Introduction
Le système lymphatique est un domaine peu étudié la physiologie. Modèles précliniques de cathétérisme lymphatique se produisent dans différentes espèces animales 1-8 et sont utilisés par les industries pharmaceutiques et les institutions de recherche pour étudier les mécanismes impliqués dans les lipides 8-12 et le métabolisme des médicaments 13-15, les métastases du cancer 16 avec traitement expérimental 17, et la fonction immunitaire 18 -26. Cette étude examine l'utilisation de l'intestin lymphatique tronc cathétérisme dans un modèle de porc domestique pour mesurer les composants du métabolisme des lipoprotéines. le métabolisme des lipoprotéines est impliquée dans la production et la sécrétion des chylomicrons, ainsi que des changements dans les lipides et les protéines associées au total. Ces considérations sont importantes car il y a de grandes différences dans le métabolisme des lipides entre les modèles et les humains de rongeurs couramment utilisés et en tant que tels, en utilisant des modèles de porcs pour recueillir la lymphe intestinale pourrait fournir des informations plus comparables pour l'étude des lipides metabolism chez les personnes 27-31.
Plusieurs techniques chirurgicales sont utilisées pour recueillir la lymphe intestinale chez les grandes espèces animales: une approche de l' épaule crânienne (c. -à- thoracique cathétérisme conduit) 5, une approche latérale de flanc supérieur 32-34, et une ligne médiane ventrale ou approche paramédiane 22,35. Cette vidéo décrit en détail la procédure chirurgicale chez le porc en utilisant une approche chirurgicale de la ligne médiane ventrale pour le cathétérisme de la lymphe tronc intestinal. Careful permis de technique chirurgicale cette méthode de cathétérisme lymphatique pour recueillir de grandes quantités de la lymphe et de ses constituants sur des périodes de temps prolongées.
Cette technique ouvre une myriade d'applications à de nombreuses disciplines qui examinent diverses fonctions physiologiques. Les applications peuvent comprendre, mais sans s'y limiter, la lipoprotéine du corps entier et le métabolisme des lipides, immunosurveillance, la genèse des tumeurs et les métastases, la fonction intestinale, et la perfectionnement et la progression de la maladie inflammatoire intestinale.
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Protocol
Toutes les procédures sur les animaux de laboratoire décrits dans la vidéo et manuscrits ont été approuvés par le Comité soin et l'utilisation des animaux et institutionnels ont suivi les lignes directrices établies par le Conseil canadien des soins aux animaux.
1. Anesthésie chirurgicale et préparation chirurgicale des porcelets nouveau-nés
- Dans une antichambre séparée, prémédication 25 kg porcs près de la base du cou avec un cocktail de médicaments sédatifs-anesthésique intramusculaire contenant: azaperone (0,3 mg / kg), le chlorhydrate de kétamine (10 mg / kg), la dexmédétomidine (15 ug / kg).
Note: Ajouter buprénorphine (0,005-0,02 mg / kg) dans le cocktail de médicaments pré-anesthésique pour le contrôle de la douleur intra-opératoire améliorée. - Anesthetize les porcs avec l' inhalation de gaz d'inhalation isoflurane (4-5% d' isoflurane à 500 ml-1000 ml / min O 2) en utilisant un masque facial. Visualisez les cordes vocales en utilisant un champ laryngé vétérinaire (17-25 cm de long à lame droite), et appliquer topique 10% de lidocaïne stérilisez à la voixcordons. Laisser la pulvérisation de lidocaïne prendre contact avec les cordes vocales 30-60 sec avant l'intubation pour réduire la possibilité de spasme des cordes vocales et l'obstruction des voies respiratoires.
- Intuber les porcs en passant un tube d'intubation endotrachéale (5,0-7,0 mm Diamètre intérieur (ID)) entre les cordes vocales et de maintenir l'anesthésie avec du gaz isoflurane (0,5-2,0% isoflurane à 1000-2000 ml / min O 2) en utilisant une fermeture circuit Réaspiration système anesthésique tout au long de la chirurgie. Évaluer le niveau de l'anesthésie par la mâchoire ton, et les deux pédales et palpébraux réponses réflexes. gaz anesthésique expiré est balayé et évacué en dehors de la salle d'opération.
- Nettoyer la surface extérieure de l'oreille avec une solution de lavage chirurgical 2,0% de chlorhexidine suivi d'un rinçage à l'alcool isopropylique à 70%. Avec un cathéter intraveineux 20 G, cathétériser une veine de l'oreille pour fournir des fluides intraveineux (Solution de Ringer lactate; 5-10 ml / kg / h) pendant la chirurgie. Fixer un oxymètre de pouls à la surface de la muqueuse de la langue avec medbande ical pour surveiller la fréquence cardiaque et la saturation du périphérique oxygénation du sang (SpO 2).
- Placez le porc anesthésié dans une position couchée dorsale et de se raser l'abdomen ventral à partir du milieu du thorax caudale à la face ventrale du pubis. Nettoyez cette zone avec deux alternant 2,0% chlorhexidine scrubs chirurgicales et lavages à l'eau stérile.
- Transférez le porc anesthésié à la suite chirurgicale et d'appliquer le lavage chirurgical final de 70% d'alcool isopropylique rinçage, laisser sécher, puis draper l'animal.
- Insérer une sonde de température rectale environ 2-4 cm dans le rectum pour surveiller la température du corps. Placez les porcs sur un coussin chauffant de recirculation de l'eau pour maintenir la température normale du corps (38-40 ° C) durant la procédure chirurgicale.
- Drapé le cochon avec quatre serviettes rideaux placés dans un modèle de quadrant recouvrant autour de l'abdomen. Placez le premier drapé dans xiphisternum, le second drap le long face latérale de l'abdomen environ 5 cm latéral à la ligne médiane abdominale. Placer le troisième champ de l'autre côté de la crête de l'iléon du bassin et le quatrième champ, comme le deuxième champ (bien que sur le côté opposé), est placé le long de la face latérale de l'abdomen d'environ 5 cm en dehors de la ligne médiane abdominale.
- Placer un grand drap de table, avec une fente d'ouverture permettant l'accès au site chirurgical, sur les rideaux de serviette sous-jacents et couvrir le porc et l'ensemble de la table chirurgicale. Le champ final est un steri-drap jetable placé sur le grand champ de table.
2. Chirurgie abdominale et cathétérisme du Intestinal Lymphatique Trunk
- Faire une incision de la peau de 20 cm avec une lame de bistouri pour exposer les muscles abdominaux sous-jacents. Inciser les couches de muscles abdominaux avec électrocautérisation monopolaire (20 réglage Watts) pour exposer le péritoine pariétal. Ouvrez un segment linéaire de 20 cm de péritoine pariétal avec des ciseaux Metzenbaum pour accéder à des viscères abdominaux et des vaisseaux lymphatiques.
- Mouiller avec tous les tissus chaud (37 ° C) une solution saline stérile pour toute la procédure chirurgicale. Soulevez doucement une grande partie de l'intestin y compris le côlon, le caecum, l'iléon et le jéjunum de la cavité abdominale et extérioriser le flanc gauche du porc pour accéder à l'abdomen supérieur, du foie et des vaisseaux lymphatiques. Fixer l'intestin extériorisé en position avec des rideaux de serviettes supplémentaires pour former une fronde pour appuyer doucement l'intestin.
- Localisez le vaisseau lymphatique, il pond environ 4 cm crânio-médial de la veine rénale droite, 6 cm ventral caudal-medial- des contremaîtres Caval et sous l'aspect viscéral du lobe droit du foie près du pancréas 22,36,37. Identifier le vaisseau lymphatique comme une structure translucide juxtaposé au segment ventrale droite de la veine 36,37.
- Séparer la vess lymphatiqueel des fascia environnantes en taquinant doucement le tissu attaché avec des applicateurs Q-tip. Une fois que les aspects latéraux du navire sont séparés du tissu environnant, créer un "tunnel" ouverture sous le bateau avec bien émoussée basculé forceps.
- Passez trois 2-0 sutures de soie sous le vaisseau lymphatique avec une pince fine. Ligaturer la suture la plus caudale premier à obturer, dilatent et remplir le récipient avec la lymphe. Délibérément laisser les extrémités de ce fil de suture relativement longues (4 cm) pour fixer le cathéter au vaisseau lymphatique. Placez deux autres sutures séparées de 1,0 cm de l'autre et sont d'environ 1,0-1,5 cm crâniens à la suture caudale sécurisée. Laissez ces deux sutures avec un «simple cravate ligatures lâche» pour permettre la fixation rapide du cathéter dans le vaisseau.
Remarque: Le segment du vaisseau lymphatique situé entre la suture la plus caudale de ligature et suture du milieu (des deux sutures crâniennes) est le site de cathétérisme. En ce qui concerne sumatériau ture, 2-0 polyglactine suture peut remplacer 2-0 sutures de soie si nécessaire. - Coupez un petit trou dans le récipient avec iris ciseaux et dilater le vaisseau avec de fines pinces émoussées. Insérez environ 1,0-1,5 cm de tube de cathéter spécialisé (4,06 Diamètre extérieur (OD) X 2,31 mm ID) avec une extrémité biseautée dans le récipient et attacher les deux sutures crâniennes pour fixer le cathéter en place. Utiliser les extrémités de la suture caudale de suture longue pour fixer le cathéter dans le récipient.
- Laver l'intestin extériorisé avec de grandes quantités d'eau chaude salée et revenir doucement à la cavité abdominale assurant un positionnement anatomique correcte de l'intestin.
- Extériorisent le cathéter au milieu flanc gauche (5-10 cm ventral de la fosse paralumbar). Faire une incision de la peau avec un scalpel et passer un trocart dans la cavité abdominale à la surface de la peau pour créer une ouverture pour l'extériorisation du cathéter. Utilisez une grande pince Kelly à extérioriser le cathéter de la cav abdominaleIty par l'ouverture de trocart.
- Fermez le péritoine pariétal avec un motif de suture simple et continu de 2-0 polyglactine suture avec une (conique) aiguille ronde. Fermez les couches de muscles abdominaux avec un motif de suture interrompue simple avec une suture 2-0 polyglactine sur une aiguille ronde.
- Fermez la peau dans un modèle subcuticulaire avec 2-0 polyglactine suture sur une aiguille de coupe. Fixer le cathéter extériorisé à la peau avec un motif de suture en bourse et une suture 2-0 en nylon sur une aiguille de coupe.
- Placez une veste spécialisée sur le porc tout en anesthésié pour faciliter sa mise en place et de réduire le stress du porc lors de la récupération.
Recovery 3. Post-chirurgical et lymphe Collection
- Environ 10 minutes avant l'arrêt de l'anesthésie par inhalation, administrer bupenorphine (0,1 mg / kg) par voie intramusculaire pour fournir immédiatement après la chirurgie analgésie. Continuer bupenorphine (0,1 mg / kg) toutes les 12 heures pendant 24-48 heures pour maintenirpost-chirurgie analgésie.
- Surveiller les porcs pour les complications post-chirurgicales chaque 8-12 h pour une période de 7 jours.
- Recueillir la lymphe dans 500 ml bouteilles de lavage de polypropylène, revêtu d'acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA), et complété avec des antibiotiques; pénicilline (6000 UI), la streptomycine (6 mg) et de l'amphotéricine B (3 mg) toutes les 12 heures pendant une période de 7 jours.
4. Quantification des lipoprotéines ApoB48, triglycéride, cholestérol et protéines totales provenant de lymphe
- Centrifuger l'échantillon lymphatique à 1800 xg pendant 5 min à 4 ° C. Recueillir le surnageant et l'utiliser pour la quantification des triglycérides, le cholestérol et la protéine totale.
- Divisez le surnageant dans trois échantillons: un échantillon non dilué, un échantillon dilué 01h20 eau distillée et un échantillon final dilué à 1: 100 avec de l'eau distillée.
- Utilisez le surnageant non dilué pour mesurer les niveaux de cholestérol, avec un kit disponible dans le commerce.
- Utilisez le 01:20 et 01:100 échantillons dilués pour mesurer les niveaux de protéines totales de triglycérides et d'un kit disponible dans le commerce et la protéine dosage de l'acide totale bicinchoninique respectivement.
5. Quantification des lipoprotéines ApoB48, Collected de lymphe 38
- Déterminer la concentration de lipoprotéines ApoB48 avec une méthode immunitaire Western Blot adapté 38. lymphe totale séparée avec 3-8% électrophorèse sur gel de polyacrylamide de sodium dodécyl-tris acetate- (SDS-PAGE).
- Transférer les protéines séparées sur une membrane de fluorure de polyvinylidène (0,45 um) et de les laisser incuber avec un anticorps polyclonal de chèvre à l'ApoB (1: 4000), puis le lier avec un anticorps secondaire anti-chèvre.
- Quantifier la lipoprotéine ApoB48 avec chimioluminescence en utilisant une comparaison densitométrique linéaire avec rongeur purifié standard protéine ApoB48.
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Representative Results
cathétérisme lymphatique du tronc lymphatique intestinale des porcelets nouveau-nés permet la collecte d'environ 1 L / 24 h de la lymphe centrale sur une période de 7 jours. La lymphe recueillie dans ces expériences contenait des composants du métabolisme des lipides, des protéines de la lymphe savoir totale, ApoB48 lipoprotéines, des triglycérides, des protéines totales, et le cholestérol. Le tableau 1 montre les montants représentatifs de ces composants lipidiques à partir d'échantillons lymphatiques regroupés de trois porcs. Notamment, la circulation lymphatique et constituants lipidiques sont en ligne avec les valeurs de la lymphe centrale rapportée par d' autres chercheurs suivants cathétérisme des vaisseaux lymphatiques intestinaux (lymphe flux 570 ± 158-979 ± 284 ml / 24 h 25, 360 ± 120 MLL / 24 h à 1080 ± 720 ml / 24 h 26; triglycéride 687 ± 110 mg / dL 9; cholestérol 63,1 ± 5,6 mg / dL 9); indiquer le positionnement correct du cathéter dans le vaisseau lymphatique.
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Figure 2. Fast Protein Liquid Chromatography (FPLC) , le profil montrant la pureté de la préparation de chylomicrons chez le porc néonatal lymphe intestinale. Lymphe recueillies auprès de trois porcs est séparé en utilisant un 1.006 g / ml protocole gradient de densité de ultracentrifugation. Le profil montre un pic unique pour (A) cholestérol et (B) de triglycérides dans l'échantillon de la lymphe. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 1. Une analyse par Western blot représentatif montrant la contribution de ApoB48 et apoB100 lipoprotéines chez le porc néonatal lymphatique intestinal. Lymphe recueillie de troisporcs sont séparés au moyen d'un 1,006 g / ml protocole gradient de densité d'ultracentrifugation. La figure montre une petite quantité de contamination par environ 15% du dérivé du plasma apoB100. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
| Caractéristiques lymphe | |
| ApoB48 (mg / ml) | 3022,4 ± 440,4 |
| Triglycéride (mg / dl) | 607 ± 203,6 |
| Cholestérol (mg / dl) | 58,5 ± 9,6 |
| Les résultats sont exprimés en moyenne ± écart type (n = 3) | |
Tableau 1. Composantes de la lymphe intestinale recueillies à partir de porcs néonatals 7 jours post-opératoires. Les résultats sont répétés meaSures de la lymphe et exprimés en moyenne SD (n = 3)
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Discussion
La collecte de la lymphe intestinale est une excellente méthode pour étudier les mécanismes impliqués dans les lipides 8-12 et 13-15 médicament métabolisme, les métastases du cancer 16,17, le trafic cellulaire et la fonction immunitaire 18-26, dans divers modèles animaux expérimentaux. En effet, la capacité de récolter de grandes quantités d' une ou l' autre périphérique (afférences) et centrale (efférente et les gros vaisseaux du tronc) lymphe sur une longue période a été particulièrement importante pour comprendre les changements temporels qui se produisent dans des populations cellulaires suivantes défis avec des agents de modulation immunitaire 18-22 , 25,26. De même, la collecte de la lymphe centrale a été utile dans les processus impliqués dans le métabolisme des lipoprotéines 12.08 délimitant. L'utilitaire de collecte lymphatique dépend de la réussite de la procédure de cathétérisme, et la perméabilité du cathéter dans le vaisseau lymphatique.
Cathétérisme des principaux vaisseaux lymphatiques impliqués dansle drainage lymphatique intestinal chez les gros animaux utilise généralement l'une des trois approches chirurgicales. La première technique utilise une approche de l' épaule crânienne pour entrer dans le canal thoracique recouvrant la veine jugulaire commune (vache canal thoracique) 5. La seconde utilise une approche supérieure de flanc sur l'aspect mi-latérales du rein droit 32,33. La troisième technique tel que décrit dans cette vidéo emploie soit une ligne médiane ventrale ou paramédian 22,35 laparotomie pour exposer le tronc lymphatique intestinal près du pancréas et juxtaposée à la face ventrale droite de la veine 22,36,37. Bien que les techniques chirurgicales à la fois le flanc supérieur et la ligne médiane ventrale permettent cathétérisme du tronc lymphatique intestinal, nous croyons que l'approche de la ligne médiane ventrale permet une meilleure exposition du navire avec un espace suffisant dans l'abdomen supérieur à manipuler et à manipuler le navire.
Il est important, comme dans toute chirurgie expérimentale il y a des mesures qui sont particulièrement crucial pour le succès de la procédure expérimentale. Il y a quatre domaines clés qui nécessitent une attention particulière en utilisant l'approche de la ligne médiane ventrale pour accéder au vaisseau lymphatique intestinal. Tout d'abord, une excellente irrigation sanguine à l'intestin extériorisé est nécessaire, car la circulation prolongée compromise dans l'intestin ischémique induit une nécrose de la muqueuse intestinale et une insuffisance chirurgicale. Dans cette procédure, une "serviette élingue 'réduit la tension sur les vaisseaux sanguins mésentériques en supportant le poids de l'intestin assurant une excellente perfusion tissulaire. Deuxièmement, les manipulations soigneuses du navire, y compris: la libération du navire de fascia entourant et le tissu adipeux, l'insertion et la fixation fermement le cathéter dans le vaisseau pour la collecte lymphatique à long terme est essentielle pour le cathétérisme réussi. En effet, il est suggéré que l'intégrité structurelle des navires de porcelets nouveau - nés ne sont pas aussi robustes que chez les animaux matures et en tant que telle peut facilement se déchirer 39,40 41, il est très difficile d'éliminer le caillot du cathéter que le caillot se développe à l'intérieur du cathéter et est profondément ancrée dans le vaisseau lymphatique. Par conséquent, cela permettra de réduire considérablement (environ 40%) le nombre d'animaux cathétérisés avec succès pour l'expérimentation à long terme (données non publiées). Par conséquent, si la circulation lymphatique est ralentie ou a cessé au cours de la procédure, le cathéter lymphatique doit être réinséré crânialement 0,5-1 cm à partir du site de cathétérisme initial.
Tous les modèles utilisés pour étudier les questions scientifiques ont des limites inherant et cathétérisme du tronc lymphatique intestinal ne fait pas exception. La limitation la plus prononcée de la procédure est l'incapacité d'isoler efficacement cathétériser le vaisseau lymphatique et de stabiliser le cathéter à l'intérieur du récipient. En tant que tel, cette procédure exige que les personnes avec une excellente maîtrise technique et chirurgicals. Une autre limitation importante est que les temps chirurgicales prolongées pendant la chirurgie abdominale majeure augmente le risque et la morbidité et la mortalité post-chirurgicale. Notamment, cependant, les porcs dans notre expérience récupéré rapidement de la chirurgie et il n'y avait pas de complications telles que les infections, iléus intestinal, une lésion tissulaire excessive, ou inappétence suivant la procédure. Très certainement, les porcs ont été observés à être brillant, sensible, ambulantes et manger normalement 24 heures après la chirurgie et cela a continué au cours de la période de collecte de la lymphe de 7 jours. Notamment, bien que les chimies sériques ou numération globulaire complète n'a pas été évaluée chez ces porcs suivants l'expérience de 7 jours, les travaux antérieurs par les enquêteurs dans la collecte de la lymphe à long terme chez les ovins 41 a démontré que les moutons cathétérisés ont jamais été leucopéniques, lymphopénie, hypoprotéinémiques avec des déséquilibres électrolytiques ou dépeignant cliniquement mauvaise santé (données non publiées). Il est important et comme indiqué ci-dessus, cette observation est en corrélation avec catheteriporcs zed affichant également des caractéristiques cliniques de bonne santé.
Fait intéressant, les chercheurs ont noté des variations dans le volume de la circulation lymphatique. Le débit était le plus grand pendant la journée lorsque les porcs se nourrissaient et actif avec environ 70% de la lymphe collectée quotidiennement se produisant à ce moment. Les 30% restants de la circulation de la lymphe qui se passe dans la soirée pendant le repos et le sommeil.
Une caractérisation plus poussée des échantillons lymphatiques sont fournis dans les figures 1, 2 et dans le tableau 1. La figure 1 montre une petite quantité de contamination à environ 15% du plasma provenant apoB100. La présence de lipoprotéines de plasma dans la lymphe intestinale est une observation qui se produit souvent chez les porcs 42. Chez les porcs sevrés, la majeure partie de la lipoprotéine est produite par le foie et libéré dans le plasma. À partir du plasma, susceptible apoB100 infiltre dans la collecte lactés 42 et ensuite à travers le réseau vasculaire lymphatiquedrains dans le tronc lymphatique intestinal. Diverses méthodes de chromatographie sont utilisées pour évaluer le cholestérol, les triglycérides et d' autres contenus de phospholipides dans les échantillons de ganglions prélevés 42-45. Le pic unique de la figure 2 montre clairement le cholestérol et les triglycérides sont présents dans la fraction de chylomicrons. Cette méthode est une technique pratique et précis du profilage lipoprotéines lymphatiques et doit être considéré lors de l' évaluation de la pureté des échantillons de chylomicrons de la lymphe intestinale 45. Enfin, le tableau 1 fournit les composants biochimiques de la lymphe intestinale recueillies à partir de porcs néonatals 7 jours post-chirurgie.
En conclusion, le cathétérisme à long terme de la lymphe intestinale tronc est réussie chez les jeunes porcs. Avec cette technique, la cathétérisation lymphatique peut être utilisé pour collecter et examiner des composants du métabolisme lipidique. La pureté de la lymphe, la quantité de produit lymphe et les quantités des constituants du métabolisme des lipidessont similaires aux quantités présentes dans la lymphe de porc central dans d' autres expériences 9,25,26,42. Les résultats indiquent que l'utilisation d'une approche chirurgicale de la ligne médiane ventrale avec la dissection des tissus prudent et navire de manutention pour cathétériser le tronc lymphatique intestinal chez les jeunes porcs est une excellente méthode pour recueillir de grandes quantités de lymphe central.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Miller laryngoscope blade | Welch Allyn | 68044 | 182 mm length |
| Surgivet advisor: Vital signs monitor | Surgivet | V9203 | |
| Rectal temperature probe | Surgivet | V3417 | |
| Mono-polar electrosurgery generator | Valley Lab | ||
| Metzenbaum scissors | Fine Science | 14518-18 | |
| Tuffier retractor | Stevens | 162-11-676 | |
| Mosquito forceps | Stevens | 162-7-10 | |
| Kelly forceps-curved (14cm) | Stevens | 162-7-38 | |
| Allis tissue forceps | Stevens | 162-7-38 | |
| Forceps dressing-eye (10.2cm) | Stevens | 162-18-780 | |
| Forceps dressing-Adison (12.1cm) | Stevens | 162-17-2510 | |
| Needle Drivers | Stevens | 162-V98-42 | |
| Iris scissors | Fine science | 14058-11 | |
| Circulating water pump | Jorvet | J-783X | |
| Maxitherm-Vinyl blanket | Jorvet | J-784C | |
| Q tip applicators | Fisher Scientific | 22-037-960 | |
| Catheterization tubing (4.06 OD X 2.31 ID) | Braintree Scientific Inc. | MRE-160 | Micro-Renethane implantation tubing |
| 2-0 silk suture | Ethicon | LA556 | |
| 2-0 polyglactin suture | Ethicon | J443H | 2-0 vicryl |
| Large animal jacket | Lomir Biomedical Inc. | SSJ2YC | |
| Polypropylene wash bottles | Fisher Scientific | 03-409-22C | 500 ml |
| Penicillin-Streptomycin | Sigma Aldrich | D4333 | |
| EDTA | Sigma Aldrich | 60-00-4 | |
| Amphotericin B | Sigma Aldrich | A2411 | |
| Azaperone | Elanco Animal Health | Stresnil | |
| Dexmedetomidine hydrochloride | Zoetis | 6295 | Dexdomitor |
| Isoflurane | Abbott Animal Health | 05260-5 | IsoFlo |
| Ketamine hydrochloride | Zoetis | 2626 | Ketaset |
| Bupenorphine hydrochloride | Champion Alstoe Animal Health | DIN:02347510 | |
| 6 mm Endotracheal tube | Jorvet | J-165d | |
| 10% Lidocaine spray | AstraZeneca | DIN:02003767 | |
| 4 % Chlorhexidine surgical scrub | Partnar Animal Health | PCH-011 | Diluted: 2.0% solution |
| 3M Surgical steri- drape | 3M Health Care | 1040 | |
| SDS page gel | Invitrogen | EA0375BOX | 3-8 % tris acetate |
| Polyvinylidene fluoride membrane | Millipore | IPVH00010 | 0.45 μm pore size |
| ApoB antibody | EMD Millipore | AB742 | 1:4000 dilution |
| Donkey anti-goat IgG-HRP | Santa Cruz Biotechnology | Sc-2304 | |
| ECL Prime Western Blotting Reagent | GE Healthcare LifeSciences | RPN2232 | |
| Triglyceride Kit | Wako Pure Chemicals | 998-40391/994-40491 | |
| Total Cholesterol Kit | Wako Pure Chemicals | 439-17501 | |
| Total Protein | Pierce | 23225 | Bicinchoninic Acid Assay |
References
- Lindsay, F. E. F. The cisterna chyli as a source of lymph samples in the cat and dog. Res. Vet. Sci. 17, 256-258 (1974).
- Kohan, A. B., Howles, P. N., Tso, P. Methods for studying rodent intestinal lipoprotein production and metabolism. Curr. Protoc. Mouse Biol. 2, 219-230 (2012).
- Wang, X. D., et al. Intestinal uptake and lymphatic absorption of beta-carotene in ferrets: a model for human beta-carotene metabolism. Am. J. Physiol. 263 (4 Pt 1), G480-G486 (1992).
- Hein, W. R., Barber, T., Cole, S. A., Morrison, L., Pernthaner, A. Long-term collection and characterization of afferent lymph from the ovine small intestine. J.Immunol. Methods. 293 (1-2), 153-168 (2004).
- Hartmann, P. E., Lascelles, A. K. The flow and lipid composition of thoracic duct lymph in the grazing cow. J. Physiol. 184 (1), 193-202 (1966).
- Redgrave, T. G., Dunne, K. B. Chylomicron formation and composition in unanaesthetised rabbits. Atherosclerosis. 22 (3), 389-400 (1975).
- Binns, R. M., Hall, J. G. The paucity of lymphocytes in the lymph of unanaesthetised pigs. Br. J. Exp. Pathol. 47 (3), 275-280 (1966).
- Ohlsson, L., Kohan, A. B., Tso, P., Ahren, B. GLP-1 released to the mesenteric lymph duct in mice: Effects of glucose and fat. Regul. Pept. 189, 40-45 (2014).
- Ho, H. T., Kim, D. N., Lee, K. T. Intestinal apolipoprotein B-48 synthesis and lymphatic cholesterol transport are lower in swine fed high fat, high cholesterol diet with soy protein than with casein. Atherosclerosis. 77 (1), 15-23 (1989).
- Arnold, M., Dai, Y., Tso, P., Langhans, W. Meal-contingent intestinal lymph sampling from awake, unrestrained rats. Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol. 302 (12), R1365-R1371 (2012).
- Nguyen, T. M., Sawyer, J. K., Kelley, K. L., Davis, M. A., Kent, C. R., Rudel, L. L. ACAT2 and ABCG5/G8 are both required for efficient cholesterol absorption in mice: evidence from thoracic lymph duct cannulation. J. Lipid Res. 53 (8), 1598-1609 (2012).
- Sato, M., Kawata, Y., Erami, K., Ikeda, I., Imaizumi, K. LXR agonist increases the lymph HDL transport in rats by promoting reciprocally intestinal ABCA1 and apo A-I mRNA levels. Lipids. 43 (2), 125-131 (2008).
- Boyd, M., Risovic, V., Jull, P., Choo, E., Wasan, K. M. A stepwise surgical procedure to investigate the lymphatic transport of lipid-based oral drug formulations: Cannulation of the mesenteric and thoracic lymph ducts within the rat. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49 (2), 115-120 (2004).
- Sugawara, T., et al. Intestinal absorption of dietary maize glucosylceramide in lymphatic duct cannulated rats. J. Lipid Res. 51 (7), 1761-1769 (2010).
- Shackleford, D. M., et al. Contribution of lymphatically transported testosterone undecanoate to the systemic exposure of testosterone after oral administration of two andriol formulations in conscious lymph duct-cannulated dogs. J. Pharmacol. Exp. Ther. 306 (3), 925-933 (2003).
- Lespine, A., et al. Contribution of lymphatic transport to the systemic exposure of orally administered moxidectin in conscious lymph duct-cannulated dogs. Eur. J. Pharm. Sci. 27 (1), 37-43 (2006).
- Carr, J., Carr, I., Dreher, B., Betts, K. Lymphatic metastasis: invasion of lymphatic vessels and efflux of tumour cells in the afferent popliteal lymph as seen in the Walker rat carcinoma. J. Pathol. 132 (4), 287-305 (1980).
- Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. I. Lymphocyte circulation in gut-associated lymphoid tissue. Immunology. 42 (3), 469-474 (1981).
- Knight, J. S., Baird, D. B., Hein, W. R., Pernthaner, A. The gastrointestinal nematode Trichostrongylus colubriformis down-regulates immune gene expression in migratory cells in afferent lymph. BMC Immunol. 11, 51 (2010).
- Milling, S. W., Jenkins, C., MacPherson, G. Collection of lymph-borne dendritic cells in the rat. Nat. Protoc. 1 (5), 2263-2270 (2006).
- Pernthaner, A., Cole, S. A., Gatehouse, T., Hein, W. R. Phenotypic diversity of antigen-presenting cells in ovine-afferent intestinal lymph. Arch. Med. Res. 33 (4), 405-412 (2002).
- Thielke, K. H., Pabst, R., Rothkotter, H. J. Quantification of proliferating lymphocyte subsets appearing in the intestinal lymph and the blood. Clin. Exp. Immunol. 117 (2), 277-284 (1999).
- Mayrhofer, G., Fisher, R. IgA-containing plasma cells in the lamina propria of the gut: failure of a thoracic duct fistula to deplete the numbers in rat small intestine. Eur. J. Immunol. 9 (1), 85-91 (1979).
- Beh, K. J. The origin of IgA-containing cells in intestinal lymph of sheep. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 55 (3), 263-274 (1977).
- Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. II. Migration to the intestinal lamina propria of antigen-specific cells generated in response to intestinal immunization in the pig. Immunology. 42 (3), 475-479 (1981).
- Rothkotter, H. J., Huber, T., Barman, N. N., Pabst, R. Lymphoid cells in afferent and efferent intestinal lymph: lymphocyte subpopulations and cell migration. Clin. Exp. Immunol. 92 (2), 317-322 (1993).
- Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. J. Biomed. Biotechnol. 1, (2011).
- Getz, G. S., Reardon, C. A. Animal models of atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 32 (5), 1104-1115 (2012).
- Skold, B. H., Getty, R., Ramsey, F. K. Spontaneous atherosclerosis in the arterial system of aging swine. Am. J. Vet. Res. 27 (116), 257-273 (1966).
- Reiser, R., Sorrels, M. F., Williams, M. C. Influence of high levels of dietary fats and cholesterol on atherosclerosis and lipid distribution in swine. Circ. Res. 7, 833-846 (1959).
- Casani, L., Sanchez-Gomez, S., Vilahur, G., Badimon, L. Pravastatin reduces thrombogenicity by mechanisms beyond plasma cholesterol lowering. Thromb. Haemost. 94 (5), 1035-1041 (2005).
- Romosos, D. R., McGilliard, A. D. Preparation of thoracic and intestinal lymph duct shunts in calves. J. Dairy Sci. 53 (9), 1275-1278 (1970).
- Shannon, A. D., Lascelles, A. K. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 5 (2), 194-205 (1968).
- Aliev, A. A. Intestinal lymph of ruminants. I. Operative techniques for collecting intestinal lymph from ruminants. Acta Vet.Hung. 38 (1-2), 105-120 (1990).
- Butterfield, A. B., Lumb, W. V., Litwak, P. Surgical preparation of miniature swine for atherosclerosis research. Am. J. Vet. Res. 37 (12), 1519-1523 (1976).
- Saar, L. I., Getty, R. Lymphatic system. Sisson and Grossman's: The anatomy of domestic animals. 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia PA. 1343-1358 (1975).
- Zanchet, D. J., de Souza Montero, E. F. Pig liver sectorization and segmentation and virtual reality depiction. Acta. Cirurgica. Basilera. 17 (6), 382-387 (2002).
- Vine, D. F., Takechi, R., Russell, J. C., Proctor, S. D. Impaired postprandial apolipoprotein-B48 metabolism in the obese, insulin-resistant JCR:LA-cp rat: increased atherogenicity for the metabolic syndrome. Atherosclerosis. 190 (2), 282-290 (2007).
- Li, W. C., et al. Biomechanical properties of ascending aorta and pulmonary trunk in pigs and humans. Xenotransplantation. 15 (6), 384-389 (2008).
- Arkill, K. P., Moger, J., Winlove, C. P. The structure and mechanical properties of collecting lymphatic vessels: an investigation using multimodal nonlinear microscopy. J. Anat. 216 (5), 547-555 (2010).
- Uwiera, R. R. E., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cell. Immunol. 214 (2), 155-164 (2001).
- Black, D. D., Davidson, N. O. Intestinal apolipoprotein synthesis and secretion in the suckling pig. J. Lipid Res. 30 (2), 207-218 (1989).
- Heider, J. G., Pickens, C. E., Lawrence, K. A. Role of acyl CoA:cholesterol acyltransferase in cholesterol absorption and its inhibition by 57-118 in the rabbit. J. Lipid Res. 24, 1127-1134 (1983).
- Noh, S. K., Koo, S. I. Milk sphingomyelin is more effective than egg sphingomyelin in inhibiting intestinal absorption of cholesterol and fat in rats. J. Nutr. 134, 2611-2616 (2004).
- Brunham, L. R., et al. Intestinal ABCA1 directly contributes to HDL biogenesis in vivo. J. Clin. Invest. 116 (4), 1052-1062 (2006).
