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Cancer Research

Évaluation des toxicités associées aux lymphocytes T du récepteur de l’antigène chimérique à l’aide d’un modèle murin xénogreffé dérivé d’un patient atteint de leucémie lymphoblastique aiguë

Published: February 10, 2023 doi: 10.3791/64535
Automatic Translation
1,2,3,4,5, 1,2, 1,2, 6, 6, 1,2, 1,2, 6, 1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester, 2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester, 3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester, 4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, 5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester, 6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

ERRATUM NOTICE

Summary

Ici, nous décrivons un protocole dans lequel un modèle de xénogreffe dérivée d’un patient atteint de leucémie lymphoblastique aiguë est utilisé comme stratégie pour évaluer et surveiller les toxicités associées aux lymphocytes T du récepteur de l’antigène chimérique CD19.

Abstract

La thérapie cellulaire par récepteur T de l’antigène chimérique (CART) est devenue un outil puissant pour le traitement de plusieurs types de tumeurs malignes CD19+ , ce qui a conduit à l’approbation récente par la FDA de plusieurs thérapies cellulaires CART ciblées par CD19 (CART19). Cependant, la thérapie cellulaire CART est associée à un ensemble unique de toxicités qui entraînent leur propre morbidité et mortalité. Cela inclut le syndrome de libération de cytokines (SRC) et la neuroinflammation (NI). L’utilisation de modèles murins précliniques a été cruciale dans la recherche et le développement de la technologie CART pour évaluer à la fois l’efficacité et la toxicité CART. Les modèles précliniques disponibles pour tester cette immunothérapie cellulaire adoptive comprennent des modèles de souris syngéniques, xénogreffées, transgéniques et humanisées. Il n’existe pas de modèle unique qui reflète parfaitement le système immunitaire humain, et chaque modèle a des forces et des faiblesses. Cet article sur les méthodes vise à décrire un modèle de xénogreffe dérivé d’un patient utilisant des blastes leucémiques de patients atteints de leucémie lymphoblastique aiguë comme stratégie pour évaluer les toxicités associées à CART19, CRS et NI. Il a été démontré que ce modèle récapitule les toxicités associées à CART19 ainsi que l’efficacité thérapeutique observée en clinique.

Introduction

La thérapie cellulaire par récepteur T de l’antigène chimérique (CART) a révolutionné le domaine de l’immunothérapie du cancer. Il s’est avéré efficace dans le traitement de la leucémie lymphoblastique aiguë (LAL) récidivante / réfractaire, du lymphome à grandes cellules B, du lymphome à cellules du manteau, du lymphome folliculaire et du myélome multiple 1,2,3,4,5,6,7, conduisant à des approbations récentes de la FDA. Malgré le succès initial des essais cliniques, le traitement par thérapie cellulaire CART entraîne des toxicités souvent graves et parfois mortelles. Les toxicités les plus courantes après la thérapie cellulaire CART comprennent le développement du SRC et de l’IN, également appelé syndrome de neurotoxicité associée aux cellules effectrices immunitaires (ICANS)8,9. Le SRC est dû à la suractivation et à l’expansion massive des cellules CART in vivo, entraînant la sécrétion ultérieure de multiples cytokines inflammatoires, notamment l’interféron-γ, le facteur de nécrose tumorale α, le facteur de stimulation des colonies de granulocytes-macrophages (GM-CSF) et l’interleukine-6 (IL-6). Il en résulte une hypotension, de fortes fièvres, un syndrome de fuite capillaire, une insuffisance respiratoire, une défaillance multiviscérale et, dans certains cas,la mort 10,11. Le SRC se développe dans 50 à 100 % des cas après la thérapie cellulaire CART1911,12,13. ICANS est un autre événement indésirable unique associé à la thérapie cellulaire CART et se caractérise par un œdème cérébral généralisé, une confusion, une obnubilation, une aphasie, une faiblesse motrice et, occasionnellement, des convulsions 9,14. Tout grade d’ICANS survient chez jusqu’à 70% des patients, et des grades 3-4 sont rapportés chez 20-30% des patients 5,10,15,16. Dans l’ensemble, les SRC et les ICANS sont courants et peuvent être mortels.

La prise en charge d’ICANS après la thérapie cellulaire CART est difficile. La plupart des patients atteints d’ICANS présentent également un CRS17, qui peut souvent être traité avec l’antagoniste des récepteurs de l’IL-6 tocilizumab ou des stéroïdes18. Un rapport précédent a révélé qu’une intervention précoce avec le tocilizumab diminuait le taux de SRC sévère mais n’affectait pas l’incidence ou la gravité de l’ICANS19. Actuellement, il n’existe pas de traitement efficace ou d’agent prophylactique pour ICANS, et il est crucial d’étudier des stratégies préventives20.

Les cellules myéloïdes et les cytokines/chimiokines associées seraient les principaux moteurs du développement du SRC et de l’ICANS21. Alors que le CRS est directement lié à l’élévation extrême des cytokines et à l’expansion des lymphocytes T, la physiopathologie d’ICANS est largement inconnue22,23. Il est donc impératif d’établir un modèle murin qui récapitule ces toxicités après la thérapie cellulaire CART pour étudier les mécanismes et développer des stratégies préventives.

Plusieurs modèles animaux précliniques sont actuellement utilisés pour étudier, optimiser et valider l’efficacité des cellules CART, ainsi que pour surveiller leurs toxicités associées. Il s’agit notamment de souris syngéniques, xénogreffées, transgéniques immunocompétentes, transgéniques humanisées et xénogreffes dérivées de patients, en plus des modèles de primates. Cependant, chacun de ces modèles présente des inconvénients, et certains ne reflètent pas les véritables préoccupations en matière d’efficacité ou d’innocuité des cellules CART24,25. Par conséquent, il est impératif de choisir soigneusement le meilleur modèle pour les objectifs visés de l’étude.

Cet article vise à décrire la méthodologie utilisée pour évaluer les toxicités associées aux cellules CART, CRS et NI, à l’aide d’un modèle in vivo de xénogreffe dérivée de patients (PDX) LAL (Figure 1). Plus précisément, dans les méthodes décrites ici, les cellules CART19 générées dans le laboratoire des auteurs sont utilisées selon les protocoles décrits précédemment. En bref, les lymphocytes T humains sont isolés à partir de cellules mononucléées du sang périphérique (PBMC) de donneurs sains par une technique de gradient de densité, stimulés avec des billes CD3/CD28 au jour 0 et transduits lentiviraux le jour 1 avec des CARs composés d’un fragment variable à chaîne unique ciblant CD19 fusionné aux domaines de signalisation 4-1BB et CD3ζ. Ces cellules CART sont ensuite dilatées, déperlées le jour 6 et cryoconservées le jour 8 26,27,28,29,30. Comme indiqué précédemment, les souris sont soumises à un traitement lymphodéplétif, suivi de l’administration de blastes leucémiques dérivés du patient (LAL)28. Tout d’abord, la greffe de tumeur est vérifiée par prélèvement de sang sous-maxillaire. Après l’établissement d’une charge tumorale appropriée, des cellules CART19 sont administrées aux souris. Ensuite, les souris sont pesées quotidiennement pour évaluer leur bien-être. L’imagerie par résonance magnétique (IRM) chez les petits animaux est effectuée pour évaluer l’IN, ainsi que le saignement de la queue pour évaluer l’expansion des lymphocytes T et la production de cytokines / chimiokines. Les techniques décrites ci-dessous sont fortement recommandées pour être utilisées comme modèle pour étudier les toxicités associées aux cellules CART dans un modèle PDX.

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Protocol

Ce protocole suit les directives du comité d’examen institutionnel (IRB), du comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC A00001767) et du comité institutionnel de biosécurité (IBC, Bios00000006.04) de la Mayo Clinic.

NOTE: Tous les matériaux utilisés pour travailler avec les souris doivent être stériles.

1. Injection de busulfan à des souris NSG

  1. Obtenir des souris mâles immunodéprimées âgées de 8 à 12 semaines NOD-SCID IL2rγnull (NSG) et les peser avant l’injection.
    NOTE: Pour la signification statistique, il est recommandé d’utiliser au moins cinq souris par groupe et de répéter cette expérience au moins une fois de plus avec des souris femelles.
  2. Préparer le busulfan pour injection intrapéritonéale (i.p.). À l’aide d’une seringue à insuline de 1 mL, remplir lentement et soigneusement la seringue avec exactement 30 mg / kg de busulfan, suivie d’une injection intraveineuse aux souris, et les replacer dans la cage.

2. Injection de TOUS les blastes dérivés du patient (CD19+) aux souris NSG

REMARQUE: Ce protocole suit les directives du comité institutionnel de biosécurité de la Mayo Clinic (IBC, Bios00000006.04).

  1. Recueillir les blastes leucémiques primaires du sang périphérique des patients atteints de LAL récidivante et réfractaire.
  2. Préparer les cellules cibles pour l’injection intraveineuse (i.v.).
    1. Compter les cellules cibles de CD19+ à l’aide d’un hémocytomètre et noter le volume final et la concentration des cellules.
      REMARQUE: Pour déterminer la viabilité cellulaire, il est fortement recommandé d’utiliser le bleu de trypan lors du comptage des cellules.
    2. Enduire les cellules par centrifugation à 300 × g pendant 5 min à 4 °C.
    3. Resuspendre la pastille cellulaire dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) jusqu’à une concentration finale de 50 × 106 cellules/mL dans un tube à microcentrifuger de 1,5 mL et placer sur de la glace.
    4. Tourbillon de doigt : tube microcentrifuge de 1,5 mL contenant les cellules cibles jusqu’à ce que les cellules soient complètement homogénéisées.
    5. À l’aide d’une seringue à insuline de 1 mL, remplissez lentement et soigneusement la seringue avec exactement 100 μL des cellules cibles préparées et agitez la seringue pour éliminer les bulles.
      REMARQUE: Le volume de 100 μL administrera 5 × 106 cellules à chaque souris.
    6. Placez les souris sous une lumière chaude pendant 5-10 min. Une fois que la veine de la queue devient engorgée et plus visible à l’œil nu, placez les souris dans une chambre de confinement / contention appropriée.
    7. Essuyez la queue de la souris avec un tampon imbibé d’alcool. Injectez les cellules cibles directement dans la veine de la queue (i.v.) et replacez la souris dans la cage. Après l’inoculation des cellules cibles, surveiller les souris quotidiennement ou selon les recommandations du comité local d’éthique animale.

3. Évaluation de la greffe de tumeur

  1. À partir de 6 semaines après l’injection de cellules cibles, évaluer la greffe tumorale en utilisant la cytométrie de flux pour mesurer l’expression des cellules CD19+ dans le sang périphérique.
  2. Test de sang périphérique pour évaluer l’expansion des CD19+
    1. Prélever le sang des souris 6 à 8 semaines après l’injection de cellules CART19.
      REMARQUE: Plusieurs méthodes peuvent être utilisées pour prélever du sang. Pour ce protocole, le prélèvement sanguin sous-maxillaire est la méthode de choix privilégiée.
    2. Anesthésier la souris avec de l’isoflurane dans une chambre d’induction avec 5% d’isoflurane. Une fois l’anesthésie terminée, maintenir à 1-3% l’isoflurane inhalé par un cône nasal.
      REMARQUE: Il est fortement recommandé d’appliquer une pommade ophtalmique pour prévenir la sécheresse oculaire.
    3. Retirez la souris de la chambre et tenez-la avec la main non dominante en saisissant la peau lâche sur le cou. Percer la veine avec une lancette légèrement derrière la mandibule.
      REMARQUE: Seule la pointe de l’aiguille (1-2 mm) est nécessaire pour entrer dans la veine.
    4. Pendant que le sang coule, recueillir au moins 50 μL dans un tube recouvert d’héparine et bien mélanger en inversant le tube de haut en bas plusieurs fois. Transférer 30 μL de sang dans un tube en polystyrène à fond rond de 5 mL.
      NOTE: Pour le sang restant, faire tourner le tube vers le bas à 17 000 × g pendant 10 minutes à 4 °C. Transférer le sérum (couche surnageante) dans un tube microcentrifuge propre et marqué de 1,5 mL et le conserver à -80 °C (pour une utilisation dans le dosage des cytokines).
    5. Ajouter 2 mL de tampon de lyse (10x tampon de lyse à base de chlorure d’ammonium dilué à 1x avec de l’eau sans nucléase) dans le tube inférieur rond de 5 ml contenant le sang. Mélangez très bien en faisant tourbillonner le tube. Incuber le tube à température ambiante pendant 20 min pour assurer une bonne lyse des globules rouges.
    6. Ajouter 2 mL de tampon d’écoulement (PBS, 0,2 g/L de chlorure de potassium, 0,2 g/L de phosphate de potassium monobasique, 8 g/L de chlorure de sodium et 1,15 g/L de phosphate dibasique de sodium contenant 2 % de sérum fœtal bovin et 1 % d’azoture de sodium).
    7. Centrifuger le tube à 300 × g pendant 5 min à 4 °C. Décanter le surnageant et ajouter 2 mL de tampon d’écoulement. Répétez cette étape de lavage 2x.
    8. Décanter soigneusement le contenu du tube. Observez la petite quantité de liquide avec une pastille restant dans le tube. Ajouter 100 μL de tampon de débit et remettre en suspension très bien.
    9. Transférer tout le liquide restant dans le tube d’écoulement de 5 mL dans une plaque de 96 puits. Assurez-vous que chaque échantillon est correctement étiqueté. Ajouter 100 μL de tampon de débit aux puits correspondants et centrifuger la plaque de 96 puits à 650 × g pendant 3 min à 4 °C.
  3. Évaluer l’expansion des cellules cibles CD19+ par cytométrie en flux (Figure 2).
    1. Préparer un mélange maître contenant 0,3 μL de coloration vivante/morte, 0,13 μg (2,5 μL) d’anticorps anti-CD19 humain, 0,06 μg (2,5 μL) d’anticorps anti-CD45 humain, 5 μg (2,5 μL) de CD45 anti-souris et 42,2 μL de tampon d’écoulement pour un total de 50 μL par échantillon. Incuber dans l’obscurité à température ambiante pendant 15 min.
    2. Laver avec 150 μL de tampon de débit suivi d’une centrifugation à 650 × g pendant 3 min à 4 °C. Décanter le surnageant et remettre en suspension la pastille dans 195 μL de tampon d’écoulement et 5 μL de billes de comptage.
    3. Acquérir sur un cytomètre en flux pour déterminer le niveau d’expression des cellules CD19+ . Aux fins de contrôle et d’analyse, il faut d’abord ouvrir la porte à la population d’intérêt (CD19+) en fonction des caractéristiques de diffusion vers l’avant par rapport à la diffusion latérale, puis par une seule population de points de contrôle, puis par des cellules vivantes. Une fois que les cellules vivantes sont fermées, évaluer la population de CD45 humain par rapport à la population de CD45 de souris et, à partir de la population humaine, la population cible de CD19+ .
  4. Quantifier pour déterminer la quantité présente dans 70 μL, puis exprimer en cellules/μL à l’aide de l’équation (1) :
    Compte absolu de CD19+ = ([CD19+ cellules/billes de comptage] × nombre de billes de comptage dans 5 μL)/70
    REMARQUE : Répétez le test sanguin périphérique tous les 5 jours pour évaluer l’expansion des cellules CD19+ . Ne pas prélever plus de 200 μL de sang cumulativement toutes les 2 semaines conformément aux directives du comité local d’éthique animale. Une fois que les souris ont atteint une charge de morbidité de ≥10 cellules/μL, randomiser dans les cellules CART19 ou les groupes témoins (section 4).

4. Administration de cellules CART19 in vivo

  1. Préparation des cellules CART19 (~Jour 80):
    NOTE: La génération de cellules CART19 a déjà été publiée 27,30,31. Cette procédure doit être effectuée à l’intérieur d’une enceinte de biosécurité de niveau 2+ à l’aide d’une technique aseptique et d’un équipement de protection individuelle.
    1. Décongeler les cellules CART19 dans un récipient à bain-marie (37 °C). Ensuite, lavez les cellules dans un milieu de cellules T chaud (MTC) pour éliminer le diméthylsulfoxyde.
      REMARQUE: La MTC est composée de 10% de sérum AB humain (v / v), de 1% de pénicilline-streptomycine-glutamine (v / v) et de milieu cellulaire hématopoïétique sans sérum27,30.
    2. Centrifuger les cellules CART19 à 300 × g pendant 8 min à 4 °C et les remettre en suspension dans une MTC chaude jusqu’à une concentration finale de 2 × 106 cellules/mL. Laisser reposer les cellules CART dans un incubateur (37 °C, 5% CO2) pendant une nuit, mais pas plus de 16 h.
  2. Administration de cellules CART19 par injection intraveineuse (Jour ~80)
    1. Compter les cellules CART19 et faire tourner vers le bas à 300 × g pendant 8 min à 4 °C.
    2. Resuspendre les cellules CART19 avec 10 mL de PBS et faire tourner vers le bas à 300 × g pendant 8 min à 4 °C.
    3. Resuspendre les cellules CART19 à une concentration finale de 40 × 106 cellules/mL avec du PBS, transférer les cellules dans un tube microcentrifuge stérile de 1,5 mL et les placer sur de la glace.
    4. Effectuer des injections de veines caudales CART19 (comme détaillé ci-dessus) en injectant 100 μL de cellules en suspension i.v.
      REMARQUE: Un volume de 100 μL administrera 4 × 106 cellules à chaque souris. Inclure un groupe de souris non traitées comme témoin négatif.

5. Évaluation des toxicités associées aux cellules CART19

  1. Après l’administration de cellules CART19, surveillez les souris 2 fois par jour pour évaluer tout changement dans leur bien-être, tel que la faiblesse motrice, le corps voûté et la perte de poids corporel.
    REMARQUE: Tous ces changements physiques sont en corrélation avec les symptômes du SRC dans ce modèle28.
  2. Une fois que les souris commencent à développer une faiblesse motrice et une réduction de poids (réduction de 10 à 20% par rapport à la ligne de base), prélever du sang périphérique pour analyser la charge tumorale et procéder à l’isolement sérique des cytokines selon la méthodologie décrite à la rubrique 3 (Figure 3).
  3. Conserver les tubes de microcentrifugation sérique à -80 °C et utiliser les sérums pour analyser les chimiokines et les cytokines à l’aide d’un test multiplex (Figure 4).
    REMARQUE: Si les souris présentent des signes de paralysie des membres postérieurs, semblent moribondes ou léthargiques et que la perte de poids est > 20% de leur poids corporel jusqu’au point qui limite leur capacité à atteindre la nourriture et / ou l’eau, elles seront soumises à l’euthanasie.

6. Imagerie IRM

REMARQUE : Un scanner IRM préclinique (pour petits animaux) avec un aimant à alésage vertical a été utilisé pour la résonance magnétique in vivo et l’acquisition d’images32,33.

  1. Mélanger 120 μL de Gadolinium + 880 μL de solution saline et charger dans une seringue à insuline de 1 mL. Injecter 100 μL dans chaque souris (i.p.).
    REMARQUE: Le gadolinium doit être injecté 15-20 min avant le début de l’expérience.
  2. Anesthésier la souris à l’aide d’isoflurane (2-3%) dans une chambre d’induction pendant 10-15 min.
    REMARQUE: Il est fortement recommandé d’appliquer une pommade ophtalmique pour prévenir la sécheresse oculaire.
  3. Placez la colonne vertébrale de la souris sur la sonde de berceau compatible rongeurs. Ensuite, procédez au positionnement de la souris en accrochant ses dents sur la barre de morsure.
  4. Tirez la tête de la souris dans la bobine de volume de 25 mm et ajustez le cône nasal attaché au système d’anesthésie à l’isoflurane. Serrez le bouton de la barre de morsure pour maintenir la position pendant toute la durée de l’analyse.
    REMARQUE: Si vous effectuez une IRM à contraste amélioré, assurez-vous que le gadolinium (dans ce cas) ou l’agent de contraste est injecté au moins 10 minutes avant de placer l’appareil dans l’aimant d’alésage. Pendant toute la durée de l’imagerie, les souris seront anesthésiées par inhalation d’isoflurane à 2-3% dans l’air via le cône nasal, et leur fréquence respiratoire sera surveillée simultanément.
  5. Pour l’évaluation de la respiration, utilisez un appareil de surveillance respiratoire ou respiratoire.
    REMARQUE: Il est important d’évaluer également la température corporelle afin de prévenir une hypothermie possible due à une exposition prolongée à l’anesthésie. Il est recommandé d’utiliser des coussins chauffants pour contrôler la température corporelle.
    1. Fixez la sonde du moniteur respiratoire près du diaphragme et fixez-la avec du ruban chirurgical. Maintenez le taux respiratoire entre 20 et 60 respirations par minute afin que l’état de la souris soit stable.
      REMARQUE: Ce taux fournit des images IRM plus stables et empêche les artefacts de mouvement dans l’image acquise. Si la fréquence respiratoire est supérieure à la plage de 20 à 60 respirations par minute, augmentez la concentration d’isoflurane. Si la fréquence respiratoire est inférieure à 20 respirations par minute, l’anesthésie est trop profonde; Par conséquent, la concentration doit être diminuée.
  6. Insérez la sonde animale dans le petit calibre du système d’IRM pour petits animaux à alésage vertical. Ajustez la tête de l’animal au centre de la bobine. Fixez l’appareil avec le verrou afin qu’il puisse se tenir debout et connectez l’instrument à l’ordinateur.
  7. Ouvrez et utilisez le logiciel (p. ex., Paravision) pour configurer les positions et les types de numérisation. Déterminer les positions axiales et sagittales optimales tout en les maintenant cohérentes pour tous les groupes expérimentaux.
    REMARQUE : Il est recommandé d’utiliser l’acquisition d’un scan d’essai comme référence avant les IRM complètes.
  8. Procéder à la collecte des données d’IRM (comme décrit précédemment32,34,35,36). Obtenez des images IRM pondérées T1 et T2 en utilisant la configuration suggérée mentionnée ci-dessous.
    1. Pour les images IRM pondérées T1, utilisez une séquence multiécho multicoupes pondérée T1 (MSME) avec un temps de répétition (TR) de 300 ms, un temps d’écho (TE) de 9,5 ms, un champ de vision (FOV) de 4 cm x 2 cm x 2 cm et une matrice de 192 x 96 x 96.
    2. Pour les images IRM pondérées en T2, utilisez une séquence Multislice Multiecho (MSME) avec un TR de 300 ms, un TE de 9,5 ms, un champ de vision de 4 cm x 2 cm x 2 cm et une matrice de 192 x 96 x 96 a été utilisée.
  9. Une fois les scans terminés, retirez la sonde de l’alésage. Extrayez doucement la souris en retirant les dents de la barre de morsure. Surveillez l’animal dans une cage séparée jusqu’à ce qu’il soit pleinement conscient et qu’il ait retrouvé une fonction motrice adéquate.
  10. Après l’extraction des données du logiciel, utilisez un logiciel d’analyse pour la quantification et le rendu de volume 3D (Figure 4) des régions d’hyperintensité.
    REMARQUE : Dans la mesure du possible, il est fortement recommandé d’avoir deux observateurs à l’insu distincts pour l’analyse des données.

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Representative Results

L’objectif de ce protocole est d’évaluer les toxicités associées aux cellules CART à l’aide d’un modèle de souris PDX à partir de cellules tumorales de patients atteints de LAL (Figure 1). Tout d’abord, les souris NSG ont reçu des injections i.p. de busulfan (30 mg / kg) dans le but de les immunosupprimer et de faciliter la greffe de cellules CART28. Le lendemain, ils ont reçu ~5 × 106 PBMC (i.v.) dérivés de TOUS les patients. Les souris ont été surveillées pour la greffe pendant ~ 13 semaines via le test de saignement de la queue. Les globules rouges ont été prélevés et lysés, suivis d’une préparation par cytométrie en flux pour évaluer l’expression des cellules tumorales CD19+ (Figure 2).

Une fois que les souris ont atteint ≥10 cellules tumorales / μL, elles ont été randomisées et préparées à recevoir 4 × 106 cellules CART19 (i.v.). Pour évaluer les toxicités associées à CART19, les souris ont été pesées une fois par jour (Figure 3A). La perte de poids a été choisie comme symptôme de l’apparition du SRC, car il a déjà été révélé qu’elle était liée aux toxicités associées aux cellules CART28,37. Des tests sanguins périphériques (via prélèvement de sang sous-maxillaire) ont été effectués pour évaluer la charge tumorale et l’expansion des cellules CART par cytométrie en flux de cellules tumorales CD19+ humaines et de cellules T CD3+ humaines. En outre, du sérum a été recueilli et une évaluation des cytokines inflammatoires a été effectuée. Les tests ont été effectués un jour avant la perfusion de cellules CART19 ainsi que 5 et 10 jours après la perfusion de cellules CART19, car ces points temporels sont particulièrement pertinents pour l’apparition du SRC et le développement des symptômes.

Ici, en particulier, un test multiplex a été réalisé avant et après l’administration de cellules CART19, où les cytokines et chimiokines les plus représentatives étaient GM-CSF, IL-18, MIP-1α et IP-10 (Figure 3B). Cependant, d’autres tests peuvent être effectués pour évaluer les concentrations de ces protéines dans le sérum. Alternativement, les souris ont été soumises à une IRM pour évaluer la perméabilité vasculaire dans le système nerveux central (SNC). Des souris ont été injectées avec le réactif de contraste gadolinium (i.p.) pour mesurer l’inflammation cérébrale et la perturbation de la barrière hémato-encéphalique38. Ensuite, ils ont été anesthésiés à l’isoflurane, et des images pondérées T1 et T2 améliorées ont été prises (Figure 4). Avec les images T2 (Figure 4, à gauche), la section la plus lumineuse (blanche) indique la présence d’œdème ou de liquide, ce qui est principalement observé dans les tumeurs cérébrales et l’inflammation. Avec les images T1 (figure 4, au milieu), les sections les plus lumineuses indiquent les zones où il y a des fuites de sang ou une perturbation de la barrière hémato-encéphalique. Enfin, à l’aide d’un logiciel, les images de reconstruction 3D (Figure 4, à droite) ont été assemblées à partir d’images T1 enrichies au gadolinium basées sur des signaux d’hyperintensité correspondant à la perméabilité vasculaire, ce qui rend le volume de fuite de gadolinium dans le cerveau34.

Figure 1
Figure 1 : Schéma expérimental d’un modèle de xénogreffe dérivée d’un patient utilisé pour évaluer les toxicités associées aux cellules CART, le syndrome de libération de cytokines et la neuroinflammation. Les souris NSG ont été conditionnées avec 30 mg / kg de busulfan (i.p.) et ont reçu 3 × 10 6-5 × 106 blastes (i.v.) dérivés du sang périphérique de patients atteints de LAL. Ensuite, les souris ont été surveillées pour la greffe de tumeur par prélèvement de sang sous-maxillaire, suivi d’une cytométrie en flux pour évaluer les blastes CD19+. Lorsque les cellules CD19+ du sang périphérique étaient de ≥10 cellules/μL, les souris recevaient 2 × 10 6-5× 106 cellules CART19. Les souris ont été pesées quotidiennement pour mesurer leur bien-être. 10 jours après la perfusion de cellules CART19, des IRM cérébrales de souris ont été effectuées pour détecter la neuroinflammation. Un saignement de la queue pour évaluer la production de cytokines / chimiokines et l’expansion des lymphocytes T a été effectué chaque semaine après l’injection de cellules CART19. Abréviations : CART = lymphocytes T à récepteur antigénique chimérique; CART19 = CRAC ciblant les CD19; LAL = leucémie lymphoblastique aiguë; i.v. = intraveineuse; i.p. = intrapéritonéal; PB = sang périphérique; NSG = NOD-SCID IL2rγnull. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Analyse des cellules tumorales CD19+ en tant qu’indicateur de la charge tumorale dans un modèle ALL PDX pour évaluer les toxicités associées aux cellules CART. (A) Analyse cytométrique en flux représentative montrant la stratégie de déclenchement pour analyser la population de cellules CD19+ prélevées sur un échantillon de sang périphérique d’une souris injectée avec des blastes LAL dérivés du patient. (B) La quantification et la comparaison des populations de cellules CD19+ entre les souris traitées avec CART19 et les souris non traitées sur la base de données brutes obtenues à partir de l’analyse par cytométrie en flux. (ANOVA unidirectionnelle; n = 3 souris par groupe; barres d’erreur, SEM). Abréviations : ns = non significatif; LAL = leucémie lymphoblastique aiguë; PDX = xénogreffe dérivée du patient; CART = lymphocytes T récepteurs antigéniques chimériques; CART19 = CRAC ciblant les CD19; SSC-H = hauteur du pic de diffusion latérale; FSC-H = hauteur du pic de diffusion vers l’avant; SSC-A = aire de pic de diffusion latérale; FSC-A = surface du pic de diffusion vers l’avant. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Évaluation des toxicités associées à CART19 à l’aide d’un modèle ALL PDX. (A) Graphique représentatif du pourcentage de réduction de poids chez les souris traitées avec des cellules CART19 ou témoins de lymphocytes T non transduits pendant les 6 premiers jours suivant la CART (ANOVA bidirectionnelle, ***p < 0,001, ****p < 0,00001; barres d’erreur, SEM). (B) Expression de cytokines et de chimiokines dans le sérum de souris NSG avant et après administration de cellules CART19. Des souris NSG ont été soumises à des saignements sous-maxillaires avant et après l’administration de cellules CART19 (i.v.) pour recueillir leur sérum et évaluer l’expression des cytokines et chimiokines suivantes : GM-CSF, IL-18, MIP-1α, IP-10, IL-1β et IL-6 (ANOVA bidirectionnelle, *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001 ; n = 3 souris; neuf réplications techniques; barres d’erreur, SEM). Abréviations : ns = non significatif; LAL = leucémie lymphoblastique aiguë; PDX = xénogreffe dérivée du patient; CART = lymphocytes T récepteurs antigéniques chimériques; CART19 = CRAC ciblant les CD19; NSG = NOD-SCID IL2rγnull; GM-CSF = facteur de stimulation des colonies de granulocytes-macrophages; IL-18 = interleukine-18; MIP-1α = protéine inflammatoire macrophage-1 alpha; IP-10 = protéine 10 induite par l’interféron gamma; IL-1β = interleukine-1β; IL-6 = interleukine-6. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Imagerie par résonance magnétique utilisée pour évaluer la neuroinflammation pendant le traitement cellulaire CART19 dans un modèle PDX. Les souris NSG greffées avec des cellules tumorales dérivées de patients atteints de LAL ont été perfusées avec des cellules CART19, et les cerveaux ont été imagés avec une IRM améliorée au gadolinium après que les souris aient présenté des symptômes neurologiques dans les 10 jours suivant la perfusion de CART. (Gauche) Image pondérée en T2 révélant des signes d’œdème et d’infiltrat inflammatoire possible au cours de l’IN chez des souris traitées par CART19 (flèche rouge). (Milieu) Coupe axiale représentative de l’IRM pondérée en T1 montrant une amélioration du contraste dans le parenchyme cérébral, indiquant une perméabilité vasculaire accrue chez les souris traitées par CART19 (flèche rouge). (À droite) Des reconstructions tridimensionnelles du cerveau du rongeur avec des régions d’hyperintensité T1 (rouge) ont été générées à l’aide du logiciel Analyze 12.0. Abréviations : IRM = imagerie par résonance magnétique; LAL = leucémie lymphoblastique aiguë; PDX = xénogreffe dérivée du patient; CART = lymphocytes T récepteurs antigéniques chimériques; CART19 = CRAC ciblant le CD19. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Humain Souris
Cytokine/chimiokine Cytokines myéloïdes humaines (IL-6, GM-CSF, IL-1, MCP-1) Cytokines myéloïdes humaines (IL-6, GM-CSF, IL-1, MCP-1)
Temps jusqu’à CRS (jour) 2-5 4-6
Temps jusqu’à NI (jour) 5-7 6-8
Statut BBB Perturbation BBB Perturbation BBB
Macrophage résident tissulaire Activation microgliale Activation microgliale
Cellule CART dans le SNC Infiltration cérébrale Infiltration cérébrale

Tableau 1 : Récapitulation des toxicités associées aux cellules CART cliniquement observées par le modèle ALL PDX. Abréviations : GM-CSF = facteur de stimulation des colonies de granulocytes-macrophages; IL = interleukine; SRC = syndrome de libération de cytokines; NI = neuroinflammation; BHE = barrière hémato-encéphalique; SNC = système nerveux central; MCP-1 = protéine chimioattractante monocytaire 1.

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Discussion

Dans ce rapport, une méthodologie pour évaluer les toxicités associées aux cellules CART à l’aide d’un modèle ALL PDX a été décrite. Plus précisément, ce modèle cherche à imiter deux toxicités potentiellement mortelles, CRS et NI, que les patients éprouvent souvent après la perfusion de cellules CART. Il récapitule de nombreuses caractéristiques des toxicités CART observées en clinique : perte de poids, dysfonctionnement moteur, neuroinflammation, production de cytokines inflammatoires et de chimiokines, et infiltration de différentes cellules effectrices dans le système nerveux central 8,20,28. Auparavant, ce modèle PDX a été utilisé pour imiter le développement initial du SRC et de l’IN (tableau 1) et évaluer différentes stratégies de prévention et de traitement de la toxicité. Une étude de ce modèle PDX a utilisé des cellules CART19 appauvries en GM-CSF. Plus précisément, ces résultats ont démontré que l’épuisement du GM-CSF entraînait une réduction de la sécrétion de cytokines et de chimiokines liées au SRC, ce qui a été clairement démontré à l’aide de ce modèle murin ALL PDX29. Ce modèle PDX a également été utilisé avec succès pour évaluer l’expansion in vivo des cellules CART en corrélation avec le développement de CRS après perfusion de cellules CART19 en utilisant un symporteur d’iodure de sodium (NIS) comme plate-forme d’imagerie26. Par conséquent, ce modèle proposé représente un outil utile qui peut être utilisé pour évaluer les toxicités potentielles découlant des cellules CART.

Il est important de mentionner que de nombreux autres modèles ont été utilisés pour étudier les cellules CART in vivo. Il s’agit notamment de modèles de souris syngéniques, transgéniques et humanisées, en plus des modèles xénogéniques24. Le modèle de souris syngénique, également appelé modèle de souris allogreffe immunocompétente, utilise des cellules CARB, des tumeurs et des antigènes cibles d’origine murine. Ceci est avantageux car il permet l’étude des cellules CART dans un système immunitaire entièrement fonctionnel et peut également révéler des toxicités sur la cible et hors tumeur. L’inconvénient de ce modèle est que la biologie et l’immunité de la souris sont différentes de celles des humains et, par conséquent, ce n’est pas un modèle pertinent pour les études translationnelles où l’objectif est de procéder à des essais cliniques24,39.

Les modèles murins transgéniques immunocompétents expriment un transgène de l’antigène associé à la tumeur humaine (TAA) sur les tissus sains et les tumeurs selon des modèles imitant ceux trouvés dans les tissus humains. Ces souris ont également été utilisées dans des études CART pour mieux évaluer l’innocuité des cellules CART en révélant des effets hors tumeursur cible 40,41. Les souris humanisées implantées avec des cellules souches hématopoïétiques humaines CD34+ peuvent être un modèle avantageux pour étudier l’efficacité et la toxicité de la CART sur le système hématopoïétique humain, car le système immunitaire reconstitué peut imiter l’inhibition de la CART et induire une tempête de cytokines qui récapitule le SRC observé en clinique42,43,44. Bien que ces modèles permettent l’étude de cellules immunitaires spécifiques en relation avec l’efficacité de la CART, le système humanisé est encore primitif et nécessite une optimisation supplémentaire. De plus, leur utilisation dans l’étude des effets hors cible est limitée puisque la plupart des antigènes de l’hôte sur les tissus sains sont d’origine murine. De plus, le modèle murin humanisé CD34+ est techniquement difficile à développer45. Cependant, les modèles de xénogreffes humaines chez des souris immunodéprimées sont couramment utilisés pour évaluer l’efficacité des cellules CART humaines avant de les traduire en essais cliniques et, comme démontré dans cet article, ils peuvent être utilisés pour évaluer les toxicités associées à l’activité des cellules CART. Cependant, le manque de système immunitaire et de cellules immunitaires telles que les cellules T et les cellules NK limite leur application pour évaluer la toxicité hors tumeur sur cible, les interactions des cellules CART avec les cellules immunitaires innées et l’inhibition des cellules CART par le microenvironnement tumoral.

L’avantage du protocole décrit ici est qu’il nécessite des procédures simples utilisant des souris NSG pour observer et évaluer les toxicités associées aux cellules CART. Tout d’abord, il est facile à reproduire et il a été optimisé pour évaluer les stratégies visant à prévenir les toxicités du CART par neutralisation du GM-CSF et pour visualiser l’expansion des cellules CART en corrélation avec l’apparition du CRS. Lors de l’utilisation de ce nouveau modèle PDX, il est important d’effectuer correctement les étapes critiques, telles que la confirmation de la bonne greffe des explosions LAL et la surveillance précoce de l’apparition du SRC juste après l’administration de CART. L’évaluation des cytokines et la surveillance du poids sont cruciales pour déterminer les toxicités associées à la CART, et l’IRM définit l’apparition de l’IN. Les inconvénients de ce modèle sont les suivants: 1) comme les cellules PDX ALL prennent plus de temps à se greffer et atteignent une charge tumorale élevée, il faut environ 2-3 mois entre l’inoculation des cellules tumorales et le traitement par cellules CART19; 2) en tant que modèle PDX primaire, il existe une variabilité significative de patient à patient en ce qui concerne le temps de greffe et la réponse à la thérapie cellulaire CART; 3) la charge tumorale ne peut pas être évaluée par imagerie par bioluminescence et nécessite une évaluation fréquente du sang périphérique; et 4) l’absence de cellules immunitaires innées limite la capacité de ce modèle à étudier les interactions CART avec les cellules immunitaires ou le microenvironnement tumoral.

L’intérêt pour le test de cellules adoptives dans des modèles murins plus complexes a augmenté au cours de la dernière décennie, car il est devenu évident que les modèles murins immunodéficients simples ne sont pas des modèles précliniques idéaux. Le modèle murin PDX décrit ici pour évaluer les toxicités associées aux cellules CART représente un modèle préclinique prometteur dans le domaine de la thérapie cellulaire CART car il imite la chronologie, les symptômes et les marqueurs du SRC et de l’IN après la perfusion de cellules CART, comme on le voit en clinique. Dans l’ensemble, la méthodologie décrite ici fournit une plate-forme robuste pour évaluer les toxicités associées aux cellules CART19 ainsi que leur efficacité.

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Disclosures

S.S.K. est un inventeur de brevets dans le domaine de l’immunothérapie CAR qui sont concédés sous licence à Novartis (par le biais d’un accord entre Mayo Clinic, l’Université de Pennsylvanie et Novartis) et à Mettaforge (par l’intermédiaire de la Mayo Clinic). R.L.S. et S.S.K. sont des inventeurs sur des brevets dans le domaine de l’immunothérapie CAR qui sont concédés sous licence à Humanigen. S.S.K. reçoit des fonds de recherche de Kite, Gilead, Juno, Celgene, Novartis, Humanigen, MorphoSys, Tolero, Sunesis, Leahlabs et Lentigen.

Acknowledgments

Ce travail a été partiellement soutenu par les National Institutes of Health (R37CA266344, 1K99CA273304), le ministère de la Défense (CA201127), le pipeline K2R de la Mayo Clinic (S.S.K.), le Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (S.S.K.) et la Fondation Predolin (R.L.S.). De plus, nous tenons à remercier le personnel de l’installation principale de RMN de la Mayo Clinic. La figure 1 a été créée en BioRender.com

Materials

Name Company Catalog Number Comments
 APC Anti-Human CD19 Biolegend 302211
Alcohol Prep Pad Wecol 6818
Analyze 14.0 software AnalyzeDirect Inc. N/A https://analyzedirect.com/analyze14/
Artificial tears (Mineral oil and petrolatum) Akorn 17478-062-35 Topical ophtalmic gel to prevent eye dryness
BD FACS Lysing Solution  BD 349202 Red blood cells lysing buffer
BD Micro-Fin IV insulin syringes BD 329461
Brillian Violet 421 Anti-Human CD45 Biolegend 304032
Bruker Avance II 7 Tesla  Bruker Biospin N/A MRI machine
Busulfan (NSC-750) Selleckchem S1692
CountBright absolute counting beads Invitrogen C36950
CytoFLEX System B4-R2-V2 Beckman Coulter C10343 flow cytometer
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Gibco 14190-144 
ERT Control/Gating Module  SA Instruments Model 1030 Small Animal Monitoring Respiratory and Gating System
Fetal bovine serum Millipore Sigma F8067
Hemocytometer Bright-Line Z359629-1EA
Human AB Serum; Male Donors; type AB; US Corning 35-060-CI
Isoflurane (Liquid) Sigma-Aldrich 792632
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Invitrogen L34966
Microvette 500 Lithium heparin Sarstedt 20.1345.100 Blood collection tube
MILLIPLEX Huma/Cytokine/Chemokine Magnetic Beads Panel Millipore Sigma HCYTMAG-60K-PX38 Immunology Multiplex Assay to identify cytokines and chemokines
Omniscan Ge Healthcare Inc. 0407-0690-10 Gadolinium-based constrast agent
Pd Anti-Mouse CD45 Biolegend 103106
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid Gibco 10378-016
Round Bottom Polysterene Test tube Corning 352008
Sodium Azide, 5% (w/v) Ricca Chemical 7144.8-16
Stainless Steel Surgical Blade Bard-Parker 371215
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium Lonza 04-418Q

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References

  1. Turtle, C. J., et al. Immunotherapy of non-Hodgkin's lymphoma with a defined ratio of CD8+ and CD4+ CD19-specific chimeric antigen receptor-modified T cells. Science Translational Medicine. 8 (355), (2016).
  2. Kochenderfer, J. N., et al. Long-duration complete remissions of diffuse large B cell lymphoma after anti-CD19 chimeric antigen receptor T cell therapy. Molecular Therapy. 25 (10), 2245-2253 (2017).
  3. Kochenderfer, J. N., et al. Lymphoma remissions caused by anti-CD19 chimeric antigen receptor T cells are associated with high serum interleukin-15 levels. Journal of Clinical Oncology. 35 (16), 1803-1813 (2017).
  4. Maude, S. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells for sustained remissions in leukemia. New England Journal of Medicine. 371 (16), 1507-1517 (2014).
  5. Park, J. H., et al. Long-term follow-up of CD19 CAR therapy in acute lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 449-459 (2018).
  6. Kochenderfer, J. N., et al. Chemotherapy-refractory diffuse large B-cell lymphoma and indolent B-cell malignancies can be effectively treated with autologous T cells expressing an anti-CD19 chimeric antigen receptor. Journal of Clinical Oncology. 33 (6), 540-549 (2015).
  7. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: A systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  8. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T cell therapy: Insights into mechanisms and novel therapies. Frontiers in immunology. 11, 1973 (2020).
  9. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  10. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. The New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  11. Teachey, D. T., et al. Identification of predictive biomarkers for cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T-cell therapy for acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 6 (6), 664-679 (2016).
  12. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. The New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  13. Locke, F. L., et al. Long-term safety and activity of axicabtagene ciloleucel in refractory large B-cell lymphoma (ZUMA-1): A single-arm, multicentre, phase 1-2 trial. The Lancet. Oncology. 20 (1), 31-42 (2019).
  14. Hunter, B. D., Jacobson, C. A. CAR T-cell associated neurotoxicity: Mechanisms, clinicopathologic correlates, and future directions. Journal of the National Cancer Institute. 111 (7), 646-654 (2019).
  15. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  16. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  17. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).
  18. Lee, D. W., et al. Current concepts in the diagnosis and management of cytokine release syndrome. Blood. 124 (2), 188-195 (2014).
  19. Chen, F., et al. Measuring IL-6 and sIL-6R in serum from patients treated with tocilizumab and/or siltuximab following CAR T cell therapy. Journal of Immunological Methods. 434, 1-8 (2016).
  20. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A concise review of neurologic complications associated with chimeric antigen receptor T-cell immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  21. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: Implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  22. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  23. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  24. Siegler, E. L., Wang, P. Preclinical models in chimeric antigen receptor-engineered T-cell therapy. Human Gene Therapy. 29 (5), 534-546 (2018).
  25. Mhaidly, R., Verhoeyen, E. Humanized mice are precious tools for preclinical evaluation of CAR T and CAR NK cell therapies. Cancers. 12 (7), 1915 (1915).
  26. Sakemura, R., et al. Development of a clinically relevant reporter for chimeric antigen receptor T-cell expansion, trafficking, and toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  27. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  28. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  29. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Dynamic imaging of chimeric antigen receptor T cells with [18F]tetrafluoroborate positron emission tomography/computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (180), e62334 (2022).
  31. Cox, M. J., Kenderian, S. S., et al. GM-CSF disruption in CART cells modulates T cell activation and enhances CART cell anti-tumor activity. Leukemia. 36 (6), 1635-1645 (2022).
  32. Pirko, I., Suidan, G. L., Rodriguez, M., Johnson, A. J. Acute hemorrhagic demyelination in a murine model of multiple sclerosis. Journal of Neuroinflammation. 5, 31 (2008).
  33. Denic, A., et al. MRI in rodent models of brain disorders. Neurotherapeutics. 8 (1), 3-18 (2011).
  34. Johnson, H. L., et al. CD8 T cell-initiated blood-brain barrier disruption is independent of neutrophil support. Journal of Immunology. 189 (4), 1937-1945 (2012).
  35. Johnson, H. L., et al. Perforin competent CD8 T cells are sufficient to cause immune-mediated blood-brain barrier disruption. PLoS One. 9 (10), 111401 (2014).
  36. Huggins, M. A., et al. Perforin expression by CD8 T cells is sufficient to cause fatal brain edema during experimental cerebral malaria. Infection and Immunity. 85 (5), 00985 (2017).
  37. Pennell, C. A., et al. Human CD19-targeted mouse T cells induce B cell aplasia and toxicity in human CD19 transgenic mice. Molecular Therapy. 26 (6), 1423-1434 (2018).
  38. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  39. Sanmamed, M. F., Chester, C., Melero, I., Kohrt, H. Defining the optimal murine models to investigate immune checkpoint blockers and their combination with other immunotherapies. Annals of Oncology. 27 (7), 1190-1198 (2016).
  40. Mardiana, S., et al. A multifunctional role for adjuvant anti-4-1BB therapy in augmenting antitumor response by chimeric antigen receptor T cells. Cancer Research. 77 (6), 1296-1309 (2017).
  41. Pegram, H. J., et al. Tumor-targeted T cells modified to secrete IL-12 eradicate systemic tumors without need for prior conditioning. Blood. 119 (18), 4133-4141 (2012).
  42. Kalscheuer, H., et al. A model for personalized in vivo analysis of human immune responsiveness. Science Translational Medicine. 4 (125), (2012).
  43. Xia, J., et al. Modeling human leukemia immunotherapy in humanized mice. EBioMedicine. 10, 101-108 (2016).
  44. Holzapfel, B. M., Wagner, F., Thibaudeau, L., Levesque, J. P., Hutmacher, D. W. Concise review: humanized models of tumor immunology in the 21st century: Convergence of cancer research and tissue engineering. Stem Cells. 33 (6), 1696-1704 (2015).
  45. Cogels, M. M., et al. Humanized mice as a valuable pre-clinical model for cancer immunotherapy research. Frontiers in Oncology. 11, 784947 (2021).

Tags

Cancer Research numéro 192 cellule CART toxicités associées aux cellules CART modèle de xénogreffe dérivée du patient (PDX) thérapie anticancéreuse modèle préclinique in vivo

Erratum

Formal Correction: Erratum: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model
Posted by JoVE Editors on 03/14/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model. The Authors section was updated from:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

to:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Brooke L. Kimball1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

Évaluation des toxicités associées aux lymphocytes T du récepteur de l’antigène chimérique à l’aide d’un modèle murin xénogreffé dérivé d’un patient atteint de leucémie lymphoblastique aiguë
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Manriquez Roman, C., Sakemura, R.… More

Manriquez Roman, C., Sakemura, R. L., Kimball, B. L., Jin, F., Khadka, R. H., Adada, M. M., Siegler, E. L., Johnson, A. J., Kenderian, S. S. Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-Derived Xenograft Mouse Model. J. Vis. Exp. (192), e64535, doi:10.3791/64535 (2023).

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