Desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca

Biology

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Summary

Coletas de sangue são necessários em um grande número de estudos, por exemplo, para estudar o perfil farmacocinético de um composto. Aqui, nós demonstrar como tirar sangue de ratos, utilizando duas técnicas: tirar sangue da veia safena ou por punção cardíaca.

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Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture. J. Vis. Exp. (7), e266, doi:10.3791/266 (2007).

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Abstract

A retirada de sangue de roedores é necessário para um grande número de ambos in vitro e in vivo. Sites de sangue desenha são numerosos em roedores: coração retro-orbital do seio, veia jugular, veia maxilar, veia safena,. Cada técnica tem suas vantagens e desvantagens, e alguns não estão aprovados mais em alguns países (por exemplo, retro-orbital desenha na Holanda). Uma discussão sobre diferentes técnicas de desenho são de sangue 03/01 disponível. Aqui, apresentamos duas técnicas para a retirada de sangue de ratos, cada um com suas aplicações específicas.

Tirar sangue da veia safena, desde que seja feito corretamente, induz sofrimento mínima em animais e não requer anestesia. Esta técnica permite que chama repetidas de pequenas quantidades de sangue, tais como necessários para estudos farmacocinéticos 4,5, determinando plasma química, ou contagem de sangue 6.

Punção cardíaca permite a coleta de grandes quantidades de sangue de um único animal (até 10 ml de sangue pode ser extraída de um rato g 150). Esta técnica é, portanto, muito útil como um procedimento terminal, quando a retirada de sangue da safena não iria fornecer uma amostra suficientemente grande. Usamos punção cardíaca, quando precisamos de uma quantidade suficiente de soro de uma cepa específica de ratos para crescer linhas de linfócitos T in vitro 4-9.

Protocol

Desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca

Nota: Todos os procedimentos devem ser aprovados pelo seu cuidado instituto animal e comissão de uso.

1. Tirar sangue da veia safena

  1. Este procedimento é realizado sem anestesia e requer duas pessoas, uma que lida com o rato, e aquele que realiza o sorteio.
  2. Faça um cone de uma toalha ou mantenha o rato com luvas de manipulação de roedores, deixando um membro posterior exposta.
  3. Raspar a parte de trás da perna com um aparador elétrico até a veia safena é visível. Raspar uma área grande o suficiente, de modo que nenhum cabelo vai entrar em contato com o local da punção. Use uma pequena quantidade de não-perfumada loção de mão para manter o cabelo não-raspado de distância do local da punção.
  4. Faça um ponto de compressão na base da perna para fazer o bojo para fora da veia safena (semelhante ao uso de um torniquete, quando a retirada de sangue de um humano ou um animal de grande porte). Puncionar a veia com uma agulha de 20G e colher o sangue que ela sai com um microvette. Bombeamento com a perna vai ajudar a tirar mais sangue. Quando você tiver coletado sangue suficiente, mantenha uma compressa limpa no local da punção para parar o sangramento.

2. Coleta de sangue por punção cardíaca

  1. Este procedimento requer anestesia e é terminal. Animais devem ser imediatamente sacrificados no final de uma punção cardíaca.
  2. Prepare uma seringa de 5 ml com uma agulha 23G1.
  3. Profundamente anesthesize o rato e verificar para anestesia por falta de movimento espontâneo, a taxa de respiração lenta e falta de resposta a estímulos (como beliscar um dedo do pé). Para garantir a anestesia prolongada, coloque uma seringa contendo uma toalha de papel embebido em anestésico volátil no nariz do rato durante o procedimento.
  4. Coloque o rato sobre as suas costas, de frente para longe de você.
  5. Se você é destro, coloque o dedo indicador esquerdo ao nível das costelas inferiores, sem aplicar qualquer pressão. O coração estará localizado ~ 1 cm acima desse ponto, um pouco à direita.
  6. Segurando a seringa em um ângulo de 45 graus, insira a agulha entre duas costelas e assistir a uma gota de sangue para entrar na agulha. Esta é uma indicação que você está no coração. Sem mover a sua seringa, puxar o êmbolo para encher a seringa. Uma vez que a seringa está cheia, cuidadosamente desconecte-o da agulha e esvaziá-lo em um tubo. A seringa pode ser re-inscritos para a agulha para o desenho mais sangue. Deve ser possível tirar 5-10 ml de sangue de um rato g 120-180.
  7. Imediatamente euthanize o rato.

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Discussion

Tirar sangue da veia safena é uma maneira conveniente de obter pequenas quantidades de sangue sem anestesia. Se a amostragem repetida é necessária, as regulamentações para garantir que você não tirar muito sangue de um rato.

A retirada de sangue por punção cardíaca é uma maneira conveniente de obter grandes quantidades de sangue, mas este é um procedimento terminal. O animal deve ser sacrificado no final da coleta de sangue.

Estas técnicas (como todas as técnicas em animais vivos) deve ser o primeiro feito na presença de um veterinário ou um técnico de veterinária, que será capaz de avaliar que os animais são tratados adequadamente e não são submetidos a sofrimento desnecessário e / ou sofrimento.

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Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Needle 20G 1/2 Tool BD Biosciences 305176 For puncturing the saphenous vein
Microvette 300 Tool Sarstedt Ltd 20.1308.100 To collect blood from the saphenous vein
Electric trimmer Tool Braintree Scientific, Inc. CLP-32130
Needle 23 G 1 Tool BD Biosciences 305145 For cardiac puncture
5 ml plastic syringe, slip tip Tool Fisher Scientific 14-826-12 For cardiac puncture

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References

  1. Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).
  2. Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum. Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).
  3. Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis. Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).
  4. Beeton, C., Wulff, H., Barbaria, J., Clot-Faybesse, O., Pennington, M., Bernard, D., Cahalan, M. D., Chandy, K. G., Beraud, E. Selective blockade of T lymphocyte K+ channels ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis, a model for multiple sclerosis. Proc. Natl. Acad. 13942-13947 (2001).
  5. Beeton, C., Pennington, M. W., Wulff, H., Singh, S., Nugent, D., Crossley, G., Khaytin, I., Chen, C. Y., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Targeting effector memory T cells with a selective peptide inhibitor of Kv1.3 channels for therapy of autoimmune diseases. Mol. Pharmacol. 1369-1381 (2005).
  6. Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 17414-17419 (2006).
  7. Beeton, C., Barbaria, J., Devaux, J., Benoliel, A. -M., Gola, M., Sabatier, J. -M., Bernard, D., Crest, M., Beraud, E. Selective blocking of voltage-gated K+ channels treats experimental autoimmune encephalomyelitis and inhibits T-cell activation. J. Immunol. 936-944 (2001).
  8. Devaux, J., Forni, C., Beeton, C., Barbaria, J., Beraud, E., Gola, M., Crest, M. Myelin basic protein-reactive T cells induce conduction failure in vivo but not in vitro. Neuroreport. 317-320 (2003).
  9. Beeton, C., Chandy, K. G. Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats. Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).

Comments

13 Comments

  1. DŒs the cardiac puncture procedure also work with mice? If not, how can I do a cardiac puncture with mice?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 1, 2008 - 6:35 PM
  2. Yes, this cardiac puncture also works with mice. It is just a little more difficult as a ²0g mouse is about 10 times smaller than the rat shown on this video but, with a little practice, the mouse cardiac puncture can be done with consistent results.

    Reply
    Posted by: Christine B.
    October 1, 2008 - 6:42 PM
  3. Is it possible to draw 1 mL of whole blood from the Saphenous vein of a 150 g rat?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 26, 2008 - 10:00 PM
  4. 1 ml is a lot of blood and I doubt you can get that much reliably from the saphenous vein. I usually draw 50-100 ul, sometimes up to 300 ml.

    Reply
    Posted by: Christine B.
    October 27, 2008 - 11:13 AM
  5. is there is any need to change the needle size for doing experiments in mice

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 10, 2008 - 11:08 PM
  6. I would try with a ²3G, like for rats. You can use ²5G but then you will start seeing more hemolysis.

    Reply
    Posted by: Christine B.
    November 11, 2008 - 4:47 PM
  7. Why isn't hemolysis acceptable?

    Reply
    Posted by: sumali k.
    January 4, 2010 - 2:24 PM
  8. Why isn't hemolysis acceptable?

    Reply
    Posted by: sumali k.
    January 4, 2010 - 2:25 PM
  9. Whether of not hemolysis during blood draw is acceptable depends on the use you will have for the blood.
    We often use blood drawn through terminal cardiac puncture for the preparation of serum for tissue culture. In this case we try to avoid hemolysis as this affects cell survival in culture. For other applications, hemolysis may not represent a problem.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 4, 2010 - 2:34 PM
  10. How much heparin to you add to your tubes before collecting the blood?

    Reply
    Posted by: Alexis L.
    February 3, 2010 - 1:09 PM
  11. If you want to collect plasma, prepare a solution of 5% heparin in PBS and add 0.1 ml of it to each 3-5 ml syringe.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 3, 2010 - 1:12 PM
  12. For vena saphena: If you puncture the vein lower (next to the ankle), it's easier, because the vein in this area is more on the surface.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    August 17, 2011 - 3:45 AM
  13. I'm a graduate student from P.R.China.In our lab, we draw blood from mice from the retro-orbital sinus, which technique I find really disconcerting. I'm fascinated by your technique demonstrated here, and I would be grateful if Ms Beeton can send me the written protocol via e-mail.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 31, 2012 - 7:32 PM

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