Optimal utarbeidelse av Formalin fast prøver for peptid basert Matrix assistert Laser desorpsjon/ionisering massespektrometri Imaging arbeidsflyter

Biochemistry

Your institution must subscribe to JoVE's Biochemistry section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Denne protokollen beskriver en reproduserbar og pålitelig metode for sublimering-baserte utarbeidelse av formalin fast vev til tenkelig massespektrometri.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

O'Rourke, M. B., Padula, M. P., Smith, C., Youssef, P., Cordwell, S., Witting, P., Sutherland, G., Crossett, B. Optimal Preparation of Formalin Fixed Samples for Peptide Based Matrix Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Imaging Workflows. J. Vis. Exp. (131), e56778, doi:10.3791/56778 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Bruk av matrix-assistert laser desorpsjon/ionisering, massespektrometri imaging (MALDI MSI) har ekspandert, siden denne teknikken analyserer en rekke biomolecules fra narkotika og lipider til N-glykaner. Selv om ulike eksempel forberedelser teknikker finnes, fortsatt oppdage peptider fra formaldehyd bevart vev en av de vanskeligste utfordringene for denne massen spectrometric analyse. Derfor har vi opprettet og optimalisert robust metode som bevarer romlige informasjonen i utvalget, mens fremlokkende flest ionizable peptider. Vi har også som mål å oppnå dette på en kostnadseffektiv og enkel måte, og dermed eliminere potensielle skjevhet eller forberedelse feil som kan oppstå når ved hjelp av automatisert instrumentering. Sluttresultatet er en reproduserbar og rimelig protokoll.

Introduction

Matrix-assistert laser desorpsjon/ionisering massespektrometri imaging (MALDI MSI) har vært ansatt som en basert teknikk for to tiår1,2, analysere en rekke biomolecules inkludert: lipider3, peptider2 ,4, proteiner2,5, metabolitter6,7, N-glykaner8og syntetisk molekyler som terapeutiske narkotika9,10. Hvor mange publikasjoner demonstrere nytten av denne teknikken har vokst betydelig de siste tiår6,11,12,13. Visse molekyler, som lipider, er relativt enkle å analysere via MALDI MSI, som de ionisere lett på grunn av deres kjemiske natur og krever derfor litt tidligere forberedelse3. Men for mer vanskelig mål som peptider er trinn kreves for å effektivt ionisere disse molekylene omfattende og generelt kompliserte14. Det er svært få publikasjoner som mål å adresse eller demonstrere reproduserbarhet i metoder som er ansatt for å forberede vev denne unike visuelle teknikk15. Derfor har vi samlet observasjoner og implementert optimaliseringer i én enkelt å implementere, krysskoblet metodikk som bør kreve liten eller ingen endring, for analyse av peptider fra en formaldehyd vev kilde14.

I dette manuskriptet har vi beskrev en validert, lavpris reproduserbar metode av romlige kartlegging av peptider, generert fra formalin-fast frosne (FFF) og formalin-fast parafin-embedded (FFPE) vev inndelinger. Denne metoden krever ikke eller stole på noen spesialisert instrumentering3. Spesielt ta vi mange aspekter av spesialiserte eksempel forberedelse nødvendig å analysere peptider; trinn som antigen henting16 og matrix belegg. Våre protokollen utnytter også billig utstyr og reagenser, og dermed gjør denne metodikken tilgjengelig for et bredere fellesskap som ellers ikke råd til de alternative robot apparater17.

Begrunnelsen bak utviklet en manuell eksempel forberedelse metoden var todelt: først, bruk av en sublimator skaper et enhetlig og homogene belegg av matrix krystaller som er ~ 1 µm lengde18, noe uoppnåelig med mer vanlig sprøyting teknikker. Dernest den relativt liten etableringskostnader: den totale kostnaden av tilpassede apparater var <$ 1500 AUD. Vi merke, i form av kosteffektivitet, prisen per eksempel er langt billigere når det er ingen robotsveising maskiner involvert. Bruk av sublimering har rapportert tidligere, men best av vår kunnskap, trinnvise metoder som beskriver denne prosessen og prøve forberedelse ikke har vært rapportert eller beskrevet i litteraturen.

Denne protokollen er ment å hjelpe forskere som har tilgang til en MALDI masse spectrometer og som er innstilt på å generere romlig informasjon i forbindelse med en bio-molekylet interesse19. I hovedsak er MALDI MSI en form for histologiske screening som ikke er avhengig av antistoffer eller flekker2.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Advarsel: Alle gjeldende forholdsregler bør følges når du utfører denne prosedyren, inkludert bruk av riktig personlig verneutstyr (PVU) (f.eks lab-frakker, nitrilhansker, vernebriller, etc.)

1. forberedelse av reagenser og utstyr

  1. Utarbeidelse av løsninger
    1. For å forberede 500 mL Carnoys væske, bland 100% etanol (EtOH), kloroform og iseddik i en 6:3:1 v/v/v forholdet i en ren Schott glassflaske.
    2. For å gjøre flytende nitrocellulose (NC), løses NC membran (vanligvis brukes i vestlige blotting) i ryddig aceton, av mild agitasjon, til en siste konsentrasjon av 40 mg/mL.
  2. Utarbeidelse av NC belagt lysbilder
    1. Bruk en teknikk som ligner på den som brukes for utarbeidelse av blod celleprøver for histologiske eksamen20 å forberede NC belagt lysbilder.
    2. Pipetter 40 µL av flytende NC på en av kantene på en ledende indium tinn oksid (ITO) microscope skyve. Bruker en vanlig barometer microscope skyve, dra NC under overflatespenning over lysbildet for å lage en selv tynnfilm belegg.
    3. Tillate NC tørke ved romtemperatur for 20 s og deretter lagre inntil ved romtemperatur. Lagring av prøvene under disse forholdene kan være ubestemt forutsatt vev opprettholdes og støvfritt.
      Merk: Denne metoden forberedelser er bedre kjent som "tynnfilm" og vil produsere en ensartet belegg som viskositeten av NC samt mangelen overflatespenning selv nivå i lysbildet. Den eneste omsorgen bør tas når forbereder lysbildene ikke flytte for fort, som vil skape striper av NC i stedet for en fullstendig dekning.
      Advarsel: Som flytende NC tørker raskt, er det viktig å arbeide raskt for å unngå tørking løsningen før den har blitt skikkelig spredt. Også bør utvises ved håndtering NC i flytende tilstand, som det er et svært energiske stoff og bør ikke kontakte en tennkilder å hindre brannstifter eksplosjon. NC gjennomgår også endoterm overganger når tørking og kan forårsake kaldt brannskader hvis lov til å komme i langvarig kontakt med huden eller hansker hender. For å minimere alle tilknyttede risikoer, bare små mengder bør være forberedt på hver gang (< 1 mL anbefales). Når tørr er det stabilt ved romtemperatur. Men kan NC forbli eksplosive når de finnes i store mengder.
  3. Opprettelse av egendefinerte damp kamre
    1. Klipp et stykke tykk blotting papir med en saks plass bunnen til halvparten av en standard plast Petriskål (94 mm i diameter og 3 mm tykk).
    2. Kutt papiret, forlate en rektangulær stripe i center samme størrelse som et mikroskop lysbilde, forlater nok overskytende slik at papiret vil opprettholde sin posisjon i Petriskål (supplerende figur 1).

2. forberedelse av vev

  1. FFPE vev21.
    1. Velg ønsket vev blokk og delen det på 12 µm tykkelse i en standard benk montert mikrotomen og flyter mount på NC pre-belagt ITO lysbilder.
    2. Senk lysbildene i frisk xylen for å fjerne gjenværende parafin i 2 minutter, og gjenta operasjonen en gang.
      Merk: Hvis parafin blokken er spesielt gjennomgripende eller vev er relativt lite i forhold til parafin blokken, prøvene kan varmes på 60 ° C til å smelte fleste bort før vask i xylen.
    3. Vask deparaffinized prøvene av submerging lysbildene i en gradert løsemiddel serien: 70% v/v EtOH/vann, 100% EtOH, Carnoys væske, 100% EtOH, svært rent vann og 100% EtOH. Varigheten av hver neddykking bør være 30 s, bortsett fra Carnoys væske, som må vare 2 min.
      FORSIKTIG: Carnoys væske og xylen må lagres og brukes i avtrekksvifte, som de er svært giftig ved innånding.
  2. Formalin-fast frosne (FFF) vev
    Merk: Eksempler bør allerede være frosset, riktig etter hvilken utvalg.
    1. Equilibrate vev blokken på brukstemperaturen til mikrotomen for 20 min22.
      Merk: Balanse temperatur er avhengig av vev.
    2. Delen vevet bruker en mikrotom på 12 µm og tine montere delene på en ferdig NC belagt ITO Skyv.
    3. Lagre lysbilder i et vakuum desiccator på benken i mørket.
      Merk: Utvalg kan lagres i flere uker under disse forholdene.
    4. Vask prøvene i en gradert løsemiddel serie som nevnt for FFPE vev (2.1.3).
      Merk: Det er ikke behov for en xylen deparaffinisation trinn som utvalget ikke er innebygd.

3. methylene krysskobling hydrolyse

  1. Legg eksempellysbilder (FFF eller FFPE) i en plast slide-boksen som er fylt til toppen med 20 mmol tris-HCl (pH 8,8). Forsegle esken og plasser den i et vannbad, som inneholder 500 mL vann, slik at boksen å berøre bunnen. Deretter varme den i 15 minutter ved 120 ° C i en trykkoker som kan oppnå en driftstrykk av 70 kPa.
  2. Fjerne lysbildene, la dem avkjøles og la dem tørke ved omgivelsestemperatur i 15 min.

4. vev fordøyelse

  1. Når hydrolyzed, pels prøvene med 10 µL av trypsin løsning (1 mg/mL) i svært rent vann, av pipettering 10 µL av løsningen på kanten av delen vev, deretter bruker samme pipette spissen, dra slippverktøyet over hele overflaten av vev under overflaten spenning.
    Merk: Unngå riper vevet overflaten med Pipetter spissen og spre enzymet utenfor grensene av vev kantene.
  2. Tillate prøvene å tørke ved omgivelsestemperatur.
  3. Når tørr, montere prøvene i toppen av den tidligere konstruert damp kammeret (vev vender ned) med autoklav tape på kanten av lysbildet (supplerende figur 2).
  4. Pipetter 600 µL av en løsning som inneholder en 1:1 v/v blanding av 100% acetonitrile og 50 mM ammonium bikarbonat nøye på blotting papir fingeren i den nederste delen av Petriskål til fingeren synes å være jevnt våt.
  5. Plasser den øverste halvdelen av damp kammeret nederst to, sikre papir finger og prøve lysbildet justere perfekt, og forsegle kammeret rundt engelsk med parafin film.
  6. La prøven over natten i en 37 ° C inkubator å tillate komplett fordøyelsen.

5. matrix belegg via sublimering

  1. Når fordøyd, veie eksempel lysbildet på en 5-sifret microanalytical balanse.
  2. Montere lysbildet på Sublimasjon kjøling finger og fest den med kobber bånd, på samme måte som på damp kammeret (supplerende figur 3).
    Merk: For å sikre at lysbildet kontaktet jevnt av kjøling fingeren, et lag av kobber tape er plassert på bunnen av kjøling fingeren nivå overflaten. Dette sikrer at lysbildet er jevnt avkjølt som fører til selv deponering av matrix.
  3. Plass 300 mg av α-cyano-4-hydroxycinnamic syre (CHCA) matrise i et glass petri rett på bunnen av kammeret og spredt jevnt for å skape et tynt lag av matrix krystaller.
  4. Montere sublimator og sikre de to halvdelene med hestesko klemme. Suspendere montert enhet 15-20 cm over et sand bad, forvarmet til 220 ° C, ved å plassere den i en metallring koblet til retorten stå.
  5. Koble chamber til vakuum kilden, engasjere vakuum og tillate den å stabilisere ned ~ 25 mTorr i 5 minutter.
  6. Pack kjøling fingeren til toppen med is og legge til 50 mL vann. La apparatet betale for en ytterligere 5 min før du fortsetter.
  7. Nedre kammeret onto overflaten av sand, sikre sanden helt kontakter bunnen av kammeret, og la den i 45 minutter å lage en ideell belegg 0.22 mg/cm2
    FORSIKTIG: Bør utvises ved håndtering glass på høy vakuum, som skade apparatet, mens evakuert, kan resultere i katastrofal svikt i glass kammeret.
  8. Etter 45 minutter, Fjern kammeret fra sand bad ved å heve metallringen og ventilere kammeret.
    Merk: Når kammeret har blitt lokket, lysbildet må fjernes raskt som vann i luften vil begynne å kondensere på frysing finger og eksempel på lysbildet.
  9. Fjern lysbildet og veie det slik ønsket belegget er oppnådd.
    Merk: Hvis mangelfull belegg er oppnådd, bare gjenta sublimering prosessen for lysbildet til ønsket belegg tykkelse er oppnådd.

6. recrystallization

  1. Når sublimert, montere eksempel lysbildet i toppen av tidligere konstruert damp kammeret, som beskrevet tidligere (vev vender ned).
  2. Pipetter 600 µL av en løsning som inneholder en 1:1 (v/v) blanding av 100% acetonitrile og 0,1% v/v trifluoroacetic syre i vann nøye på blotting papir i den nederste delen av Petriskål å sikre en aften belegging.
  3. Montere kammeret, sikre papir kategorien og mikroskopet lysbildet perfekt, og la i en 37 ° C inkubator 1t.
    Forsiktig: Ikke forsegle kammeret.
    Merk: Når recrystallized, normalt gule nyanse av matrix bør endre til hvit ser mindre skinnende og vises veldig selv. Dette indikerer at recrystallization er blitt utført riktig.
  4. Prøven er nå klar for analyse.

7. instrumentering

  1. Skanne lysbildet i en planskanner å opprette et digitalt bilde.
  2. Laste inn prøven i masse spectrometer og deretter analysere ved hjelp av riktig programvare-plattformen.
  3. Analysere prøvene i positivt ion reflectron modus med en masse rekke 750-3500 Da, med en spot oppløsning som gjelder for det ønskede resultatet. I de fleste tilfeller, 20-50 µm raster bredde er tilstrekkelig, men så lite som 10 µm kan være brukt15.
    FORSIKTIG: MALDI UV lasere er en kilde til ioniserende stråling, og bør ikke bli sett direkte. Kontroller at laser finnes i instrumentet skjerming før operasjonen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Hvis du følger riktig, gir denne protokollen bilder som tydelig representerer brutto morfologi av vev uten riper eller andre deformasjoner (figur 1). Ideell valideringen for en riktig utført eksempel forberedelse, er muligheten til å skille mellom ulike fysiske strukturer avskiftende molekyl som vises (figur 2).

En god guide avgjør om prøvene er utarbeidet feil er å sjekke for delocalization eller matrix samling; peptid er som går utover grensene til fysiske vevet perfekt indikatorer som molekyler har flyttet under eksempel forberedelse. Dette er forklart i detalj i O'Rourke og Padula (2017)15.

Produsert peptid spekteret bør inneholde en høy overflod av diskrete molekyler som er godt fordelt over den valgte massen utvalg1,23 (dette er i stor grad prøve avhengige, men det er ikke uvanlig å se over 50 diskret peptid signaturer fra FFPE vev) (Figur 3)18.

Figure 1
Figur 1 : Et korrekt klargjorte utvalg av FFF menneskelige hjernevev. Denne behandlet vev prøven har blitt avbildet på 50 µm og viser god makro struktur og en klar forskjell mellom hvit substans (WM) og grå materie (GM). Vellykket forberedt eksempler viser klart differensiering av ulike vev steder. Her er det en klar regionen opp-regulering av peptid (representert av masse-til-lade forhold, M/Z) 1085 i regionen WM A. differensiering er videre bevist ved fravær av definerte figuren i panelet B-panelet etterfulgt av sin retur i panelet C. Ved assaying fordelingen av tre ulike molekyler på samme vev delen og viser at noen er jevnt fordelt, mens andre er begrenset til atskilte fysiske plasseringer, kan vi se at prøven forberedelse er utført riktig. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2 : En feil forberedt del av FFF menneskelige hjernevev. Denne prøven har blitt avbildet på 50 µm men viser en stor grad av delocalization. Mønstre av molekylene finnes over paneler 1, 2 og 3 tydelig vise at, i motsetning til figur 1, er det ingen klar definisjon mellom biologiske regioner eller forskjeller i overflod av molekylene vises. Siden bildene er den samme uansett molekylene er valgt for visning, kan vi konkludere med at det har vært delocalized på grunn av feil forberedt. Siden dette er hjernevev, fornuftig dette resultatet ikke logisk, biologiske. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3 : Global mass spekteret av bildet som vises i Figur 1. Spekteret inneholder en overflod av peptid signaturer over den nedre enden av massen utvalg, med mange høye masse peptid topper finnes også. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Supplementary Figure 1
Supplerende figur 1 : Skjematisk for skjæring blotting papir i damp chamber. Tykk blotting papir kuttes i en sirkulær form med en diameter på 94 mm. En rektangulær fane er også kuttet ut tilsvarer størrelsen på en standard barometer microscope skyve. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Supplementary Figure 2
Supplerende figur 2 : Samlingen skjematisk av damp chamber. Dette skjemaet viser hvordan damp kammeret skal samles med bestemt merke til hvordan eksempellysbilder, blotting papir og teip samsvarer med hverandre. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Supplementary Figure 3
Supplerende figur 3 : Skjematisk av sublimering kammer forsamling: Denne illustrasjonen viser hvordan eksempel lysbildet, sublimator og varmeapparatet er ordnet slik at reproduserbar sublimering. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne protokollen ble utformet for å maksimere generasjonen av ionizable molekylær arter mens de eliminerer delocalization av analytter. De viktigste faktorene skal bruke samme overordnede prinsipp når matrise, fordøye prøven eller recrystallizing etter sublimering24; nemlig, at en selv deponering av damp, matrise eller ellers må opprettes og vedlikeholdes. Pipettering løsemiddel vasker for recrystallization og fordøyelsen, jevnt under prøven, hindrer noen personlige området mottar mer løsemiddel damp enn noe annet sted. Dette er viktig for å hindre dannelsen av synlig kondens samlet hemmer delocalization av overflaten molekyler, samt sikre at prøven er jevnt fordøyd og recrystallized. Det er viktig å oppnå en selv deponering av matrix, som lite viser en relativt lav intensitet og mangfoldet av arter, og for mye vil undertrykke ioner fra utvalget, også senke intensiteten og mangfoldet av arter25. For å oppnå en selv deponering av matrisen, kan du sikre at en selv, tynne lag av matrix krystaller av en homogen størrelse, er plassert direkte under fotavtrykk av suspendert microscope skyve. Hvis laget er ujevn eller for tynn, deretter sublimering av matrisen vil fortsette for sakte eller blir ujevn26. Potensialet problemer med manuell program løsemiddel og enzym kommer ned til personlige opplevelsen av brukeren. Noen grad av "praksis" er nødvendig for å sikre et repeterbare resultat, og det kan være noen innledende utilsiktet feil forberedelser. Men hvis omsorg er tatt for å sikre at det endelige bildet er egenskapene for "gode" utvalget vi har gitt, så noen feil forberedt eksempler vil ikke føre til falske biologiske konklusjoner.

For å effektivt fordøyelig en Vevsprøve bevart i formaldehyd (FFPE eller FFF), er det viktig å fjerne så mange av methylene krysskoblinger som mulig før trypsin deponering16. Dette gjøres enkelt ved oppvarming eksemplet i en trykkoker på > 100 ° C, for en kort varighet, uten å egentlig forårsake bobler som kan mekanisk distansere prøven. Vev kan lett gå tapt når behandlet slik, så for å bekjempe dette, NC lysbilder er ansatt. Mens ikke kritisk, sikrer den fysiske integriteten til prøven når de utsettes for varme, trykk og organiske løsemidler. Fordøyelsen av prøven oppnås deretter ved å bruke enzymet i en tilstand som hindrer dens aktivisering og deretter la det tørke, dvs suspendert i svært rent vann. Damp kammeret deretter følger samme prinsipp som recrystallization, gir nok av et fuktig miljø å tillate lokaliserte bevegelse av enzymet møter og cleave protein ryggraden, men ikke nok "væte" slik at de resulterende peptidene å drive betydelig fra deres første sted26. Pipettering direkte i lysbildet vil ikke delocalize noen overflate analytter, effekten av gjenværende crosslinking og den generelle insolubility av store proteiner i vannet.

Selv om vi har fokusert på anvendelse av denne metodikken til peptider, kan det brukes like enkelt å arbeidsflyter for analyse av metabolitter, lipider og intakt proteiner. Noen skritt må være fjernet eller utvidet; intakt protein imaging krever ikke proteolytisk cleavage trinn, men grunnleggende arbeidsflyten eksempel snitting og montering etterfulgt av matrix sublimering, recrystallization og analyse kan brukes til nesten hvilken som helst utvalg. Vår intensjon for utvikling av denne protokollen og sikre pålitelig og robust gjennom omfattende empirisk undersøkelser, var å lage en metode som krever liten eller ingen endring, som bruker billig utstyr, og er mottakelig for et bredt fellesskap med varierende grad av instrumentering og biokjemiske ferdigheter. Vi håper at dette åpner nye muligheter for undersøkelsen skal laboratorier som ville ha ellers forkastet denne teknikken som for komplisert eller dyrt. Vi er også overbevist om at vi har gitt den første definitive prøve forberedelse metoden for peptid MSI. På skrivende stund, har de fleste metoder vært stort sett instrumentering-basert, med særlig vekt på brukervennlighet av robot sprøyting basert metoder27,28,29. Det har også vært lite i veien for pålitelig methylene hydrolyse metoder med formodning riktig prosedyre og apparatet brukes.

Avslutningsvis anser vi at bruk av ovennevnte metodene til FFPE og FFF vev, vil resultere i større tillit i virkningen av MSI for analyse av peptider.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingen interessekonflikt eller kommersiell interesse å avsløre

Acknowledgements

Forfatterne ønsker å erkjenne Sydney Medical School Foundation og Blues og grunnlaget for finansiering del av dette arbeidet gjennom sine PhD Stipendprogram for Alzheimers sykdom forskning og en bue Discovery stipend (DP160102063) tildelt PKW.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cryo Microtome Leica CM3050 For preparation and section of tissue.
Indium Tin Oxide Microscope slides Bruker 8237001 For preparation and section of tissue.
Coplin Jars Sigma Aldrich S5516 For preparation and section of tissue.
Pressure Cooker Kambrook KPR620BSS For preparation and section of tissue.
Sublimator Chem Glass NA For sublimation procedure. Similar in design to the CG-3038 however it was custom made 
Sand bath NA NA For sublimation procedure. Fine grade river sand held in folded aluminium foil sourced from outside not from any specific company
Glass Petri Dish Sigma Aldrich CLS70165100 For sublimation procedure.
Vacuum Pump NA NA For sublimation procedure. Sourced as a spare part from an old mass spectrometer 
Cold trap Chem Glass CG-4510-02 For sublimation procedure.
Hot Plate John Morris EW-15956-32.  For sublimation procedure.
Plastic petri dish Sigma Aldrich Z717223 For sublimation procedure.
37 °C incubator NA NA For sublimation procedure. Not applicable, incubator is non sterile and over 30 years old 
Blotting paper Sigma Aldrich P7796 For sublimation procedure.
Nitrocellulose  Sigma Aldrich N8395 For washing of slides.
Acetone Sigma Aldrich 650501 For washing of slides.
Xylene Sigma Aldrich 214736 For washing of slides.
100% EtOH Sigma Aldrich 1.02428 For washing of slides.
70% EtOH Sigma Aldrich NA For washing of slides. Made in lab from 95% stock ethanol 
Chloroform Sigma Aldrich C2432 For washing of slides.
Glacial Acetic Acid Sigma Aldrich ARK2183 For washing of slides.
Tris HCL pH 8.8 Sigma Aldrich TRIS-RO For proteolytic cleavage. Powder made to 1M followed by equilibration with 32% HCl to PH 8.8
Milli Q Ultra-Pure Water Sigma Aldrich NA For proteolytic cleavage. Purification performed in house by sartorious water purification system
Ammonium Bircarbonate Sigma Aldrich A6141 For proteolytic cleavage. 
Trypsin Sigma Aldrich T0303 For proteolytic cleavage. 
CHCA Matrix Sigma Aldrich C2020 For recrystallisation.
Acetonitrile Sigma Aldrich 1.00029 For recrystallisation.
Trifluoroacetic Acid (TFA)  Sigma Aldrich 302031 For recrystallisation.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J Mass Spectrom. 38, (7), 699-708 (2003).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples: Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal Chem. 69, (23), 4751-4760 (1997).
  3. Jackson, S. N., et al. MALDI-Ion Mobility Mass Spectrometry of Lipids in Negative Ion Mode. Analytical methods : advancing methods and applications. 6, (14), 5001-5007 (2014).
  4. O'Rourke, M. B., Djordjevic, S. P., Padula, M. P. A non-instrument-based method for the analysis of formalin-fixed paraffin-embedded human spinal cord via matrix-assisted laser desorption/ionisation imaging mass spectrometry. Rapid Commun Mass Spectrom. 29, (19), 1836-1840 (2015).
  5. O'Rourke, M. B., Raymond, B. B. A., Djordjevic, S. P., Padula, M. P. A versatile cost-effective method for the analysis of fresh frozen tissue sections via matrix-assisted laser desorption/ionisation imaging mass spectrometry. Rapid Commun Mass Spectrom. 29, (7), 637-644 (2015).
  6. Chughtai, K., Heeren, R. M. Mass spectrometric imaging for biomedical tissue analysis. Chem Rev. 110, (5), 3237-3277 (2010).
  7. Ye, H., et al. MALDI mass spectrometry-assisted molecular imaging of metabolites during nitrogen fixation in the Medicago truncatula-Sinorhizobium meliloti symbiosis. Plant J. 75, (1), 130-145 (2013).
  8. Powers, T. W., et al. MALDI imaging mass spectrometry profiling of N-glycans in formalin-fixed paraffin embedded clinical tissue blocks and tissue microarrays. PLoS One. 9, (9), 10655 (2014).
  9. Rompp, A., Spengler, B. Mass spectrometry imaging with high resolution in mass and space. Histochem Cell Biol. 139, (6), 759-783 (2013).
  10. Shariatgorji, M., Svenningsson, P., Andren, P. E. Mass spectrometry imaging, an emerging technology in neuropsychopharmacology. Neuropsychopharmacology. 39, (1), 34-49 (2014).
  11. Alexandrov, T. MALDI imaging mass spectrometry: statistical data analysis and current computational challenges. BMC Bioinformatics. 13, Suppl 16 11 (2012).
  12. Weaver, E. M., Hummon, A. B. Imaging mass spectrometry: From tissue sections to cell cultures. Adv Drug Deliv Rev. 65, (8), 1039-1055 (2013).
  13. Watrous, J. D., Dorrestein, P. C. Imaging mass spectrometry in microbiology. Nat Rev Microbiol. 9, (9), 683-694 (2011).
  14. O'Rourke, M., Padula, M. The Non-Instrument Based Preparation of Tissue Samples Destined for Imaging Mass Spectrometry (IMS) Analysis. Protocol Exchange. (2017).
  15. O'Rourke, M. B., Padula, M. P. A new standard of visual data representation for imaging mass spectrometry. Proteomics Clin Appl. 11, (3-4), (2017).
  16. O'Rourke, M. B., Padula, M. P. Analysis of formalin-fixed, paraffin-embedded (FFPE) tissue via proteomic techniques and misconceptions of antigen retrieval. Biotechniques. 60, (5), 229-238 (2016).
  17. Casadonte, R., Caprioli, R. M. Proteomic analysis of formalin-fixed paraffin-embedded tissue by MALDI imaging mass spectrometry. Nat. Protocols. 6, (11), 1695-1709 (2011).
  18. Ong, T. H., et al. Mass Spectrometry Imaging and Identification of Peptides Associated with Cephalic Ganglia Regeneration in Schmidtea mediterranea. J Biol Chem. 291, (15), 8109-8120 (2016).
  19. Seeley, E. H., Caprioli, R. M. Molecular imaging of proteins in tissues by mass spectrometry. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, (47), 18126-18131 (2008).
  20. Blood-smear showing Experimental Infection with Herpetomonas. Proc R Soc Med. 18, Sect Trop Dis Parasitol 55 (1925).
  21. Gorrie, C. A., et al. Effects of human OEC-derived cell transplants in rodent spinal cord contusion injury. Brain Res. 1337, 8-20 (2010).
  22. Wu, Q., Comi, T. J., Li, B., Rubakhin, S. S., Sweedler, J. V. On-Tissue Derivatization via Electrospray Deposition for Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Imaging of Endogenous Fatty Acids in Rat Brain Tissues. Anal Chem. 88, (11), 5988-5995 (2016).
  23. Sturm, R. M., Greer, T., Chen, R., Hensen, B., Li, L. Comparison of NIMS and MALDI platforms for neuropeptide and lipid mass spectrometric imaging in C. borealis brain tissue. Anal Methods. 5, (6), 1623-1628 (2013).
  24. Kompauer, M., Heiles, S., Spengler, B. Atmospheric pressure MALDI mass spectrometry imaging of tissues and cells at 1.4-mum lateral resolution. Nat Methods. 14, (1), 90-96 (2017).
  25. Yang, J., Caprioli, R. M. Matrix sublimation/recrystallization for imaging proteins by mass spectrometry at high spatial resolution. Anal Chem. 83, (14), 5728-5734 (2011).
  26. Rohner, T. C., Staab, D., Stoeckli, M. MALDI mass spectrometric imaging of biological tissue sections. Mech Ageing Dev. 126, (1), 177-185 (2005).
  27. Li, B., Bhandari, D. R., Rompp, A., Spengler, B. High-resolution MALDI mass spectrometry imaging of gallotannins and monoterpene glucosides in the root of Paeonia lactiflora. Sci Rep. 6, 36074 (2016).
  28. Spengler, B. Mass spectrometry imaging of biomolecular information. Anal Chem. 87, (1), 64-82 (2015).
  29. Widlak, P., et al. Detection of molecular signatures of oral squamous cell carcinoma and normal epithelium - application of a novel methodology for unsupervised segmentation of imaging mass spectrometry data. Proteomics. 16, (11-12), 1613-1621 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics