Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Cancer Research
Click here for the English version

Cancer Research

Bedömning av chimär antigenreceptor T-cellassocierad toxicitet med hjälp av en akut lymfoblastisk leukemi patient-härledd xenograftmusmodell

Published: February 10, 2023 doi: 10.3791/64535
Automatic Translation
1,2,3,4,5, 1,2, 1,2, 6, 6, 1,2, 1,2, 6, 1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester, 2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester, 3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester, 4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, 5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester, 6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

ERRATUM NOTICE

Summary

Här beskriver vi ett protokoll där en patientbaserad xenograftmodell för akut lymfatisk leukemi används som en strategi för att bedöma och övervaka CD19-riktade chimära antigenreceptor T-cellassocierade toxiciteter.

Abstract

Chimär antigenreceptor T (CART) cellterapi har framstått som ett kraftfullt verktyg för behandling av flera typer av CD19 + maligniteter, vilket har lett till det senaste FDA-godkännandet av flera CD19-riktade CART (CART19) cellterapier. CART-cellterapi är emellertid förknippad med en unik uppsättning toxiciteter som bär sin egen sjuklighet och dödlighet. Detta inkluderar cytokinfrisättningssyndrom (CRS) och neuroinflammation (NI). Användningen av prekliniska musmodeller har varit avgörande i forskningen och utvecklingen av CART-teknik för att bedöma både CART-effekt och CART-toxicitet. De tillgängliga prekliniska modellerna för att testa denna adoptiva cellulära immunterapi inkluderar syngena, xenograft, transgena och humaniserade musmodeller. Det finns ingen enskild modell som sömlöst speglar det mänskliga immunsystemet, och varje modell har styrkor och svagheter. Detta metodpapper syftar till att beskriva en patienthärledd xenograftmodell med hjälp av leukemiska blaster från patienter med akut lymfoblastisk leukemi som en strategi för att bedöma CART19-associerade toxiciteter, CRS och NI. Denna modell har visat sig rekapitulera CART19-associerade toxiciteter såväl som terapeutisk effekt som ses i kliniken.

Introduction

Chimeric antigen receptor T (CART) cellterapi har revolutionerat området cancerimmunterapi. Det har visat sig vara framgångsrikt vid behandling av återfall / refraktär akut lymfoblastisk leukemi (ALL), stort B-celllymfom, mantelcellslymfom, follikulärt lymfom och multipelt myelom 1,2,3,4,5,6,7, vilket leder till nyligen FDA-godkännanden. Trots den initiala framgången i kliniska prövningar resulterar behandling med CART-cellterapi i toxiciteter som ofta är allvarliga och ibland dödliga. De vanligaste toxiciteterna efter CART-cellterapi inkluderar utveckling av CRS och NI, även kallat immuneffektorcellassocierat neurotoxicitetssyndrom (ICANS)8,9. CRS orsakas på grund av överaktivering och massiv expansion av CART-celler in vivo, vilket leder till efterföljande utsöndring av flera inflammatoriska cytokiner, inklusive interferon-γ, tumörnekrosfaktor-α, granulocyt-makrofagkolonistimulerande faktor (GM-CSF) och interleukin-6 (IL-6). Detta resulterar i hypotoni, hög feber, kapillärläckagesyndrom, andningssvikt, multiorgansvikt och i vissa fall död10,11. CRS utvecklas i 50-100% av fallen efter CART19 cellterapi11,12,13. ICANS är en annan unik biverkning associerad med CART-cellterapi och kännetecknas av generaliserat hjärnödem, förvirring, obtundation, afasi, motorisk svaghet och ibland anfall 9,14. Varje grad av ICANS förekommer hos upp till 70% av patienterna, och grad 3-4 rapporteras hos 20-30% av patienterna 5,10,15,16. Sammantaget är CRS och ICANS vanliga och kan vara dödliga.

Hanteringen av ICANS efter CART-cellterapi är utmanande. De flesta patienter med ICANS upplever också CRS17, som ofta kan behandlas med IL-6-receptorantagonisten tocilizumab eller steroider18. En tidigare rapport visade att tidig intervention med tocilizumab minskade frekvensen av svår CRS men påverkade inte incidensen eller svårighetsgraden av ICANS19. För närvarande finns det ingen effektiv behandling eller profylaktiskt medel för ICANS, och det är viktigt att undersöka förebyggande strategier20.

Myeloida celler och associerade cytokiner/kemokiner tros vara de främsta drivkrafterna för utvecklingen av CRS och ICANS21. Medan CRS är direkt relaterad till den extrema höjningen av cytokiner och T-cellexpansion, är patofysiologin för ICANS i stort sett okänd22,23. Därför är det absolut nödvändigt att etablera en musmodell som rekapitulerar dessa toxiciteter efter CART-cellterapi för att studera mekanismerna och utveckla förebyggande strategier.

Det finns flera prekliniska djurmodeller som för närvarande används för att studera, optimera och validera effekten av CART-celler, samt för att övervaka deras associerade toxiciteter. Dessa inkluderar syngena, xenograft, immunkompetenta transgena, humaniserade transgena och patienthärledda xenograftmöss, förutom primatmodeller. Var och en av dessa modeller har dock nackdelar, och vissa återspeglar inte de verkliga effektivitets- eller säkerhetsproblemen för CART-celler24,25. Därför är det absolut nödvändigt att noggrant välja den bästa modellen för de avsedda målen för studien.

Denna artikel syftar till att beskriva den metod som används för att bedöma CART-cellassocierade toxiciteter, CRS och NI, med hjälp av en ALL patient-derived xenograft (PDX) in vivo-modell (figur 1). Specifikt, i de metoder som beskrivs här, används CART19-celler genererade i författarnas laboratorium enligt tidigare beskrivna protokoll. Kortfattat isoleras humana T-celler från friska donatormononukleära celler i perifert blod (PBMC) via en densitetsgradientteknik, stimuleras med CD3 / CD28-pärlor på dag 0 och transduceras lentiviralt på dag 1 med CAR bestående av ett CD19-riktat variabelt fragment med en kedja smält till 4-1BB- och CD3ζ-signaldomäner. Dessa CART-celler expanderas sedan, pärlas bort på dag 6 och fryskonserveras på dag 8 26,27,28,29,30. Som tidigare beskrivits utsätts möss för lymfnedbrytande behandling, följt av administrering av patienthärledda leukemiska blaster (ALL)28. Först verifieras tumörgravering via submandibulär blodinsamling. Efter upprättandet av en lämplig tumörbörda administreras CART19-celler till mössen. Därefter vägs mössen dagligen för att bedöma välbefinnandet. Magnetisk resonanstomografi av små djur (MRT) utförs för att bedöma NI, tillsammans med svansblödning för att bedöma T-cellexpansion och cytokin / kemokinproduktion. De tekniker som beskrivs nedan rekommenderas starkt att användas som modell för att studera CART-cellassocierade toxiciteter i en PDX-modell.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Detta protokoll följer riktlinjerna från Imsengco Clinics institutionella granskningsnämnd (IRB), institutionella djurvårds- och användningskommitté (IACUC A00001767) och institutionella biosäkerhetskommitté (IBC, Bios00000006.04).

OBS: Alla material som används för att arbeta med möss måste vara sterila.

1. Injektion av busulfan till NSG-möss

  1. Skaffa hanmöss, 8-12 veckor gamla, med nedsatt immunförsvar, NOD-SCID IL2rγnull (NSG) och väg dem före injektion.
    OBS: För statistisk signifikans rekommenderas att man använder minst fem möss per grupp och upprepar detta experiment minst en gång till med honmöss.
  2. Förbered busulfan för intraperitoneal (i.p.) injektion. Fyll sprutan långsamt och försiktigt med en 1 ml insulinspruta med exakt 30 mg/kg busulfan, följt av en injektion av i.p till mössen och sätt tillbaka dem i buren.

2. Injektion av ALLA patientbaserade blaster (CD19+) till NSG-mössen

OBS: Detta protokoll följer riktlinjerna från Mayo Clinics institutionella biosäkerhetskommitté (IBC, Bios00000006.04).

  1. Samla primära leukemiska blaster från perifert blod hos patienter med recidiverande och refraktär ALL.
  2. Förbered målceller för intravenös (i.v.) injektion.
    1. Räkna CD19 + målceller med hjälp av en hemocytometer och registrera den slutliga volymen och koncentrationen av celler.
      OBS: För att bestämma cellens livskraft rekommenderas det starkt att använda trypan blue medan du räknar cellerna.
    2. Pelletera cellerna genom centrifugering vid 300 × g i 5 min vid 4 °C.
    3. Återsuspendera cellpelleten i fosfatbuffrad saltlösning (PBS) till en slutlig koncentration av 50 × 106 celler/ml i ett 1,5 ml mikrocentrifugrör och lägg på is.
    4. Fingervirvel 1,5 ml mikrocentrifugrör som innehåller målcellerna tills cellerna är helt homogeniserade.
    5. Använd en 1 ml insulinspruta, fyll långsamt och försiktigt sprutan med exakt 100 μL av de förberedda målcellerna och knäpp sprutan för att ta bort bubblor.
      OBS: Volymen på 100 μL kommer att administrera 5 × 106 celler till varje mus.
    6. Placera mössen i varmt ljus i 5-10 min. När svansvenen blir uppsvälld och mer synlig för blotta ögat, placera mössen i en lämplig inneslutnings- / fasthållningskammare.
    7. Torka av musens svans med en alkoholpinne. Injicera målcellerna direkt i svansvenen (i.v.) och placera musen tillbaka i buren. Efter inokulering av målcellerna, övervaka mössen dagligen eller enligt rekommendationer från den lokala djurförsöksetiska kommittén.

3. Bedömning av tumörgravering

  1. Börja vid 6 veckor efter målcellinjektionen, bedöma tumörgravering genom att använda flödescytometri för att mäta uttrycket av CD19 + -celler i perifert blod.
  2. Perifer blodanalys för att bedöma CD19 + expansion
    1. Dra ut blod från mössen 6-8 veckor efter CART19 cellinjektion.
      OBS: Flera metoder kan användas för att dra ut blod. För detta protokoll är submandibulär bloduppsamling den föredragna metoden att välja.
    2. Bedöva musen med isofluran i en induktionskammare med 5% isofluran. När anestesi har uppnåtts, behåll vid 1-3% isofluran inhalerat genom en näskon.
      OBS: Det rekommenderas starkt att applicera oftalmisk salva för att förhindra ögontorrhet.
    3. Ta bort musen från kammaren och håll musen med den icke-dominerande handen genom att ta tag i den lösa huden över halsen. Punktera venen med en lansett något bakom underkäken.
      OBS: Endast nålspetsen (1-2 mm) krävs för att komma in i venen.
    4. När blodet droppar, samla minst 50 μL i ett heparinbelagt rör och blanda väl genom att vända röret upp och ner flera gånger. Överför 30 μL blod till ett 5 ml runt bottenpolystyrenrör.
      OBS: För det återstående blodet, snurra ner röret vid 17 000 × g i 10 minuter vid 4 °C. Överför serumet (supernatantskiktet) till ett rent och märkt 1,5 ml mikrocentrifugrör och förvara det vid −80 °C (för användning i cytokinanalysen).
    5. Tillsätt 2 ml lysbuffert (10x ammoniumkloridbaserad lyseringsbuffert utspädd till 1x med nukleasfritt vatten) i det 5 ml runda bottenröret som innehåller blodet. Blanda mycket väl genom att virvla röret. Inkubera röret vid rumstemperatur i 20 minuter för att säkerställa korrekt lys av de röda blodkropparna.
    6. Tillsätt 2 ml flödesbuffert (PBS, 0,2 g / L kaliumklorid, 0,2 g / L kaliumfosfatmonobasisk, 8 g / L natriumklorid och 1,15 g / L natriumfosfatdibasisk innehållande 2% fetalt bovint serum och 1% natriumazid).
    7. Centrifugera röret vid 300 × g i 5 min vid 4 °C. Häll av supernatanten och tillsätt 2 ml flödesbuffert. Upprepa detta tvättsteg 2x.
    8. Dekantera försiktigt innehållet i röret. Observera den lilla mängden vätska med en pellet kvar i röret. Tillsätt 100 μL flödesbuffert och suspendera mycket väl.
    9. Överför all återstående vätska i 5 ml flödesröret till en 96-brunnsplatta. Se till att varje prov är korrekt märkt. Tillsätt 100 μl flödesbuffert till motsvarande brunnar och centrifugera 96-brunnsplattan vid 650 × g i 3 min vid 4 °C.
  3. Bedöm expansionen av CD19 + målcellerna genom flödescytometri (figur 2).
    1. Bered en masterblandning innehållande 0,3 μL levande/död fläck, 0,13 μg (2,5 μL) anti-human CD19-antikropp, 0,06 μg (2,5 μL) anti-human CD45-antikropp, 5 μg (2,5 μL) anti-mus CD45 och 42,2 μL flödesbuffert för totalt 50 μL per prov. Inkubera i mörker vid rumstemperatur i 15 minuter.
    2. Tvätta med 150 μl flödesbuffert följt av centrifugering vid 650 × g i 3 min vid 4 °C. Häll av supernatanten och suspendera pelleten igen i 195 μL flödesbuffert och 5 μL räknepärlor.
    3. Förvärva på en flödescytometer för att bestämma nivån av CD19 + celluttryck. För grind- och analysändamål, grinda först populationen av intresse (CD19 +) baserat på framåt- kontra sidospridningsegenskaperna, följt av en enda grindpopulation och sedan levande celler. När de levande cellerna är gated, bedöma den mänskliga CD45 kontra mus CD45-populationen, och från den mänskliga befolkningen, grinda CD19 + målpopulationen.
  4. Kvantifiera för att bestämma mängden i 70 μl och uttryck sedan i celler/μl med hjälp av ekvation (1):
    Absolut CD19+ cellantal = ([CD19+ celler/räknepärlor] × antal räknepärlor inom 5 μL)/70
    OBS: Upprepa perifer blodanalys var 5: e dag för att bedöma CD19 + cellutvidgningen. Samla inte mer än 200 μl blod kumulativt varannan vecka i enlighet med lokala djurförsöksetiska kommittéers riktlinjer. När mössen har nått en sjukdomsbörda på ≥10 celler/μl, randomisera till CART19-celler eller kontrollgrupper (avsnitt 4).

4. Administrering av CART19-celler in vivo

  1. Beredning av CART19-celler (~ Dag 80):
    OBS: Genereringen av CART19-celler har tidigare publicerats 27,30,31. Denna procedur måste utföras inuti ett biosäkerhetsskåp nivå 2+ med aseptisk teknik och personlig skyddsutrustning.
    1. Tina CART19-cellerna i en behållare med vattenbad (37 °C). Tvätta sedan cellerna i varmt T-cellmedium (TCM) för att avlägsna dimetylsulfoxen.
      OBS: TCM är tillverkad av 10% humant AB-serum (v / v), 1% penicillin-streptomycin-glutamin (v / v) och serumfritt hematopoetiskt cellmedium 27,30.
    2. Centrifugera CART19-cellerna vid 300 × g i 8 min vid 4 °C och resuspendera i varm TCM till en slutlig koncentration på 2 × 106 celler/ml. Låt CART-cellerna vila i en inkubator (37 °C, 5 %CO2) över natten men i högst 16 timmar.
  2. Administrering av CART19-celler via intravenös injektion (dag ~80)
    1. Räkna CART19-cellerna och snurra nedåt vid 300 × g i 8 minuter vid 4 °C.
    2. Återsuspendera CART19-cellerna med 10 ml PBS och snurra nedåt vid 300 × g i 8 minuter vid 4 °C.
    3. Resuspendera CART19-cellerna till en slutlig koncentration av 40 × 106 celler/ml med PBS, överför cellerna till ett sterilt 1,5 ml mikrocentrifugrör och lägg dem på is.
    4. Utför injektioner med CART19-cellssvansvenen (enligt beskrivningen ovan) genom att injicera 100 μL resuspenderade celler, dvs.
      OBS: En volym på 100 μL kommer att administrera 4 × 106 celler till varje mus. Inkludera en grupp obehandlade möss som en negativ kontroll.

5. Bedömning av CART19-cellassocierad toxicitet

  1. Efter CART19-celladministration, övervaka mössen 2x om dagen för att bedöma eventuella förändringar i deras välbefinnande, såsom motorisk svaghet, böjd kropp och förlust av kroppsvikt.
    OBS: Alla dessa fysiska förändringar korrelerar med CRS-symtom i denna modell28.
  2. När mössen börjar utveckla motorisk svaghet och viktminskning (10-20% minskning från baslinjen), samla perifert blod för att analysera tumörbördan och genomföra serumisolering för cytokiner enligt metoden som beskrivs i avsnitt 3 (figur 3).
  3. Förvara mikrocentrifugrören i serum vid −80 °C och använd serumen för att analysera kemokiner och cytokiner med hjälp av en multiplexanalys (figur 4).
    OBS: Om mössen uppvisar tecken på förlamning av bakbenen, verkar döende eller slö, och viktminskningen är > 20% av kroppsvikten upp till den punkt som begränsar deras förmåga att nå mat och / eller vatten, kommer de att utsättas för eutanasi.

6. MR-avbildning

OBS: En preklinisk (för små djur) MR-skanner med en vertikal borrmagnet användes för in vivo magnetisk resonans och bildinsamling32,33.

  1. Blanda 120 μl gadolinium + 880 μl saltlösning och fyll på i en 1 ml insulinspruta. Injicera 100 μL i varje mus (i.p.).
    OBS: Gadolinium ska injiceras 15-20 min före försökets början.
  2. Bedöva musen med isofluran (2-3%) i en induktionskammare i 10-15 min.
    OBS: Det rekommenderas starkt att applicera oftalmisk salva för att förhindra ögontorrhet.
  3. Placera musryggraden på den gnagarkompatibla vagganssonden. Fortsätt sedan med att placera musen genom att haka tänderna på bettfältet.
  4. Dra in musens huvud i 25 mm volymspolen och justera noskonen som är bunden till isoflurananestesisystemet. Dra åt ratten på bettstången för att bibehålla positionen under hela skanningen.
    OBS: Om du utför en kontrastförstärkt MR-skanning, se till att gadolinium (i detta fall) eller kontrastmedel injiceras minst 10 minuter innan apparaten placeras i borrmagneten. Under hela avbildningstiden kommer mössen att bedövas genom inandning av 2-3% isofluran i luft via näskonen, och deras andningsfrekvens kommer att övervakas samtidigt.
  5. För andningsbedömning, använd en andningsövervakningsenhet.
    OBS: Det är viktigt att bedöma kroppstemperaturen också för att förhindra eventuell hypotermi på grund av långvarig exponering för anestesi. Det rekommenderas att använda värmedynor för att kontrollera kroppstemperaturen.
    1. Fäst andningsmonitorsonden nära membranet och säkra den med kirurgisk tejp. Håll andningsfrekvensen mellan 20-60 andetag per minut så att musens tillstånd är stabilt.
      OBS: Denna hastighet ger mer stabila MR-bilder och förhindrar rörelseartefakter i den förvärvade bilden. Om andningsfrekvensen är högre än intervallet 20-60 andetag per minut, öka koncentrationen av isofluran. Om andningsfrekvensen är mindre än 20 andetag per min är anestesin för djup; Därför måste koncentrationen minskas.
  6. Sätt in djursonden i det lilla hålet i det vertikalborrade MR-systemet för små djur. Justera djurets huvud i mitten av spolen. Fäst apparaten med låset så att den kan stå upprätt och anslut instrumentet till datorn.
  7. Öppna och använd programvaran (t.ex. Paravision) för att ställa in skanningspositioner och typer av skanningar. Bestäm de optimala axiella och sagittala positionerna samtidigt som de hålls konsekventa för alla experimentgrupper.
    OBS: Det rekommenderas att använda förvärvet av en provskanning som referens före de faktiska MR-skanningarna i full längd.
  8. Fortsätt med MR-datainsamlingen (som tidigare beskrivits32,34,35,36). Hämta både T1-viktade och T2-viktade MR-bilder med hjälp av den föreslagna inställningen som nämns nedan.
    1. För T1-viktade MR-bilder använder du T1-viktad multislice multiecho-sekvens (MSME) med en repetitionstid (TR) på 300 ms, en ekotid (TE) på 9,5 ms, ett synfält (FOV) på 4 cm x 2 cm x 2 cm och en matris på 192 x 96 x 96.
    2. För T2-viktade MR-bilder används en Multislice Multiecho-sekvens (MSME) med en TR på 300 ms, en TE på 9,5 ms, ett synfält på 4 cm x 2 cm x 2 cm och en matris på 192 x 96 x 96 används.
  9. När skanningarna är klara, ta bort sonden från hålet. Dra försiktigt ut musen genom att ta bort tänderna från bettstången. Övervaka djuret i en separat bur tills det är fullt medvetet och har återfått tillräcklig motorisk funktion.
  10. Efter extraktion av data från programvaran, använd analysprogramvara för kvantifiering och 3D-volymåtergivning (figur 4) av hyperintensitetsregionerna.
    OBS: Om möjligt rekommenderas det starkt att ha två separata blindade observatörer för dataanalysen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Syftet med detta protokoll är att bedöma CART-cellassocierade toxiciteter med hjälp av en PDX-musmodell från tumörceller hos patienter med ALL (figur 1). Först fick NSG-möss intravenösa injektioner av busulfan (30 mg/kg) med målet att immunsupprimera dem och underlätta CART-cellgravering28. Följande dag fick de ~ 5 × 106 PBMC (i.v.) härrörande från ALLA patienter. Mössen övervakades för engraftment i ~ 13 veckor via svansblödningsanalysen. Röda blodkroppar samlades in och lyserades, följt av flödescytometriberedning för att bedöma uttrycket av CD19+ tumörceller (figur 2).

När mössen nådde ≥10 tumörceller / μL randomiserades de och förbereddes för att ta emot 4 × 106 CART19-celler (i.v.). För att bedöma CART19-associerade toxiciteter vägdes mössen en gång per dag (figur 3A). Viktminskning valdes som ett symptom på CRS-utseende, eftersom det tidigare har visat sig vara relaterat till CART-cellassocierade toxiciteter28,37. Perifert blodanalyser (via submandibulär blodinsamling) utfördes för att bedöma tumörbörda och CART-cellexpansion genom flödescytometrianalys av humana CD19 + tumörceller och humana CD3 + T-celler. Dessutom samlades serum in och en bedömning av inflammatoriska cytokiner utfördes. Analyser gjordes en dag före CART19-cellinfusion samt 5 och 10 dagar efter CART19-cellinfusion, eftersom dessa tidpunkter är särskilt relevanta för CRS-debut och utveckling av symtom.

