Il nervo sciatico ammanettare modello di dolore neuropatico nei topi

Medicine
 

Summary

Il dolore neuropatico è una conseguenza di una lesione o malattia che colpisce il sistema somatosensoriale. Il "modello bracciale" del dolore neuropatico nei topi consiste nella impiantazione di un bracciale polietilene attorno al ramo principale del nervo sciatico. Allodinia meccanica è testato con filamenti di von Frey.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Yalcin, I., Megat, S., Barthas, F., Waltisperger, E., Kremer, M., Salvat, E., Barrot, M. The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice. J. Vis. Exp. (89), e51608, doi:10.3791/51608 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Dolore neuropatico pone come conseguenza di una lesione o una malattia che colpisce il sistema somatosensoriale. Questa sindrome risultati da cambiamenti disadattivi nei neuroni sensoriali feriti e lungo l'intero percorso nocicettivo all'interno del sistema nervoso centrale. Di solito è cronica e difficile da trattare. Per studiare dolore neuropatico e dei suoi trattamenti, diversi modelli sono stati sviluppati nei roditori. Questi modelli derivano da eziologie conosciute, riproducendo così le lesioni nervose periferiche, lesioni centrali e metaboliche-, neuropatie infettive o chemioterapia correlate. Modelli murini di lesione dei nervi periferici spesso bersaglio il nervo sciatico, che è di facile accesso e permette test nocicettivi sulla zampa posteriore. Questi modelli si basano su una compressione e / o una sezione. Qui, la procedura di chirurgia dettagliato per il "modello polsino" del dolore neuropatico nei topi è descritto. In questo modello, un bracciale di tubo in polietilene PE-20 di lunghezza standard (2 mm) è unilateralmente implanted attorno al ramo principale del nervo sciatico. Si induce una allodinia meccanica duraturo, cioè., Una risposta ad uno stimolo nocicettivo normalmente non nocicettivo che può essere valutata utilizzando filamenti von Frey. Oltre alle procedure di chirurgia e prove, l'interesse di questo modello per lo studio del meccanismo di dolore neuropatico, per lo studio del dolore neuropatico aspetti sensoriali e anxiodepressive, e per lo studio dei trattamenti di dolore neuropatico sono anche discusso.

Introduction

Il dolore neuropatico è solitamente cronica e si pone come conseguenza di una lesione o una malattia che colpisce il sistema somatosensoriale. Cambiamenti disadattivi nei neuroni sensoriali lese e lungo l'intero percorso nocicettivo all'interno del sistema nervoso centrale partecipano a questa sindrome complessa. Vari modelli sono stati sviluppati in roditori per lo studio del dolore neuropatico e dei suoi trattamenti 1-3.

Sulla base delle eziologie conosciute, i modelli di dolore neuropatico mirano a imitando la polineuropatia osservato nel diabete, le lesioni ai nervi periferici, le lesioni centrali, la nevralgia del trigemino, le neuropatie successivi alla chemioterapia, la nevralgia post-erpetica, ecc Diversi modelli di lesioni dei nervi periferici nei roditori si concentrano sul nervo sciatico. Questi modelli dipendono da una compressione e / o una sezione di questo nervo. Infatti, il nervo sciatico offre chirurgia relativa facile e un test basati sui riflessi ritiro zampa. Il models di compressione del nervo cronica comprendono, ad esempio: la lesione cronica costrizione (CCI) 4,5, il nervo sciatico ammanettare 6-9, la legatura parziale del nervo sciatico (PSL) 10, la legatura del nervo spinale (SNL) 11, o il comune peroneo nervo legatura 12. I modelli denominati "lesione del nervo risparmiato" (SNI), sono anche ampiamente utilizzati. Sono costituiti da una legatura stretta e assotomia di due dei tre rami terminali del nervo sciatico, mentre il terzo ramo rimane intatto 13-15. I vari modelli di dolore neuropatico, che prendono di mira il nervo sciatico, producono un allodinia meccanica cronica (una risposta nocicettiva ad uno stimolo normalmente non nocicettivo) sul posteriore zampa ferita.

Qui, la procedura di chirurgia dettagliato per il "modello polsino" del dolore neuropatico nei topi è descritto. Essa consiste nel fissaggio di un bracciale polietilene attorno al ramo principale del nervo sciatico 6-9. The l'uso di filamenti di von Frey è anche descritto. Questi filamenti consentono di verificare l'allodinia meccanica che è un sintomo nocicettivo lunga durata presenti in questo modello.

Protocol

I protocolli sono stati approvati dal "comité d'éthique en matière d'Expérimentation animale de Strasbourg" (CREMEAS).

1. Baseline Misura della Paw Ritiro Soglie

  1. Lasciare i topi per abituano ai servizi di polizia per almeno 10 giorni a 2 settimane prima di avviare le procedure di collaudo.
  2. Abituare i topi di von Frey test di set-up e alla procedura di von Frey che sono descritti nella sezione 4.
  3. Prima dell'intervento, valutare le soglie di ritiro zampa meccanici con filamenti di von Frey come descritto nella sezione 4.3. Nota: Ripetere la procedura in giorni separati fino ad ottenere almeno tre valori consecutivi stabili per le soglie di ritiro zampa.
  4. Assegnare il mouse ai diversi gruppi sperimentali in modo che questi gruppi inizialmente non differiscono per le soglie di ritiro zampa.

2. Procedura di chirurgia per Cuff Implantatisu

  1. Pesare l'animale. Nota: il peso corporeo mouse dovrebbe essere più di 20 g per la procedura di inserimento bracciale descritta di seguito.
  2. Anestetizzare l'animale con una iniezione intraperitoneale di 4 ml / kg di una miscela di ketamina (17 mg / ml) e xilazina (2,5 mg / ml) in 0,9% NaCl, che fornisce circa 45 min di anestesia.
  3. Controllare l'assenza di riflessi zampa pizzicando una zampa posteriore con le pinzette e verificare l'assenza di riflessi oculari per accertarsi che l'animale sia completamente anestetizzato.
  4. Radere la gamba destra dal ginocchio all'anca con un rasoio elettrico.
  5. Applicare protettiva occhio gel liquido agli occhi con un panno di cotone.
  6. Posto l'animale sul suo lato sinistro e posizionare il proprio arto posteriore su un piccolo cuscino e mantenere il diritto arto posteriore al cuscino con nastro adesivo.
  7. Disinfettare il campo chirurgico con clorexidina e il 70% di etanolo con garza o panno di cotone.
  8. Trova femore usando l'indice ed effettuare unaincisione di circa 0,5 cm parallela al femore e circa 1,5 mm anteriormente al femore.
  9. Separare i muscoli vicino al femore con due bastoni in autoclave. Note: Non tagliare mai il muscolo. Normalmente, gli strati muscolari si separano facilmente senza alcun sanguinamento e il nervo sciatico è quindi visibile. In caso di sanguinamento, utilizzare un batuffolo di cotone con punta sterile per assorbire il sangue.
  10. Inserire due bastoni in autoclave sotto il nervo sciatico per esporre il suo ramo principale, e idratare il nervo con una soluzione fisiologica sterile (0,9% NaCl).
  11. Tenere la sterile sezione pre-preparato 2 mm diviso tubo PE-20 polietilene (bracciale) 0,38 mm interno / 1,09 millimetri OD, con l'aiuto di un bastone acciaio appuntito e un morsetto bulldog.
    1. Inserire il bastone d'acciaio appuntito nel bracciale, che leggermente aprirlo.
    2. Utilizzando l'apertura laterale bracciale, inserire il bulldog ad una estremità del bracciale e paralleli al bracciale. Ruotare il bulldog (180 °) in modo che possa tenere il bracciale dallato che è opposta all'apertura laterale. Chiudere il bulldog e rimuovere il bastone d'acciaio appuntito. Nota: La rotazione avviene per permettere che tiene contro il bracciale in posizione ottimale per l'inserimento, il morsetto bulldog contribuisce anche a mantenere il bracciale parzialmente aperta. Il modello e le dimensioni del morsetto bulldog sono fondamentali per questa fase del procedimento.
  12. Avere un secondo sperimentatore tenere i due bastoni sotto il nervo e delicatamente separare i bastoni per facilitare l'accesso a una sezione del nervo sciatico che è di circa 4 mm.
  13. Inserire il bracciale 2 millimetri attorno al ramo principale del nervo sciatico, partendo inserendo la parte del bracciale che è distale al bulldog intorno alla parte del nervo che è prossimale al fianco.
  14. Chiudere il bracciale delicatamente esercitando una pressione sui due lati distali con pinze, senza comprimere o cambiare la forma del tubo. Girare il bracciale per assicurarsi che sia chiuso correttamente.
  15. Suturare lo strato di pelle rasata with nodi chirurgici.
  16. Posizionare il mouse sul lato sinistro in una gabbia casa pulita. Tenerlo sotto la lampada di calore fino a quando il mouse è sveglio.
  17. Aggiungere acqua in eccesso e mettere un po 'di chow direttamente nella gabbia casa.

3. Procedura di chirurgia per i controlli Sham

  1. Applicare la stessa procedura di chirurgia come sopra descritto dal punto 2.1 al punto 2.9, quindi seguire con gradini 2,15-2,17. Per i controlli sham, omettere i passaggi 2,10-2,14 che riguardano solo l'inserimento bracciale.

4. Von Frey Testing

  1. Posizionare il mouse in deselezionare le caselle individuali (7 centimetri x 9 cm x 7 cm) con fori, su una piastra forata elevato di acciaio liscia (1 mx 50 cm, 5 fori mm cerchio con 2,5 millimetri tra i confini di perforazione). Nota: Fino a 12 topi possono essere contemporaneamente testato su questo set-up. Animali operati possono essere provati il ​​giorno dopo l'intervento chirurgico. Tuttavia, tre giorni di recupero si consiglia di diminuire l'ipersensibilità post-operatoria osservata incontrolli sham.
  2. Lasciare gli animali si abituano per 15 minuti prima del test.
  3. Applicare i filamenti di von Frey alla superficie plantare di ogni zampa posteriore in una serie di forze ascendenti. Note: I filamenti di von Frey sono i capelli di plastica di diametro calibrato. Sono 5 cm di lunghezza e sono fissati su applicatori portatili. La velocità di applicazione filamento, il grado di flessione e la durata dell'applicazione può influenzare i valori di soglia che si ottengono con questo test 3. Con la presente procedura nei topi, i filamenti che sono il più utilizzate sono il 0,16, 0,4, 0,6, 1, 1,4, 2, 4, 6, 8, e 10 g.
    1. Applicare il filamento scelto alla superficie plantare della zampa sinistra fino a quando il filamento si piega solo. Ripetere la procedura 3-5 volte consecutive, e poi fare lo stesso con la zampa destra. Una volta che il filo è stato testato su entrambe le zampe, verificare l'animale successivo. Note: Evitare zampa bordi laterali che possono essere più sensibili. La risposta attesa è una zamparitiro, improvviso battere ciglio o zampa leccare. Considerare la risposta come positivo se almeno tre risposte attese sono osservate su cinque prove. Una data zampa viene sempre provata tre volte, ma il quarto e il quinto prove vengono fatte solo se 1 o 2 risposta (s) era (erano) osservato durante le prime tre prove. Nei topi C57BL/6J, avviare i test pre-chirurgia con 1.4 g filamento. Dopo l'intervento chirurgico, iniziare i test con la 0,4 g filamento. Se una risposta positiva si osserva con il filamento prima testato, testare un filamento di forza inferiore (anziché maggiore) al punto 4.3.2.
    2. Applicare la stessa filamento prossimi animali secondo la procedura 4.3.1. Una volta che tutti gli animali sono testati, avviare nuovamente sul primo animale con il prossimo filamento di maggiore forza. Ripetere la procedura fino a quando tutti i topi danno una risposta positiva. Note: testare ogni animale, fino a due filamenti consecutive danno una risposta positiva. Si consideri il valore grammo del filamento inferiore che ha dato una risposta positiva come dell'ingegno zampaSoglia hdrawal per questo animale.

Representative Results

I dati sono espressi come media ± SEM. Le analisi statistiche sono state effettuate utilizzando l'analisi multifattoriale della varianza (ANOVA) o spaiati t-prove secondo il disegno sperimentale. Per queste analisi, i gruppi chirurgia Sham e polsino, nonché la soluzione salina vs trattamenti farmacologici sono stati considerati come fattori tra i gruppi. Se del caso, le analisi ripetute misura sono stati utilizzati per i dati del corso del tempo. I confronti post-hoc sono stati eseguiti usando il test di Duncan. Significatività statistica è stata considerata a p <0,05.

Quando si utilizzano le procedure descritte sopra, il bracciale risultati di impianto in una allodinia ipsilaterale come illustrato nella Figura 1. Quando il mouse è abituata la procedura di prova, i valori di soglie di ritiro zampa nel test von Frey rimangono stabili nel tempo e sono non interessati dalla procedura chirurgica per sé, come illustrato negli animali Sham. Occorre tuttavia esserenotato che una allodinia post-chirurgica transitoria solito può essere osservata in topi sham. Quando tale allodinia è presente, la risposta ritiro zampa torna al basale dopo pochi giorni post-operatorie. Nei topi Cuff, l'allodinia ipsilaterale è già presente nei primi giorni post-intervento chirurgico e viene mantenuta per più di 2 mesi (v. 9 e Figura 1; F8, 344 = 29.5, p <0.001). La allodinia bracciale indotto rimane ipsilaterale nei topi C57BL/6J quando viene misurata con il test von Frey come descritto sopra, ma in altre condizioni una presenza di allodinia sulla zampa controlaterale può anche essere osservato 8. I valori assoluti di riferimento sono di solito tra 4 e 6 g in topi C57BL/6J, ma il protocollo di prova possono influenzare questi valori.

Gli antidepressivi triciclici sono tra clinici trattamenti di prima linea per il dolore neuropatico. In questo modello, il farmaco antidepressivo triciclico nortriptilina (5 mg / kg, intraperitoneale, due volte al giorno) relieves l'allodinia neuropatico dopo circa 2 settimane di trattamento, come illustrato nella Figura 2 (F7, 91 = 15,3, p <0.001; post-hoc: (CuffNor = Sham)> CuffSal p <0.001 nei giorni 29-34). A questo dosaggio, nessuna azione analgesica acuta della antidepressivo si osserva 16,17. Per simulare il sollievo dal dolore durata che è presente in pazienti che assumono tali farmaci, i topi possono essere testati prima della somministrazione del farmaco mattina piuttosto che dopo. Tale procedura permette di valutare un effetto duraturo innescato da precedenti giorni di trattamento. In questo caso, si richiede da 1 a 2 settimane di trattamento per osservare un sollievo duraturo del allodinia neuropatico. Quando il trattamento viene interrotto, una ricaduta solito si osserva entro 3 o 4 giorni 18. Accanto alcuni antidepressivi, gabapentinoids sono gli altri trattamenti di prima scelta per il dolore neuropatico. Gabapentin ha un'azione analgesica acuta e transitoria in questo modello 16, ma mostra anche un lon ritardata e g durata determinata con animali ogni giorno prima della somministrazione del farmaco (figura 3; p <0.001) azione antiallodinico. Questa azione è più veloce che con farmaci antidepressivi.

Figura 1
Figura 1. Meccanica soglie di ritiro zampa nel modello polsino del dolore neuropatico nei topi. Adult topi C57BL/6J maschi sono stati abituati alla procedura di von Frey fino ad ottenere una linea di base stabile (la linea di base è rappresentata al punto 0 sul grafico). Entrambe le zampe sono state testate. I topi polsino mostrano omolaterale allodinia meccanica come indicato dalle soglie di ritiro zampa ribassate (n = 10 per gruppo).

tp_upload/51608/51608fig2.jpg "/>
Figura 2. Ritardata azione antiallodinico di un antidepressivo triciclico. Dopo due settimane post-operatorie, i topi hanno ricevuto il trattamento intraperitoneale due volte al giorno (mattina e sera) con il 0,9% di NaCl o 5 mg / kg nortriptilina cloridrato (n = 5 o 6 per gruppo ). Il test von Frey è stato fatto prima del trattamento mattina. Con questa procedura, un'azione antiallodinico ritardata di nortriptilina si osserva, che richiede circa 12 giorni di trattamento.

Figura 3
Figura 3. Azione antiallodinico di un gabapentinoidi. Dopo tre settimane post-operatorie, i topi hanno ricevuto un trattamento intraperitoneale due volte al giorno (mattino e sera) con 0,9% NaCl o 10 mg / kg di gabapentin (n = 5 per gruppo). Il test di von Frey è stato fatto prima del trattamento mattinamento. Con questa procedura, un'azione antiallodinico ritardata e duratura di gabapentin si osserva. I dati sono presentati prima di iniziare i trattamenti e al 6 ° giorno di trattamenti.

Discussion

Il modello "cuff" è stata inizialmente sviluppata nei ratti avere una lesione costrizione cronica standardizzata e riproducibile con l'impianto di multipli polsini intorno al nervo sciatico 6. E 'stato poi modificato per impiantare un unico bracciale 7,8, anche se alcuni gruppi di ricerca utilizzano ancora di più l'inserimento del bracciale 19-22. E 'stato poi adattato per topi 9,23, che ha aperto la possibilità di usare animali transgenici. Il bracciale è di solito lunga 2 millimetri, ma altre lunghezze sono stati utilizzati anche nei ratti 22. Il tubo di polietilene dipende dalla specie: PE-20 in topi 9, e PE-60 24,25 o PE-90 7,8,26,27 nei ratti.

La allodinia meccanica viene misurata con peli von Frey. In questo test, i valori assoluti di soglie di ritiro zampa dipendono dalla superficie su cui l'animale sta 28 o dalla durata di filamenti piegatura 3, ma questi fattori non farepregiudicare il rilevamento della allodinia neuropatico.

Il modello "cuff" è di interesse per lo studio dei meccanismi del dolore neuropatico. E 'stato utilizzato per studiare i cambiamenti morfologici in mieliniche e amieliniche fibre di 6,29, e cambiamenti funzionali nei neuroni sensoriali, afferenze primarie e neuroni spinali 19,21,22,30-35. Ha permesso la dimostrazione che l'attivazione gliale e uno spostamento centrale neuronale gradiente anione partecipano cambiamenti nell'attività e nelle risposte dei neuroni nocicettivi spinali e in allodinia neuropatico 24,36-38. L'influenza dei recettori del glutammato 7,39-41, dei recettori oppioidi 16,42-45 e di recettori nicotinici 46 è stato studiato anche in questo modello.

Un altro interesse del modello è la sua risposta ai trattamenti correnti di dolore neuropatico, cioè., Gabapentinoids e antidepressivi. Simili osservazioni cliniche: gabapentinoids mostrano sian azione analgesica di breve durata acute ad alto dosaggio e un'azione ritardata sostenuto alleviare che si osserva dopo pochi giorni di trattamento, antidepressivi triciclici e serotonina e noradrenalina inibitori non hanno alcun effetto analgesico acuta a dosi rilevanti, ma che mostrano un ritardo sostenuta alleviare azione che richiede 1-2 settimane di trattamento, e l'selettivi della ricaptazione della serotonina inibitore della fluoxetina è inefficace 16. Il modello è quindi opportuno studiare il meccanismo molecolare alla base di tali trattamenti 16-18,44,45,47, che potrebbe rivelare nuovi bersagli terapeutici per testare in pazienti 48-51.

Infine, il modello permette anche lo studio delle conseguenze anxiodepressive di dolore neuropatico. Clinicamente, queste conseguenze colpiscono circa un terzo dei pazienti con dolore neuropatico, ma sono preclinically meno studiate rispetto agli aspetti sensoriali del dolore. In questo modello, uno sviluppo dipendente dal tempo di ansia e depressione similefenotipi sive-like è presente 52 e il relativo meccanismo possono così essere affrontate.

I polsini e procedure standardizzate in questo modello murino di dolore neuropatico traducono in bassa variabilità interindividuale per l'allodinia meccanica. La possibilità di utilizzare animali geneticamente modificati 17,18,44-47,52, l'allodinia lunga durata, la risposta a trattamenti utilizzati clinicamente e sviluppo tempo-dipendente dei sintomi anxiodepressive rendono questo modello appropriato per lo studio dei vari aspetti e conseguenze del dolore neuropatico e dei suoi trattamenti, che hanno già portato informazioni preziose per questo campo di ricerca.

Disclosures

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato sostenuto dal Centre National de la Recherche Scientifique (contratto UPR3212), l'Università di Strasburgo e da un NARSAD Young Investigator Grant Foundation Brain Research & Behavior (a IY). Le spese di pubblicazione sono supportate dalla rete Neurex (Programma Interreg IV Alto Reno).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PE-20 polyethylene tubing Harvard Apparatus PY2-59-8323 Splitted before surgery
Ketamine Centravet IMA004
Xylazine HCl Sigma X1251 Freshly prepared before surgery
Ocry-gel Centravet
Pliers FST 11003-12 52.5 mm straight
Bulldog clamp FST p130 18038-45
Perforated plate CTTM
von Frey filaments Bioseb NC-12775

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochim. Biophys. Acta. 1802, 924-933 (2010).
  2. Jaggi, A. S., Jain, V., Singh, N. Animal models of neuropathic pain. Fundam. Clin. Pharmacol. 25, 1-28 (2011).
  3. Barrot, M. Tests and models of nociception and pain in rodents. Neuroscience. 211, 39-50 (2012).
  4. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33, 87-107 (1988).
  5. Austin, P. J., Wu, A., Moalem-Taylor, G. Chronic constriction of the sciatic nerve and pain hypersensitivity testing in rats. J. Vis. Exp. (61), (2012).
  6. Mosconi, T., Kruger, L. Fixed-diameter polyethylene cuffs applied to the rat sciatic nerve induce a painful neuropathy: ultrastructural morphometric analysis of axonal alterations. Pain. 64, 37-57 (1996).
  7. Fisher, K., Fundytus, M. E., Cahill, C. M., Coderre, T. J. Intrathecal administration of the mGluR compound, (S)-4CPG, attenuates hyperalgesia and allodynia associated with sciatic nerve constriction injury in rats. Pain. 77, (1998).
  8. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Nerve constriction in the rat: model of neuropathic, surgical and central. 83, 37-46 (1999).
  9. Benbouzid, M., et al. Sciatic nerve cuffing in mice: a model of sustained neuropathic pain. Eur. J. Pain. 12, 591-599 (2008).
  10. Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43, 205-218 (1990).
  11. Kim, S. H., Chung, J. M. An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain. 50, 355-363 (1992).
  12. Vadakkan, K. I., Jia, Y. H., Zhuo, M. A behavioral model of neuropathic pain induced by ligation of the common peroneal nerve in mice. J. Pain. 6, 747-756 (2005).
  13. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87, 149-158 (2000).
  14. Shields, S. D., Eckert, W. A., Basbaum, A. I. Spared nerve injury model of neuropathic pain in the mouse: a behavioral and anatomic. 4, 465-470 (2003).
  15. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. J. Vis. Exp. (54), (2011).
  16. Benbouzid, M., et al. Chronic, but not acute, tricyclic antidepressant treatment alleviates neuropathic allodynia after sciatic nerve cuffing in mice. Eur. J. Pain. 12, 1008-1017 (2008).
  17. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are essential for desipramine, venlafaxine or reboxetine action in neuropathic pain. Neurobiol. Dis. 33, 386-394 (2009).
  18. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are critical for antidepressant treatment of neuropathic pain. Ann. Neurol. 65, 218-225 (2009).
  19. Balasubramanyan, S., Stemkowski, P. L., Stebbing, M. J., Smith, P. A. Sciatic chronic constriction injury produces cell-type-specific changes in the electrophysiological properties of rat substantia gelatinosa neurons. J. Neurophysiol. 96, 579-590 (2006).
  20. Ikeda, T., et al. Effects of intrathecal administration of newer antidepressants on mechanical allodynia in rat models of neuropathic pain. Neurosci. Res. 63, 42-46 (2009).
  21. Thakor, D. K., et al. Increased peripheral nerve excitability and local NaV1.8 mRNA up-regulation in painful neuropathy. Mol. Pain. 5, 14 (2009).
  22. Zhu, Y. F., Wu, Q., Henry, J. L. Changes in functional properties of A-type but not C-type sensory neurons in vivo in a rat model of peripheral neuropathy. J. Pain Res. 5, 175-192 (2012).
  23. Cheng, H. Y., et al. DREAM is a critical transcriptional repressor for pain modulation. Cell. 108, 31-43 (2002).
  24. Zhang, J., De Koninck, Y. Spatial and temporal relationship between monocyte chemoattractant protein-1 expression and spinal glial activation following peripheral nerve injury. J. Neurochem. 97, 772-783 (2006).
  25. Beggs, S., Liu, X. J., Kwan, C., Salter, M. W. Peripheral nerve injury and TRPV1-expressing primary afferent C-fibers cause opening of the blood-brain. Mol. Pain. 6, 74 (2010).
  26. Vachon, P., Massé, R., Gibbs, B. F. Substance P and neurotensin are up-regulated in the lumbar spinal cord of animals with neuropathic. 68, 86-92 (2004).
  27. Aouad, M., Petit-Demoulière, N., Goumon, Y., Poisbeau, P. Etifoxine stimulates allopregnanolone synthesis in the spinal cord to produce analgesia in experimental mononeuropathy. Eur. J. Pain. 18, 258-268 (2014).
  28. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Paw withdrawal threshold in the von Frey hair test is influenced by the surface on which the rat stands. J. Neuroci. Methods. 87, 185-193 (1999).
  29. Beaudry, F., Girard, C., Vachon, P. Early dexamethasone treatment after implantation of a sciatic-nerve cuff decreases the concentration of substance P in the lumbar spinal cord of rats with neuropathic. Can. J. Vet. Res. 71, 90-97 (2007).
  30. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Cellular mechanisms of hyperalgesia and spontaneous pain in a spinalized rat model of peripheral neuropathy: changes in myelinated afferent inputs implicated. Eur. J. Neurosci. 12, 2006-2020 (2000).
  31. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Nociceptive response to innocuous mechanical stimulation is mediated via myelinated afferents and NK-1 receptor activation in a rat model of neuropathic pain. Exp. Neurol. 186, 173-197 (2004).
  32. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Governing role of primary afferent drive in increased excitation of spinal nociceptive neurons in a model of sciatic neuropathy. Exp. Neurol. 214, 219-228 (2008).
  33. Lu, V. S., et al. Brain-derived neurotrophic factor drives the changes in excitatory synaptic transmission in the rat superficial dorsal horn that follow sciatic nerve injury. J. Physiol. 587, 1013-1032 (2009).
  34. Ruangsri, S., Lin, A., Mulpuri, Y., Lee, K., Spigelman, I., Nishimura, I. Relationship of axonal voltage-gated sodium channel 1.8 (NaV1.8) mRNA accumulation to sciatic nerve injury-induced painful neuropathy in rats. J. Biol. Chem. 286, 39836-39847 (2011).
  35. Zhu, Y. F., Henry, J. L. Excitability of AΒ sensory neurons is altered in an animal model of peripheral neuropathy. BMC Neurosci. 13, 15 (2012).
  36. Coull, J. A., et al. Trans-synaptic shift in anion gradient in spinal lamina I neurons as a mechanism of neuropathic pain. Nature. 424, 938-942 (2003).
  37. Coull, J. A., et al. BDNF from microglia causes the shift in neuronal anion gradient underlying neuropathic pain. Nature. 438, 1017-1021 (2005).
  38. Keller, A. F., Beggs, S., Salter, M. W., De Koninck, Y. Transformation of the output of spinal lamina I neurons after nerve injury and microglia stimulation underlying neuropathic. 3, 27 (2007).
  39. Fundytus, M. E., Fisher, K., Dray, A., Henry, J. L., Coderre, T. J. In vivo antinociceptive activity of anti-rat mGluR1 and mGluR5 antibodies in rats. Neuroreport. 9, 731-735 (1998).
  40. Fundytus, M. E., et al. Knockdown of spinal metabotropic glutamate receptor 1 (mGluR(1)) alleviates pain and restores opioid efficacy after nerve injury in rats. Br. J. Pharmacol. 132, (1), 354-367 (2001).
  41. Coderre, T. J., Kumar, N., Lefebvre, C. D., Yu, J. S. Evidence that gabapentin reduces neuropathic pain by inhibiting the spinal release of glutamate. J. Neurochem. 94, 1131-1139 (2005).
  42. Kabli, N., Cahill, C. M. Anti-allodynic effects of peripheral delta opioid receptors in neuropathic pain. Pain. 127, 84-93 (2007).
  43. Holdridge, S. V., Cahill, C. M. Spinal administration of a delta opioid receptor agonist attenuates hyperalgesia and allodynia in a rat model of neuropathic pain. Eur. J. Pain. 11, 685-693 (2007).
  44. Benbouzid, M., et al. Δ-opioid receptors are critical for tricyclic antidepressant treatment of neuropathic allodynia. Biol. Psychiatry. 63, 633-636 (2008).
  45. Bohren, Y., et al. µ-opioid receptors are not necessary for nortriptyline treatment of neuropathic allodynia. Eur. J. Pain. 14, 700-704 (2010).
  46. Yalcin, I., et al. Nociceptive thresholds are controlled through spinal Β2-subunit-containing nicotinic acetylcholine receptors. Pain. 152, 2131-2137 (2011).
  47. Bohren, Y., et al. Antidepressants suppress neuropathic pain by a peripheral Β2-adrenoceptor mediated anti-TNFα mechanism. Neurobiol. Dis. 60, 39-50 (2013).
  48. Choucair-Jaafar, N., Yalcin, I., Rodeau, J. L., Waltisperger, E., Freund-Mercier, M. J., Barrot, M. Β2-adrenoceptor agonists alleviate neuropathic allodynia in mice after chronic treatment. Br. J. Pharmacol. 158, 1683-1694 (2009).
  49. Yalcin, I., et al. Chronic treatment with agonists of Β2-adrenergic receptors in neuropathic pain. Exp. Neurol. 221, 115-121 (2010).
  50. Cok, O. Y., Eker, H. E., Yalcin, I., Barrot, M., Aribogan, A. Is there a place for Β-mimetics in clinical management of neuropathic pain? Salbutamol therapy in six cases. Anesthesiology. 112, 1276-1279 (2010).
  51. Choucair-Jaafar, N., et al. Cardiovascular effects of chronic treatment with a Β2-adrenoceptor agonist relieving neuropathic pain in mice. Neuropharmacology. 61, 51-60 (2011).
  52. Yalcin, I., et al. A time-dependent history of mood disorders in a murine model of neuropathic pain. Biol. Psychiatry. 70, 946-953 (2011).

Comments

2 Comments

  1. Hi,
    nice video :-) Could you please explain how you split the cuff-tubes? Any tips and tricks?

    Regards,
    Mette

    Reply
    Posted by: Mette R.
    April 21, 2015 - 5:45 AM
  2. Hi,

    If I had to guess, I would say its pretty much straight forward, just shove a fine cutter into the tube, and cut it.

    However, i'm posting here so i would be notified in case they answer with a different method

    Regards,

    Tom

    Reply
    Posted by: Tom S.
    May 7, 2015 - 4:21 AM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics