Profilage Glycan des polymères végétaux de la paroi cellulaire en utilisant Microarrays

Published 12/17/2012
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Biology

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Une technique appelée

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Moller, I. E., Pettolino, F. A., Hart, C., Lampugnani, E. R., Willats, W. G., Bacic, A. Glycan Profiling of Plant Cell Wall Polymers using Microarrays . J. Vis. Exp. (70), e4238, doi:10.3791/4238 (2012).

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Abstract

Parois des cellules végétales sont des matrices complexes de glycanes hétérogènes qui jouent un rôle important dans la physiologie et le développement des plantes et de fournir les matières premières pour les sociétés humaines (par exemple, les industries du bois, du papier, du textile et de biocarburants) 1,2. Cependant, la compréhension de la biosynthèse et la fonction de ces composants reste difficile.

Glycanes parois cellulaires sont chimiquement et conformation diverse en raison de la complexité de leurs blocs de construction, les résidus glycosylés. Ces liens forment en des positions multiples et diffèrent en structure cyclique, la configuration anomérique ou isomérique, et en plus, sont substitués par un réseau de résidus de sucre non. Composition Glycan varie en cellule et / ou types de tissus ou même des sous-domaines d'une seule cellule paroi 3. En outre, leur composition est également modifiée au cours du développement 1, ou en réponse à des signaux environnementaux 4.

En exprocessus de 2.000 gènes ont des parois cellulaires végétales sont des matrices complexes de glycanes hétérogènes été prévus pour être impliqués dans la biosynthèse de la paroi cellulaire et la modification glycane dans 5 Arabidopsis. Cependant, relativement peu de gènes de biosynthèse ont été fonctionnellement caractérisé 4,5. Approches de génétique inverse sont difficiles parce que les gènes sont souvent exprimés de façon différentielle, souvent à des niveaux faibles, entre les types de cellules 6. En outre, des études mutants sont souvent entravées par la redondance génique ou les mécanismes compensatoires pour assurer la fonction appropriée paroi cellulaire est maintenu 7. Ainsi, de nouvelles approches sont nécessaires pour caractériser rapidement la diversité des structures des glycanes et de faciliter approches de génomique fonctionnelle de biosynthèse de la paroi cellulaire et la compréhension de modification.

Les anticorps monoclonaux (Acm) 8,9 ont émergé comme un outil important pour déterminer la structure des glycanes et la distribution des plantes. Ceux-ci reconnaissent distInTC épitopes présents dans les principales catégories de glycanes parois cellulaires végétales, y compris les pectines, les xyloglucanes, les xylanes, les mannanes, les glucanes et arabinogalactanes. Récemment, leur utilisation a été étendue à des expériences de criblage à grande échelle pour déterminer l'abondance relative des glycanes dans un large éventail de plantes et types de tissus simultanément 9,10,11.

Nous présentons ici une méthode de dépistage basé sur un microréseau glycane appelé complète Microarray Polymer profilage (COMPP) (figures 1 et 2) 10,11 qui permet de multiples échantillons (100 sec) pour être contrôlés au moyen d'une plate-forme de puces à ADN miniaturisé avec le réactif réduit et des volumes d'échantillon. Les signaux de place sur la puce peuvent être formellement quantifié pour donner données semi-quantitatives sur glycane épitope événement. Cette approche est bien adaptée à suivre l'évolution des glycanes dans des systèmes biologiques complexes 12 et fournissant un aperçu global de la composition de la paroi cellulaire en particulier lorsque les connaissances antérieures of ce n'est pas disponible.

Protocol

1. Collection de tissus et de préparation

  1. Prélever 100 mg de poids frais des tissus végétaux (un minimum de 10 mg de poids sec) dans au moins trois exemplaires pour chaque tissu d'intérêt. Les étapes suivantes décrivent la préparation de matériau de paroi cellulaire des tissus végétatifs. Dans le cas des tissus de réserve, non désiré par voie enzymatique de l'amidon est enlevé avant de procéder à l'extraction des polymères pariétaux comme décrit précédemment 13.
  2. Homogénéiser les échantillons en une fine poudre avec de l'azote liquide à l'aide d'un Qiagen TissueLyser II, avec 24 jeux d'adaptateurs de tubes et 3 mm de tungstène carbure de perles (30 Hz, 2 x 30 sec). Alternativement, si seulement quelques échantillons sont en cours de traitement, un mortier et un pilon est utilisé.
  3. Transférez les homogénats dans 10 ml tubes coniques en plastique.
  4. Préparer matériau de paroi cellulaire d'un lavage des homogénats de 10 ml 80% v / v d'éthanol à température ambiante et vigoureusement vortex pendant 2 min.
  5. Centrifuger les échantillons à 3500 xg et éliminer le surnageant. Répétez l'éthanol à 70% se lave au moins trois fois ou jusqu'à ce que le surnageant soit clair, en particulier pour les tissus contenant de la chlorophylle.
  6. Effectuer un lavage final avec de l'acétone à 100% et laisser les pastilles contenant des résidus insolubles dans l'alcool (AIR) sécher à l'air pendant la nuit.
  7. Les échantillons d'air à tamis avec une maille de 0,4 mm 2 pour obtenir une poudre fine et homogène et à enlever supérieure, mal particules broyées qui restent un certain temps dans l'homogénat.
  8. Peser un échantillon de 10 mg AIR dans des microtubes contenant chacun un verre de 3 mm perle pour faciliter le mélange des échantillons.

2. Extraction des glycanes paroi cellulaire

  1. Les pectines et les polymères associés aux pectines sont extraites à partir des échantillons en ajoutant 500 ul de 50 uM (pH 7,5) CDTA à chaque échantillon.
  2. Vortex brièvement les tubes pour assurer le solvant est en contact avec le matériau d'échantillon, puis mélanger à l'aide du TissueLyser pendant 3 heures à 8 Hz.
  3. Centrifuger les échantillons à 12.000 xg, soigneusement reMove les surnageants et conserver à 4 ° C.
  4. Laver granulés dans 1 ml d'eau désionisée pour diluer et éliminer tout reste de solvant, vortex et centrifuger à 13000 x g. Répétez cette étape sans perturber le culot et éliminer tout le liquide des tubes avant de passer à l'étape suivante.
  5. Réticulation glycanes sont successivement extraits du reste de la paroi cellulaire culot avec 500 ul de NaOH 4M avec 0,1% p / v NaBH4, en utilisant la même procédure décrite aux étapes de 2,1 à 2,4 pour l'extraction CDTA. NaBH 4 est ajouté pour réduire l'aldéhyde (ou céto) à l'extrémité réductrice des polysaccharides à un alcool en empêchant ainsi la base de polysaccharides pelage.
  6. Après centrifugation, les surnageants sont à nouveau retiré, stocké à 4 ° C, et les pastilles lavées deux fois dans de l'eau désionisée avant de procéder à l'extraction suivante.
  7. En option, des polymères résiduels, tels que la cellulose sont extraites avec 500 ul cadoxen (31% v / v 1,2-diaminoethane avec 0,78 M CdO) en utilisant la même procédure que celle décrite dans les étapes de 2,1 à 2,4. Sinon, dans l'absolu teneur en cellulose dans des pastilles restantes peuvent être déterminées en utilisant des tests acétique / nitrique (voir Discussion).

3. Microarrays d'impression

  1. Surnageants de centrifugation contenant extrait polymères pariétaux à 13.000 xg pour éliminer toute matière particulaire.
  2. Charger 50 ul de chaque échantillon dans un puits 384 du polypropylène plaque de microtitration en utilisant un schéma pré-établi sur mesure où les échantillons sont disposés selon le type de tissu et le type d'extraction.
  3. Diluer la paroi cellulaire échantillon de polymère dans une série 0, 5 et 25 × dilution en série avec de l'eau déminéralisée.
  4. Des paramètres tels que la hauteur de broche, la collecte et le temps, et les étapes de lavage sont fixés sur le logiciel contrôlant le puces à ADN.
  5. L'humidité de la chambre de l'impression est contrôlée à 60% pour éviter l'évaporation de l'échantillon.
  6. Le travail d'impression est démarré en utilisant LabNEXT logire et un programme qui correspond à la mise en microréseau.
  7. Le robot utilise les repères de canaux capillaires pour imprimer des solutions de l'échantillon sur la plaque 20 x 20 cm membrane de nitrocellulose qui est fixé à une plaque plane dans la machine. Chaque endroit sur le tableau contient 15 nl de solution et est imprimé en trois exemplaires.
  8. Puces identiques sont imprimées côte à côte sur la membrane et les couper en des tableaux individuels après le travail d'impression est terminée.
  9. Dans chaque expérience, les tableaux peuvent être modifiés afin de tenir compte des échantillons plus ou moins, les dilutions ou réplique.

4. Sondage de puces Glycan

  1. Après l'impression, bloquer les puces individuelles dans 5% p / v lait écrémé en poudre dissous dans un tampon phosphate salin (MPBS) à température ambiante pendant 2 heures afin de réduire la liaison non spécifique.
  2. Biopuces de sondes avec des anticorps monoclonaux spécifiques de la paroi cellulaire des épitopes glycane pendant 2 heures dans MPBS. La majorité des ANTIB monoclonalodies contre glycanes parois cellulaires sont disponibles commercialement auprès de trois sociétés; Biosupplies ( www.biosupplies.com.au ), Services Carbosource ( www.carbosource.net ) et PlantProbes ( www.plantprobes.net ).
  3. Inclure un témoin négatif, une puce à ADN incubées avec MPBS seulement et aucun anticorps primaire.
  4. Laver les puces à 3 fois dans du tampon phosphate salin (PBS) pendant 5 min pour éliminer la liaison non spécifique.
  5. Sondez les puces avec un anticorps secondaire conjugué à la peroxydase de raifort (HRP) dans MPBS pour 2 heures. D'anticorps monoclonaux dirigés contre les plus glycanes paroi cellulaire nécessitent anti-souris ou anti-rat Anticorps secondaires.
  6. Répétez les étapes de lavage 3 fois avec du tampon PBS pendant 5 min pour éliminer la liaison non spécifique.
  7. Développer les puces à l'aide de chromogène (3,3-diaminobenzidine) ou chemiluminecent (luminol) substrats.

5. Quantification

  1. Après le développement, analyser les puces individuelles à l'aide d'une haute résolution (1200 dpi) scanner de bureau et enregistrer les images en négatifs, les fichiers TIFF 16 bits (figure 3).
  2. Calculer l'intensité intégrale de chaque point à l'aide du logiciel de traitement d'image Xplore (LabNEXT) équipé d'un outil automatisé grille. L'intensité de la tache solidaire est dérivée de la somme des pixels dans la zone entourant chaque point de grille.
  3. Les données de la grille pour chaque puce à ADN est exportée sous forme de fichier txt et ne peut être importé manuellement dans une feuille de calcul Excel pour l'analyse. Un outil en ligne ( http://microarray.plantcell.unimelb.edu.au/ ) a été développée pour traduire automatiquement et traiter des données à partir de fichiers txt individuels.
  4. L'intensité de la tache intégrale est moyennée sur l'impression répétitions et des dilutions pour obtenir une place «moyennel'intensité de la «valeur pour chaque échantillon (Figure 2). Alternativement, les signaux correspondants sur place à une seule valeur de dilution de la matrice sont utilisées pour quantifier l'abondance relative de épitope glycane pour chaque échantillon.
  5. Les intensités relatives place moyennes entre les différents échantillons sont présentés comme un heatmap (figure 4) en utilisant des outils de mise en forme conditionnelle dans Excel HeatMapper ou en ligne ( http://bar.utoronto.ca/welcome.htm ). Les données pour chaque type d'anticorps est corrigée à 100 et une valeur de coupure de 5% est prélevée pour supprimer un signal de fond et de faux positifs.

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Representative Results

L'abondance relative des glycanes dans six types de tissus (filaments anthère, pollen, les ovaires, les pétales, les sépales et les stigmates) de Nicotiana alata fleurs a été déterminée à l'aide COMPP. La figure 3a montre un micro-réseau représentant que a été sondé avec mAb spécifique pour JIM5 partiellement (faible) methylesterified homogalacturonan (HG), un épitope qui se produit sur ​​des polysaccharides pectiques 14. L'épitope JIM5 est détectée dans les extraits CDTA de tous les tissus de fleurs est le plus élevé mais dans le pollen et les plus faibles dans le tissu stigmatique (figure 3A et 4A). Fait intéressant, l'épitope JIM5 est également détectée dans les extraits de NaOH dans le pollen mais pas dans d'autres tissus (figure 3A).

Des informations quantitatives sur la survenance d'un glycane d'intérêt est obtenu en incluant une série de polysaccharides purifiés que les normes internes de la puce à ADN (figure 3B). Intensité de la tache intégrante d'extraits de différentes t questions sondés avec mAb JIM5 est adaptée à des signaux provenant d'une tache de dilution en série de homogalacturonan (25% de degré d'estérification de méthyle, DE). Dans le tissu ovarien, environ 157 mg de homogalacturonan contenant l'épitope JIM5 était présente dans chaque échantillon, ce qui représente environ 1,5% (en poids) du total des résidus pariétaux (figure 3C). Tandis que 625 pg homogalacturonan contenant l'épitope JIM5 était présent dans le tissu du pollen, représentant environ 6,25% (en poids) de la paroi cellulaire résidu total.

L'abondance relative des épitopes glycanes 15 sont résumées comme heatmap à la figure 4 où l'intensité des barres de couleur est proportionnelle à l'intensité du spot moyenne ajustée pour chaque échantillon. La représentation graphique de ces données est également illustrée dans la Figure 5 et nous permet d'interpréter rapidement les différences de glycane épitope survenue entre les tissus de fleurs différentes.

ontenu "> Nos résultats indiquent que différents épitopes glycanes sont particulièrement bien répartie entre les tissus N. alata fleurs. Par exemple, l'épitope LM13 (linéarisée (1-5)-α-L-arabinane 15) est la plus abondante dans les filaments des anthères et des tissus sépales par rapport à d'autres tissus (figure 5D). Ce modèle est en contraste frappant avec celle de chaîne plus courte (1-5)-α-L-arabinane épitopes préférentiellement détectée par mAb LM6 (figure 5E) 15. réticulation glycanes aussi distincte fréquence de leur apparition dans les fleurs alata N.. L'épitope LM10 (faible degré de substitution (1-4)-β-D-xylane) est abondante dans les tissus stigmatisation par rapport à d'autres tissus, mais est absent de tissu ovarien (figure 5G). LM15 xyloglycan épitopes sont les plus élevés dans des pétales et des anthères filament par rapport à d'autres tissus (figure 5H), tandis que heteromannans sont les plus élevés dans les filaments anthères (figure 5J).


Figure 1. Un schéma simplifié représentant les cinq étapes clés du résultat étendu Microarray Polymer profilage (COMPP).

Figure 2
Figure 2. Une illustration des principales étapes de puces à ADN complète Polymer profilage (COMPP). (A) Les tissus végétaux sont recueillis sous trois répétitions, on homogénéise et on le lave à l'EtOH 70% et de l'acétone pour rendre les résidus insolubles dans l'alcool (AIR). (B) glycanes paroi cellulaire sont successivement extraits des échantillons d'air avec 50 mM CDTA et 4 M de NaOH. (C) glycanes extraits de parois cellulaires sont imprimés sur nitrocellulose en utilisant un robot puces à ADN. Chaque échantillon est représenté dans trois concentrations et comme une série de quatre répliques d'impressiontes. (D) Les tableaux imprimés sont sondés individuellement avec des AcM dirigés vers des épitopes de lymphocytes glycanes mur. (E) Les signaux d'accompagnement sont quantifiés à l'aide de logiciels d'imagerie puces à ADN, exportés sous forme de fichiers txt et moyennes valeurs d'intensité par rapport accompagnement sont automatiquement calculés à l'aide d'un outil de traitement de données en ligne.

Figure 3
Figure 3. Glycan profilage des tissus Nicotiana alata fleurs. (A) Une puce à ADN représentant sondée avec un anticorps monoclonal (AcM) JIM5 spécifique pour homogalacturonan (partiellement, methylesterification bas) est indiqué comme un négatif, 16-bit TIFF. (B) La quantité de polysaccharide contenant un épitope glycane d'intérêt peut être quantifié par l'impression d'une série de normes de polysaccharides. (C) intensité de la tache intégrale de l'échantillon d'intérêt sondée par mAbJIM5 est calculé et adapté à une courbe standard pour estimer la quantité (ug) de polysaccharide contenant cet épitope dans l'échantillon.

Figure 4
Figure 4. Glycan profilage des tissus Nicotiana alata fleurs représenté comme un heatmap. L'intensité de la coloration est proportionnelle à la valeur relative place moyenne identité (barre d'échelle). L'abondance relative des épitopes glycanes 15 détectés par des anticorps monoclonaux (figure en haut) a été analysée pendant six types de tissus extraits avec le CDTA et NaOH (côté gauche). Les épitopes glycanes se répartissent en trois grandes catégories de polysaccharides, les pectines, les glycanes de réticulation et des protéines arabinogalactane (AGP). moi, méthyl-estérification; DP, degré de polymérisation; MAB, anticorps monoclonaux, AGP, arabinogalactane-protéines.


Figure 5. Glycan profilage des tissus Nicotiana alata fleurs représentés graphiquement. AL représente l'abondance relative des épitopes glycanes 12 détectés par des anticorps monoclonaux dans les tissus de fleurs différentes. La barre d'échelle d'intensité de couleur est proportionnelle à la valeur relative place moyenne identité à partir d'extraits CDTA ou NaOH soit ou une somme des deux. moi, méthyl-estérification; DP, degré de polymérisation; mAb les anticorps monoclonaux;. AGP, arabinogalactane-protéine Cliquez ici pour agrandir la figure .

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Discussion

COMPP est une méthode rapide et sensible pour le profilage de la composition glycane de centaines d'origine végétale échantillons dans une affaire de jours. Cette méthode vient compléter les déjà bactériennes ou de mammifères plates-formes de tableaux glycanes de criblage à haut débit des interactions avec les hydrates de carbone glycane protéines de liaison telles que les lectines, des récepteurs et anticorps 16. Avec une grande diversité de sondes disponibles pour détecter glycanes paroi cellulaire, il est possible d'obtenir des informations détaillées sur les épitopes glycaniques appartenant à toutes les grandes classes de polysaccharides dans la paroi des cellules végétales 8,9. Toutefois, ces englober seule une faible proportion des structures glycanniques qui ont été identifiés 8,9, et dans certaines circonstances, limiter l'intelligibilité des COMPP. Néanmoins, cette fonctionnalité a récemment été étendu par l'utilisation d'hydrates de carbone modules obligatoires (MDC) contre 17 glycanes végétaux, et aussi contre des épitopes caractérisés par des non-glycosyl-residues tels que les composés phénoliques 18 et résidus acétyle 19 qui modifient les résidus glycosylés et jouent un rôle important dans le fonctionnement glycanniques.

Bien que COMPP détermine les niveaux relatifs des glycanes à travers un ensemble d'échantillons, il est possible de quantifier les niveaux d'épitopes séquentiels dans les extraits en comparant le signal de liaison dans des échantillons spécifiques à celle des normes connues (figure 3B et C). Malgré les avantages de la réduction des volumes d'échantillon dans une plate-forme basé sur un microréseau, la capacité à quantifier avec précision occurrence glycane peut être entravée par des différences de morphologie place ou à la saturation du signal de place. Ces problèmes (ainsi que les faux positifs) sont évités par l'optimisation de la quantité de matériau cellulaire versets du volume paroi d'extraction, préalablement à l'analyse, et comprenant une série de répétitions et des dilutions comme indiqué ici et dans les méthodes de mammifères tableau glycanes 16. En outre, les différences de morphologie place (causée par la diffusion d'échantillonsà des rythmes différents du point de contact) peut être surmonté en utilisant sans contact à jet d'encre la technologie des biopuces 16.

COMPP est utilisé en association avec les procédures établies pour l'isolement et la préparation de parois cellulaires 20. Il peut également être utilisé en parallèle avec les méthodes biochimiques, enzymatiques et physiques pour obtenir de plus amples informations sur le contenu des glycanes dans les échantillons d'intérêt. Par exemple, au lieu d'extraire les polymères cellulosiques, les dosages acétique / acide nitrique à 20 peut être utilisée pour quantifier la teneur en cellulose (mg) restant après l'extraction séquentielle de la pectine et de réticulation avec glycanes CDTA et NaOH. Le traitement enzymatique de puces glycanes 21 peuvent aussi révéler d'autres différences dans la distribution glycane épitope parmi les échantillons, ou de confirmer la spécificité des structures épitopes détectés sur la puce. La détermination de la composition glycane par des techniques d'analyse indépendants, tels que ceux récemment décrit

Nous démontrons que les glycanes sont distribués dans un organe ou un tissu spécifique de manière à N. fleurs alata. Cette information peut donner un aperçu de la fonction biologique des glycanes épitopes ou glycane synthèse ou la modification des enzymes présentes dans ces différents types cellulaires. COMPP a déjà permis de mieux comprendre la paroi cellulaire des modifications qui se produisent par rapport à planter de type 22 ou 23,24 au cours du développement en réponse à la mutation 10,25. En résumé, COMPP est un outil précieux pour l'. Étude du rôle des glycanes diversifiée et glycanes gènes de synthèse et la modification dans la paroi cellulaire végétale

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Disclosures

Aucun conflit d'intérêt déclaré.

Acknowledgements

IEM tient à remercier le Conseil de recherches en danois (FTP et FNU) pour le financement. ERL reconnaît le soutien d'une subvention ARC DP. AB reconnaît le soutien de l'ARC Centre d'excellence en parois cellulaires des végétaux subvention.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3 mm Tungsten Carbide beads Qiagen 69997
Collection microtubes (1.2 mm) Qiagen 19560 1.5 ml microfuge tubes can also be used
Qiagen TissueLyser II Qiagen 85300
3 mm glass beads Sigma Aldrich Z143928
CDTA Sigma Aldrich 34588
Cadmium oxide Sigma Aldrich 202894
1,2-diamin–thane Sigma Aldrich 03550
Nitrocellulose membrane (0.22 μm pore size) GE-water process technologies EP2HY00010 different pore sized membranes are suitable for different pin types
Xact II microarrayer robot Labnext 001A the Xact II robot was fitted with a custom 20 x 20 cm ceramic plate to which the nitrocellulose membrane is attached
Xtend RM microarray pins Labnext 0037-350 pins must be suitable for spotting on membranes
384 well microtiter plates (polypropylene) Greiner 781207
Anti-glycan monoclonal antibodies Plant Probes/
CarboSource/Biosupplies
Websites; PlantProbes (www.plantprobes.net), Carbosource (www.carbosource.net) and Biosupplies (www.biosupplies.com.au).
Anti-Rat IgG (whole molecule) - Peroxidase antibody produced in goat. Sigma A9037 the type of secondary antibodies depends on the primary antibody used (e.g. raised in rat, mouse, goat etc).
SIGMAFAST 3,3'-Diaminobenzidine tablets Sigma D4293 the type of developing reagent depends on the secondary antibodies used and the detection method (colourmetric, or chemiluminecent).
SuperSignal West Pico Chemiluminescent Substrate Thermoscientific 34080 see above
Xplore Image Processing Software LabNext 008 many software types with automatic gridding tools are available to measure pixel value of microarray spots.
Plant polysaccharides Sigma/Megazyme

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References

  1. Carpita, N. C., Gibeaut, D. M. Structural models of primary cell walls in flowering plants: consistency of molecular structure with the physical properties of the walls during growth. Plant J. 3, 1-30 (1993).
  2. Somerville, C. Biofuels. Curr. Biol. 17, 115-119 (2007).
  3. Willats, W. G., Orfila, C., Limberg, G., et al. Modulation of the degree and pattern of methyl-esterification of pectic homogalacturonan in plant cell walls. implications for pectin methyl esterase action, matrix properties, and cell adhesion. J. Biol. Chem. 276, 19404-19413 (2001).
  4. Doblin, M. S., Pettolino, F., Bacic, A. Plant cell walls: the skeleton of the plant world. Functional Plant Biology. 37, 357-381 (2010).
  5. Carpita, N., Tierney, M., Campbell, M. Molecular biology of the plant cell wall: searching for the genes that define structure, architecture and dynamics. Plant Molecular Biology. 47, 1-5 (2001).
  6. Sarria, R., Wagner, T. A., O'Neill, M. A., Faik, A., et al. Characterization of a family of Arabidopsis genes related to xyloglucan fucosyltransferase1. Plant Physiol. 127, 1595-1606 (2001).
  7. Somerville, C., Bauer, S., Brininstool, G. Toward a systems approach to understanding plant cell walls. Science. 306, 2206-2211 (2004).
  8. Willats, W. G. T., Knox, J. P. Molecules in context: probes for cell wall analysis. The Plant Cell Wall. Rose, J. K. C. Blackwell. 92-110 (2003).
  9. Pattathil, S., Avci, U., Baldwin, D., et al. A Comprehensive Toolkit of Plant Cell Wall Glycan-Directed Monoclonal Antibodies. Plant Physiology. 153, 514-525 (2010).
  10. Moller, I. E., Sørensen, I., Bernal, A. J., et al. High-throughput mapping of cell-wall polymers within and between plants using novel microarrays. The Plant J. 50, 1118-1128 (2007).
  11. Sørensen, I., Willats, W. G. T. Screening and characterization of plant cell walls using carbohydrate microarrays. Methods Mol. Biol. 715, 115-121 (2011).
  12. Moller, I. E., Licht, D. eF. ine, Harholt, H. H., J,, et al. The dynamics of plant cell-wall polysaccharide decomposition in leaf-cutting ant fungus gardens. PLoS One. 6, (3), e17506 (2011).
  13. Pettolino, F. A., Walsh, C., Fincher, G. B. Chemical procedures for the determination of polysaccharide composition of plant cell walls. Nature Protocols. In Press (2012).
  14. Clausen, M. H., Willats, W. G. T., Knox, J. P. Synthetic methyl hexagalacturonate hapten inhibitors of anti-homogalacturonan monoclonal antibodies LM7, JIM5 and JIM7. Carbohydrate Res. 338, 1797-1800 (2003).
  15. Verhertbruggen, Y., Marcus, S. E., Haeger, A., et al. Developmental complexity of arabinan polysaccharides and their processing in plant cell walls. Plant J. 59, 413-425 (2009).
  16. Heimburg-Molinaro, J., Song, X., Smith, D. F. UNIT 12.10 Preparation and Analysis of Glycan Microarray. Current Protocols in Protein Science. (2011).
  17. McCartney, L., Blake, A., Flint, J., et al. Differential recognition of plant cell walls by microbial xylan-specific carbohydrate-binding modules. PNAS. 103, 4765-4770 (2006).
  18. Caño-Delgado, A. I., Metzlaff, K., Bevan, M. W. The eli1 mutation reveals a link between cell expansion and secondary cell wall formation in Arabidopsis thaliana. Development. 127, 3395-3405 (2000).
  19. Manabe, Y., Nafisi, M., Verhertbruggen, Y., et al. Loss-of-Function Mutation of REDUCED WALL ACETYLATION2 in Arabidopsis Leads to Reduced Cell Wall Acetylation and Increased Resistance to Botrytis cinerea. Plant Physiology. 155, 1068-1078 (2011).
  20. Updegraff, D. Semimicro determination of cellulose in biological materials. Anal. Biochem. 32, 420-424 (1969).
  21. 21Moller, I., Marcus, S. E., Haeger, A., et al. High-throughput screening of monoclonal antibodies against plant cell wall glycans by hierarchial clustering of their carbohydrate microarray binding profiles. Glycoconjugate Journal. 25, 37-48 (2007).
  22. Sørensen, I., Pettolino, F. A., Wilson, S. M., et al. Mixed linkage (1→3),(1→4)-β-D-glucan is not unique to the Poales and is an abundant component of Equisetum arvense cell walls. Plant J. 54, (13), 510-521 (2008).
  23. Domozych, D. S., Sørensen, I., Willats, W. G. T. The distribution of cell wall polymers during antheridium development and spermatogenesis in the Charophycean green alga, Chara. 2104, 1045-1056 (2009).
  24. Singh, B., Avci, U., Eichler Inwood, S. E. A specialized outer layer of the primary cell wall joins elongating cotton fibers into tissue-like bundles. Plant Physiol. 150, 684-699 (2009).
  25. Øbro, J., Sørensen, I., Derkx, P., et al. High-throughput screening of Erwinia chrysanthemi pectin methylesterase variants using carbohydrate microarrays. Proteomics. 9, 1861-1868 (2009).

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