Retrograd spårning av Drosophila embryonala motoriska nervceller med lipofila fluorescerande färgämnen

Developmental Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Developmental Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Vi beskriver en metod för retrograd spårning av Drosophila embryonala motoriska nervceller med lipofila fluorescerande färgämnen.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Inal, M. A., Banzai, K., Kamiyama, D. Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes. J. Vis. Exp. (155), e60716, doi:10.3791/60716 (2020).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Vi beskriver en teknik för retrograd märkning av motoriska nervceller i Drosophila. Vi använder en oljeupplöst lipofila färgämne och leverera en liten droppe till en embryonal filé beredning av en mikroinjektor. Varje motor neuron vars membran kontaktas av DROPP kan sedan snabbt märkas. Enskilda motoriska neuroner är kontinuerligt märkta, vilket gör att fina strukturella Detaljer tydligt visualiseras. Med tanke på att lipofila färgämnen finns i olika färger, tekniken ger också ett sätt att få intilliggande nervceller märkta i Multicolor. Denna spårningsteknik är därför användbar för att studera neuronala morfogenes och synaptisk konnektivitet i motorneuron system av Drosophila.

Introduction

Det embryonala motor neuron systemet i Drosophila erbjuder en kraftfull experimentell modell för att analysera mekanismerna bakom utvecklingen av centralanervsystemet (CNS)1,2,3. Den motoriska neuron systemet är mottaglig för biokemiska, genetiska, avbildning, och elektrofysiologiska tekniker. Med hjälp av teknikerna kan genetiska manipulationer och funktionella analyser utföras på samma nivå som enskilda motoriska neuroner2,4,5,6.

Under tidig utveckling av nervsystemet, neuroblaster dela och generera ett stort antal glia och neuroner. Den spatiotemporal relationen mellan delaminering och gen uttrycks profilen för neuroblaster har tidigare undersökts i detalj7,8,9. När det gäller motor neuron systemet, bildandet av embryonal neuromuskulär korsning (NMJ) har studerats utförligt med hjälp av aCC (främre hörncell), RP2 (rå räka 2), och RP5 motoriska nervceller2,10. Till exempel, när RP5 motor neuron bildar en begynnande synaptisk korsning, den pre Synaptic och efter Synaptic filopodia blandas11,12,13. Sådan direkt cellulär kommunikation är avgörande för att initiera NMJ bildandet. I motsats till vad vi vet om perifera nerv grenar, vår kunskap om hur motor dendriter initiera synaptisk anslutning inom CNS är fortfarande primitiv.

I denna rapport presenterar vi en teknik som möjliggör retrograd märkning av motoriska nervceller i embryon med hjälp av micropipett-medierad leverans av lipofila färgämnen. Denna teknik gör det möjligt för oss att spåra 38 motoriska nervceller innervating var och en av de 30 kroppen väggen muskler i en Hemi-segmentet på 15 h efter äggläggning (AEL)14. Genom att använda denna teknik, vår grupp har grundligt undersökt många vinst-of-funktion/förlust-av-funktion alleler15,16,17. Vi har nyligen avslöjad de molekylära mekanismer som driver initiering av motor Dendrit anslutning och visade att en Dscam1-dock-Pak interaktion definierar platsen för Dendrit utväxt i aCC motor neuron17. I allmänhet, denna teknik är anpassningsbar för fenotypisk analys av alla embryonala motoriska nervceller i vilda typ eller mutant stammar, förbättra vår förmåga att ge nya insikter i funktionell design av Drosophila nervsystemet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. utrustning och förbrukningsmaterial

  1. Material för att samla in embryon och utbilda vuxna att lägga ägg
    1. Förbered filtrerings anordningen genom att bryta ett 50 mL rör och skära öppna ett hål i locket för att ställa in ett nätfilter med porer på 100 μm (tabell över material) i mellan röret och locket.
      Anmärkning: Alternativt kan cell silar med porer på 100 μm (tabell över material) användas för filtrering steg embryosamling.
    2. Gör agar plattor med druvagar premix (tabell över material) enligt de angivna instruktionerna. Kort, försiktigt röra 1 paket av pulvret blanda i 500 mL rumstemperatur (RT, 23 ° c) dH2O och mikrovågsugn den upplösta blandningen till kraftig koka. Efter kylning ner till 70 − 75 ° c, Häll blandningen i petriskålar (60 mm). Efter att agar stelnat, förvara plattorna vid 4 ° c.
    3. Förbered jästpasta genom att blanda aktiv torrjäst (tabell över material) och vatten till en pasta konsistens, och hålla vid 4 ° c.
    4. Använd ägg uppsamlings burar (för 60 mm petriskål, tabell över material) som ger tillräckligt med luftflöde.
  2. Beredning av dissektion nålar och Dye injektion Mikropipetter
    1. Förbered färg injektion mikropipett och dissekera nål från samma kapillärslang med en innerdiameter på 0,6 mm och en yttre diameter på 1,2 mm (tabell över material). Dra kapillärslangen av en micropipett avdragare på 7% från 170 V maximal effekt (tabell över material) för att skapa en skarp nål med en Kona på ~ 0,4 cm i längd.
    2. För färgning injektion, justera mikropipett med en micropipett maskin (tabell över material) med en bubbla avfasning teknik som beskrivs i instrumentets manual.
      1. I korthet, blöt kvarnen med en vätning agent (tabell över material) för att förhindra att vattnet från "dra" nålen spetsen. Placera nålen på mikropipettklämman vid 25 − 30 ° och sänk spetsen på två tredjedelar av radien ut från mitten av avfasnings ytan. Slipa nålen medan en spruta med slang skjuter in luft i nålen, för att säkerställa att mikropipetten kommer att vara klar av glasspån.
      2. Märk mikropipetten med en fin-Tip permanent markör för att indikera placeringen av öppningen vid spetsen efter avfasning eftersom det är utmanande att lokalisera den smala öppningen av mikropipett som bildas i en vinkel.

2. förberedelse för insamling av embryon

  1. Se till att den vuxna flugor (20 − 40 vildtyp Canton-S eller vita flugor), män och kvinnor, upprätthålls i unga (< 7 dagar) och friska villkor för den ideala ägget samlingen.
    Anmärkning: för att stimulera äggläggning, flugor är utbildade i deras ägg samling bur ett par dagar före ägg insamling på agar plattor strimmiga med jäst pasta minst en gång varje dag.

3. iscensättning av embryon

  1. Låt flugor att lägga ägg över natten (eller minst 15 h) vid RT att samla in embryon vid 15 h AEL, dvs steg 1618, för att Visa dendritogenesis av ACC och RP3 motoriska nervceller. På morgonen, samla plattan med äggen.
    Anmärkning: embryona vid 15 h AEL kommer att ha en distinkt 4-kammare Gut18. För avbildning olika stadier följa deras specifika morfologiska kriterier och åldrande villkor.
  2. För att samla in embryon, dekorionat äggen som på plattan med 50% blekmedel för 5 min.
  3. När chorions har rensat, häll innehållet i plattan genom filtrering apparat eller cell SIL att isolera embryon. Med en pressa flaska vatten, späd blekmedel kvar på plattan och samla så många embryon som möjligt genom att Dekantera blandningen i filtret.
  4. Tvätta embryona på filtret 3 − 4x med mer vatten eller tills blek lukt försvinner. Ta bort filtret från apparaten och tvätta embryona på en annan ren tallrik med vatten. Häll av vattnet från den nya plattan som embryona är på.
  5. Förbered en glasskiva genom att täcka den med två skikt av vinyltejp i mitten, bildar en rektangel. Skär en rektangulär pool ur tejpen med hjälp av ett rakblad. Placera en tunn remsa av dubbelhäftande tejp mot den övre änden av poolen, det är där embryona kommer att placeras som visas i figur 1.
  6. Med hjälp av fin tång, Välj individuellt 5 − 10 embryon vid 15 h AEL och placera dem på dubbelhäftande tejp med ryggsidan vänd uppåt. Tillsätt insekts ringarens saltlösning19 till dissekeringsbassängen för att skydda embryona från uttorkning (figur 1).

4. dissektion och färgning

  1. Med hjälp av en glasnål under en dissekera Mikroskop (tabell över material), skär genom mittlinjen av ett enda embryo vid dess yta från dess bakre till dess främre änden. Dra sedan embryot ut från vitellinmembranet från tejpen på glaset (boxed i figur 1). Var försiktig så att inte embryots inre vävnader skadas.
  2. Vänd epitelial vävnader från centrum och fäst epidermal kant på ytan av glaset bilden (figur 1, infällbart).
  3. Med hjälp av en slang-ansluten nål med en spets öppning av ~ 300 μm (beredd genom att bryta den tunna spetsen av en dissektion nål), aspirera eller blåsa luft att lossa och ta bort den dorsala längsgående trakeal stammar samt eventuella kvarvarande tarvar.
  4. Använd 4% PARAFORMALDEHYD (PFA) i fosfatbuffrad saltlösning (PBS) för att fixera embryona i 5 min vid RT. Tvätta embryona 3x med PBS.
  5. Fläcken embryon med 1 μL av anti-pepparrot peroxidasantikroppar konjugerat med cyanine 3 Dye (anti-HRP Cy3) (tabell över material) i 200 μl PBS för 1 h. Tvätta embryona med PBS 3x efter färgning.
    Anmärkning: färgen på anti-HRP kan ändras baserat på lipofila färgämnen val för injektion.

5. fyllning av Injektionsmikropipett

  1. Värmelipofila färgämnen (5 mg/mL av DiO eller DiD, tabell över material) till 60 ° c i en 1:10 blandning av etanol: vegetabilisk olja före användning.
  2. Förbered en oljeupplöst Dye Slide för injektion micropipett. Placera mikropipetten i kapillärhållaren (figur 2, #1). Med hjälp av micromanipulator (tabell över material), justera mikropipett att vara över färgämnet bilden. Justera sedan scenen för att placera mikropipetten på färgämnet (figur 2, #2).
  3. För att fylla på mikropipetten, Använd en mikroinjektor (tabell över material) (figur 2, #3). Samla upp färgämnet i mikropipetten genom att ställa in Pi (insprutningstryck) mellan 200 − 500 hPa (hektopascal), Ti (insprutningstid) mellan 0,1 − 0,5 s och pc (kompensations tryck) till 0 hPa i 5 minuter (figur 2, #4).
  4. När färgämnet har samlats in, ta bort färgämnet bilden och placera provet på mikroskopet scenen. Öka sedan Pc till ett intervall på 20 − 60 hPa innan du sänker mikropipetten i provet för att förhindra kontaminering av PBS genom kapillärverkan.

6. färg injektion i nervceller

  1. Lokalisera embryot i mitten med hjälp av mikroskopet med 10X objektiv (tabell över material) och rikta in mikropipett med embryot.
    Notera: storleken på färg droppens storlek kan justeras genom att ändra Pi eller storleken på öppningen av mikropipettspetsen. Droppet bör vara 10 − 20 μm, vilket är ungefär bredden av 1 muskel.
  2. Ändra objektivlinsen till en vatten-Immersion 40x objektiv (tabell över material) och sänk linsen i PBS att se embryot.
    1. Använd fluorescensmikroskopi för att kontrollera neuronala morfologi märkt av anti-HRP Cy3 och bestäm injektionsstället.
    2. Under injektionen, Använd brightfield mikroskopi för att se färgämnet droplet. När embryot är i fokus, ändra positionen för mikropipett för att göra skonsam kontakt med spetsen av axon av intresse (t. ex., aCC, RP3).
    3. Släpp färgämnet i en höger buk (a2 − A6) Hemi-segmentet vid den neuromuskulära korsningen av aCC eller RP3 (figur 3) med antingen DID eller DiO, genom att använda de nervceller som är märkta med anti-HRP Cy3. Använda handkontrollen (mus; Figur 2, 5) frigör färgämnet och ta bort mikropipetten efter att ha droppat färgämnet med micromanipulatorn och gå vidare till nästa injektionsställe.
      Anmärkning: till skillnad från andra färgämnen (t. ex., Lucifer gul, calcein) som sprids till angränsande celler genom gap korsningar, lipofila färgämnen associera med cellmembran och inte överföra till grannar. På grund av den relativt stora storleken på färgämnet droplet, men denna teknik resulterar också i märkning av samarbetar musklerna (figur 3A).
  3. Inkubera provet vid RT för 1 h efter Dye-släpp före avbildning.
    Obs: protokollet kan pausas här innan monteringen, och provet kan hållas vid 4 ° c över natten. Lipofila färgämnen kan också levereras med Jontofores, om en intracellulär direktkopplad (DC) förstärkare är lätt tillgänglig20.

7. avbildning med ett konfokalmikroskop

  1. Ta bort dubbelhäftande tejp och vinyltejp från glas bilden med hjälp av pinpetten.
  2. Förbered en täckslip (22 x 22 mm2 No. 1 täckglas) med en liten mängd vakuum fett (tabell över material) vid de fyra hörnen och försiktigt placera på provet, undvika luftbubblor. Ta bort överflödig PBS med hjälp av uppgift vindrutetorkare.
  3. Tryck ned täckbladet för att justera arbetsavståndet mellan objektivlinsen och provet. Helt täta kanterna på locket slip med nagellack.
  4. Bild med 10X och 100x förstoring med hjälp av ett konfokal Mikroskop.
  5. Använd ImageJ programvara för bearbetning av RAW-bilder från Mikroskop (tabell över material).
    Anmärkning: observation måste inledas inom 10 min efter montering för de bästa bilderna. Annars, vid RT, kommer färgen sprids till platser intill injektionsstället skapa oönskade bakgrund för avbildning. För att bromsa spridningen av färgämne, kan provet lagras vid 4 ° c för ett par timmar.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En representativ bild av aCC och RP3 motoriska nervceller visas i figur 3C för att demonstrera Multicolor märkning av motoriska nervceller vid 15 h AEL. Deras dendritiska morfologier är till stor del invariant mellan embryon. Det infärgnings mönster som erhålls med anti-HRP-antikropp visas i grått. En liten droppe av DiO eller gjorde var deponeras på NMJ av muskel 1 eller 6/7, respektive. Figur 4 visar förmåga att kvantitativt mäta fenotypen av intresse. Vi räknade det totala antalet Dendrit tips i en vild typ, jämfört med en mutant (t. ex., dscam1-/-).

Figure 1
Bild 1: inställning av dissektion pool. Den blå kammaren ses på glas bilden skapas med vinyl tejp hålla buffertar inuti. Den dubbelsidig tejp håller på embryon som är korrekt inriktade. Också visas i det nedre vänstra hörnet är ett exempel på en dissekerade embryo i saltlösning. Den främre änden är på toppen i detta och alla efterföljande siffror. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: utrustning för färg injektion. Glas pipettmärkning i figuren visar installationsplatsen för glaspipetten (1). Den EPI-fluorescerande Mikroskop är utrustad med en LED-ljuskällan och en serie av filteruppsättningar. Micromanipulatorn (2) och mikroinjektionsanordningarna (3) är märkta till höger om mikroskopet. Infälld är en närbild av visningen av mikroinjektionsapparat (4) med lämpliga värden för pi, Tioch pc). Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3: lipofila färgämnen preparat av retrogradely märkta motoriska nervceller. (A) Retrograde-märkta motoriska nervceller och deras mål muskler. ACC motor neuron innervating muskel 1 (DiO: excitation/emission, 484 nm/501 nm); den RP3 motor neuron innervating muskler 6/7 (gjorde: excitation/emission, 644 nm/665 nm). Observera att muskler 6/7 också få innervation från en annan motor neuron (mnisnb/d-is) i larvstadier; men MNISNb/d-is har inte en embryonal motsvarighet3. Cirklar indikerar platser av färgämnen applikationer. (B) ett Schematiskt diagram över kroppens vägg muskler och perifera nerv grenar i 15 h AEL. Den ventrala nerv sladden (VNC) består av segmentellt upprepade och bilateralt symmetriska neuromere med avseende på den ventrala mittlinjen (prickad linje). Body Wall musklerna i varje Hemi-segmentet innerveras av 38 motoriska nervceller. Den motoriska nervceller projicera sina axoner via sex stora nerv grenar (ISN [intersegmental nerv], SNa [segmental nerv a], SNb, SNc, SNd, och TN [tvärgående nerv]). (C) dendritiska grenar från ACC och RP3 motoriska nervceller visar omfattande överlappning. Båda neuronerna är bipolär nervceller, vilket innebär att nervceller etablera två olika populationer av dendriter. Varje neuron projekt en Arbor i ipsilaterala neuropil och en annan i kontralaterala neuropil. Pilspetsar pekar på dendritiska tips. Fluorescensbilder förvärvades med ett 10X mål eller en 100x Oil Immersion mål. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 4
Figur 4: aCC dendritogenesis som avslöjas med retrograd märkning i timme-15 embryon. A) i vildtyp utökar aCC sina dendriter till både ipsilaterala och kontralaterala neuropils. För enkelhetens skull visar vi bara ipsilaterala dendriter från aCC i denna siffra. aCC är märkt med DiO, som visas i grönt. (B) i dscam1 mutanter (dscam121/21 från Dr. tzumin Lee, Janelia Research Campus), aCC har få ipsilaterala dendriter i de flesta fall observerade17. Pilspetsar visar dendritiska tips. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Användningen av färgmärkning för att studera neuronala morfologi har flera fördelar jämfört med genetisk cell-märkning tekniker. Färgämnes märkning teknik kan minimera den tid som behövs för märkning och avbildning av morfologier av motoriska nervceller. Färgämnes märkning processen är ganska snabb eftersom det tar mindre än 2 h och gör det möjligt för oss att definiera konturerna av neuronala projektioner. Som ett alternativ kan man visualisera aCC motor neuron genom att välja en GAL4 linje som uttrycker jästen GAL4 transkriptionsfaktorn i aCC, och korsar den med en grön fluorescerande protein (GFP) reporter kontrolleras av uppströms aktiveringen sekvens (UAS)21. En GFP märknings teknik som sådan kräver ett genetiskt kors och därmed tar extra några dagar.

En annan fördel med färgmärkning är att tillåta märkning av plasmamembranet vid en extremt hög densitet. En tillräcklig densitet av lipofila färgämnen kan vara närvarande på varje del av membranet, vilket gör det möjligt för oss att lösa de fina detaljerna i en märkt struktur. Däremot är densiteten hos GFP-molekyler ofta beroende av väntetiden efter att UAS-GAL4-systemet sparkar in. Till exempel, aCC börjar uttrycka GFP från 10 h AEL. Av 15 h AEL när vi ser, tätheten av GFP molekyler är otillräcklig för att täcka upp hela membranet. Det resulterar i otillräcklig märkning av fina neuronala projektioner (D.K., opublicerade data).

Även om denna teknik ger flera fördelar, är det mindre fördelaktigt när den felaktiga projektionen av motoriska axoner är uppenbar. I avsaknad av kringgå, till exempel, motoriska neuroner visar allvarliga axonala defekter såsom för tidig stall, segmentell gränspassage, och överdriven förgrening22. Till följd av detta blir det omständligt att nå en viss Axon-Terminal. Effektiviteten av märkning är också åldersberoende, är effektiv i embryon yngre än 20 h AEL. Som den extracellulära matrix proteiner ökar med utveckling, märkning av motoriska nervceller verkar vara mycket intrikata.

Den teknik som beskrivs här tillåter oss att mäta många morfologiska parametrar såsom påverkar totala längd och antal, och påverkar gren mönster och form15,16,17,23,24. Eftersom lipofila carbocyanine färgämnen finns i många färger (såsom DiO, DiA, DiI, gjorde, och DiR), Multicolor märkning av angränsande motoriska nervceller är också uppnåeligt. Som visas i figur 4, dendriter från ACC och RP3 motoriska neuroner omfattande överlappning. För att främja vår förståelse i motorisk krets utveckling, mekanismerna för Dendrite-Dendrite interaktion kommer att undersökas.

Här specificerar vi den mångsidiga tekniken som ger en möjlighet att studera neuronala konnektivitet i motor kretsen. Även om demonstrationen är begränsad till aCC och RP3 motoriska nervceller i 15 h AEL, denna teknik kan tillämpas på andra motoriska nervceller i olika stadier av embryonal utveckling. Om en Axon Terminal är tillgänglig med en injektion mikropipett, denna teknik kan också tillämpas på märkning av någon neuron i larv och vuxna stadier av flugor eller ens i andra organismer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Vi tackar medlemmarna i Kamiyama Lab för kommentarer till manuskriptet. Detta arbete stöddes av en NIH R01 NS107558 (till M.I., K.B. och D.K.).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10x objective lens Nikon Plan
40x water-immersion lens Nikon NIR Apo
Capillary tubing Frederick Haer&Co 27-31-1
Confocal microscope Andor N/A Dragonfly Spinning disk confocal unit
Cover glass Corning 22x22 mm Square #1
DiD ThermoFisher V22886
DiI ThermoFisher V22888
DiO ThermoFisher V22887
Dissecting microscope Nikon N/A SMZ-U
Double Sided Tape Scotch 665
Dow Corning High-Vacuum Grease Fisher Sci. 14-635-5D
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11252-20
Egg collection cage FlyStuff 59-100
FemtoJet 5247 Eppendorf discontinued FemtoJet 4i (Cat No. 5252000021)
ImageJ NIH Image processing software
Micromanipulator Sutter MP-225
Micropipette beveler Sutter BV-10-B
Needle puller Narishige PC-100
Nutri-Fly Grape Agar Powder Premix Packets FlyStuff 47-102
Nylon Net Filter Millipore
Paraformaldehyde 16% Solution, EM grade Electron Microscopy Sciences 15710 Any EM grades
PBS Roche 11666789001 Sold on sigmaaldrich, boxed 10x solution
Photo-Flo 200 Kodak 146 4510 Wetting agent
Upright fluorescence microscope Nikon N/A Eclipse Ci with a LED light source
Vinyl Electrical Tape Scotch 6143
VWR Cell Strainers VWR 10199-659
Yeast FlyStuff 62-103 Active dry yeast (RED STAR)

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Arzan Zarin, A., Labrador, J. P. Motor axon guidance in Drosophila. Seminars in Cell and Developmental Biology. 85, 36-47 (2019).
  2. Nose, A. Generation of neuromuscular specificity in Drosophila: novel mechanisms revealed by new technologies. Frontiers in Molecular Neuroscience. 5, 62 (2012).
  3. Kim, M. D., Wen, Y., Jan, Y. N. Patterning and organization of motor neuron dendrites in the Drosophila larva. Developmental Biology. 336, (2), 213-221 (2009).
  4. Manning, L., et al. A resource for manipulating gene expression and analyzing cis-regulatory modules in the Drosophila CNS. Cell Reports. 2, (4), 1002-1013 (2012).
  5. Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures. Journal of Visualized Experiments. (27), e1347 (2009).
  6. Chen, K., Featherstone, D. E., Broadie, K. Electrophysiological recording in the Drosophila embryo. Journal of Visualized Experiments. (27), e1348 (2009).
  7. Doe, C. Q. Temporal Patterning in the Drosophila CNS. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 33, 219-240 (2017).
  8. Homem, C. C., Knoblich, J. A. Drosophila neuroblasts: a model for stem cell biology. Development. 139, (23), 4297-4310 (2012).
  9. Urbach, R., Technau, G. M. Neuroblast formation and patterning during early brain development in Drosophila. Bioessays. 26, (7), 739-751 (2004).
  10. Carrero-Martínez, F. A., Chiba, A. Cell Adhesion Molecules at the Drosophila Neuromuscular Junction. The Sticky Synapse: Cell Adhesion Molecules and Their Role in Synapse Formation and Maintenance. Umemori, H., Hortsch, M. Springer. New York. 11-37 (2009).
  11. Ritzenthaler, S., Suzuki, E., Chiba, A. Postsynaptic filopodia in muscle cells interact with innervating motoneuron axons. Nature Neuroscience. 3, (10), 1012-1017 (2000).
  12. Kohsaka, H., Takasu, E., Nose, A. In vivo induction of postsynaptic molecular assembly by the cell adhesion molecule Fasciclin2. Journal of Cell Biology. 179, (6), 1289-1300 (2007).
  13. Kohsaka, H., Nose, A. Target recognition at the tips of postsynaptic filopodia: accumulation and function of Capricious. Development. 136, (7), 1127-1135 (2009).
  14. Landgraf, M., Bossing, T., Technau, G. M., Bate, M. The origin, location, and projections of the embryonic abdominal motorneurons of Drosophila. Journal of Neuroscience. 17, (24), 9642-9655 (1997).
  15. Kamiyama, D., Chiba, A. Endogenous activation patterns of Cdc42 GTPase within Drosophila embryos. Science. 324, (5932), 1338-1340 (2009).
  16. Furrer, M. P., Vasenkova, I., Kamiyama, D., Rosado, Y., Chiba, A. Slit and Robo control the development of dendrites in Drosophila CNS. Development. 134, (21), 3795-3804 (2007).
  17. Kamiyama, D., et al. Specification of Dendritogenesis Site in Drosophila aCC Motoneuron by Membrane Enrichment of Pak1 through Dscam1. Developmental Cell. 35, (1), 93-106 (2015).
  18. Campos-Ortega, J. A., Hartenstein, V. The embryonic development of Drosophila melanogaster. Springer-Verlag. Berlin, Germany. (1985).
  19. Drosophila Ringer's solution. Cold Spring Harbor Protocols. 2007, (4), (2007).
  20. Rickert, C., Kunz, T., Harris, K. -L., Whitington, P., Technau, G. Labeling of single cells in the central nervous system of Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments. (73), e50150 (2013).
  21. Fujioka, M., et al. Even-skipped, acting as a repressor, regulates axonal projections in Drosophila. Development. 130, (22), 5385-5400 (2003).
  22. Sink, H., Rehm, E. J., Richstone, L., Bulls, Y. M., Goodman, C. S. sidestep encodes a target-derived attractant essential for motor axon guidance in Drosophila. Cell. 105, (1), 57-67 (2001).
  23. Furrer, M. P., Kim, S., Wolf, B., Chiba, A. Robo and Frazzled/DCC mediate dendritic guidance at the CNS midline. Nature Neuroscience. 6, (3), 223-230 (2003).
  24. Landgraf, M., Jeffrey, V., Fujioka, M., Jaynes, J. B., Bate, M. Embryonic origins of a motor system: motor dendrites form a myotopic map in Drosophila. PLoS Biology. 1, (2), 41 (2003).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics