הדמית סופר רזולוציה של מכונות אגף קטריאלי

Published 1/21/2013
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

אנו מתארים רזולוצית סופר שיטת הדמיה כדי לבחון את המבנה הארגוני של FtsZ טבעת החיידקים, מנגנון חיוני לחלוקת תא. שיטה זו מבוססת על ניתוחים כמותיים של מיקרוסקופיה תמונות לוקליזציה photoactivated (PALM) ויכולה להיות מיושמת על חלבוני cytoskeletal חיידקים אחרים.

Cite this Article

Copy Citation

Buss, J., Coltharp, C., Xiao, J. Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery. J. Vis. Exp. (71), e50048, doi:10.3791/50048 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

חלוקת תא חיידק דורשת הרכבה המתואמת של יותר מעשרה חלבונים חיוניים בmidcell 1,2. מרכזי לתהליך זה הוא ההיווצרות של suprastructure דמוי טבעת (Z-טבעת) על ידי חלבון FtsZ בתכנית חלוקת 3,4. Z-הטבעת מורכבת מprotofilaments FtsZ היחיד תקוע המרובים, וההבנה שההסדר של protofilaments בתוך Z-הטבעת תספק תובנה לתוך המנגנון של הרכבת Z-טבעת ותפקודו כמחולל כוח 5,6. מידע זה נותר חמקמק בשל מגבלות נוכחיות במיקרוסקופ פלואורסצנטי הקונבנציונלי במיקרוסקופ אלקטרונים. מיקרוסקופ פלואורסצנטי הקונבנציונלי אינו יכול לספק תמונה ברזולוציה גבוהה של Z-הטבעת בשל גבול השתברות אור (~ 200 ננומטר). אלקטרוני cryotomographic הדמיה זיהתה מפוזרת protofilaments FtsZ בג הקטן תאי crescentus 7, אבל קשה ליישם לתאים גדולים יותר כגוןחיידק או B. subtilis. כאן אנו מתארים את היישום של שיטת מיקרוסקופ פלואורסצנטי רזולוצית סופר, מיקרוסקופי לוקליזציה Photoactivated (PALM), כדי לאפיין כמותית הארגון המבני של ה coli Z-טבעת 8.

PALM הדמיה מציעה היא ברזולוציה מרחבית גבוהה (~ 35 ננומטר) וסימון ספציפי כדי לאפשר זיהוי חד משמעי של חלבוני היעד. אנחנו מתויגים FtsZ עם mEos2 photoactivatable ניאון החלבון, אשר עובר מהירוק פלואורסצנטי (עירור = 488 ננומטר) לאדום פלואורסצנטי (עירור = 561 ננומטר) עם הפעלה ב405 ננומטר 9. במהלך ניסוי PALM,-mEos2 FtsZ מולקולות בודדות מופעלות stochastically ועמדות centroid המקבילות המולקולות הבודדות נקבעות עם <דיוק ננומטר 20. תמונה ברזולוצית סופר של Z-טבעת אז שוחזר על ידי superimposing את העמדות של כל centroid-mEos2 FtsZ המולקולות זוהו.

<כיתת p = "jove_content"> שימוש בשיטה זו, מצאה כי Z-הטבעת יש רוחב קבוע של ~ 100 ננומטר והוא מורכב מצרור רופף של protofilaments FtsZ חופפים זה לזה בשלושה ממדים. נתונים אלה מספקים קרש קפיצה לחקירות נוספות של השינויים התלויים מחזור התא של Z-10 הטבעת ויכולים להיות מיושמים לחלבונים אחרים של עניין.

Protocol

1. לדוגמא הכנה

  1. לחסן תקשורת LB עם מושבה בודדה של זן JB281 [BW25113 / pJB042 (P אק: FtsZ-mEos2)]. לגדול בלילה שייקר על 37 ° C.
  2. דלל את תרבות 1:1,000 לM9 + תקשורת מינימאליים [מלחי M9, גלוקוז 0.4%, 2 מ"מ, 4 MgSO 0.1 המ"מ CaCl 2, חומצות אמינו ויטמינים וממ] ותגדל לשלב יומן האמצע-(OD 600 = 0.2-0.3) בנוכחות chloramphenicol (150 מיקרוגרם / מ"ל) בטמפרטורת חדר (RT).
  3. לגרום לתרבות עם 20 מיקרומטר IPTG ל2 שעות (ראה הערת המס '1).
  4. תרבות גלולה בmicrocentrifuge (8,000 סל"ד, דקות 1) וresuspend בנפח שווה של M9 +; חוזרת. לאחר resuspension השני, להמשיך את הצמיחה בRT עבור 2 שעות.
  5. תקן את התרבות מושרה עם paraformaldehyde 4% ב PBS (pH = 7.4) בRT עבור 40 דקות. תרבות גלולה וresuspend בנפח שווה של PBS; חוזר. אם תאים חיים הדמיה, דלג קיבעון, תרבות גלולה, וResuspend עם נפח שווהשל M9 - [מלחי M9, גלוקוז 0.4%, 2 המ"מ 4 MgSO, 0.1 המ"מ CaCl 2, חומצות אמינו ממ]; חוזרים.
  6. דלל חרוזי זהב 1:10 עם תרבות resuspended. החל מדגם לחדר הדמיה שהוכן (ראה שלב 2.4).

הערה [1]: פרוטוקול האינדוקציה לעיל (1.1-1.3 צעדים) כבר מותאם למערכת הביטוי של זן JB281. תנאי אינדוקציה מפורטות עשויים להשתנות בהתאם למערכות אחרות ביטוי או חלבונים של עניין.

2. אסיפה של לשכת ההדמיה

  1. הפוך 3% (w / v) פתרון agarose בM9 -. ממס agarose על 70 מעלות צלזיוס בבלוק חום עליון ספסל עבור 40min. החנות נמסה agarose ב 50 מעלות צלזיוס למשך עד 5 שעות.
  2. הנח שקופית microaqueduct נקיה במחצית העליונה של חדר הדמיה עם אלקטרודות פונות מטה. יישר את האטם התחתון בשקופית microaqueduct כך שתכסה את ערוצי זלוף.
  3. תחול ~ 50 μl של agarose נמס למרכז הזכוכיתשקופית. מייד עליונת טיפת ג'ל agarose עם coverslip נקי ויבש. אפשר ג'ל לגיבושו RT למשך 30 דקות.
    1. כדי לנקות coverslips: לארגן coverslips במכל קרמיקה וsonicate במשך 20 דקות בסיבוב אמבטיות של אצטון, אתנול ו1M KOH בצנצנות זכוכית. חזור על התרגיל שלוש פעמים במחזור, עבור סכום כולל של 9 sonications, ואחרי sonication יחיד בDH 2 O. אחסן את coverslips ניקה בד"ה הטריה 2 O. לפני שימוש, לפוצץ coverslips היבש עם אוויר מסונן.
  4. מוציא בזהירות את coverslip, עוזב כרית ג'ל בשקופית microaqueduct. מייד להוסיף μl 1 מתוך מדגם תרבית תאים (ראה שלב 1.6) לראש כרית ג'ל. חכה ~ 2 דקות, המאפשר פתרון לייקלט על ידי כרית ג'ל. כרית ג'ל למעלה עם coverslip חדש נקי ויבש. להרכיב את חדר ההדמיה השלמה בהתאם להוראות יצרן.

3. יבוא תמונות

  1. הפעל מיקרוסקופ, המצלמה ולייזרים. פתח MetaMorph רךהכלי (התקנים מולקולריים).
  2. הנח מסנני עירור / פליטה מתאימים בדרך ההדמיה (איור 1).
  3. הגדרת סמכויות והגדרות ליזר רכישה בהתאם.
    1. 488-nm ליזר = 15 mW (ראה הערת המס '2)
    2. 561-nm הליזר = 75 mW
    3. 405 ננומטר הליזר = 2 mW ± מסנן צפיפות ניטראלי (ראה הערת המס '3)
  4. נעילת תא הדמיה לבמה באמצעות מתאם השלב המשלים.
  5. לייעד אזור הדמיה מתאימה (100x100 פיקסלים), כי הוא האיר homogenously על ידי כל השלושה הלייזרים.
  6. זהה את אזור מדגם המכיל שני תאים וסמני fiducial (חרוזי זהב) בסמיכות אך לא חופפים.
  7. פוקוס על פני השטח של תאים הקרובים ביותר לcoverslip. לרכוש תמונת brightfield עם זמנו 50 מילי אינטגרציה והעברת המוקד 0.5 מיקרומטר לתוך המדגם (איור 3Ai).
  8. לרכוש תמונה פלואורסצנטי ירוקה הרכב עם עירור מ488-n מ 'ליזר באמצעות זמן אינטגרצית ms 50 (איור 3Aii).
  9. לרכוש הזרמת וידאו במסלול אדום עם תאורה רציפה מ 405 ננומטר ולייזרים 561-nm. לתאים קבועים, שיעור 50 מילי מסגרת משמש עבור סכום כולל של 20,000 מסגרות (~ 17 דקות סך הכל) עם כוח הליזר 405 ננומטר ramped ידי ~ 10% כל 1,000 מסגרות (ראה הערת המס '4). לתאים חיים, שיעור של 10 אלפיות מסגרת משמש עבור סכום כולל של 3,000 מסגרות (סה"כ ~ 30 ים) בכוח ליזר מתמיד 405 ננומטר.
  10. להעביר את המיקוד בחזרה למשטח התחתון של התאים ולרכוש תמונה אחרת brightfield כמו בשלב 3.7.

[2] הערה: העצמה המשולבת של הקרינה הירוקה של תא עומדת ביחס ישר למספר הכולל של mEos2 FtsZ מולקולות לידי ביטוי בתא. כוח העירור 488-ננומטר והגדרות רכישה פלואורסצנטי הרכב חייבים להישמר קבוע לכל התאים כך שיחסית FtsZ-mEos2 רמות ביטוי בתאים שונים ניתן להשוות.

ontent "> [3] הערה:. תאים קבועים הם צלמו עם צפיפות הניטראלית (ND) המסנן (1 איור, רכיב אופטי # 5) במקום על מנת להשיג שיעור הפעלה איטי, כך שכל מולקולה בודדה ניתן לזהות במדויק מסנן ND מוסר כאשר הדמיה לחיות תאים להגביר את קצב ההפעלה, תוך שמירה על סבירות נמוכה של שתי מולקולות שהופעלה בו זמנית באזור עקיפה מוגבלת. הקצב המהיר להחיל הדמיה לחיות תאים נדרש כדי להקטין את זמן הרכישה הכולל, כך "הקפאה" Z-הטבעת בזמן ובכך מגביל את ההשפעה של ניזקי שמש לתא.

[4] הערה: המספרים של מסגרות שנרכשו היו מותאמים למערכת שלנו ותלויים במבנה התאי המסוים, תיוג צפיפות, קצב הפעלה ואם למצות את כל המאגר של fluorophores חשובים לניתוח. בתאים חיים, חשוב לקבל מספר מספיק של מגויר בתקופה קצרה של TIככל האפשר כדי למנוע את הטשטוש של התמונה עקב תנועה של המבנה התאי.

4. בניית תמונת PALM

  1. קביעת מיקום של כל נקודה centroid זוהה.
    1. טען את ערימת התמונה לתוך Matlab (MathWorks, Inc).
    2. חתוך את ערמת התמונה לאזור שסביב תא אחד שאינו כולל את כל חרוזי fiducial.
    3. בחר סף עצמה לאיתור מקום שנמצא מעל רמת הרקע, אך מתחת לממוצע עוצמת המקום. אנו מהווים וריאציה ברמת רקע לאורך כל ניסוי על ידי החישוב הממוצע פועל עוצמתו המרבית באמצעות חלון מסגרת 150. סף העצמה לכל מסגרת ואז אינטרפולציה מהערכים הממוצעים הריצה.
    4. חיסור הסף המתאים מכל מסגרת. כתמים פוטנציאליים מזוהים כשלושה פיקסלים סמוכים עם עוצמות מעל הסף.
    5. התאם את עוצמת הקרינה של כל מקום פוטנציאלי לGaussia דו ממדיםפונקצית n [משוואת # 1] באמצעות אלגוריתם ריבועים לפחות קוי (איור 2). דיוק הלוקליזציה של כל נקודה מחושב לפי המספר הכולל של פוטונים שאותרו [המשוואה # 2]. כל נקודה גרועה כושר, עם דיוק לוקליזציה יותר מ 20 ננומטר (תאים קבועים) או 45 ננומטר (תאי חיים) נמחקה (ראה הערת המס '5). כל נקודה בעצמה גדולה יותר מכפול מממוצע העצמה, אולי בשל emitters החופף, גם מושלכת.
    6. לתאים קבועים, להסיר תצפיות חוזרות ונשנות של אותה המולקולה על ידי התעלמות מכל נקודה שהיא בעמדת centroid 45 ננומטר מכל נקודה אחרת שקדמה לו על ידי 6 מסגרות או פחות. לתאי חיים, את כל הנקודות נשמרות.
  2. כייל להיסחף מדגם באמצעות תנועת הסמן fiducial.
    1. גזירת אזור פיקסל 10x10 סביב סמן fiducial.
    2. חיסור הסף המתאים שנקבע ב4.1.3 מכל מסגרת.
    3. מתאים לפרופיל בכל העוצמתמסגרת באמצעות אלגוריתם מתאים לפחות בהנחה מרובע צורת גאוסי דו ממדים.
    4. לחשב תזוזה בין העמדות ביחס למסגרת 1 centroid.
  3. תקן את עמדת centroid של כל מולקולה ייחודית מזוהית עם 4.1 בסחף המדגם המתאים מחושב ב4.2. השווה את תמונות brightfield נרכשו ב3.7 ו 3.10. אם תאים הם נצפו לנוע זה ביחס לסמני fiducial, הנתונים נזרקים החוצה.
  4. להרכיב את כל עמדות centroid המתוקנות על תמונה אחת מורכבת מפיקסלים ננומטר 15X15. עלילה כל מולקולה ייחודית כיחידה באזור פרופיל, דו ממדי Gaussian המרוכז בעמדת centroid עם סטייה שווה לדיוק הלוקליזציה [המשוואה # 2] סטנדרטית. התוצאה היא מפת צפיפות הסתברות, שבו עוצמתו של פיקסל היא פרופורציונלית לסיכוי למצוא מולקולה שבפיקסל (איור 3Aiv).
  5. השוואה בין תמונות PALM לתמונות הרכב.
    1. Replot centroתפקידים כאיד ב4.4, אבל במישור באמצעות 150X150 פיקסלים ננומטר וסטייה שווה ל 250 ננומטר סטנדרטית. זה יוצר תמונת PALM שמחקה תמונת התאבכות מוגבלת, אשר ניתן להשתמש כדי להשוות, תמונת ההרכב עקיף המוגבלת שנרכשה ב3.8 (האיור 3Aiii).
    2. כדי לאשר כי המולקולות שהתגלו הן נציג של כל האוכלוסייה, להשוות את תמונת ההרכב המשוחזרת (האיור 3Aiii, צעד 4.5.1) עם תמונת ההרכב הניסיונית פלואורסצנטי (איור 3Aii, צעד 3.8) כדי לאשר ששתי התמונות מראות מבנים של צורה דומה , התמצאות ועצמה יחסית.

[5] הערה: דיוק הלוקליזציה המינימאלית הנדרש נקבע באופן אמפירי לכל שיטת הדמיה ידי התוויית את precisions של כל המולקולות למדגם נתון ובחירת חיתוך מתאים.

5. ניתוח תמונת PALM

  1. מדידת Z-טבעת Widtח וקוטר.
    1. לסובב את תמונת PALM כדי להתמצא אנכי על ציר זמן של התא (איור 4 א).
    2. גזירת האזור תאי המכיל את Z-הטבעת.
    3. לחשב את העצמה המצטברת באמצעות הקרנת פרופיל אינטנסיביות לאורך הציר הארוך של התא.
    4. מתאים לפרופיל העצמה להפצת גאוס. רוחב הטבעת מוגדר כמרבי מלאת רוחב המחצית (FWHM) של התפלגות גאוס המצוידת (איור 4 ב).
    5. פרויקט פרופיל העצמה המצטברת של 5.1.2 לאורך הציר הקצר של התא. קוטר הטבעת מוגדר כאורך המלא של פרופיל העצמה (האיור 4C).
  2. זומם צפיפות FtsZ (ראה הערה # 6).
    1. Replot עמדות centroid כב( 4.4), אך ללא פרופיל כזה, כי כל מולקולה ייחודית ניתן ערך של 1 והוקצתה לפיקסל המתאים לעמדת centroid אחת גאוס. בדרך זו, את עוצמתו של כלפיקסל מייצג את המספר הכולל של מולקולות שהתגלו בפיקסל. תמונת PALM הצפיפות יכולה גם להיות דמיין כמו עלילת מתאר (האיור 5E).
  3. קביעת רזולוציה מרחבית.
    1. רזולוציה מרחבית תיאורטית-ברת השגה: ליצור נציג כוחות הביטחון פלסטיני לכל המדגם באמצעות דיוק הלוקליזציה הממוצעת הנחוש של כל המולקולות אותרו ולחשב FWHM (משוואת המס '3).
    2. רזולוציה מרחבית הושגה-בניסוי: לחשב את התזוזה הממוצעת בין תצפיות חוזרות של אותה המולקולה.

[6] הערה: השתמשתי PALM השתקפות הפנימית המוחלט (TIR-PALM, איור 1 ו 5) כדי להגביל את ההפעלה והעירור לשכבה דקה (~ 200 ננומטר) מעל לממשק התא / זכוכית. כך שמולקולות FtsZ רק קשורים בקרום הקרוב ביותר לcoverslip תזוהינה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

באיור 3Aiv הוא עיבוד דו ממדים, ברזולוצית הסופר של Z-הטבעת שנוצרה משיטת הדמית PALM שתוארה לעיל. להלן אבקש לסכם מידע איכותי וכמוני, שניתן להשיג אותם.

איכותי, ראה שZ-הטבעת היא מבנה לא סדיר, המאמץ תצורות מרובות (להקה יחידה או קשת סליל) שאינן מובחנים בתמונות פלואורסצנציה קונבנציונליות (איור 3A-להשוות Dii וד). תצפיות כגון אלה יכולים לשמש כדי לקבוע אחוזים מאוכלוסיית התא שמציגה תצורה מבנית מסוימת.

אנחנו יכולים גם כמותית למדוד את ממדי Z-הטבעת. הגישה שלנו לקביעת רוחב הטבעת והקוטר מתואר בשלב 5.1 ומוצגת בתרשים 4. מאיור 4B, רוחב הטבעת היה determined להיות ננומטר 113 (FWHM). ערך זה הוא רחב יותר מרוחבו הצפוי של protofilament FtsZ בודד (ננומטר 5-10 המבוסס על במבחנת 11 EM). באיור 4C, קוטר הטבעת נמדד כ1050 ננומטר. קוטר זה יכול לשמש כדי לתאר כמותית את מידת ההתכווצות בעת חלוקת תא.

גישת כמותית נוספת היא כדי לחשב את צפיפות המולקולה על ידי ספירת מספר המולקולות מקומיות בתוך אזור מוגדר. מדידת הצפיפות מספקת מידע על אופן הדוק מולקולות ארוזות במבנה. צפיפות מולקולה יכולה להיות מתוארת בשני מונחים יחסיים ומוחלטים. צפיפות יחסית (לדוגמה: חלק ממולקולות בZ-הטבעת לעומת התא השלם) מספקת מידע על החלוקה של מולקולות לאזורים סלולריים שונים. מדידת צפיפות מוחלטת היא מסובכת בשל עובדה שתמונת כף היד (איור 3Aiv) היא למעשה הקרנת 2Dשל אובייקט 3D. כדי לעקוף את הסיבוך הזה, אנחנו מעסיקים TIR-PALM, המגביל את המטוס לאיתור צד אחד של Z-הטבעת. את הנתונים המתקבלים מודגמים באיור 5E. מאחר שמולקולות המזימה מייצגות קבוצת משנה של אוכלוסיית FtsZ המוחלטת, הצפיפות נקבעת היא גבול תחתון של הצפיפות בפועל. הצפיפות המקסימלי נצפתה בתמונות טיר של Z-הטבעת מצביעה על כך שחלקים מסוימים מכילים חופפים protofilaments 10.

איור 1
איור 1. סכמטית פשוט של התקנת מיקרוסקופ שלנו. כל שלושה הלייזרים נשלטים על ידי תוכנת הדמיה התפתחה מנהג בMetaMorph שמאפשר שליטה מדויקת באורך גל העירור המתאים. הקו האפור הכהה מציין את נתיב אור העירור, ואילו קו האפור הבהיר מציין את נתיב הפליטה. לrefle הפנימי המוחלטמיקרוסקופיה ction (TIR), הפלטפורמה מתכווננת מתורגמת בניצב לנתיב האור כדי לשנות את זווית האירוע.

איור 2
איור 2. סיכום של שיטת PALM. בתחילה, כל מולקולות FtsZ-mEos2 הם במצב הירוק פלואורסצנטי. בחשיפה לתאורה רציפה על ידי 405 561 ולייזרים, מולקולות בודדות מומרות stochastically למדינת פלואורסצנטי האדומה. קצב תהליך זה נקבע על ידי הכח של 405 הליזר, בעוד ששיעור photobleaching נקבע על ידי הכח של שניהם 405 ו561 ליזר. באופן אידיאלי, קצב ההפעלה וphotobleaching, מאוזן באופן כזה שרק מולקולה אחת מתגלה לכל מסגרת. לאחר מספר מספיק של מסגרות נרכשים, תמונות מעובדות בMatlab ידי התאמה כל מקום זוהה כמתואר בשלב 4.1. כל uniqאז מולקולת ue זממה (שלב 4.4) במישור אחד, ובכך ליצור תמונת PALM, מופיעה כאן בצבע פסאודו אדום. המסגרת סומנה באדום הייתה נחושה מכילה נקודה חוזרת מאותה המולקולה כמסגרת הקודמת ולכן לא נכללה בעת בניית תמונת PALM.

איור 3
איור 3. תמונות מייצגות של תאים קבועים (A ו-B) וחיה (C ו-D) מבטאים FtsZ-mEos2. לכל התאים, את קווי המתאר והצורה כללית ניתן דמיינו בתמונת brightfield (אני). תמונות פלואורסצנציה אנסמבל (ii) נרכשות עם עירור מ488 הליזר (שלב 3.8) ומייצגות את ההתפלגות של כל הברכה של FtsZ-mEos2. תמונת ההרכב שחזרה מPALM הנתונים (iii, צעד 5.4) מספקת בדיקה איכותית לנאמן של השיטהייצוג של מבנה ההרכב הנכון. תמונת PALM נוצר (iv) היא הסיכום של כל-mEos2 FtsZ המגויר הייחודיות ומייצגת מפת צפיפות הסתברות לFtsZ-mEos2. מתווית התא מיוצגת על ידי הקו המקווקו הצהוב בתמונות שלישיות והרביעי. תאי A ו-C בתכנית FtsZ קונפורמציה להקה אחת, בעוד התאים B ו-D להמחיש FtsZ אימוץ קונפורמציה קשת סליל, שהוא בלתי ניתן לגילוי בתמונת ההתאבכות המוגבלת ההרכב (III). ברי קנה מידה, 500 ננומטר.

איור 4
איור 4. א תמונת PALM מראה ייצוגים סכמטי של רוחב Z-טבעת (אדום) וקוטר Z-טבעת (ירוק). רוחב טבעת B. מחושבת על ידי התאמה האישית של העצמה המוקרנת יחד (הכחול של X) על ציר זמן של התא עם גאוס פונקציה (graקו Y) ולאחר מכן לקבוע FWHM (קו מקווקו אדום). הנה, את רוחב הטבעת נקבע להיות 113 ננומטר. קוטר טבעת ג נקבע על ידי השלכת 1 פרופיל האינטנסיביות לאורך הציר הקצר של התא ולאחר מכן חישוב אורך המלא (קו מקווקו ירוק) של פרופיל העצמה מעל האפס. הקוטר של Z-הטבעת נקבע להיות 1050 ננומטר.

איור 5
איור 5. TIR-PALM מאפשר ספירה המדויקת של מולקולות. כמו באיור 3, תמונת brightfield (), תמונת פלואורסצנטי הרכב (ב '), תמונה משוחזרת פלואורסצנטי הרכב (C) וPALM התמונה (ד) באות לידי ביטוי בתא נתון להביע FtsZ-mEos2. אותם נתונים המשמשים לבניית D הוא replotted כמזימת קווי מתאר של דן מולקולהsity (מולקולות לפיקסל) בדואר. מניתוח הצפיפות הזאת, FtsZ-mEos2 היה נחוש להיות נוכח באופן מקסימאלי 8 מולקולות לפיקסל. בגלל שכבה יחידה של protofilaments FtsZ תגרום צפיפות מקסימלית של 5 מולקולות לפיקסל 10, ניתוח זה עולה כי Z-הטבעת מורכבת ממספר שכבות של protofilaments FtsZ.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

תמונות PALM מכילות מידע אודות ספירת מולקולה ועמדות בתוך תא, המאפשרים ניתוח מפורט של החלוקה והסידור של מולקולות חלבון המטרה שקשה להשיג באמצעים אחרים. להלן מתארים אמצעי זהירות שיש לנקוט כדי לחלץ מידע כמוני מדויק תוך שמירה על רלוונטיות הביולוגיות של תמונות PALM. אנחנו גם לחקור את המידע שניתן להשיג באמצעות תאי חיים טובים לעומת קבועים. לבסוף, אנו מציעים דרכים להשגת מידע רזולוצית סופר נוסף על מכונות חלוקת התא.

השיטה שתוארה לעיל הייתה מותאמת להפקת תמונות PALM מדויקות בדרכים הבאות. ראשית, עלינו מאופיין ומותאם לפעולה התקינה של חלבון ההיתוך כדי להבטיח שהיא משמשת כסמן אמין למבנה Z-טבעת 10. שנית, אנו מכוילים ביטוי של חלבון ההיתוך שכן הן מעל ומתחת לביטוי תוצאותבהיווצרות מבנה חריגה 10,12,13. שלישית, בחר סף לקביעת מולקולה ייחודית (צעד 4.1.5) המבוססת על מאפייני fluorophore photoblinking 14. Photoblinking מסבך את הנחישות של מולקולות ייחודיות ואם התעלם, מוביל לovercounting של מולקולות בודדות. למרות overcounting אינו משפיע על מדידות ממד, זה להגביר מדידות צפיפות אבסולוטיות ועלול ליצור מראית העין של אשכולות שווא. כל הגורמים הללו צריכים להישקל בזהירות בעת יישום שיטה זו לחלבונים אחרים של עניין.

הבחירה של תאי חיים או קבועים עבור הדמיה תלוי במידע ואת התפוקה הרצוי. הדמית Live-תא היא מהירים (30 שניות), אך רק דיווחים על מולקולות localizable (כלומר איטיות). בדרך כלל זה אומר שרק מולקולות קרום הקשורים הם נצפו בתאים חיים, ואילו תאים קבועים לספק מידע על כל המולקולות שכותרתו. Live-תא הדמית יחסי ציבורovides ממדים ברזולוציה גבוהה מבניים ומורפולוגיה, אבל לא יכול לספק מדידות צפיפות מולקולה מדויקות עקב התנועה של מולקולות בודדות. תמונות סלולריות קבועות יכולות לספק את כל המידע הזה, אבל דורשות רמת הפעלת UV נמוכה, כך שניתן לזהות מולקולות ייחודיות. זה מוביל לזמני הדמיה מורחבים (> 15 דקות). בנוסף, קיבוע עלול לגרום לסטיות מבניות. כל הגורמים הללו צריכים להיות מאוזנים בעת הבחירה בו מדגם הקלד לשימוש.

שיטת PALM שתארנו מספקת פרטים סופר רזולוציה של מבנה Z-הטבעת שניתן להשוות על פני זנים שונים, מצבי תא במחזור, ותנאי גידול. יישום החידושים טכנולוגיים האחרונים עשוי לספק תובנה נוספת במנגנון cytokinetic של Z-הטבעת. לדוגמה, מציג אסטיגמציה למסלול האיתור הוא הדרך הפשוטה להוסיף יכולת תלת ממדי (~ 100 ננומטר z רזולוציה) לillust ההתקנה האופטיתדורג באיור 1 15. כמו כן, במקביל ההדמיה של שניים או יותר חלבונים באותו הזמן הפכה לאופציה ריאלית בהופעתם המהירה של חלבוני ניאון photoactivatable ספקטרלי-מובחנים. לבסוף, התפתחות חלבון פלואורסצנטי שphotoactivates באופן עצמאי-UV תאפשר ניטור ארוך טווח של תא בודד מבלי ליצור הניזק לדנ"א הנגרם על ידי תאורת ננומטר 405.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

Acknowledgements

גרנט: 5RO1GM086447-02.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
50 x MEM Amino Acids Sigma M5550
100 x MEM Vitamins Sigma M6895
IPTG Mediatech 46-102-RF
16% Paraformaldehyde Electron Micrsocopy Sciences 15710-S
SeaPlaque GTG Agarose Lonzo 50111
50 nm Gold Beads Microspheres-Nanospheres 790113-010
FCS2 Imaging Chamber Bioptechs
Stage Adaptor ASI I-3017
Inverted Microscope Olympus IX71
1.45 NA, 60x Objective Olympus
IXON EMCCD Camera Andor Technology DU897E
488-nm Sapphire Laser Coherent
561-nm Sapphire Laser Coherent
405-nm CUBE Laser Coherent

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Buddelmeijer, N., Beckwith, J. Assembly of cell division proteins at the E. coli cell center. Curr. Opin. Microbiol. 5, 553-557 (2002).
  2. de Boer, P., Crossley, R., Rothfield, L. The essential bacterial cell-division protein FtsZ is a GTPase. Nature. 359, 254-256 (1992).
  3. Lutkenhaus, J. F., Wolf-Watz, H., Donachie, W. D. Organization of genes in the ftsA-envA region of the Escherichia coli genetic map and identification of a new fts locus (ftsZ). J. Bacteriol. 142, 615-620 (1980).
  4. Bi, E. F., Lutkenhaus, J. FtsZ ring structure associated with division in Escherichia coli. Nature. 354, 161-164 (1991).
  5. Erickson, H. P., Taylor, D. W., Taylor, K. A., Bramhill, D. Bacterial cell division protein FtsZ assembles into protofilament sheets and minirings, structural homologs of tubulin polymers. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 519-523 (1996).
  6. Osawa, M., Anderson, D. E., Erickson, H. P. Reconstitution of contractile FtsZ rings in liposomes. Science. 320, 792-794 (2008).
  7. Li, Z., Trimble, M. J., Brun, Y. V., Jensen, G. J. The structure of FtsZ filaments in vivo suggests a force-generating role in cell division. Embo J. 26, 4694-4708 (2007).
  8. Betzig, E., et al. Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution. Science. 313, 1642-1645 (2006).
  9. McKinney, S. A., Murphy, C. S., Hazelwood, K. L., Davidson, M. W., Looger, L. L. A bright and photostable photoconvertible fluorescent protein. Nat. Methods. 6, 131-133 (2009).
  10. Fu, G., et al. In-vivo FtsZ-ring structure revealed by Photoactivated Localization Microisocpy (PALM). Plos One. (2010).
  11. Huecas, S., et al. Energetics and geometry of FtsZ polymers: nucleated self-assembly of single protofilaments. Biophys. J. (2007).
  12. Ma, X., Ehrhardt, D. W., Margolin, W. Colocalization of cell division proteins FtsZ and FtsA to cytoskeletal structures in living Escherichia coli cells by using green fluorescent protein. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 12998-13003 (1996).
  13. Dai, K., Lutkenhaus, J. The proper ratio of FtsZ to FtsA is required for cell division to occur in Escherichia coli. J. Bacteriol. 174, 6145-6151 (1992).
  14. Annibale, P., Vanni, S., Scarselli, M., Rothlisberger, U., Radenovic, A. Identification of clustering artifacts in photoactivated localization microscopy. Nat. Meth. 8, 527-528 (2011).
  15. Huang, B., Wang, W., Bates, M., Zhuang, X. Three-dimensional super-resolution imaging by stochastic optical reconstruction microscopy. Science. 319, 810-813 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats