Summary
Un protocole pour l’isolement du tissu pulmonaire décellularisé régional est présenté ici. Ce protocole fournit un outil puissant pour étudier les complexités de la matrice extracellulaire et des interactions cellule-matrice.
Abstract
La transplantation pulmonaire est souvent la seule option pour les patients aux derniers stades d’une maladie pulmonaire grave, mais elle est limitée à la fois en raison de l’approvisionnement en poumons de donneurs appropriés et du rejet aigu et chronique après la transplantation. Il est impératif de déterminer de nouvelles approches de bio-ingénierie pour le remplacement des poumons malades afin d’améliorer la survie des patients et d’éviter les complications associées aux méthodologies actuelles de transplantation. Une approche alternative implique l’utilisation de poumons entiers décellularisés dépourvus de constituants cellulaires qui sont généralement la cause du rejet aigu et chronique. Étant donné que le poumon est un organe si complexe, il est intéressant d’examiner les composants de la matrice extracellulaire de régions spécifiques, y compris le système vasculaire, les voies respiratoires et le tissu alvéolaire. Le but de cette approche est d’établir des méthodes simples et reproductibles par lesquelles les chercheurs peuvent disséquer et isoler des tissus spécifiques à une région à partir de poumons entièrement décellularisés. Le protocole actuel a été conçu pour les poumons de porc et d’homme, mais peut également être appliqué à d’autres espèces. Pour ce protocole, quatre régions du tissu ont été spécifiées: les voies respiratoires, le système vasculaire, les alvéoles et le tissu pulmonaire en vrac. Cette procédure permet d’obtenir des échantillons de tissus qui représentent plus précisément le contenu du tissu pulmonaire décellularisé par opposition aux méthodes traditionnelles d’analyse en vrac.
Introduction
Les maladies pulmonaires, y compris la bronchopneumopathie chronique obstructive (MPOC), la fibrose pulmonaire idiopathique (FPI) et la fibrose kystique (FK), demeurent actuellement sans remède 1,2,3,4. La transplantation pulmonaire est souvent la seule option pour les patients à un stade avancé, mais cela reste une option limitée à la fois en raison de l’approvisionnement en poumons de donneurs appropriés et du rejet aigu et chronique après la transplantation 3,5,6. En tant que tel, il existe un besoin critique de nouvelles stratégies de traitement. Une approche prometteuse en bio-ingénierie respiratoire est l’application d’échafaudages dérivés de tissus préparés à partir de tissus pulmonaires natifs décellularisés. Comme les échafaudages pulmonaires entiers acellulaires conservent une grande partie de la complexité de la composition et de la bioactivité de la matrice extracellulaire native (ECM), ils ont été étudiés de manière intensive pour l’ingénierie des organes entiers et comme modèles améliorés pour étudier les mécanismes des maladies pulmonaires 7,8,9,10. Parallèlement, on s’intéresse de plus en plus à l’utilisation de tissus décellularisés provenant de différents organes, y compris les poumons, comme hydrogels et autres substrats pour étudier les interactions cellule-cellule et cellule-ECM dans les modèles organoïdes et autres modèles de culture tissulaire 11,12,13,14,15,16,17 . Ceux-ci fournissent des modèles plus pertinents que les substrats disponibles dans le commerce, tels que Matrigel, dérivés de sources tumorales. Cependant, les informations sur les hydrogels d’origine pulmonaire humaine sont relativement limitées à l’heure actuelle. Nous avons déjà décrit des hydrogels dérivés de poumons de porcs décellularisés et avons caractérisé à la fois leurs propriétés mécaniques et matérielles, ainsi que démontré leur utilité en tant que modèles de culture cellulaire18,19. Un rapport récent a détaillé la caractérisation mécanique et viscoélastique initiale des hydrogels dérivés de poumons humains normaux et malades décellularisés (BPCO, FPI)20. Nous avons également présenté des données initiales caractérisant la teneur en glycosaminoglycanes des poumons humains normaux et des BPCO décellularisés, ainsi que leur applicabilité pour étudier les interactions cellule-cellule et cellule-ECM11.
Ces exemples illustrent la puissance de l’utilisation d’ECM pulmonaires humains décellularisés à des fins d’investigation. Cependant, le poumon est un organe complexe, et la structure et la fonction varient dans différentes régions du poumon, y compris la composition ECM et d’autres propriétés telles que la rigidité21,22. En tant que tel, il est intéressant d’étudier l’ECM dans des régions individuelles du poumon, y compris la trachée et les grandes voies respiratoires, les voies respiratoires de taille moyenne et petite, et les alvéoles, ainsi que les grands, moyens et petits vaisseaux sanguins. À cette fin, nous avons développé une méthode fiable et reproductible pour disséquer les poumons humains et porcins décellularisés et isoler ensuite chacune de ces régions anatomiques. Cela a permis une analyse différentielle détaillée de la teneur en protéines régionales dans les poumons normaux et malades21.
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Protocol
Toutes les études animales ont été réalisées conformément à l’IACUC de l’Université du Vermont (UVM). Tous les poumons humains ont été acquis auprès des services d’autopsie UVM et des études connexes ont été réalisées conformément aux directives de l’IRB de l’UVM.
NOTE: La décellularisation des poumons de porc et humain a déjà été décrite par notre groupe 7,8,9,10,21. En bref, les lobes pulmonaires entiers sont décellularisés par perfusion séquentielle des voies respiratoires et du système vasculaire avec une série de solutions détergentes et enzymatiques de 2 L à l’aide d’une pompe péristaltique : 0,1% Triton-X 100, désoxycholate de sodium 2%, chlorure de sodium 1 M, 30 μg/mL DNase/1,3 mM MgSO4/2 mM CaCl2, acide peracétique 0,1%/éthanol 4%, et un lavage à l’eau désionisée. Les méthodes standard pour confirmer une décellularisation efficace comprennent la détermination de <50 ng / mg d’ADN double brin résiduel dans les poumons décellularisés et l’absence de fragments d’ADN par électrophorèse sur gel, et la coloration nucléaire par coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H & E) 9,21.
1. Configuration
- Rassemblez tout l’équipement nécessaire à la procédure de dissection, y compris une cocotte en verre, deux paires de pinces chirurgicales, une paire de pinces et une paire de ciseaux chirurgicaux, ainsi qu’un autoclave avant utilisation.
- Procurez-vous une section du poumon, placez-la dans la cocotte en verre et orientez-la de manière à ce que l’extrémité supérieure des voies respiratoires puisse être vue clairement.
- Identifiez l’extrémité proximale du système vasculaire et gardez-la intacte jusqu’aux étapes ultérieures. L’extrémité du système vasculaire doit être clairement visible et de couleur blanche entièrement opaque.
- À l’aide d’une pince à épiler et de ciseaux chirurgicaux, retirez toute plèvre qui pourrait tapisser l’extérieur du poumon et jetez-la.
2. Exposition des voies respiratoires
- À l’aide d’une technique d’étalement avec les ciseaux chirurgicaux, travaillez doucement pour exposer les voies respiratoires supplémentaires.
- Localisez la plus grande voie respiratoire, qui aura généralement un diamètre d’environ 2 à 4 cm. Une autre façon d’identifier une voie respiratoire consiste à observer des anneaux cartilagineux, qui peuvent être détectés visuellement ou par palpation du tissu.
- À l’aide d’une paire de pinces, palper le long des voies respiratoires afin de déterminer l’emplacement des voies respiratoires invisibles à une profondeur d’environ 1 po.
REMARQUE: Étant tapissée d’anneaux cartilagineux, les voies respiratoires sont généralement plus dures que les autres tissus pulmonaires. En tant que tel, trouver et palper les voies respiratoires invisibles devrait être relativement simple. - En tenant les ciseaux chirurgicaux parallèles aux voies respiratoires, insérez les extrémités fermées dans le tissu entourant directement les voies respiratoires invisibles.
- Ouvrez lentement les ciseaux chirurgicaux pour séparer doucement la membrane environnante. Par la suite, retirez les ciseaux chirurgicaux et évitez de couper quelque tissu que ce soit.
- Répétez ce processus par intermittence tout au long de la procédure de dissection pour continuer à exposer les voies respiratoires.
- À l’aide des ciseaux chirurgicaux, coupez les voies respiratoires aux points de ramification et disséquez indépendamment l’une ou l’autre branche.
REMARQUE : Un embranchement est un endroit où une voie aérienne se divise en deux voies respiratoires distinctes. - Sectionner les régions des voies respiratoires une fois confiant que les extrémités intactes resteront identifiables et facilement localisées pour une dissection ultérieure.
- Placez les régions sectionnées des voies respiratoires dans le tube correspondant. La taille des régions sectionnées varie selon l’échantillon mais, en général, varie entre 1 et 5 cm de longueur. La largeur varie en fonction de l’emplacement relatif le long de l’arbre des voies respiratoires, les régions distales conservant des largeurs plus petites que les régions plus proximales.
3. Exposer et exciser les régions du système vasculaire
- Appliquez une légère pression sur le système vasculaire et éloignez-vous lentement des voies respiratoires. Laissez le système vasculaire s’étirer légèrement et utilisez des ciseaux chirurgicaux pour séparer davantage le système vasculaire des voies respiratoires.
NOTE: Trop de pression déchirera le système vasculaire. Si le système vasculaire se déchire, placez simplement cette section du système vasculaire dans le tube étiqueté correspondant et identifiez son extrémité intacte. - Lorsqu’un point de ramification de l’arbre vasculaire a été exposé, utilisez des ciseaux chirurgicaux et une pince à épiler pour exposer des régions plus inférieures du système vasculaire.
- Commencez par insérer les extrémités fermées des ciseaux chirurgicaux juste en dessous d’un point de ramification et entre les deux régions vasculaires correspondantes.
- Ouvrez lentement les ciseaux pour écarter les tissus sous-jacents.
- Par intermittence, utilisez une pince à épiler pour enlever le tissu qui a été écarté à l’aide des ciseaux chirurgicaux, ainsi que tout autre tissu entourant directement le système vasculaire.
- Lorsque le système vasculaire couvre des régions des voies respiratoires ou devient encombrant à n’importe quelle étape de la procédure de dissection, coupez le système vasculaire à un point de ramification et disséquez davantage le long de l’une ou l’autre branche indépendamment.
- Séparer les régions du système vasculaire une fois confiant que les extrémités intactes resteront identifiables et facilement localisées pour une dissection ultérieure.
4. Identification et excision du tissu alvéolaire
- À l’aide d’une paire de pinces ou d’une pince à épiler, pincez puis arrachez doucement de petites régions de tissu alvéolaire.
- Localisez une région de tissu qui n’est pas à proximité directe des voies respiratoires ou du système vasculaire.
- À l’aide de la pince à épiler, pincez une petite région du tissu qui semble être dépourvue de tout système vasculaire ou des voies respiratoires.
- Déchirez la région pincée du tissu du poumon.
- Observez la région du tissu prélevé et confirmez s’il s’agit ou non de tissu alvéolaire.
REMARQUE: Le tissu alvéolaire est présent dans tout le poumon, de sorte qu’il peut et doit être enlevé tout au long de la procédure de dissection. Tout tissu qui ne peut pas être facilement identifié comme étant principalement des alvéoles, des systèmes vasculaires ou des voies respiratoires doit être classé comme tissu en vrac et placé dans le tube marqué correspondant.
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Representative Results
Un schéma général du protocole est illustré à la figure 1. Une fois maîtrisée, la dissection régionale du tissu pulmonaire décellularisé est facilement reproductible. La détermination de la catégorisation de chaque échantillon de tissu sectionné est impérative pour le succès de la procédure de dissection. Le tissu vasculaire est beaucoup plus élastique que les voies respiratoires, de sorte que l’utilisation de forceps pour étirer le tissu est souvent un indicateur fort de savoir si un échantillon particulier est vasculaire ou des voies respiratoires. En règle générale, le tissu vasculaire est parallèle aux voies respiratoires (figure 2A). Le tissu vasculaire a également tendance à apparaître de couleur plus blanche et opaque (figure 2B) que le tissu des voies respiratoires (figure 2C). La technique chirurgicale d’épandage des ciseaux décrite dans le protocole est illustrée à la figure 3. Les plus grands échantillons des voies respiratoires sont entourés d’anneaux de cartilage qui semblent légèrement plus blancs que les voies respiratoires elles-mêmes. Ainsi, l’observation des anneaux cartilagineux est un indicateur immédiat que l’échantillon en question est les voies respiratoires (Figure 4). Déterminer si un échantillon est principalement constitué d’alvéoles est un peu plus compliqué en raison de la présence d’alvéoles dans tout le poumon et trop petites pour être observées à l’œil nu. Une fois retiré, le tissu alvéolaire a tendance à se retirer en forme de bulbe et semble relativement homogène (Figure 5). Parfois, le tissu alvéolaire peut apparaître moucheté, mais il ne devrait jamais contenir de stries blanches visibles, car cela peut suggérer la présence de voies respiratoires ou de système vasculaire de taille moyenne à grande. Dans les cas où des stries blanches ou d’autres structures non identifiables sont observées, l’échantillon de tissu doit être classé comme poumon en vrac et placé dans le tube marqué correspondant. Ce processus de dissection est inexact et, en tant que tel, nous classons la catégorie de tissu alvéolaire comme alvéolaire-enrichi. En utilisant ce protocole, il est impossible d’obtenir un échantillon de tissu alvéolaire pur à 100%. Cependant, nous avons déjà montré à l’aide de la spectrométrie de masse que la composition de l’ECM varie entre les régions individuelles des poumons décellularisés, y compris l’ECM pulmonaire entier (wECM), l’ECM enrichie en alvéole (aECM), l’ECM des voies respiratoires (airECM) et l’ECM vasculaire (vECM) (Figure 6A-F)21. En particulier, dans les poumons décellularisés obtenus à partir de patients sans antécédents de maladie pulmonaire, nous avons caractérisé un enrichissement des protéines associées à la membrane basale (c.-à-d. laminines) dans l’ECMa, tandis que l’airECM est enrichi en protéines ECM associées au cartilage, telles que l’aggrecan (ACAN), et le vECM est enrichi en fibronectine (FN1) et en d’autres protéines ECM solubles associées aux vaisseaux sanguins (Figure 6G, H)21. De plus, nous avons déjà démontré que la composition de l’ECM est modifiée chez les patients atteints de FPI ou de BPCO d’une manière spécifique à la région, soulignant la nécessité de méthodes pour interroger les régions pulmonaires individuelles comme décrit ici21.
Figure 1 : Représentation schématique de l’ensemble du processus de décellularisation et de dissection pulmonaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Exemple montrant la différence entre les voies respiratoires décellularisées et le tissu vasculaire pendant la dissection. (A) Anatomie initiale avec les voies respiratoires et le système vasculaire juxtaposés. (B) les voies respiratoires et (C) le système vasculaire étant chacun maintenu à l’aide d’une pince. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Procédure d’identification et de prélèvement du système vasculaire. (A) Grande région du système vasculaire pulmonaire maintenue debout avec des forceps. Il n’y a pas d’anneaux cartilagineux et le tissu a un certain degré d’élasticité, confirmant que l’échantillon est vasculaire. (B) Des ciseaux chirurgicaux sont utilisés pour couper soigneusement la partie supérieure du système vasculaire. (C) Plus qu’assez de système vasculaire est retenu sous la coupe afin qu’il puisse être facilement déplacé et disséqué. (D) Une section de système vasculaire plus distal qui peut être sectionnée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Procédure d’identification et de prélèvement des voies respiratoires. (A) Grande région des voies respiratoires maintenue verticale avec une pince. L’image montre des anneaux cartilagineux clairs, confirmant que l’échantillon est des voies respiratoires. (B) Des ciseaux chirurgicaux sont utilisés pour sectionner soigneusement la partie supérieure des voies respiratoires. (C) Plus qu’assez de voies respiratoires sont retenues sous la coupe afin qu’elles puissent être facilement déplacées et disséquées. (D) Les voies respiratoires sectionnées sont placées dans le tube étiqueté correspondant. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Exemple montrant un échantillon représentatif de tissu alvéolaire. Tissu alvéolaire isolé retenu pour examen avec une paire de forceps. L’échantillon de tissu alvéolaire est sphérique après extraction du poumon et a une coloration uniforme. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : La matrisome pulmonaire décellularisée varie en fonction de la région anatomique. Image représentative d’un poumon humain décellularisé sur les faces ventrale (A) et dorsale (B) et dissection subséquente sur des arbres isolés des voies respiratoires (C) et vasculaires (D). € Poudres ECM liquides broyées à l’azote de l’ECM pulmonaire décellularisée entière (wECM), ainsi que de l’ECM des régions enrichies en alvéolaires (aECM), enrichies en voies respiratoires (airECM) et vasculaires enrichies (vECM). (F) Graphique d’analyse en composantes principales (ACP) démontrant la similitude de la composition matricielle totale entre les échantillons spécifiques à la région. (G) Rapport entre la composition moyenne de la membrane basale des régions spécifiques aux poumons décellularisées. (H) Carte thermique des 25 principales protéines matrisomiques dans toutes les régions pulmonaires décellularisées. Cette figure est tirée de Hoffman et coll.21. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Les tissus décellularisés provenant d’humains et d’autres espèces sont fréquemment utilisés comme biomatériaux pour étudier la composition de la MEC ainsi que les interactions cellule-MCE dans des modèles de culture ex vivo, y compris les hydrogels 3D12,13. À l’instar d’autres organes, les poumons décellularisés ont déjà été utilisés pour déterminer les différences de composition de la MCE dans les poumons sains par rapport aux poumons malades (c.-à-d. emphysémateux et FPI) et sont de plus en plus utilisés comme hydrogels pour étudier la dynamique de l’ECM et les interactions cellule-ECM 7,8,9,10,11,14,15,16,17, 18,19,20. Cependant, les études protéomiques et hydrogels dans les poumons décellularisés n’ont considéré que le poumon dans son ensemble et ne sont donc pas en mesure de déterminer le rôle des régions anatomiques individuelles sur les résultats globaux de l’étude. Comme le poumon est un organe complexe dont le rôle physiologique, la composition et la structure varient considérablement d’une région anatomique à l’autre, il est essentiel de développer des méthodes pour étudier ces régions individuelles séparément21,22. Nous décrivons ici une méthode novatrice de dérivation de régions anatomiques individuelles (régions alvéolaires, des voies respiratoires et du système vasculaire) à partir de poumons décellularisés pour diverses applications en aval, y compris la caractérisation protéomique et les études d’hydrogel ex vivo 21
Après la décellularisation pulmonaire complète, notre méthode décrit un protocole de dissection par étapes pour enrichir les voies respiratoires et les arbres vasculaires. Procéder avec soin est l’aspect le plus important de la procédure de dissection afin de ne pas mal identifier un échantillon particulier ni de couper au hasard une région de tissu. Une conséquence potentielle de ce dernier est de perdre la trace de l’endroit où les voies respiratoires ou le système vasculaire sont acheminés dans le poumon. À l’heure actuelle, il est préférable de maintenir les voies respiratoires ou le système vasculaire à l’aide d’une pince jusqu’à ce que le tissu soit exposé au point où il peut être recueilli. À l’avenir, les modifications à ce protocole pourraient inclure l’application d’une pince à l’extrémité exposée des voies respiratoires ou du système vasculaire, ce qui permettrait une identification constante du tissu activement disséqué. Les modifications passées comprenaient l’introduction d’une technique d’épandage avec des ciseaux chirurgicaux, qui est décrite dans le protocole. Avant l’utilisation d’une technique d’épandage, une méthode manuelle d’exposition des voies respiratoires ou du système vasculaire était effectuée, ce qui impliquait d’arracher les tissus environnants. Cette modification est plus efficace pour exposer les voies respiratoires ou le système vasculaire et limite la quantité de dommages aux tissus environnants, qui peuvent ensuite être disséqués en échantillons spécifiques à la région.
L’une des limites de cette procédure est qu’il peut être difficile d’éviter la rupture accidentelle de petits systèmes vasculaires et voies respiratoires, car une fois que ceux-ci atteignent des diamètres plus petits, ils deviennent de plus en plus délicats. En tant que tel, il devient plus avantageux de renoncer à l’achat de voies respiratoires et de systèmes vasculaires extrêmement petits et de classer la région comme vrac à la place. Ceci est tout à fait acceptable, car le tissu pulmonaire en vrac est censé contenir un mélange de tous les types de tissus pulmonaires. Une autre limitation est la difficulté d’isoler le tissu alvéolaire pur sans que l’échantillon ne contienne des traces de système vasculaire ou des voies respiratoires. Un moyen facile d’éviter cela est de prélever de petits échantillons de tissu alvéolaire (environ 5 mm3), de sorte que le centre de l’échantillon de tissu est moins susceptible de contenir des types de tissus indésirables.
Les méthodes décrites sont nouvelles et nous ne connaissons actuellement aucune autre méthode de dissection pulmonaire spécifique à une région. Ce protocole permet de distinguer les différentes régions du poumon, ce qui établit une compréhension scientifique plus robuste de la composition.
Ce protocole de dissection peut avoir des applications dans la génération d’hydrogels pour des applications de culture cellulaire 2D et 3D, ainsi que dans le développement de bio-encres pour des applications d’impression 3D.
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Disclosures
Aucun des auteurs n’a de conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Les auteurs remercient les services d’autopsie de l’UVM pour l’obtention de poumons humains et Robert Pouliot PhD pour leurs contributions à l’ensemble des techniques de dissection. Ces études ont été appuyées par R01 HL127144-01 (DJW).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bonn Scissors | Fine Science Tools | 14184-09 | |
| Dumont #5 - Fine Forceps | Fine Science Tools | 11254-02 | |
| Forceps, Curved, S/S, Blunt, Serrated - 130mm | CellPath | N/A | |
| Hardened Fine Scissors | Fine Science Tools | 14090-11 | |
| Moria Iris Forceps | Fine Science Tools | 11373-22 | |
| Pyrex Glass Casserole Dish | Cole-Parmer | 3175-10 |
References
- López-Campos, J. L., Tan, W., Soriano, J. B.
- Raherison, C., Girodet, P. -O.
- Glass, D. S., et al. Idiopathic pulmonary fibrosis: Current and future treatment. The Clinical Respiratory Journal. 16 (2), 84-96 (2022).
- Dickinson, K. M., Collaco, J. M.
- DeFreitas, M. R., McAdams, H. P., Azfar Ali, H., Iranmanesh, A. M., Chalian, H. Complications of lung transplantation: update on imaging manifestations and management. Radiology: Cardiothoracic Imaging. 3 (4), e190252 (2021).
- Young, K. A., Dilling, D. F.
- Wagner, D. E., et al. Comparative decellularization and recellularization of normal versus emphysematous human lungs. Biomaterials. 35 (10), 3281-3297 (2014).
- Booth, A. J., et al. Acellular normal and fibrotic human lung matrices as a culture system for in vitro investigation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 186 (9), 866-876 (2012).
- Uhl, F. E., Wagner, D. E., Weiss, D. J. Preparation of decellularized lung matrices for cell culture and protein analysis. Methods in Molecular Biology. 1627, 253-283 (2017).
- Wagner, D. E., et al. Three-dimensional scaffolds of acellular human and porcine lungs for high throughput studies of lung disease and regeneration. Biomaterials. 35 (9), 2664-2679 (2014).
- Uhl, F. E., et al. Functional role of glycosaminoglycans in decellularized lung extracellular matrix. Acta Biomaterialia. 102, 231-246 (2020).
- Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
- Giobbe, G. G., et al. Extracellular matrix hydrogel derived from decellularized tissues enables endodermal organoid culture. Nature Communications. 10 (1), 5658 (2019).
- Petrou, C. L., et al. Clickable decellularized extracellular matrix as a new tool for building hybrid-hydrogels to model chronic fibrotic diseases in vitro. Journal of Materials Chemistry. B. 8 (31), 6814-6826 (2020).
- Nizamoglu, M., et al. An in vitro model of fibrosis using crosslinked native extracellular matrix-derived hydrogels to modulate biomechanics without changing composition. Acta Biomaterialia. 147, 50-62 (2022).
- Marhuenda, E., et al. Lung extracellular matrix hydrogels enhance preservation of type ii phenotype in primary alveolar epithelial cells. International Journal of Molecular Sciences. 23 (9), 4888 (2022).
- Zhou, J., et al. Lung tissue extracellular matrix-derived hydrogels protect against radiation-induced lung injury by suppressing epithelial-mesenchymal transition. Journal of Cellular Physiology. 235 (3), 2377-2388 (2020).
- Pouliot, R. A., et al. Development and characterization of a naturally derived lung extracellular matrix hydrogel. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 104 (8), 1922-1935 (2016).
- Pouliot, R. A., et al. Porcine lung-derived extracellular matrix hydrogel properties are dependent on pepsin digestion time. Tissue Engineering. Part C, Methods. 26 (6), 332-346 (2020).
- de Hilster, R. H. J., et al. Human lung extracellular matrix hydrogels resemble the stiffness and viscoelasticity of native lung tissue. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 318 (4), L698-L704 (2020).
- Hoffman, E. T., et al. Regional and disease specific human lung extracellular matrix composition. Biomaterials. 293, 121960 (2023).
- Sicard, D., et al. Aging and anatomical variations in lung tissue stiffness. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 314 (6), L946-L955 (2018).
