Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Cancer Research
Click here for the English version

Cancer Research

Vurdering av kimær antigenreseptor T-celleassosiert toksisitet ved bruk av en akutt lymfoblastisk leukemi pasientavledet xenograftmusemodell

Published: February 10, 2023 doi: 10.3791/64535
Automatic Translation
1,2,3,4,5, 1,2, 1,2, 6, 6, 1,2, 1,2, 6, 1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester, 2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester, 3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester, 4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, 5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester, 6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

ERRATUM NOTICE

Summary

Her beskriver vi en protokoll der en akutt lymfoblastisk leukemi pasientavledet xenograftmodell brukes som en strategi for å vurdere og overvåke CD19-målrettet kimær antigenreseptor T-celleassosiert toksisitet.

Abstract

Chimeric antigen receptor T (CART) celleterapi har dukket opp som et kraftig verktøy for behandling av flere typer CD19 + maligniteter, noe som har ført til den nylige FDA-godkjenningen av flere CD19-målrettede CART (CART19) celleterapier. Imidlertid er CART-celleterapi forbundet med et unikt sett med toksisiteter som bærer sin egen sykelighet og dødelighet. Dette inkluderer cytokin frigjøringssyndrom (CRS) og nevroinflammasjon (NI). Bruk av prekliniske musemodeller har vært avgjørende i forskning og utvikling av CART-teknologi for å vurdere både CART-effekt og CART-toksisitet. De tilgjengelige prekliniske modellene for å teste denne adoptive cellulære immunterapien inkluderer syngene, xenograft, transgene og humaniserte musemodeller. Det er ingen enkelt modell som sømløst speiler det menneskelige immunforsvaret, og hver modell har styrker og svakheter. Dette metodepapiret tar sikte på å beskrive en pasientavledet xenograftmodell ved bruk av leukemiske blaster fra pasienter med akutt lymfoblastisk leukemi som en strategi for å vurdere CART19-assosiert toksisitet, CRS og NI. Denne modellen har vist seg å rekapitulere CART19-assosierte toksisiteter samt terapeutisk effekt som sett i klinikken.

Introduction

Kimær antigenreseptor T (CART) celleterapi har revolusjonert feltet kreftimmunterapi. Det har vist seg å være vellykket i behandling av residiverende / ildfast akutt lymfoblastisk leukemi (ALL), stor B-celle lymfom, mantelcellelymfom, follikulært lymfom og multippelt myelom 1,2,3,4,5,6,7, noe som fører til nylige FDA-godkjenninger. Til tross for den første suksessen i kliniske studier, resulterer behandling med CART-celleterapi i toksisitet som ofte er alvorlig og noen ganger dødelig. De vanligste toksisitetene etter CART-cellebehandling inkluderer utvikling av CRS og NI, også referert til som immuneffektorcelleassosiert nevrotoksisitetssyndrom (ICANS)8,9. CRS skyldes overaktivering og massiv ekspansjon av CART-celler in vivo, noe som fører til påfølgende sekresjon av flere inflammatoriske cytokiner, inkludert interferon-γ, tumornekrosefaktor-α, granulocytt-makrofagkolonistimulerende faktor (GM-CSF) og interleukin-6 (IL-6). Dette resulterer i hypotensjon, høy feber, kapillærlekkasjesyndrom, respirasjonssvikt, multiorgansvikt, og i noen tilfeller død10,11. CRS utvikler seg i 50-100% av tilfellene etter CART19-celleterapi11,12,13. ICANS er en annen unik bivirkning assosiert med CART-celleterapi og er preget av generalisert cerebralt ødem, forvirring, obtundasjon, afasi, motorisk svakhet og noen ganger anfall 9,14. Enhver grad av ICANS forekommer hos opptil 70% av pasientene, og grad 3-4 er rapportert hos 20-30% av pasientene 5,10,15,16. Samlet sett er CRS og ICANS vanlige og kan være dødelige.

Håndteringen av ICANS etter CART-cellebehandling er utfordrende. De fleste pasienter med ICANS opplever også CRS17, som ofte kan behandles med IL-6-reseptorantagonisten tocilizumab eller steroider18. En tidligere rapport viste at tidlig intervensjon med tocilizumab reduserte forekomsten av alvorlig CRS, men ikke påvirket forekomsten eller alvorlighetsgraden av ICANS19. For tiden finnes det ingen effektiv behandling eller profylaktisk middel for ICANS, og det er avgjørende å undersøke forebyggende strategier20.

Myeloide celler og tilhørende cytokiner/kjemokiner antas å være de viktigste driverne for utviklingen av CRS og ICANS21. Mens CRS er direkte relatert til ekstrem forhøyning av cytokiner og T-celleutvidelse, er patofysiologien til ICANS stort sett ukjent22,23. Derfor er det viktig å etablere en musemodell som rekapitulerer disse toksisitetene etter CART-celleterapi for å studere mekanismene og utvikle forebyggende strategier.

Det er flere prekliniske dyremodeller som for tiden brukes til å studere, optimalisere og validere effekten av CART-celler, samt å overvåke deres tilknyttede toksisitet. Disse inkluderer syngene, xenograft, immunkompetente transgene, humaniserte transgene og pasientavledede xenograftmus, i tillegg til primatmodeller. Imidlertid har hver av disse modellene ulemper, og noen gjenspeiler ikke de sanne effekt- eller sikkerhetsproblemene til CART-celler24,25. Derfor er det viktig å nøye velge den beste modellen for de tiltenkte målene for studien.

Denne artikkelen søker å beskrive metodikken som brukes for å vurdere CART-celleassosiert toksisitet, CRS og NI, ved hjelp av en ALL-pasientderivert xenograft (PDX) in vivo-modell (figur 1). Spesielt i metodene beskrevet her, brukes CART19-celler generert i forfatterens laboratorium etter tidligere beskrevne protokoller. Kort fortalt isoleres humane T-celler fra friske mononukleære celler fra perifert donorblod (PBMC) via en tetthetsgradientteknikk, stimulert med CD3/CD28-perler på dag 0, og lentiviralt transdusert på dag 1 med CAR-er sammensatt av et CD19-målrettet enkeltkjedet variabelfragment smeltet sammen med 4-1BB- og CD3ζ-signaleringsdomener. Disse CART-cellene blir deretter utvidet, de-beaded på dag 6, og kryopreservert på dag 8 26,27,28,29,30. Som skissert tidligere, blir mus utsatt for lymfodepletingbehandling, etterfulgt av administrering av pasientavledede leukemiske blaster (ALL)28. Først verifiseres tumortransplantasjon via submandibulær blodsamling. Etter etablering av en passende tumorbelastning administreres CART19-celler til musene. Deretter veies musene daglig for å vurdere trivsel. Magnetisk resonanstomografi (MR) av små dyr utføres for å vurdere NI, sammen med haleblødning for å vurdere T-celleutvidelse og cytokin / kjemokinproduksjon. Teknikkene beskrevet nedenfor anbefales sterkt å brukes som en modell for å studere CART-celleassosierte toksisiteter i en PDX-modell.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Denne protokollen følger retningslinjene til Mayo Clinic's Institutional Review Board (IRB), Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC A00001767) og Institutional Biosafety Committee (IBC, Bios00000006.04).

MERK: Alle materialer som brukes til å jobbe med mus må være sterile.

1. Injeksjon av busulfan til NSG-mus

  1. Oppnå mannlige, 8-12 uker gamle, immunkompromitterte, NOD-SCID IL2rγnull (NSG) mus, og vei dem før injeksjon.
    MERK: For statistisk signifikans anbefales det å bruke minst fem mus per gruppe og å gjenta dette eksperimentet minst en gang til med hunnmus.
  2. Klargjør busulfan til intraperitoneal injeksjon (i.p.). Bruk en 1 ml insulinsprøyte til å fylle sprøyten sakte og forsiktig med nøyaktig 30 mg/kg busulfan, etterfulgt av i.p-injeksjon til musene, og sett dem tilbake i buret.

2. Injeksjon av ALLE pasientderiverte blaster (CD19+) til NSG-musene

MERK: Denne protokollen følger retningslinjene til Mayo Clinic's Institutional Biosafety Committee (IBC, Bios00000006.04).

  1. Samle primære leukemiske blaster fra perifert blod hos pasienter med residiverende og refraktær ALL.
  2. Forbered målceller for intravenøs (i.v.) injeksjon.
    1. Telle CD19+ målceller ved hjelp av et hemocytometer, og registrer det endelige volumet og konsentrasjonen av celler.
      MERK: For å bestemme cellens levedyktighet, anbefales det sterkt å bruke trypanblå mens du teller cellene.
    2. Pellet cellene ved sentrifugering ved 300 × g i 5 minutter ved 4 °C.
    3. Resuspender cellepelleten i fosfatbufret saltvann (PBS) til en endelig konsentrasjon på 50 × 106 celler/ml i et 1,5 ml mikrosentrifugerør, og legg på is.
    4. Finger-vortex 1,5 ml mikrosentrifugerøret som inneholder målcellene til cellene er fullstendig homogenisert.
    5. Bruk en 1 ml insulinsprøyte, fyll sprøyten sakte og forsiktig med nøyaktig 100 μL av de tilberedte målcellene, og knips sprøyten for å fjerne bobler.
      MERK: Volumet på 100 μL vil administrere 5 × 106 celler til hver mus.
    6. Plasser musene under varmt lys i 5-10 min. Når halevenen blir engorged og mer synlig for det blotte øye, plasser musene i et passende innesperring / fastholdelseskammer.
    7. Tørk halen på musen med en spritserviett. Injiser målcellene direkte inn i halevenen (i.v.), og plasser musen tilbake i buret. Etter inokulering av målcellene, overvåk musene daglig eller som anbefalt av den lokale dyreetiske komiteen.

3. Tumor engraftment vurdering

  1. Fra 6 uker etter målcelleinjeksjonen, vurder tumortransplantasjon ved å bruke flowcytometri for å måle uttrykket av CD19+ celler i perifert blod.
  2. Perifer blodanalyse for å vurdere CD19+ -ekspansjon
    1. Trekk blod fra musene 6-8 uker etter CART19-celleinjeksjon.
      MERK: Flere metoder kan brukes til å trekke ut blod. For denne protokollen er submandibulær blodoppsamling den foretrukne metoden for valg.
    2. Bedøv musen med isofluran i et induksjonskammer med 5 % isofluran. Når anestesi er oppnådd, opprettholdes ved 1-3% isofluran inhalert gjennom en nesekegle.
      MERK: Det anbefales sterkt å bruke oftalmisk salve for å forhindre tørre øyne.
    3. Fjern musen fra kammeret, og hold musen med den ikke-dominerende hånden ved å ta tak i den løse huden over nakken. Punkter venen med en lansett litt bak mandibelen.
      MERK: Bare kanylespissen (1-2 mm) er nødvendig for å komme inn i venen.
    4. Når blodet drypper, samle minst 50 μL i et heparinbelagt rør, og bland godt ved å snu røret opp og ned flere ganger. Overfør 30 μL blod til et 5 ml polystyrenrør med rund bunn.
      MERK: For det gjenværende blodet, spinn ned røret ved 17 000 × g i 10 minutter ved 4 ° C. Overfør serumet (supernatantlaget) til et rent og merket 1,5 ml mikrosentrifugerør, og oppbevar det ved -80 °C (til bruk i cytokinanalysen).
    5. Tilsett 2 ml lysisbuffer (10x ammoniumkloridbasert lyseringsbuffer fortynnet til 1x ved bruk av nukleasefritt vann) i det 5 ml runde bunnrøret som inneholder blodet. Bland veldig godt ved å virvle røret. Inkuber røret ved romtemperatur i 20 minutter for å sikre riktig lysering av de røde blodcellene.
    6. Tilsett 2 ml strømningsbuffer (PBS, 0,2 g/l kaliumklorid, 0,2 g/l monobasisk kaliumfosfat, 8 g/l natriumklorid og 1,15 g/l natriumfosfatdibasisk inneholdende 2 % føtalt bovint serum og 1 % natriumazid).
    7. Sentrifuger røret ved 300 × g i 5 minutter ved 4 °C. Dekanter supernatanten, og tilsett 2 ml strømningsbuffer. Gjenta dette vasketrinnet 2x.
    8. Dekanter innholdet i røret forsiktig. Vær oppmerksom på den lille mengden væske med en pellet som er igjen i røret. Tilsett 100 μL strømningsbuffer, og resuspender veldig bra.
    9. Overfør all gjenværende væske i 5 ml strømningsrør til en 96-brønnsplate. Kontroller at hver prøve er riktig merket. Tilsett 100 μL strømningsbuffer til de tilsvarende brønnene og sentrifuge 96-brønnsplaten ved 650 × g i 3 minutter ved 4 °C.
  3. Vurdere utvidelsen av CD19+ -målcellene ved hjelp av flowcytometri (figur 2).
    1. Tilbered en masterblanding som inneholder 0,3 μL levende/død flekk, 0,13 μg (2,5 μL) CD19-antistoff mot mennesker, 0,06 μg (2,5 μL) CD45-antistoff, 5 μg (2,5 μL) CD45 mot mus og 42,2 μL strømningsbuffer for totalt 50 μL per prøve. Inkuber i mørket ved romtemperatur i 15 minutter.
    2. Vask med 150 μL strømningsbuffer etterfulgt av sentrifugering ved 650 × g i 3 minutter ved 4 °C. Dekanter supernatanten, og resuspender pelleten i 195 μL strømningsbuffer og 5 μL tellekuler.
    3. Oppnå på et flowcytometer for å bestemme nivået av CD19+ celleuttrykk. For gating- og analyseformål, først gate populasjonen av interesse (CD19+) basert på spredningsegenskapene fremover mot siden, etterfulgt av en enkelt gatingpopulasjon, og deretter levende celler. Når de levende cellene er gated, vurder den humane CD45 versus mus CD45-populasjonen, og fra den menneskelige befolkningen, gate CD19 + målpopulasjonen.
  4. Kvantifiser for å bestemme mengden tilstede i 70 μL, og uttrykk deretter i celler / μL ved hjelp av ligning (1):
    Absolutt CD19+ celletall = ([CD19+ celler/tellekuler] × antall tellekuler innen 5 μL)/70
    MERK: Gjenta analysen av perifert blod hver 5. dag for å vurdere CD19+ -celleutvidelsen. Samle ikke mer enn 200 mikrol blod kumulativt hver 2. uke i samsvar med lokale retningslinjer for dyreetikk. Når musene har nådd en sykdomsbyrde på ≥10 celler / μL, randomiser til CART19-celle- eller kontrollgrupper (avsnitt 4).

4. Administrering av CART19-celler in vivo

  1. Klargjøring av CART19-celler (~Dag 80):
    MERK: Genereringen av CART19-celler har tidligere blitt publisert 27,30,31. Denne prosedyren må utføres inne i et biosikkerhetskabinett nivå 2+ ved bruk av aseptisk teknikk og personlig verneutstyr.
    1. Tine CART19-cellene i en vannbeholder (37 °C). Deretter vaske cellene i varmt T-cellemedium (TCM) for å fjerne dimetylsulfoksid.
      MERK: TCM er laget av 10% humant AB-serum (v / v), 1% penicillin-streptomycin-glutamin (v / v) og serumfritt hematopoietisk cellemedium 27,30.
    2. Sentrifuger CART19-cellene ved 300 × g i 8 minutter ved 4 °C, og resuspender i varm TCM til en endelig konsentrasjon på 2 × 106 celler/ml. La CART-cellene hvile i en inkubator (37 °C, 5% CO2) over natten, men ikke mer enn 16 timer.
  2. Administrasjon av CART19-celler via intravenøs injeksjon (dag ~80)
    1. Tell CART19-cellene, og spinn ned ved 300 × g i 8 minutter ved 4 ° C.
    2. Resuspender CART19-cellene med 10 ml PBS, og spinn ned ved 300 × g i 8 minutter ved 4 °C.
    3. Resuspender CART19-cellene til en endelig konsentrasjon på 40 × 106 celler/ml med PBS, overfør cellene til et sterilt 1,5 ml mikrosentrifugerør og legg dem på is.
    4. Utfør CART19 celle hale veneinjeksjoner (som beskrevet ovenfor) ved å injisere 100 μL av resuspenderte celler i.v.
      MERK: Et volum på 100 μL vil administrere 4 × 106 celler til hver mus. Inkluder en gruppe ubehandlede mus som en negativ kontroll.

5. Vurdering av CART19 celleassosiert toksisitet

  1. Etter CART19-celleadministrasjon, må du overvåke musene 2x om dagen for å vurdere eventuelle endringer i deres velvære, for eksempel motorisk svakhet, bøyd kropp og tap av kroppsvekt.
    MERK: Alle disse fysiske endringene korrelerer med CRS-symptomer i denne modellen28.
  2. Når musene begynner å utvikle motorisk svakhet og vektreduksjon (10-20% reduksjon fra baseline), samle perifert blod for å analysere tumorbyrden og gjennomføre serumisolering for cytokiner i henhold til metodikken beskrevet i avsnitt 3 (figur 3).
  3. Oppbevar serummikrosentrifugerørene ved −80 °C, og bruk sera til å analysere kjemokinene og cytokinene ved hjelp av en multipleksanalyse (figur 4).
    MERK: Hvis musene viser tegn på lammelse av bakre lemmer, virker døende eller sløv, og vekttapet er > 20% av kroppsvekten opp til det punktet som begrenser deres evne til å nå mat og / eller vann, vil de bli utsatt for eutanasi.

6. MR-avbildning

MERK: En preklinisk (for små dyr) MR-skanner med vertikal boremagnet ble brukt til in vivo magnetisk resonans og bildeinnsamling32,33.

  1. Bland 120 mikrol gadolinium + 880 mikrol saltoppløsning, og legg inn i en 1 ml insulinsprøyte. Injiser 100 μL i hver mus (i.p.).
    MERK: Gadolinium bør injiseres 15-20 min før starten av forsøket.
  2. Bedøv musen med isofluran (2-3%) i et induksjonskammer i 10-15 minutter.
    MERK: Det anbefales sterkt å bruke oftalmisk salve for å forhindre tørre øyne.
  3. Plasser museryggen på den gnagerkompatible vuggesonden. Fortsett deretter med å plassere musen ved å hekte tennene på bittstangen.
  4. Trekk mushodet inn i 25 mm volumspolen, og juster nesekjeglen som er bundet til isoflurananestesisystemet. Stram knotten på bittstangen for å opprettholde posisjonen i løpet av skanningen.
    MERK: Hvis du utfører en kontrastforsterket MR-skanning, må du sørge for at gadoliniumet (i dette tilfellet) eller kontrastmiddelet injiseres minst 10 minutter før apparatet plasseres i boremagneten. Gjennom avbildningstiden vil musene bli bedøvet ved innånding av 2-3% isofluran i luft via nesekeglen, og deres respirasjonsfrekvens vil bli overvåket samtidig.
  5. For pustevurdering, bruk et puste-/åndedrettsovervåkingsapparat.
    MERK: Det er viktig å vurdere kroppstemperaturen også for å forhindre mulig hypotermi på grunn av langvarig eksponering for anestesi. Det anbefales å bruke varmeputer for å kontrollere kroppstemperaturen.
    1. Fest pustemonitorsonden nær membranen, og fest den med kirurgisk tape. Hold respirasjonsfrekvensen mellom 20-60 pust per minutt slik at musens tilstand er stabil.
      MERK: Denne hastigheten gir mer stabile MR-bilder og forhindrer bevegelsesartefakter i det ervervede bildet. Hvis respirasjonsfrekvensen er høyere enn 20-60 pust per minutt, øk konsentrasjonen av isofluran. Hvis respirasjonsfrekvensen er mindre enn 20 pust per min, er anestesien for dyp; Derfor må konsentrasjonen reduseres.
  6. Sett dyresonden inn i den lille boringen i MR-systemet med vertikal boring av smådyr. Juster dyrets hode i midten av spolen. Fest apparatet med låsen slik at det kan stå oppreist, og koble instrumentet til datamaskinen.
  7. Åpne og bruk programvaren (f.eks. Paravision) til å sette opp skanneposisjoner og typer skanninger. Bestem de optimale aksiale og sagittale posisjonene mens du holder dem konsistente for alle eksperimentelle grupper.
    MERK: Det anbefales å bruke anskaffelsen av en prøveskanning som referanse før de faktiske MR-skanningene i full lengde.
  8. Fortsett med MR-datainnsamlingen (som tidligere beskrevet32,34,35,36). Få både T1-vektede og T2-vektede MR-bilder ved hjelp av det foreslåtte oppsettet nevnt nedenfor.
    1. For T1-vektede MR-bilder, bruk T1-vektet multiskive multiekkosekvens (MSME) med en repetisjonstid (TR) på 300 ms, en ekkotid (TE) på 9,5 ms, et synsfelt (FOV) på 4 cm x 2 cm x 2 cm og en matrise på 192 x 96 x 96.
    2. For T2-vektede MR-bilder, bruk en Multislice Multiecho (MSME) sekvens med en TR på 300 ms, en TE på 9,5 ms, en FOV på 4 cm x 2 cm x 2 cm, og en matrise på 192 x 96 x 96 ble brukt.
  9. Når skanningene er fullført, fjern sonden fra boringen. Trekk forsiktig ut musen ved å fjerne tennene fra bittstangen. Overvåk dyret i et eget bur til det er fullt bevisst og har gjenvunnet tilstrekkelig motorfunksjon.
  10. Etter utvinning av data fra programvaren, bruk analyseprogramvare for kvantifisering og 3D-volumgjengivelse (figur 4) av hyperintensitetsområdene.
    MERK: Hvis det er mulig, oppfordres det sterkt til å ha to separate blindede observatører for dataanalysen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Målet med denne protokollen er å vurdere CART-celleassosiert toksisitet ved hjelp av en PDX-musmodell fra tumorceller hos pasienter med ALL (figur 1). Først fikk NSG-mus i.p. injeksjoner av busulfan (30 mg/kg) med mål om å immunundertrykke dem og legge til rette for CART-celleinngrep28. Dagen etter fikk de ~5 × 106 PBMCs (i.v.) fra ALLE pasienter. Musene ble overvåket for engraftment i ~ 13 uker via haleblødningsanalysen. Røde blodlegemer ble samlet inn og lysert, etterfulgt av flowcytometripreparat for å vurdere ekspresjon av CD19+ -tumorceller (figur 2).

Når musene nådde ≥10 tumorceller / μL, ble de randomisert og forberedt på å motta 4 × 106 CART19-celler (i.v.). For å vurdere CART19-assosiert toksisitet ble musene veid en gang per dag (figur 3A). Vekttap ble valgt som et symptom på CRS-utseende, da det tidligere har blitt vist å være relatert til CART-celleassosierte toksisiteter28,37. Perifere blodanalyser (via submandibulær blodinnsamling) ble utført for å vurdere tumorbelastning og CART-celleutvidelse ved flowcytometrianalyse av humane CD19+ tumorceller og humane CD3+ T-celler. I tillegg ble serum samlet, og det ble gjort vurdering av inflammatoriske cytokiner. Analyser ble gjort én dag før CART19-celleinfusjon samt 5 og 10 dager etter CART19-celleinfusjon, da disse tidspunktene er spesielt relevante for CRS-debut og utvikling av symptomer.

Her ble det spesielt utført en multipleksanalyse før og etter CART19-celleadministrasjon, der de mest representative cytokinene og kjemokinene var GM-CSF, IL-18, MIP-1α og IP-10 (figur 3B). Imidlertid kan andre analyser gjøres for å vurdere konsentrasjonen av disse proteinene i serum. Alternativt ble mus utsatt for MR-skanning for å evaluere vaskulær permeabilitet i sentralnervesystemet (CNS). Mus ble injisert med kontrastreagenset gadolinium (i.p.) for å måle hjernebetennelse og blod-hjernebarriereforstyrrelse38. Deretter ble de bedøvet med isofluran og kontrastforsterkede T1- og T2-vektede bilder (figur 4). Med T2-bilder (figur 4, til venstre) indikerer den lysere delen (hvit) tilstedeværelsen av ødem eller væske, som hovedsakelig ses ved hjernesvulster og betennelse. Med T1-bilder (figur 4, midten) indikerer de lysere seksjonene områder der det lekker blod eller forstyrrelser i blod-hjernebarrieren. Til slutt, ved hjelp av programvare, ble 3D-rekonstruksjonsbildene (figur 4, høyre) satt sammen ved hjelp av gadoliniumforsterkede T1-bilder basert på signaler fra hyperintensitet som tilsvarer vaskulær permeabilitet, noe som gjør volumet av gadoliniumlekkasje i hjernen34.

Figure 1
Figur 1: Eksperimentelt skjema av en pasientavledet xenograftmodell brukt til å vurdere CART-celleassosiert toksisitet, cytokin frigjøringssyndrom og nevroinflammasjon. NSG-mus ble kondisjonert med 30 mg/kg busulfan (i.p.) og fikk 3 × 10 6-5 × 106 blastceller (i.v.) fra perifert blod hos pasienter med ALL. Deretter ble musene overvåket for tumortransplantasjon via submandibulær blodoppsamling, etterfulgt av flowcytometri for å vurdere CD19+ blaster. Når CD19+-cellene i perifert blod var ≥10 celler/μL, fikk musene 2 × 10 6-5 × 106 CART19-celler. Musene ble veid daglig som et mål på deres velvære. 10 dager etter CART19-celleinfusjon ble det utført MR av musehjerne for å påvise nevroinflammasjon. Haleblødning for å vurdere cytokin/kjemokinproduksjon og T-celleekspansjon ble utført ukentlig etter CART19-celleinjeksjon. Forkortelser: CART = kimær antigenreseptor T-celle; CART19 = CD19-målrettet HANDLEVOGN; ALL = akutt lymfoblastisk leukemi; i.v. = intravenøs; i.p. = intraperitoneal; PB = perifert blod; NSG = NOD-SCID IL2rγnull. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Analyse av CD19+ tumorceller som en indikator på tumorbelastning i en ALL PDX-modell for å vurdere CART-celleassosiert toksisitet. (A) Representativ flowcytometrisk analyse som viser gating-strategien for å analysere CD19+ -cellepopulasjonen tatt fra en perifer blodprøve av en mus injisert med pasientavledede ALL-blaster. (B) Kvantifisering og sammenligning av CD19+ -cellepopulasjonene mellom mus behandlet med CART19 versus ubehandlede mus basert på rådata hentet fra flowcytometrianalyse. (enveis ANOVA; n = 3 mus per gruppe; feilfelt, SEM). Forkortelser: ns = ikke signifikant; ALL = akutt lymfoblastisk leukemi; PDX = pasientavledet xenograft; CART = kimær antigenreseptor T-celle; CART19 = CD19-målrettet HANDLEVOGN; SSC-H = side scatter-peak høyde; FSC-H = fremover scatter-peak høyde; SSC-A = side scatter-peak område; FSC-A = fremover scatter-peak område. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Vurdering av CART19-assosiert toksisitet ved bruk av en ALL PDX-modell. (A) Representativ graf over prosentvis vektreduksjon hos mus behandlet med CART19-celler eller kontroller utransducerte T-celler de første 6 dagene etter CART (toveis ANOVA, ***p < 0,001, ****p < 0,00001; feilfelt, SEM). (B) Ekspresjon av cytokiner og kjemokiner i NSG mus serum før og etter CART19 celleadministrasjon. NSG-mus ble utsatt for submandibulær blødning før og etter CART19-celleadministrasjon (i.v.) for å samle serumet og vurdere ekspresjonen av følgende cytokiner og kjemokiner: GM-CSF, IL-18, MIP-1α, IP-10, IL-1β og IL-6 (toveis ANOVA, *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001; n = 3 mus; ni tekniske replikater; feil barer, SEM). Forkortelser: ns = ikke signifikant; ALL = akutt lymfoblastisk leukemi; PDX = pasientavledet xenograft; CART = kimær antigenreseptor T-celle; CART19 = CD19-målrettet HANDLEVOGN; NSG = NOD-SCID IL2rγnull; GM-CSF = granulocyt-makrofagkolonistimulerende faktor; IL-18 = interleukin-18; MIP-1α = makrofag inflammatorisk protein-1 alfa; IP-10 = interferon gamma-indusert protein 10; IL-1β = interleukin-1β; IL-6 = interleukin-6. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Magnetisk resonanstomografi brukt til å vurdere nevroinflammasjon under CART19-cellebehandling i en PDX-modell. NSG-mus transplantert med tumorceller avledet fra ALLE pasienter ble infundert med CART19-celler, og hjernen ble avbildet med gadoliniumforsterket MR etter at musene viste nevrologiske symptomer innen 10 dager etter CART-infusjon. (Venstre) T2-vektet bilde som avslører tegn på ødem og mulig inflammatorisk infiltrat under NI i CART19-behandlede mus (rød pil). (Midten) Representativt aksialt snitt av T1-vektet MR viser kontrastoppladning i hjerneparenkymet, noe som indikerer økt vaskulær permeabilitet hos CART19-behandlede mus (rød pil). (Høyre) Tredimensjonale rekonstruksjoner av gnagerhjernen med T1-hyperintensitetsregioner (rød) ble generert ved hjelp av programvaren Analyze 12.0. Forkortelser: MR = magnetisk resonansavbildning; ALL = akutt lymfoblastisk leukemi; PDX = pasientavledet xenograft; CART = kimær antigenreseptor T-celle; CART19 = CD19-målrettet HANDLEKURV. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Menneske Mus
Cytokin/kjemokin; Humane myeloide cytokiner (IL-6, GM-CSF, IL-1, MCP-1) Humane myeloide cytokiner (IL-6, GM-CSF, IL-1, MCP-1)
Tid til CRS (dag) 2-5 4-6
Tid til NI (dag) 5-7 6-8
BBB-status BBB-forstyrrelser BBB-forstyrrelser
Vev bosatt makrofag Aktivering av mikroglia Aktivering av mikroglia
CART-celle i CNS Hjerneinfiltrasjon Hjerneinfiltrasjon

Tabell 1: Rekapitulering av klinisk observert CART-celleassosiert toksisitet ved hjelp av ALL PDX-modellen. Forkortelser: GM-CSF = granulocytt-makrofagkolonistimulerende faktor; IL = interleukin; CRS = cytokin frigjøringssyndrom; NI = nevroinflammasjon; BBB = blod-hjernebarriere; CNS = sentralnervesystemet; MCP-1 = monocytt kjemoattraktant protein 1.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

I denne rapporten er det beskrevet en metodikk for å vurdere CART-celleassosierte toksisiteter ved bruk av en ALL PDX-modell. Mer spesifikt søker denne modellen å etterligne to livstruende toksisiteter, CRS og NI, som pasienter ofte opplever etter infusjon av CART-celler. Det rekapitulerer mange kjennetegn ved CART toksisitet observert i klinikken: vekttap, motorisk dysfunksjon, nevroinflammasjon, inflammatorisk cytokin og kjemokinproduksjon, og infiltrasjon av forskjellige effektorceller i sentralnervesystemet 8,20,28. Tidligere har denne PDX-modellen blitt brukt til å etterligne den første utviklingen av CRS og NI (tabell 1) og vurdere ulike strategier for forebygging og behandling av toksisitet. En studie i denne PDX-modellen benyttet CART19-celler utarmet av GM-CSF. Mer spesifikt viste disse resultatene at GM-CSF-uttømming resulterte i redusert sekresjon av CRS-bundne cytokiner og kjemokiner, noe som ble tydelig demonstrert ved bruk av denne ALL PDX-musemodellen29. Denne PDX-modellen har også blitt brukt med hell for å vurdere CART-celle in vivo-ekspansjon korrelert med CRS-utvikling etter CART19-celleinfusjon ved bruk av en natriumjodidsymporter (NIS) som en bildebehandlingsplattform26. Derfor representerer denne foreslåtte modellen et nyttig verktøy som kan brukes til å vurdere potensielle toksisiteter som oppstår fra CART-celler.

Det er viktig å nevne at mange andre modeller har blitt brukt til å studere CART-celler in vivo. Disse inkluderer syngene, transgene og humaniserte musemodeller, i tillegg til xenogene modeller24. Den syngene musemodellen, også kalt den immunkompetente allograftmusemodellen, benytter CART-celler, tumor- og målantigener som har murine opprinnelse. Dette er fordelaktig da det tillater studier av CART-celler i et fullt funksjonelt immunsystem og kan også avsløre toksisiteter utenfor målet, utenfor tumor. Ulempen med denne modellen er at musebiologi og immunitet er forskjellig fra menneskers, og det er derfor ikke en relevant modell for translasjonsstudier der målet er å gå videre til kliniske studier24,39.

Immunkompetente transgene musemodeller uttrykker et humant tumorassosiert antigen (TAA) transgen på både sunt vev og svulster i mønstre som etterligner de som finnes i humant vev. Disse musene har også blitt brukt i CART-studier for bedre å evaluere sikkerheten til CART-celler ved å avsløre off-tumor-effekter på målet40,41. Humaniserte mus implantert med CD34+ humane hematopoietiske stamceller kan være en fordelaktig modell for å studere CART-effekt og toksisitet på det humane hematopoietiske systemet, da det rekonstituerte immunsystemet kan etterligne CART-hemming og indusere en cytokinstorm som rekapitulerer CRS sett i klinikken42,43,44. Selv om disse modellene tillater studier av spesifikke immunceller i forhold til CART-effekt, er det humaniserte systemet fortsatt primitivt og trenger ytterligere optimalisering. I tillegg er deres bruk i å studere off-target effekter begrenset siden de fleste vertsantigenene på sunt vev er murine opprinnelse. Videre er den humaniserte musemodellen CD34+ teknisk utfordrende å utvikle45. Imidlertid brukes humane xenograftmodeller i immunkompromitterte mus ofte til å vurdere human CART-celleeffekt før de oversettes til kliniske studier, og som demonstrert i denne artikkelen, kan de brukes til å evaluere toksisitetene forbundet med CART-celleaktivitet. Imidlertid begrenser mangelen på immunsystem og immunceller som T-celler og NK-celler deres søknad om å vurdere toksisitet utenfor tumor, interaksjoner av CART-celler med medfødte immunceller og CART-celleinhibering av tumormikromiljøet.

Fordelen med protokollen beskrevet her er at den krever enkle prosedyrer ved bruk av NSG-mus for å observere og vurdere CART-celleassosierte toksisiteter. For det første er det lett å reprodusere, og det har blitt optimalisert for å vurdere strategier for å forhindre CART-toksisitet gjennom GM-CSF-nøytralisering og for å visualisere CART-celleutvidelse i sammenheng med CRS-utbrudd. Når du bruker denne nye PDX-modellen, er det viktig å utføre de kritiske trinnene på riktig måte, for eksempel å bekrefte riktig konstruksjon av ALL-eksplosjonene og tidlig overvåking av CRS-utbruddet rett etter CART-administrasjon. Vurdering av cytokiner og vektovervåking er avgjørende for bestemmelse av CART-assosiert toksisitet, og MR definerer utbruddet av NI. Ulempene med denne modellen er som følger: 1) ettersom PDX ALL-celler tar lengre tid å transplantere og nå en høy tumorbelastning, krever det omtrent 2-3 måneder fra tumorcelleinokulering til CART19-cellebehandling; 2) som en primær PDX-modell er det signifikant variasjon fra pasient til pasient med hensyn til tid til transplantasjon og respons på CART-celleterapi; 3) tumorbelastning kan ikke vurderes med bioluminescensavbildning og krever hyppig vurdering av perifert blod; og 4) mangelen på medfødte immunceller begrenser denne modellens evne til å studere CART-interaksjoner med immunceller eller tumormikromiljøet.

Interessen for å teste adoptivceller i mer komplekse musemodeller har vokst det siste tiåret, da det har blitt tydelig at enkle immundefekte musemodeller ikke er ideelle prekliniske modeller. PDX-musemodellen beskrevet her for å vurdere CART-celleassosiert toksisitet representerer en lovende preklinisk modell innen CART-celleterapi, da den etterligner tidslinjen, symptomene og markørene for CRS og NI etter CART-celleinfusjon som sett i klinikken. Samlet sett gir metodikken beskrevet her en robust plattform for å vurdere CART19-celleassosierte toksisiteter samt effekt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

S.S.K. er en oppfinner av patenter innen immunterapi mot CAR som er lisensiert til Novartis (gjennom en avtale mellom Mayo Clinic, University of Pennsylvania og Novartis) og til Mettaforge (gjennom Mayo Clinic). R.L.S. og S.S.K. er oppfinnere på patenter innen immunterapi mot CAR som er lisensiert til Humanigen. SSK mottar forskningsmidler fra Kite, Gilead, Juno, Celgene, Novartis, Humanigen, MorphoSys, Tolero, Sunesis, Leahlabs og Lentigen.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble delvis støttet gjennom National Institutes of Health (R37CA266344, 1K99CA273304), Department of Defense (CA201127), Mayo Clinic K2R pipeline (SSK), Mayo Clinic Center for individualisert medisin (SSK), og Predolin Foundation (RLS). I tillegg vil vi takke ansatte ved Mayo Clinic NMR Core Facility. Figur 1 ble opprettet i BioRender.com

Materials

Name Company Catalog Number Comments
 APC Anti-Human CD19 Biolegend 302211
Alcohol Prep Pad Wecol 6818
Analyze 14.0 software AnalyzeDirect Inc. N/A https://analyzedirect.com/analyze14/
Artificial tears (Mineral oil and petrolatum) Akorn 17478-062-35 Topical ophtalmic gel to prevent eye dryness
BD FACS Lysing Solution  BD 349202 Red blood cells lysing buffer
BD Micro-Fin IV insulin syringes BD 329461
Brillian Violet 421 Anti-Human CD45 Biolegend 304032
Bruker Avance II 7 Tesla  Bruker Biospin N/A MRI machine
Busulfan (NSC-750) Selleckchem S1692
CountBright absolute counting beads Invitrogen C36950
CytoFLEX System B4-R2-V2 Beckman Coulter C10343 flow cytometer
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Gibco 14190-144 
ERT Control/Gating Module  SA Instruments Model 1030 Small Animal Monitoring Respiratory and Gating System
Fetal bovine serum Millipore Sigma F8067
Hemocytometer Bright-Line Z359629-1EA
Human AB Serum; Male Donors; type AB; US Corning 35-060-CI
Isoflurane (Liquid) Sigma-Aldrich 792632
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Invitrogen L34966
Microvette 500 Lithium heparin Sarstedt 20.1345.100 Blood collection tube
MILLIPLEX Huma/Cytokine/Chemokine Magnetic Beads Panel Millipore Sigma HCYTMAG-60K-PX38 Immunology Multiplex Assay to identify cytokines and chemokines
Omniscan Ge Healthcare Inc. 0407-0690-10 Gadolinium-based constrast agent
Pd Anti-Mouse CD45 Biolegend 103106
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid Gibco 10378-016
Round Bottom Polysterene Test tube Corning 352008
Sodium Azide, 5% (w/v) Ricca Chemical 7144.8-16
Stainless Steel Surgical Blade Bard-Parker 371215
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium Lonza 04-418Q

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Turtle, C. J., et al. Immunotherapy of non-Hodgkin's lymphoma with a defined ratio of CD8+ and CD4+ CD19-specific chimeric antigen receptor-modified T cells. Science Translational Medicine. 8 (355), (2016).
  2. Kochenderfer, J. N., et al. Long-duration complete remissions of diffuse large B cell lymphoma after anti-CD19 chimeric antigen receptor T cell therapy. Molecular Therapy. 25 (10), 2245-2253 (2017).
  3. Kochenderfer, J. N., et al. Lymphoma remissions caused by anti-CD19 chimeric antigen receptor T cells are associated with high serum interleukin-15 levels. Journal of Clinical Oncology. 35 (16), 1803-1813 (2017).
  4. Maude, S. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells for sustained remissions in leukemia. New England Journal of Medicine. 371 (16), 1507-1517 (2014).
  5. Park, J. H., et al. Long-term follow-up of CD19 CAR therapy in acute lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 449-459 (2018).
  6. Kochenderfer, J. N., et al. Chemotherapy-refractory diffuse large B-cell lymphoma and indolent B-cell malignancies can be effectively treated with autologous T cells expressing an anti-CD19 chimeric antigen receptor. Journal of Clinical Oncology. 33 (6), 540-549 (2015).
  7. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: A systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  8. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T cell therapy: Insights into mechanisms and novel therapies. Frontiers in immunology. 11, 1973 (2020).
  9. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  10. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. The New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  11. Teachey, D. T., et al. Identification of predictive biomarkers for cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T-cell therapy for acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 6 (6), 664-679 (2016).
  12. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. The New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  13. Locke, F. L., et al. Long-term safety and activity of axicabtagene ciloleucel in refractory large B-cell lymphoma (ZUMA-1): A single-arm, multicentre, phase 1-2 trial. The Lancet. Oncology. 20 (1), 31-42 (2019).
  14. Hunter, B. D., Jacobson, C. A. CAR T-cell associated neurotoxicity: Mechanisms, clinicopathologic correlates, and future directions. Journal of the National Cancer Institute. 111 (7), 646-654 (2019).
  15. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  16. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  17. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).
  18. Lee, D. W., et al. Current concepts in the diagnosis and management of cytokine release syndrome. Blood. 124 (2), 188-195 (2014).
  19. Chen, F., et al. Measuring IL-6 and sIL-6R in serum from patients treated with tocilizumab and/or siltuximab following CAR T cell therapy. Journal of Immunological Methods. 434, 1-8 (2016).
  20. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A concise review of neurologic complications associated with chimeric antigen receptor T-cell immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  21. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: Implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  22. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  23. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  24. Siegler, E. L., Wang, P. Preclinical models in chimeric antigen receptor-engineered T-cell therapy. Human Gene Therapy. 29 (5), 534-546 (2018).
  25. Mhaidly, R., Verhoeyen, E. Humanized mice are precious tools for preclinical evaluation of CAR T and CAR NK cell therapies. Cancers. 12 (7), 1915 (1915).
  26. Sakemura, R., et al. Development of a clinically relevant reporter for chimeric antigen receptor T-cell expansion, trafficking, and toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  27. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  28. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  29. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Dynamic imaging of chimeric antigen receptor T cells with [18F]tetrafluoroborate positron emission tomography/computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (180), e62334 (2022).
  31. Cox, M. J., Kenderian, S. S., et al. GM-CSF disruption in CART cells modulates T cell activation and enhances CART cell anti-tumor activity. Leukemia. 36 (6), 1635-1645 (2022).
  32. Pirko, I., Suidan, G. L., Rodriguez, M., Johnson, A. J. Acute hemorrhagic demyelination in a murine model of multiple sclerosis. Journal of Neuroinflammation. 5, 31 (2008).
  33. Denic, A., et al. MRI in rodent models of brain disorders. Neurotherapeutics. 8 (1), 3-18 (2011).
  34. Johnson, H. L., et al. CD8 T cell-initiated blood-brain barrier disruption is independent of neutrophil support. Journal of Immunology. 189 (4), 1937-1945 (2012).
  35. Johnson, H. L., et al. Perforin competent CD8 T cells are sufficient to cause immune-mediated blood-brain barrier disruption. PLoS One. 9 (10), 111401 (2014).
  36. Huggins, M. A., et al. Perforin expression by CD8 T cells is sufficient to cause fatal brain edema during experimental cerebral malaria. Infection and Immunity. 85 (5), 00985 (2017).
  37. Pennell, C. A., et al. Human CD19-targeted mouse T cells induce B cell aplasia and toxicity in human CD19 transgenic mice. Molecular Therapy. 26 (6), 1423-1434 (2018).
  38. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  39. Sanmamed, M. F., Chester, C., Melero, I., Kohrt, H. Defining the optimal murine models to investigate immune checkpoint blockers and their combination with other immunotherapies. Annals of Oncology. 27 (7), 1190-1198 (2016).
  40. Mardiana, S., et al. A multifunctional role for adjuvant anti-4-1BB therapy in augmenting antitumor response by chimeric antigen receptor T cells. Cancer Research. 77 (6), 1296-1309 (2017).
  41. Pegram, H. J., et al. Tumor-targeted T cells modified to secrete IL-12 eradicate systemic tumors without need for prior conditioning. Blood. 119 (18), 4133-4141 (2012).
  42. Kalscheuer, H., et al. A model for personalized in vivo analysis of human immune responsiveness. Science Translational Medicine. 4 (125), (2012).
  43. Xia, J., et al. Modeling human leukemia immunotherapy in humanized mice. EBioMedicine. 10, 101-108 (2016).
  44. Holzapfel, B. M., Wagner, F., Thibaudeau, L., Levesque, J. P., Hutmacher, D. W. Concise review: humanized models of tumor immunology in the 21st century: Convergence of cancer research and tissue engineering. Stem Cells. 33 (6), 1696-1704 (2015).
  45. Cogels, M. M., et al. Humanized mice as a valuable pre-clinical model for cancer immunotherapy research. Frontiers in Oncology. 11, 784947 (2021).

Tags

Cancer Research CART celle CART celle-assosiert toksisitet pasient-avledet xenograft (PDX) modell kreftbehandling in vivo preklinisk modell

Erratum

Formal Correction: Erratum: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model
Posted by JoVE Editors on 03/14/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model. The Authors section was updated from:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

to:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Brooke L. Kimball1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

Vurdering av kimær antigenreseptor T-celleassosiert toksisitet ved bruk av en akutt lymfoblastisk leukemi pasientavledet xenograftmusemodell
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Manriquez Roman, C., Sakemura, R.… More

Manriquez Roman, C., Sakemura, R. L., Kimball, B. L., Jin, F., Khadka, R. H., Adada, M. M., Siegler, E. L., Johnson, A. J., Kenderian, S. S. Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-Derived Xenograft Mouse Model. J. Vis. Exp. (192), e64535, doi:10.3791/64535 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter