, så det kan stå oprejst, og tilslut instrumentet til computeren.
  7. Åbn og brug softwaren (f.eks. Paravision) til at indstille scanningspositioner og typer scanninger. Bestem de optimale aksiale og sagittale positioner, samtidig med at de holdes konsistente for alle eksperimentelle grupper.
    BEMÆRK: Det anbefales at bruge anskaffelsen af en forsøgsscanning som reference forud for de egentlige MR-scanninger i fuld længde.
  8. Fortsæt med MR-dataindsamlingen (som tidligere beskrevet32,34,35,36). Få både T1-vægtede og T2-vægtede MR-billeder ved hjælp af den foreslåede opsætning, der er nævnt nedenfor.
    1. Til T1-vægtede MR-billeder skal du bruge T1-vægtet MSME-sekvens (multislice multiecho) med en gentagelsestid (TR) på 300 ms, en ekkotid (TE) på 9,5 ms, et synsfelt (FOV) på 4 cm x 2 cm x 2 cm og en matrix på 192 x 96 x 96.
    2. Til T2-vægtede MR-billeder skal du bruge en Multislice Multiecho (MSME) sekvens med en TR på 300 ms, en TE på 9,5 ms, en synsvidde på 4 cm x 2 cm x 2 cm og en matrix på 192 x 96 x 96 blev brugt.
  9. Når scanningerne er afsluttet, skal du fjerne sonden fra boringen. Udtræk forsigtigt musen ved at fjerne tænderne fra bidestangen. Overvåg dyret i et separat bur, indtil det er ved fuld bevidsthed og har genvundet tilstrækkelig motorisk funktion.
  10. Efter ekstraktion af data fra softwaren skal du bruge analysesoftware til kvantificering og 3D-volumengengivelse (figur 4) af hyperintensitetsregionerne.
    BEMÆRK: Hvis det er muligt, opfordres det kraftigt til at have to separate blindede observatører til dataanalysen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Formålet med denne protokol er at vurdere CART-celleassocierede toksiciteter ved hjælp af en PDX-musemodel fra tumorceller hos patienter med ALL (figur 1). Først modtog NSG-mus i.p. injektioner af busulfan (30 mg / kg) med det formål at immunsupprimere dem og lette CART-celleindkapsling28. Den følgende dag modtog de ~ 5 × 106 PBMC'er (i.v.) afledt af ALLE patienter. Musene blev overvåget for engraftment i ~ 13 uger via haleblødningsanalysen. Røde blodlegemer blev indsamlet og lyseret efterfulgt af flowcytometripræparation for at vurdere ekspressionen af CD19+ tumorceller (figur 2).

Når musene nåede ≥10 tumorceller / μL, blev de randomiseret og forberedt på at modtage 4 × 106 CART19-celler (i.v.). For at vurdere CART19-associerede toksiciteter blev musene vejet en gang dagligt (figur 3A). Vægttab blev valgt som et symptom på CRS-udseende, da det tidligere er blevet afsløret at være relateret til CART-celleassocierede toksiciteter28,37. Perifere blodanalyser (via submandibulær blodindsamling) blev udført for at vurdere tumorbyrde og CART-celleudvidelse ved flowcytometrianalyse af humane CD19+ tumorceller og humane CD3+ T-celler. Derudover blev serum opsamlet, og der blev udført en vurdering af inflammatoriske cytokiner. Assays blev udført en dag før CART19-celleinfusion samt 5 og 10 dage efter CART19-celleinfusion, da disse tidspunkter er særligt relevante for CRS-debut og udvikling af symptomer.

Her blev der især udført et multiplex-assay før og efter CART19-celleadministration, hvor de mest repræsentative cytokiner og kemokiner var GM-CSF, IL-18, MIP-1α og IP-10 (figur 3B). Imidlertid kan andre analyser udføres for at vurdere koncentrationerne af disse proteiner i serumet. Alternativt blev mus udsat for MR-scanning for at evaluere vaskulær permeabilitet i centralnervesystemet (CNS). Mus blev injiceret med kontrastreagenset gadolinium (i.p.) for at måle hjernebetændelse og forstyrrelse af blod-hjernebarrieren38. Derefter blev de bedøvet med isofluran, og kontrastforstærkede T1-vægtede og T2-vægtede billeder blev taget (figur 4). Med T2-billeder (figur 4, venstre) indikerer den lysere sektion (hvid) tilstedeværelsen af ødem eller væske, som mest ses i hjernetumorer og betændelse. Med T1-billeder (figur 4, midten) angiver de lysere sektioner områder, hvor der lækker blod eller forstyrrelser i blod-hjerne-barrieren. Endelig blev 3D-rekonstruktionsbillederne (figur 4, højre) ved hjælp af software samlet ved hjælp af gadoliniumforstærkede T1-billeder baseret på hyperintensitetssignaler svarende til vaskulær permeabilitet, hvilket gør volumenet af gadoliniumlækage i hjernen34.

Figure 1
Figur 1: Eksperimentelt skema for en patientafledt xenograftmodel, der anvendes til at vurdere CART-celleassocierede toksiciteter, cytokinfrigivelsessyndrom og neuroinflammation. NSG-mus blev konditioneret med 30 mg/kg busulfan (i.p.) og fik 3 × 10 6-5 × 106 blaster (i.v.) afledt af perifert blod hos patienter med ALL. Derefter blev musene overvåget for tumorindgravering via submandibulær blodindsamling efterfulgt af flowcytometri for at vurdere CD19+ blaster. Når CD19+-cellerne i perifert blod blev ≥10 celler/μL, modtog musene 2 × 10 6-5 × 106 CART19-celler. Musene blev vejet dagligt som et mål for deres velbefindende. 10 dage efter CART19-celleinfusion blev musehjerne-MRI'er udført for at detektere neuroinflammation. Haleblødning for at vurdere cytokin/kemokinproduktion og T-celleekspansion blev udført ugentligt efter CART19-celleinjektion. Forkortelser: CART = kimær antigenreceptor T-celle; CART19 = CD19-målrettet VOGN; ALL = akut lymfoblastær leukæmi; i.v. = intravenøs; i.p. = intraperitoneal; PB = perifert blod; NSG = NOD-SCID IL2rγnull. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Analyse af CD19+ tumorceller som indikator for tumorbyrde i en ALL PDX-model til vurdering af CART-celleassocierede toksiciteter. (A) Repræsentativ flowcytometrisk analyse, der viser gating-strategien til analyse af CD19+ cellepopulationen taget fra en perifer blodprøve af en mus injiceret med patientafledte ALL-blaster. (B) Kvantificering og sammenligning af CD19+ cellepopulationerne mellem mus behandlet med CART19 versus ubehandlede mus baseret på rådata opnået fra flowcytometrianalyse. (envejs ANOVA; n = 3 mus pr. gruppe; fejlbjælker, SEM). Forkortelser: ns = ikke signifikant; ALL = akut lymfoblastær leukæmi; PDX = patientafledt xenograft; CART = kimær antigenreceptor T-celle; CART19 = CD19-målrettet VOGN; SSC-H = sidespredning-tophøjde; FSC-H = fremadrettet spredningstophøjde; SSC-A = side scatter-peak område; FSC-A = fremadrettet spredningstopareal. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: Vurdering af CART19-associerede toksiciteter ved hjælp af en ALL PDX-model. (A) Repræsentativ graf over den procentvise vægtreduktion hos mus behandlet med CART19-celler eller kontrol af utransducerede T-celler i de første 6 dage efter CART (tovejs ANOVA, ***p < 0,001, ****p < 0,00001; fejlbjælker, SEM). (B) Ekspression af cytokiner og kemokiner i NSG-museserum før og efter CART19-celleadministration. NSG-mus blev udsat for submandibulær blødning før og efter CART19-celleadministration (i.v.) for at indsamle deres serum og vurdere ekspressionen af følgende cytokiner og kemokiner: GM-CSF, IL-18, MIP-1α, IP-10, IL-1β og IL-6 (tovejs ANOVA, *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001; n = 3 mus; ni tekniske replikater; fejlbjælker, SEM). Forkortelser: ns = ikke signifikant; ALL = akut lymfoblastær leukæmi; PDX = patientafledt xenograft; CART = kimær antigenreceptor T-celle; CART19 = CD19-målrettet VOGN; NSG = NOD-SCID IL2rγnull; GM-CSF = granulocyt-makrofag kolonistimulerende faktor; IL-18 = interleukin-18; MIP-1α = makrofag inflammatorisk protein-1 alfa; IP-10 = interferon gamma-induceret protein 10; IL-1β = interleukin-1β; IL-6 = interleukin-6. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 4
Figur 4: Magnetisk resonansbilleddannelse anvendt til at vurdere neuroinflammation under CART19-cellebehandling i en PDX-model. NSG-mus podet med tumorceller afledt af ALL-patienter blev infunderet med CART19-celler, og hjernerne blev afbildet med gadoliniumforstærket MR, efter at musene udviste neurologiske symptomer inden for 10 dage efter CART-infusion. (Venstre) T2-vægtet billede, der afslører tegn på ødem og mulig inflammatorisk infiltrat under NI i CART19-behandlede mus (rød pil). (Midten) Repræsentativ aksial sektion af T1-vægtet MR, der viser kontrastforbedring i hjernens parenchyma, hvilket indikerer øget vaskulær permeabilitet hos CART19-behandlede mus (rød pil). (Højre) Tredimensionelle rekonstruktioner af gnaverhjernen med T1-hyperintensitetsregioner (rød) blev genereret ved hjælp af Analyze 12.0-software. Forkortelser: MR = magnetisk resonansbilleddannelse; ALL = akut lymfoblastær leukæmi; PDX = patientafledt xenograft; CART = kimær antigenreceptor T-celle; CART19 = CD19-målrettet VOGN. Klik her for at se en større version af denne figur.

Menneskelig Mus
Cytokin/Kemokin; Humane myeloide cytokiner (IL-6, GM-CSF, IL-1, MCP-1) Humane myeloide cytokiner (IL-6, GM-CSF, IL-1, MCP-1)
Tid til CRS (dag) 2-5 4-6
Tid til NI (dag) 5-7 6-8
BBB-status BBB afbrydelse BBB afbrydelse
Væv bosiddende makrofag Mikroglial aktivering Mikroglial aktivering
CART-celle i CNS Hjerneinfiltration Hjerneinfiltration

Tabel 1: Rekapitulation af de klinisk observerede CART-celleassocierede toksiciteter ved hjælp af ALL PDX-modellen. Forkortelser: GM-CSF = granulocyt-makrofagkolonistimulerende faktor; IL = interleukin; CRS = cytokinfrigivelsessyndrom; NI = neuroinflammation; BBB = blod-hjerne barriere; CNS = centralnervesystemet; MCP-1 = monocyt kemoattractant protein 1.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

I denne rapport er der beskrevet en metode til vurdering af CART-celleassocierede toksiciteter ved hjælp af en ALL PDX-model. Mere specifikt søger denne model at efterligne to livstruende toksiciteter, CRS og NI, som patienter ofte oplever efter infusion af CART-celler. Det rekapitulerer mange kendetegn ved CART-toksiciteter observeret i klinikken: vægttab, motorisk dysfunktion, neuroinflammation, inflammatorisk cytokin- og kemokinproduktion og infiltration af forskellige effektorceller i centralnervesystemet 8,20,28. Tidligere er denne PDX-model blevet brugt til at efterligne den indledende udvikling af CRS og NI (tabel 1) og vurdere forskellige strategier for forebyggelse og behandling af toksicitet. En undersøgelse i denne PDX-model udnyttede CART19-celler udtømt af GM-CSF. Mere specifikt viste disse resultater, at GM-CSF-udtømning resulterede i reduceret sekretion af CRS-bundne cytokiner og kemokiner, hvilket tydeligt blev demonstreret ved hjælp af denne ALL PDX-musemodel29. Denne PDX-model er også blevet brugt med succes til at vurdere CART-celle in vivo-ekspansion korreleret med CRS-udvikling efter CART19-celleinfusion ved hjælp af en natriumiodidsymporter (NIS) som billeddannelsesplatform26. Derfor repræsenterer denne foreslåede model et nyttigt værktøj, der kan bruges til at vurdere de potentielle toksiciteter, der opstår fra CART-celler.

Det er vigtigt at nævne, at mange andre modeller er blevet brugt til at studere CART-celler in vivo. Disse omfatter syngeneiske, transgene og humaniserede musemodeller ud over xenogene modeller24. Den syngeneiske musemodel, også kaldet den immunkompetente allograftmusemodel, bruger CART-celler, tumor og målantigener, der er murine oprindelse. Dette er fordelagtigt, da det giver mulighed for undersøgelse af CART-celler i et fuldt funktionelt immunsystem og også kan afsløre on-target, off-tumor toksiciteter. Ulempen ved denne model er, at musebiologi og immunitet er forskellig fra menneskers, og derfor er det ikke en relevant model for translationelle studier, hvor målet er at gå videre til kliniske forsøg24,39.

Immunokompetente transgene musemodeller udtrykker et humant tumorassocieret antigen (TAA) transgen på både sundt væv og tumorer i mønstre, der efterligner dem, der findes i humant væv. Disse mus er også blevet brugt i CART-undersøgelser til bedre at evaluere sikkerheden af CART-celler ved at afsløre on-target off-tumor effekter40,41. Humaniserede mus implanteret med CD34+ humane hæmatopoietiske stamceller kan være en fordelagtig model til at studere CART-effekt og toksicitet på det humane hæmatopoietiske system, da det rekonstituerede immunsystem kan efterligne CART-hæmning og inducere en cytokinstorm, der rekapitulerer CRS set i klinikken42,43,44. Selvom disse modeller tillader undersøgelse af specifikke immunceller i forhold til CART-effektivitet, er det humaniserede system stadig primitivt og har brug for yderligere optimering. Desuden er deres anvendelse til undersøgelse af virkninger uden for målet begrænset, da de fleste værtsantigener på sundt væv er murin oprindelse. Desuden er CD34+ humaniseret musemodel teknisk udfordrende at udvikle45. Imidlertid anvendes humane xenograftmodeller i immunkompromitterede mus almindeligvis til at vurdere human CART-celleeffektivitet inden oversættelse til kliniske forsøg, og som demonstreret i denne artikel kan de bruges til at evaluere toksiciteterne forbundet med CART-celleaktivitet. Manglen på immunsystem og immunceller såsom T-celler og NK-celler begrænser imidlertid deres anvendelse til vurdering af off-tumor on-target toksicitet, interaktioner mellem CART-celler med medfødte immunceller og CART-cellehæmning af tumormikromiljøet.

Fordelen ved den her beskrevne protokol er, at den kræver enkle procedurer ved hjælp af NSG-mus til at observere og vurdere CART-celleassocierede toksiciteter. For det første er det let at reproducere, og det er optimeret til at vurdere strategier til forebyggelse af CART-toksicitet gennem GM-CSF-neutralisering og til at visualisere CART-celleudvidelse i sammenhæng med CRS-debut. Når du bruger denne nye PDX-model, er det vigtigt at udføre de kritiske trin korrekt, såsom at bekræfte den korrekte indkapsling af ALL-eksplosionerne og den tidlige overvågning af CRS-debut lige efter CART-administration. Vurderingen af cytokiner og vægtovervågning er afgørende for bestemmelse af CART-associerede toksiciteter, og MR definerer begyndelsen af NI. Ulemperne ved denne model er som følger: 1) da PDX ALL-celler tager længere tid at indpode og nå en høj tumorbyrde, kræver det cirka 2-3 måneder fra tumorcelleinokulation til CART19-cellebehandling; 2) som primær PDX-model er der signifikant patient-til-patient-variation med hensyn til tiden til indkapsling og respons på CART-celleterapi; 3) tumorbelastning kan ikke vurderes med bioluminescensbilleddannelse og kræver hyppig perifer blodvurdering; og 4) manglen på medfødte immunceller begrænser denne models evne til at studere CART-interaktioner med immunceller eller tumormikromiljøet.

Interessen for at teste adoptivceller inden for mere komplekse musemodeller er vokset i løbet af det sidste årti, da det er blevet tydeligt, at simple immundefekte musemodeller ikke er ideelle prækliniske modeller. PDX-musemodellen, der er beskrevet her for at vurdere CART-celleassocierede toksiciteter, repræsenterer en lovende præklinisk model inden for CART-celleterapi, da den efterligner tidslinjen, symptomerne og markørerne for CRS og NI efter CART-celleinfusion, som det ses i klinikken. Samlet set giver den her beskrevne metode en robust platform til vurdering af CART19-celleassocierede toksiciteter såvel som effektivitet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

S.S.K. er en opfinder på patenter inden for CAR immunterapi, der er licenseret til Novartis (gennem en aftale mellem Mayo Clinic, University of Pennsylvania og Novartis) og til Mettaforge (gennem Mayo Clinic). R.L.S. og S.S.K. er opfindere af patenter inden for CAR-immunterapi, der er licenseret til Humanigen. S.S.K. modtager forskningsmidler fra Kite, Gilead, Juno, Celgene, Novartis, Humanigen, MorphoSys, Tolero, Sunesis, Leahlabs og Lentigen.

Acknowledgments

Dette arbejde blev delvist støttet gennem National Institutes of Health (R37CA266344, 1K99CA273304), Department of Defense (CA201127), Mayo Clinic K2R pipeline (SSK), Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (SSK) og Predolin Foundation (R.L.S.). Derudover vil vi gerne takke Mayo Clinic NMR Core Facility personale. Figur 1 blev oprettet i BioRender.com

Materials

Name Company Catalog Number Comments
 APC Anti-Human CD19 Biolegend 302211
Alcohol Prep Pad Wecol 6818
Analyze 14.0 software AnalyzeDirect Inc. N/A https://analyzedirect.com/analyze14/
Artificial tears (Mineral oil and petrolatum) Akorn 17478-062-35 Topical ophtalmic gel to prevent eye dryness
BD FACS Lysing Solution  BD 349202 Red blood cells lysing buffer
BD Micro-Fin IV insulin syringes BD 329461
Brillian Violet 421 Anti-Human CD45 Biolegend 304032
Bruker Avance II 7 Tesla  Bruker Biospin N/A MRI machine
Busulfan (NSC-750) Selleckchem S1692
CountBright absolute counting beads Invitrogen C36950
CytoFLEX System B4-R2-V2 Beckman Coulter C10343 flow cytometer
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Gibco 14190-144 
ERT Control/Gating Module  SA Instruments Model 1030 Small Animal Monitoring Respiratory and Gating System
Fetal bovine serum Millipore Sigma F8067
Hemocytometer Bright-Line Z359629-1EA
Human AB Serum; Male Donors; type AB; US Corning 35-060-CI
Isoflurane (Liquid) Sigma-Aldrich 792632
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Invitrogen L34966
Microvette 500 Lithium heparin Sarstedt 20.1345.100 Blood collection tube
MILLIPLEX Huma/Cytokine/Chemokine Magnetic Beads Panel Millipore Sigma HCYTMAG-60K-PX38 Immunology Multiplex Assay to identify cytokines and chemokines
Omniscan Ge Healthcare Inc. 0407-0690-10 Gadolinium-based constrast agent
Pd Anti-Mouse CD45 Biolegend 103106
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid Gibco 10378-016
Round Bottom Polysterene Test tube Corning 352008
Sodium Azide, 5% (w/v) Ricca Chemical 7144.8-16
Stainless Steel Surgical Blade Bard-Parker 371215
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium Lonza 04-418Q

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Turtle, C. J., et al. Immunotherapy of non-Hodgkin's lymphoma with a defined ratio of CD8+ and CD4+ CD19-specific chimeric antigen receptor-modified T cells. Science Translational Medicine. 8 (355), (2016).
  2. Kochenderfer, J. N., et al. Long-duration complete remissions of diffuse large B cell lymphoma after anti-CD19 chimeric antigen receptor T cell therapy. Molecular Therapy. 25 (10), 2245-2253 (2017).
  3. Kochenderfer, J. N., et al. Lymphoma remissions caused by anti-CD19 chimeric antigen receptor T cells are associated with high serum interleukin-15 levels. Journal of Clinical Oncology. 35 (16), 1803-1813 (2017).
  4. Maude, S. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells for sustained remissions in leukemia. New England Journal of Medicine. 371 (16), 1507-1517 (2014).
  5. Park, J. H., et al. Long-term follow-up of CD19 CAR therapy in acute lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 449-459 (2018).
  6. Kochenderfer, J. N., et al. Chemotherapy-refractory diffuse large B-cell lymphoma and indolent B-cell malignancies can be effectively treated with autologous T cells expressing an anti-CD19 chimeric antigen receptor. Journal of Clinical Oncology. 33 (6), 540-549 (2015).
  7. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: A systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  8. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T cell therapy: Insights into mechanisms and novel therapies. Frontiers in immunology. 11, 1973 (2020).
  9. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  10. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. The New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  11. Teachey, D. T., et al. Identification of predictive biomarkers for cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T-cell therapy for acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 6 (6), 664-679 (2016).
  12. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. The New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  13. Locke, F. L., et al. Long-term safety and activity of axicabtagene ciloleucel in refractory large B-cell lymphoma (ZUMA-1): A single-arm, multicentre, phase 1-2 trial. The Lancet. Oncology. 20 (1), 31-42 (2019).
  14. Hunter, B. D., Jacobson, C. A. CAR T-cell associated neurotoxicity: Mechanisms, clinicopathologic correlates, and future directions. Journal of the National Cancer Institute. 111 (7), 646-654 (2019).
  15. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  16. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  17. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).
  18. Lee, D. W., et al. Current concepts in the diagnosis and management of cytokine release syndrome. Blood. 124 (2), 188-195 (2014).
  19. Chen, F., et al. Measuring IL-6 and sIL-6R in serum from patients treated with tocilizumab and/or siltuximab following CAR T cell therapy. Journal of Immunological Methods. 434, 1-8 (2016).
  20. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A concise review of neurologic complications associated with chimeric antigen receptor T-cell immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  21. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: Implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  22. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  23. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  24. Siegler, E. L., Wang, P. Preclinical models in chimeric antigen receptor-engineered T-cell therapy. Human Gene Therapy. 29 (5), 534-546 (2018).
  25. Mhaidly, R., Verhoeyen, E. Humanized mice are precious tools for preclinical evaluation of CAR T and CAR NK cell therapies. Cancers. 12 (7), 1915 (1915).
  26. Sakemura, R., et al. Development of a clinically relevant reporter for chimeric antigen receptor T-cell expansion, trafficking, and toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  27. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  28. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  29. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Dynamic imaging of chimeric antigen receptor T cells with [18F]tetrafluoroborate positron emission tomography/computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (180), e62334 (2022).
  31. Cox, M. J., Kenderian, S. S., et al. GM-CSF disruption in CART cells modulates T cell activation and enhances CART cell anti-tumor activity. Leukemia. 36 (6), 1635-1645 (2022).
  32. Pirko, I., Suidan, G. L., Rodriguez, M., Johnson, A. J. Acute hemorrhagic demyelination in a murine model of multiple sclerosis. Journal of Neuroinflammation. 5, 31 (2008).
  33. Denic, A., et al. MRI in rodent models of brain disorders. Neurotherapeutics. 8 (1), 3-18 (2011).
  34. Johnson, H. L., et al. CD8 T cell-initiated blood-brain barrier disruption is independent of neutrophil support. Journal of Immunology. 189 (4), 1937-1945 (2012).
  35. Johnson, H. L., et al. Perforin competent CD8 T cells are sufficient to cause immune-mediated blood-brain barrier disruption. PLoS One. 9 (10), 111401 (2014).
  36. Huggins, M. A., et al. Perforin expression by CD8 T cells is sufficient to cause fatal brain edema during experimental cerebral malaria. Infection and Immunity. 85 (5), 00985 (2017).
  37. Pennell, C. A., et al. Human CD19-targeted mouse T cells induce B cell aplasia and toxicity in human CD19 transgenic mice. Molecular Therapy. 26 (6), 1423-1434 (2018).
  38. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  39. Sanmamed, M. F., Chester, C., Melero, I., Kohrt, H. Defining the optimal murine models to investigate immune checkpoint blockers and their combination with other immunotherapies. Annals of Oncology. 27 (7), 1190-1198 (2016).
  40. Mardiana, S., et al. A multifunctional role for adjuvant anti-4-1BB therapy in augmenting antitumor response by chimeric antigen receptor T cells. Cancer Research. 77 (6), 1296-1309 (2017).
  41. Pegram, H. J., et al. Tumor-targeted T cells modified to secrete IL-12 eradicate systemic tumors without need for prior conditioning. Blood. 119 (18), 4133-4141 (2012).
  42. Kalscheuer, H., et al. A model for personalized in vivo analysis of human immune responsiveness. Science Translational Medicine. 4 (125), (2012).
  43. Xia, J., et al. Modeling human leukemia immunotherapy in humanized mice. EBioMedicine. 10, 101-108 (2016).
  44. Holzapfel, B. M., Wagner, F., Thibaudeau, L., Levesque, J. P., Hutmacher, D. W. Concise review: humanized models of tumor immunology in the 21st century: Convergence of cancer research and tissue engineering. Stem Cells. 33 (6), 1696-1704 (2015).
  45. Cogels, M. M., et al. Humanized mice as a valuable pre-clinical model for cancer immunotherapy research. Frontiers in Oncology. 11, 784947 (2021).

Tags

Kræftforskning udgave 192 CART-celle CART-celleassocierede toksiciteter patientafledt xenograft (PDX) model kræftbehandling in vivo præklinisk model

Erratum

Formal Correction: Erratum: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model
Posted by JoVE Editors on 03/14/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model. The Authors section was updated from:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

to:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Brooke L. Kimball1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

Vurdering af kimær antigenreceptor T-celleassocieret toksicitet ved hjælp af en patientafledt xenograft musemodel med akut lymfoblastær leukæmi
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Manriquez Roman, C., Sakemura, R.… More

Manriquez Roman, C., Sakemura, R. L., Kimball, B. L., Jin, F., Khadka, R. H., Adada, M. M., Siegler, E. L., Johnson, A. J., Kenderian, S. S. Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-Derived Xenograft Mouse Model. J. Vis. Exp. (192), e64535, doi:10.3791/64535 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter