Drawing Blood von Ratten durch die Vena saphena und durch Herzpunktion

Biology

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Summary

Blutabnahmen sind in einer Vielzahl von Studien, die zum Beispiel auf die Pharmakokinetik Profil einer Verbindung zu studieren. Hier zeigen wir, wie man Blut von Ratten mit zwei Techniken zurückgreifen: Blutentnahme aus der Vena saphena oder durch Herzpunktion.

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Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture. J. Vis. Exp. (7), e266, doi:10.3791/266 (2007).

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Abstract

Drawing Blut von Nagern ist notwendig für eine große Anzahl von in vitro und in vivo Studien. Websites von Blutentnahmen sind bei Nagetieren zahlreich: retroorbitalen Sinus, Jugularvenen-, Kiefer-Vene, Vena saphena, Herz. Jede Technik hat ihre Vor-und Nachteile, und einige sind nicht mehr in einigen Ländern zugelassen (zB retroorbitalen zieht in Holland). Eine Diskussion der verschiedenen Techniken zur Blutentnahme zur Verfügung 1-3. Hier präsentieren wir zwei Techniken für die Entnahme von Blut von Ratten, die jeweils mit ihren spezifischen Anwendungen.

Blutentnahme aus der Vena saphena, sofern es richtig gemacht wird, induziert minimal Not bei Tieren und erfordert keine Narkose. Diese Technik erlaubt es wiederholt zieht von geringen Mengen an Blut, wie Studien zur Pharmakokinetik 4,5 erforderlich, die Bestimmung Plasmachemie oder Blut zählt 6.

Herzpunktion ermöglicht die Erfassung großer Mengen von Blut aus einem einzigen Tier (bis zu 10 ml Blut aus einer 150 g Ratte gezogen werden können). Diese Technik ist deshalb sehr nützlich, da ein Terminal Vorgehensweise bei der Entnahme von Blut aus der Vena nicht bieten würde eine ausreichend große Stichprobe. Wir verwenden Herzpunktion, wenn wir ausreichende Mengen an Serum aus einer spezifischen Belastung von Ratten auf T-Lymphozyten-Linien in vitro 4-9 wachsen müssen.

Protocol

Drawing Blood von Ratten durch die Vena saphena und durch Herzpunktion

Hinweis: Alle Verfahren muss von Ihrem Instituts Tier in Pflege und Gebrauch Ausschuss genehmigt werden.

1. Blutentnahme aus der Vena saphena

  1. Dieses Verfahren wird ohne Narkose durchgeführt und erfordert zwei Personen, einer, der die Ratte Griffe, und derjenige, der die Auslosung führt.
  2. Machen Sie einen Kegel aus einem Handtuch oder halten Sie die Ratte mit Nagetier Umgang mit Handschuhen, lassen eine Hinterbein ausgesetzt.
  3. Shave der Rückseite des Beines mit einer elektrischen Heckenschere, bis der Vena saphena zu sehen ist. Shave eine ausreichend große Fläche, so dass kein Haar in Kontakt mit der Einstichstelle kommen. Verwenden Sie eine kleine Menge an nicht-duftenden Handcreme, die nicht rasiert Haar aus der Einstichstelle zu halten.
  4. Machen Sie eine Komprimierung Punkt an der Basis des Beines die Vena saphena wölben sich (ähnlich wie bei einem Tourniquet, wenn Blut aus einem menschlichen oder ein großes Tier) zu machen. Punktion der Vene mit einer 20G Nadel und Schaufel das Blut, wie es rauskommt mit einem Microvette. Pumping mit dem Bein wird dazu beitragen, ziehen mehr Blut. Wenn Sie genug Blut gesammelt, halten eine saubere Kompresse auf die Einstichstelle, um die Blutung zu stoppen.

2. Blutentnahme durch Herzpunktion

  1. Dieses Verfahren erfordert Anästhesie und Terminal. Die Tiere müssen unmittelbar nach dem Ende einer Herzpunktion eingeschläfert werden.
  2. Bereiten Sie eine 5 ml Spritze mit einer Nadel 23G1.
  3. Tief anesthesize der Ratte und überprüfen Sie für die Anästhesie durch einen Mangel an spontanen Bewegungen, langsame Atmung, und der Mangel an Reaktion auf Reize (wie Kneifen einer Zehe). Um sicherzustellen, verlängerte Anästhesie, legen Sie ein Spritzenzylinder mit Papiertuch in volatilen Anästhetika auf die Ratte die Nase getränkt während des Verfahrens.
  4. Legen Sie die Ratte auf seinem Rücken, von Ihnen weg zeigt.
  5. Wenn Sie Rechtshänder sind, platzieren Sie Ihren linken Zeigefinger auf der Ebene der untersten Rippen, ohne Druck auszuüben. Das Herz wird ~ 1 cm oberhalb dieses Punktes, leicht nach rechts angeordnet werden.
  6. Halten Sie die Spritze in einem 45-Grad-Winkel die Nadel zwischen zwei Rippen und achten Sie auf einen Tropfen Blut in die Nadel zu kommen. Dies ist ein Indiz dafür, dass Sie im Herzen sind. Ohne sich zu bewegen Sie die Spritze auf, auf den Kolben der Spritze zu füllen ziehen. Sobald die Spritze voll ist, ziehen Sie es sorgfältig von der Nadel und leeren Sie ihn in eine Röhre. Die Spritze kann dann auf die Nadel für das Zeichnen mehr Blut wieder angebracht. Es sollte möglich sein, 5-10 ml Blut aus einer 120-180 g Ratte zu ziehen.
  7. Unmittelbar euthanize der Ratte.

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Discussion

Drawing Blut aus der Vena saphena ist ein bequemer Weg, um kleine Mengen von Blut ohne Betäubung bekommen. Wenn wiederholte Probenahme erforderlich ist, aktivieren Vorschriften, um sicherzustellen, Sie ziehen nicht zu viel Blut aus einer Ratte.

Blutentnahme durch Herzpunktion ist ein bequemer Weg, um große Mengen von Blut zu erhalten, aber dies ist ein Terminal-Verfahren. Das Tier muss am Ende der Blutentnahme eingeschläfert werden.

Diese Techniken (wie alle Techniken an lebenden Tieren) sollten zunächst in der Gegenwart von einem Tierarzt oder einer tierärztlichen Techniker, der in der Lage sein zu beurteilen, dass Tiere angemessen behandelt und sind nicht zu unnötigen Schmerzen und / oder Stress ausgesetzt wird geschehen.

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Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Needle 20G 1/2 Tool BD Biosciences 305176 For puncturing the saphenous vein
Microvette 300 Tool Sarstedt Ltd 20.1308.100 To collect blood from the saphenous vein
Electric trimmer Tool Braintree Scientific, Inc. CLP-32130
Needle 23 G 1 Tool BD Biosciences 305145 For cardiac puncture
5 ml plastic syringe, slip tip Tool Fisher Scientific 14-826-12 For cardiac puncture

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).
  2. Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum. Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).
  3. Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis. Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).
  4. Beeton, C., Wulff, H., Barbaria, J., Clot-Faybesse, O., Pennington, M., Bernard, D., Cahalan, M. D., Chandy, K. G., Beraud, E. Selective blockade of T lymphocyte K+ channels ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis, a model for multiple sclerosis. Proc. Natl. Acad. 13942-13947 (2001).
  5. Beeton, C., Pennington, M. W., Wulff, H., Singh, S., Nugent, D., Crossley, G., Khaytin, I., Chen, C. Y., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Targeting effector memory T cells with a selective peptide inhibitor of Kv1.3 channels for therapy of autoimmune diseases. Mol. Pharmacol. 1369-1381 (2005).
  6. Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 17414-17419 (2006).
  7. Beeton, C., Barbaria, J., Devaux, J., Benoliel, A. -M., Gola, M., Sabatier, J. -M., Bernard, D., Crest, M., Beraud, E. Selective blocking of voltage-gated K+ channels treats experimental autoimmune encephalomyelitis and inhibits T-cell activation. J. Immunol. 936-944 (2001).
  8. Devaux, J., Forni, C., Beeton, C., Barbaria, J., Beraud, E., Gola, M., Crest, M. Myelin basic protein-reactive T cells induce conduction failure in vivo but not in vitro. Neuroreport. 317-320 (2003).
  9. Beeton, C., Chandy, K. G. Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats. Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).

Comments

13 Comments

  1. DŒs the cardiac puncture procedure also work with mice? If not, how can I do a cardiac puncture with mice?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 1, 2008 - 6:35 PM
  2. Yes, this cardiac puncture also works with mice. It is just a little more difficult as a ²0g mouse is about 10 times smaller than the rat shown on this video but, with a little practice, the mouse cardiac puncture can be done with consistent results.

    Reply
    Posted by: Christine B.
    October 1, 2008 - 6:42 PM
  3. Is it possible to draw 1 mL of whole blood from the Saphenous vein of a 150 g rat?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 26, 2008 - 10:00 PM
  4. 1 ml is a lot of blood and I doubt you can get that much reliably from the saphenous vein. I usually draw 50-100 ul, sometimes up to 300 ml.

    Reply
    Posted by: Christine B.
    October 27, 2008 - 11:13 AM
  5. is there is any need to change the needle size for doing experiments in mice

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 10, 2008 - 11:08 PM
  6. I would try with a ²3G, like for rats. You can use ²5G but then you will start seeing more hemolysis.

    Reply
    Posted by: Christine B.
    November 11, 2008 - 4:47 PM
  7. Why isn't hemolysis acceptable?

    Reply
    Posted by: sumali k.
    January 4, 2010 - 2:24 PM
  8. Why isn't hemolysis acceptable?

    Reply
    Posted by: sumali k.
    January 4, 2010 - 2:25 PM
  9. Whether of not hemolysis during blood draw is acceptable depends on the use you will have for the blood.
    We often use blood drawn through terminal cardiac puncture for the preparation of serum for tissue culture. In this case we try to avoid hemolysis as this affects cell survival in culture. For other applications, hemolysis may not represent a problem.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 4, 2010 - 2:34 PM
  10. How much heparin to you add to your tubes before collecting the blood?

    Reply
    Posted by: Alexis L.
    February 3, 2010 - 1:09 PM
  11. If you want to collect plasma, prepare a solution of 5% heparin in PBS and add 0.1 ml of it to each 3-5 ml syringe.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 3, 2010 - 1:12 PM
  12. For vena saphena: If you puncture the vein lower (next to the ankle), it's easier, because the vein in this area is more on the surface.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    August 17, 2011 - 3:45 AM
  13. I'm a graduate student from P.R.China.In our lab, we draw blood from mice from the retro-orbital sinus, which technique I find really disconcerting. I'm fascinated by your technique demonstrated here, and I would be grateful if Ms Beeton can send me the written protocol via e-mail.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 31, 2012 - 7:32 PM

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