I synnerhet här utfördes en multiplexanalys före och efter administrering av CART19-celler, där de mest representativa cytokinerna och kemokinerna var GM-CSF, IL-18, MIP-1α och IP-10 (figur 3B). Andra analyser kan dock göras för att bedöma koncentrationerna av dessa proteiner i serum. Alternativt utsattes möss för MR-skanning för att utvärdera vaskulär permeabilitet i centrala nervsystemet (CNS). Möss injicerades med kontrastreagenset gadolinium (i.p.) för att mäta hjärninflammation och störningar i blod-hjärnbarriären38. Därefter bedövades de med isofluran och kontrastförstärkta T1-viktade och T2-viktade bilder togs (figur 4). Med T2-bilder (figur 4, vänster) indikerar den ljusare sektionen (vit) närvaron av ödem eller vätska, vilket oftast ses vid hjärntumörer och inflammation. Med T1-bilder (figur 4, mitten) indikerar de ljusare sektionerna områden där det finns blodläckage eller störningar i blod-hjärnbarriären. Slutligen, med hjälp av programvara, samlades 3D-rekonstruktionsbilderna (figur 4, till höger) med gadoliniumförstärkta T1-bilder baserade på hyperintensitetssignaler motsvarande vaskulär permeabilitet, vilket gör volymen av gadoliniumläckage i hjärnan34.

Figure 1
Figur 1: Experimentellt schema för en patient-härledd xenograftmodell som används för att bedöma CART-cellassocierade toxiciteter, cytokinfrisättningssyndrom och neuroinflammation. NSG-möss konditionerades med 30 mg/kg busulfan (i.p.) och fick 3 × 10 6-5 × 106 blaster (i.v.) från perifert blod hos patienter med ALL. Därefter övervakades mössen för tumörgravering via submandibulär blodinsamling, följt av flödescytometri för att bedöma CD19 + blaster. När CD19+-cellerna i perifert blod var ≥10 celler/μl fick mössen 2 × 10 6-5 × 106 CART19-celler. Mössen vägdes dagligen som ett mått på deras välbefinnande. Vid 10 dagar efter CART19-cellinfusion utfördes MRI av mushjärnan för att upptäcka neuroinflammation. Svansblödning för att bedöma cytokin-/kemokinproduktion och T-cellexpansion utfördes varje vecka efter CART19-cellinjektion. Förkortningar: CART = chimär antigenreceptor T-cell; CART19 = CD19-riktad VAGN; ALL = akut lymfatisk leukemi; i.v. = intravenös; i.p. = intraperitoneal; PB = perifert blod; NSG = NOD-SCID IL2rγnull. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 2
Figur 2: Analys av CD19+ tumörceller som en indikator på tumörbörda i en ALL PDX-modell för att bedöma CART-cellassocierade toxiciteter. (A) Representativ flödescytometrisk analys som visar grindstrategin för att analysera CD19 + -cellpopulationen som tagits från ett perifert blodprov från en mus injicerad med patienthärledda ALL-blaster. (B) Kvantifiering och jämförelse av CD19+ cellpopulationer mellan möss behandlade med CART19 jämfört med obehandlade möss baserat på rådata erhållna från flödescytometrianalys. (enkelriktad ANOVA; n = 3 möss per grupp; felstaplar, SEM). Förkortningar: ns = inte signifikant; ALL = akut lymfatisk leukemi; PDX = patienthärledd xenograft; CART = chimär antigenreceptor T-cell; CART19 = CD19-riktad VAGN; SSC-H = sidospridning-topphöjd; FSC-H = spridning-topphöjd framåt, SSC-A = sidospridningstoppare; FSC-A = spridningstoppare. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 3
Figur 3: Bedömning av CART19-associerad toxicitet med hjälp av en ALL PDX-modell. (A) Representativt diagram över den procentuella viktminskningen hos möss som behandlats med CART19-celler eller kontrollotransducerade T-celler under de första 6 dagarna efter CART (tvåvägs ANOVA, ***p < 0,001, ****p < 0,00001; felstaplar, SEM). (B) Uttryck av cytokiner och kemokiner i NSG-mössserum före och efter administrering av CART19-celler. NSG-möss utsattes för submandibulär blödning före och efter CART19-celladministrering (i.v.) för att samla in sitt serum och bedöma uttrycket av följande cytokiner och kemokiner: GM-CSF, IL-18, MIP-1α, IP-10, IL-1β och IL-6 (tvåvägs ANOVA, *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001; n = 3 möss; nio tekniska replikat; felstaplar, SEM). Förkortningar: ns = inte signifikant; ALL = akut lymfatisk leukemi; PDX = patienthärledd xenograft; CART = chimär antigenreceptor T-cell; CART19 = CD19-riktad VAGN; NSG = NOD-SCID IL2rγnull; GM-CSF = granulocyt-makrofagkolonistimulerande faktor; IL-18 = interleukin-18; MIP-1α = makrofag inflammatoriskt protein-1 alfa; IP-10 = interferon gamma-inducerat protein 10; IL-1β = interleukin-1β; IL-6 = interleukin-6. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 4
Figur 4: Magnetisk resonanstomografi som används för att bedöma neuroinflammation under CART19-cellbehandling i en PDX-modell. NSG-möss transplanterade med tumörceller härledda från ALLA patienter infunderas med CART19-celler, och hjärnorna avbildades med gadoliniumförstärkt MR efter att mössen uppvisade neurologiska symtom inom 10 dagar efter CART-infusion. (Vänster) T2-viktad bild som avslöjar tecken på ödem och möjlig inflammatorisk infiltration under NI hos CART19-behandlade möss (röd pil). (Mitten) Representativt axiellt snitt av T1-viktad MRT som visar kontrastförstärkning inom hjärnparenkymet, vilket indikerar ökad vaskulär permeabilitet hos CART19-behandlade möss (röd pil). (Höger) Tredimensionella rekonstruktioner av gnagarhjärnan med T1-hyperintensitetsregioner (röda) genererades med hjälp av programvaran Analyze 12.0. Förkortningar: MR = magnetisk resonanstomografi; ALL = akut lymfatisk leukemi; PDX = patienthärledd xenograft; CART = chimär antigenreceptor T-cell; CART19 = CD19-riktad VAGN. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Mänsklig Mus
Cytokin/kemokin Humana myeloiska cytokiner (IL-6, GM-CSF, IL-1, MCP-1) Humana myeloiska cytokiner (IL-6, GM-CSF, IL-1, MCP-1)
Tid till CRS (dag) 2-5 4-6
Tid till NI (dag) 5-7 6-8
BBB-status BBB-störning BBB-störning
Vävnadsbosatt makrofag Aktivering av mikroglial Aktivering av mikroglial
CART-cell i CNS Hjärninfiltration Hjärninfiltration

Tabell 1: Rekapitulation av kliniskt observerade CART-cellassocierade toxiciteter med ALL PDX-modellen. Förkortningar: GM-CSF = granulocyt-makrofagkolonistimulerande faktor; IL = interleukin; CRS = cytokinfrisättningssyndrom; NI = neuroinflammation; BBB = blod-hjärnbarriären; CNS = centrala nervsystemet; MCP-1 = monocyt kemoattractant protein 1.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

I denna rapport har en metod för att bedöma CART-cellassocierade toxiciteter med hjälp av en ALL PDX-modell beskrivits. Mer specifikt syftar denna modell till att efterlikna två livshotande toxiciteter, CRS och NI, som patienter ofta upplever efter infusion av CART-celler. Det rekapitulerar många kännetecken för CART-toxiciteter som observerats i kliniken: viktminskning, motorisk dysfunktion, neuroinflammation, inflammatorisk cytokin- och kemokinproduktion och infiltration av olika effektorceller i centrala nervsystemet 8,20,28. Tidigare har denna PDX-modell använts för att efterlikna den initiala utvecklingen av CRS och NI (tabell 1) och utvärdera olika strategier för förebyggande och behandling av toxicitet. En studie i denna PDX-modell använde CART19-celler utarmade av GM-CSF. Mer specifikt visade dessa resultat att GM-CSF-utarmning resulterade i minskad utsöndring av CRS-länkade cytokiner och kemokiner, vilket tydligt visades med hjälp av denna ALL PDX-musmodell29. Denna PDX-modell har också använts framgångsrikt för att utvärdera CART-cell in vivo-expansion som korrelerar med CRS-utveckling efter CART19-cellinfusion med användning av en natriumjodidsymporter (NIS) som en bildplattform26. Därför representerar denna föreslagna modell ett användbart verktyg som kan användas för att bedöma de potentiella toxiciteterna som uppstår från CART-celler.

Det är viktigt att nämna att många andra modeller har använts för att studera CART-celler in vivo. Dessa inkluderar syngena, transgena och humaniserade musmodeller, förutom xenogena modeller24. Den syngena musmodellen, även kallad immunokompetent transplantatmusmodell, använder CART-celler, tumör- och målantigener som är murina i ursprung. Detta är fördelaktigt eftersom det möjliggör studier av CART-celler i ett fullt fungerande immunsystem och kan också avslöja on-target, off-tumor toxiciteter. Nackdelen med denna modell är att musbiologi och immunitet skiljer sig från människors, och därför är det inte en relevant modell för translationella studier där målet är att gå vidare till kliniska prövningar24,39.

Immunkompetenta transgena musmodeller uttrycker en human tumörassocierad antigen (TAA) transgen på både frisk vävnad och tumörer i mönster som efterliknar de som finns i mänskliga vävnader. Dessa möss har också använts i CART-studier för att bättre utvärdera säkerheten hos CART-celler genom att avslöja on-target off-tumor effekter40,41. Humaniserade möss implanterade med CD34+ humana hematopoetiska stamceller kan vara en fördelaktig modell för att studera CART-effekt och toxicitet på det humana hematopoetiska systemet, eftersom det rekonstituerade immunsystemet kan efterlikna CART-hämning och inducera en cytokinstorm som rekapitulerar CRS som ses i kliniken42,43,44. Även om dessa modeller tillåter studier av specifika immunceller i förhållande till CART-effekt, är det humaniserade systemet fortfarande primitivt och behöver ytterligare optimering. Dessutom är deras användning för att studera off-target effekter begränsad eftersom de flesta av värdantigenerna på frisk vävnad är murina ursprung. Dessutom är CD34 + humaniserad musmodell tekniskt utmanande att utveckla45. Emellertid används humana xenograftmodeller i immunsupprimerade möss ofta för att bedöma human CART-celleffektivitet före översättning till kliniska prövningar, och som visas i detta dokument kan de användas för att utvärdera toxiciteterna associerade med CART-cellaktivitet. Bristen på immunsystem och immunceller såsom T-celler och NK-celler begränsar emellertid deras tillämpning för att bedöma toxicitet utanför tumören, interaktioner mellan CART-celler och medfödda immunceller och CART-cellhämning av tumörmikromiljön.

Fördelen med protokollet som beskrivs här är att det kräver enkla procedurer med NSG-möss för att observera och bedöma CART-cellassocierade toxiciteter. För det första är det lätt att reproducera, och det har optimerats för att bedöma strategier för att förhindra CART-toxicitet genom GM-CSF-neutralisering och för att visualisera CART-cellexpansion i samband med CRS-start. När du använder denna nya PDX-modell är det viktigt att korrekt utföra de kritiska stegen, såsom att bekräfta korrekt ingrepp av ALL-sprängningarna och tidig övervakning av CRS-debut direkt efter administrering av CART. Bedömningen av cytokiner och viktövervakning är avgörande för att bestämma CART-associerade toxiciteter, och MR definierar uppkomsten av NI. Nackdelarna med denna modell är följande: 1) eftersom PDX ALL-celler tar längre tid att transplantera och nå en hög tumörbörda, kräver det cirka 2-3 månader från tumörcellsinokulering till CART19-cellbehandling; 2) som primär PDX-modell finns det signifikant variabilitet mellan patienter med avseende på tid till engraftment och svar på CART-cellterapi; 3) tumörbelastning kan inte bedömas med bioluminescensavbildning och kräver frekvent perifer blodbedömning; och 4) bristen på medfödda immunceller begränsar förmågan hos denna modell att studera CART-interaktioner med immunceller eller tumörmikromiljön.

Intresset för att testa adoptiva celler inom mer komplexa musmodeller har ökat under det senaste decenniet eftersom det har blivit uppenbart att enkla immunbristfälliga musmodeller inte är idealiska prekliniska modeller. PDX-musmodellen som beskrivs här för att bedöma CART-cellassocierade toxiciteter representerar en lovande preklinisk modell inom CART-cellterapi eftersom den efterliknar tidslinjen, symtomen och markörerna för CRS och NI efter CART-cellinfusion som ses i kliniken. Sammantaget ger den metod som beskrivs här en robust plattform för att bedöma CART19-cellassocierade toxiciteter såväl som effekt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

S.S.K. är en uppfinnare av patent inom CAR-immunterapi som är licensierade till Novartis (genom ett avtal mellan Mayo Clinic, University of Pennsylvania och Novartis) och till Mettaforge (genom Mayo Clinic). R.L.S. och S.S.K. är uppfinnare på patent inom CAR-immunterapi som är licensierade till Humanigen. S.S.K. får forskningsfinansiering från Kite, Gilead, Juno, Celgene, Novartis, Humanigen, MorphoSys, Tolero, Sunesis, Leahlabs och Lentigen.

Acknowledgments

Detta arbete stöddes delvis genom National Institutes of Health (R37CA266344, 1K99CA273304), Department of Defense (CA201127), Mayo Clinic K2R pipeline (SSK), Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (SSK) och Predolin Foundation (RSS). Dessutom vill vi tacka Mayo Clinic NMR Core Facility personal. Figur 1 skapades BioRender.com

Materials

Name Company Catalog Number Comments
 APC Anti-Human CD19 Biolegend 302211
Alcohol Prep Pad Wecol 6818
Analyze 14.0 software AnalyzeDirect Inc. N/A https://analyzedirect.com/analyze14/
Artificial tears (Mineral oil and petrolatum) Akorn 17478-062-35 Topical ophtalmic gel to prevent eye dryness
BD FACS Lysing Solution  BD 349202 Red blood cells lysing buffer
BD Micro-Fin IV insulin syringes BD 329461
Brillian Violet 421 Anti-Human CD45 Biolegend 304032
Bruker Avance II 7 Tesla  Bruker Biospin N/A MRI machine
Busulfan (NSC-750) Selleckchem S1692
CountBright absolute counting beads Invitrogen C36950
CytoFLEX System B4-R2-V2 Beckman Coulter C10343 flow cytometer
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Gibco 14190-144 
ERT Control/Gating Module  SA Instruments Model 1030 Small Animal Monitoring Respiratory and Gating System
Fetal bovine serum Millipore Sigma F8067
Hemocytometer Bright-Line Z359629-1EA
Human AB Serum; Male Donors; type AB; US Corning 35-060-CI
Isoflurane (Liquid) Sigma-Aldrich 792632
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Invitrogen L34966
Microvette 500 Lithium heparin Sarstedt 20.1345.100 Blood collection tube
MILLIPLEX Huma/Cytokine/Chemokine Magnetic Beads Panel Millipore Sigma HCYTMAG-60K-PX38 Immunology Multiplex Assay to identify cytokines and chemokines
Omniscan Ge Healthcare Inc. 0407-0690-10 Gadolinium-based constrast agent
Pd Anti-Mouse CD45 Biolegend 103106
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid Gibco 10378-016
Round Bottom Polysterene Test tube Corning 352008
Sodium Azide, 5% (w/v) Ricca Chemical 7144.8-16
Stainless Steel Surgical Blade Bard-Parker 371215
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium Lonza 04-418Q

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Turtle, C. J., et al. Immunotherapy of non-Hodgkin's lymphoma with a defined ratio of CD8+ and CD4+ CD19-specific chimeric antigen receptor-modified T cells. Science Translational Medicine. 8 (355), (2016).
  2. Kochenderfer, J. N., et al. Long-duration complete remissions of diffuse large B cell lymphoma after anti-CD19 chimeric antigen receptor T cell therapy. Molecular Therapy. 25 (10), 2245-2253 (2017).
  3. Kochenderfer, J. N., et al. Lymphoma remissions caused by anti-CD19 chimeric antigen receptor T cells are associated with high serum interleukin-15 levels. Journal of Clinical Oncology. 35 (16), 1803-1813 (2017).
  4. Maude, S. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells for sustained remissions in leukemia. New England Journal of Medicine. 371 (16), 1507-1517 (2014).
  5. Park, J. H., et al. Long-term follow-up of CD19 CAR therapy in acute lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 449-459 (2018).
  6. Kochenderfer, J. N., et al. Chemotherapy-refractory diffuse large B-cell lymphoma and indolent B-cell malignancies can be effectively treated with autologous T cells expressing an anti-CD19 chimeric antigen receptor. Journal of Clinical Oncology. 33 (6), 540-549 (2015).
  7. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: A systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  8. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T cell therapy: Insights into mechanisms and novel therapies. Frontiers in immunology. 11, 1973 (2020).
  9. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  10. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. The New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  11. Teachey, D. T., et al. Identification of predictive biomarkers for cytokine release syndrome after chimeric antigen receptor T-cell therapy for acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 6 (6), 664-679 (2016).
  12. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. The New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  13. Locke, F. L., et al. Long-term safety and activity of axicabtagene ciloleucel in refractory large B-cell lymphoma (ZUMA-1): A single-arm, multicentre, phase 1-2 trial. The Lancet. Oncology. 20 (1), 31-42 (2019).
  14. Hunter, B. D., Jacobson, C. A. CAR T-cell associated neurotoxicity: Mechanisms, clinicopathologic correlates, and future directions. Journal of the National Cancer Institute. 111 (7), 646-654 (2019).
  15. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  16. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  17. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).
  18. Lee, D. W., et al. Current concepts in the diagnosis and management of cytokine release syndrome. Blood. 124 (2), 188-195 (2014).
  19. Chen, F., et al. Measuring IL-6 and sIL-6R in serum from patients treated with tocilizumab and/or siltuximab following CAR T cell therapy. Journal of Immunological Methods. 434, 1-8 (2016).
  20. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A concise review of neurologic complications associated with chimeric antigen receptor T-cell immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  21. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: Implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  22. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  23. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  24. Siegler, E. L., Wang, P. Preclinical models in chimeric antigen receptor-engineered T-cell therapy. Human Gene Therapy. 29 (5), 534-546 (2018).
  25. Mhaidly, R., Verhoeyen, E. Humanized mice are precious tools for preclinical evaluation of CAR T and CAR NK cell therapies. Cancers. 12 (7), 1915 (1915).
  26. Sakemura, R., et al. Development of a clinically relevant reporter for chimeric antigen receptor T-cell expansion, trafficking, and toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  27. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  28. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  29. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Dynamic imaging of chimeric antigen receptor T cells with [18F]tetrafluoroborate positron emission tomography/computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (180), e62334 (2022).
  31. Cox, M. J., Kenderian, S. S., et al. GM-CSF disruption in CART cells modulates T cell activation and enhances CART cell anti-tumor activity. Leukemia. 36 (6), 1635-1645 (2022).
  32. Pirko, I., Suidan, G. L., Rodriguez, M., Johnson, A. J. Acute hemorrhagic demyelination in a murine model of multiple sclerosis. Journal of Neuroinflammation. 5, 31 (2008).
  33. Denic, A., et al. MRI in rodent models of brain disorders. Neurotherapeutics. 8 (1), 3-18 (2011).
  34. Johnson, H. L., et al. CD8 T cell-initiated blood-brain barrier disruption is independent of neutrophil support. Journal of Immunology. 189 (4), 1937-1945 (2012).
  35. Johnson, H. L., et al. Perforin competent CD8 T cells are sufficient to cause immune-mediated blood-brain barrier disruption. PLoS One. 9 (10), 111401 (2014).
  36. Huggins, M. A., et al. Perforin expression by CD8 T cells is sufficient to cause fatal brain edema during experimental cerebral malaria. Infection and Immunity. 85 (5), 00985 (2017).
  37. Pennell, C. A., et al. Human CD19-targeted mouse T cells induce B cell aplasia and toxicity in human CD19 transgenic mice. Molecular Therapy. 26 (6), 1423-1434 (2018).
  38. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  39. Sanmamed, M. F., Chester, C., Melero, I., Kohrt, H. Defining the optimal murine models to investigate immune checkpoint blockers and their combination with other immunotherapies. Annals of Oncology. 27 (7), 1190-1198 (2016).
  40. Mardiana, S., et al. A multifunctional role for adjuvant anti-4-1BB therapy in augmenting antitumor response by chimeric antigen receptor T cells. Cancer Research. 77 (6), 1296-1309 (2017).
  41. Pegram, H. J., et al. Tumor-targeted T cells modified to secrete IL-12 eradicate systemic tumors without need for prior conditioning. Blood. 119 (18), 4133-4141 (2012).
  42. Kalscheuer, H., et al. A model for personalized in vivo analysis of human immune responsiveness. Science Translational Medicine. 4 (125), (2012).
  43. Xia, J., et al. Modeling human leukemia immunotherapy in humanized mice. EBioMedicine. 10, 101-108 (2016).
  44. Holzapfel, B. M., Wagner, F., Thibaudeau, L., Levesque, J. P., Hutmacher, D. W. Concise review: humanized models of tumor immunology in the 21st century: Convergence of cancer research and tissue engineering. Stem Cells. 33 (6), 1696-1704 (2015).
  45. Cogels, M. M., et al. Humanized mice as a valuable pre-clinical model for cancer immunotherapy research. Frontiers in Oncology. 11, 784947 (2021).

Tags

Cancerforskning utgåva 192 CART-cell CART-cellassocierad toxicitet patient-derived xenograft (PDX) modell cancerterapi in vivo preklinisk modell

Erratum

Formal Correction: Erratum: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model
Posted by JoVE Editors on 03/14/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model. The Authors section was updated from:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

to:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Brooke L. Kimball1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

Bedömning av chimär antigenreceptor T-cellassocierad toxicitet med hjälp av en akut lymfoblastisk leukemi patient-härledd xenograftmusmodell
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Manriquez Roman, C., Sakemura, R.… More

Manriquez Roman, C., Sakemura, R. L., Kimball, B. L., Jin, F., Khadka, R. H., Adada, M. M., Siegler, E. L., Johnson, A. J., Kenderian, S. S. Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-Derived Xenograft Mouse Model. J. Vis. Exp. (192), e64535, doi:10.3791/64535 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter