Introduction
El sistema linfático es un área poco estudiada de la fisiología. Los modelos preclínicos de cateterismo linfático se producen en diferentes especies animales 1-8 y son utilizados por las industrias farmacéuticas e instituciones de investigación para investigar los mecanismos implicados en lípidos y metabolismo de los fármacos 8-12 13-15, 16 metástasis del cáncer con el tratamiento experimental de 17, 18 y la función inmune -26. Este estudio explora el uso de cateterismo intestinal linfático tronco en un modelo de cerdo doméstico para medir los componentes del metabolismo de las lipoproteínas. metabolismo de las lipoproteínas está implicada en la producción y secreción de quilomicrones, así como cambios en los lípidos asociados y proteína total. Estas consideraciones son importantes, ya que hay grandes diferencias en el metabolismo de los lípidos entre los modelos de roedores y humanos utilizados habitualmente y, como tal, empleando modelos porcinos para recoger la linfa intestinal podría proporcionar información comparable para el estudio de lípidos mímetabo- en las personas 27-31.
Varias técnicas quirúrgicas se utilizan para recoger la linfa intestinal en grandes especies animales: un enfoque hombro craneal (es decir, torácica cateterización del conducto) 5, una aproximación lateral flanco superior 32-34, y una línea media ventral o enfoque paramedian 22,35. Este video describe en detalle el procedimiento quirúrgico en los cerdos utilizando un enfoque quirúrgico línea media ventral para la cateterización del tronco linfático intestinal. Cuidadosas permisos técnica quirúrgica este método de cateterismo linfático para recoger grandes cantidades de la linfa y de sus componentes durante períodos prolongados de tiempo.
Esta técnica abre una gran variedad de aplicaciones en muchas disciplinas que examinan diversas funciones fisiológicas. Las aplicaciones podrían incluir, pero no se limitan a, las lipoproteínas de todo el cuerpo y el metabolismo de los lípidos, la inmunovigilancia, génesis tumoral y la metástasis, la función intestinal, y la DESARROLLOent y la progresión de la enfermedad inflamatoria intestinal.
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Protocol
Todos los procedimientos descritos en animales de experimentación, tanto en el video y el manuscrito fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales institucional y siguieron las directrices establecidas por el Consejo Canadiense de Cuidado de Animales.
1. La anestesia quirúrgica y la preparación quirúrgica de los cerdos recién nacidos
- En una antesala separada, premedicar 25 kg cerdos cerca de la base del cuello con un cóctel de fármacos sedantes anestesia intramuscular que contiene: azaperona (0,3 mg / kg), clorhidrato de ketamina (10 mg / kg), la dexmedetomidina (15 mg / kg).
Nota: Añadir buprenorfina (0,005-0,02 mg / kg) en el cóctel de fármacos preanestésica para un mejor control del dolor intraoperatorio. - Anestesiar a los cerdos con la inhalación de gas isoflurano inhalado (4-5% de isoflurano en 500 ml-1000 ml / min de O2) usando una máscara facial. Visualizar las cuerdas vocales de la laringe usando un alcance de veterinaria (17-25 cm de longitud hoja recta), y aplicar un 10% de esterilización tópica de lidocaína al vocalcuerdas. Dejar que la lidocaína en aerosol para contactar las cuerdas vocales 30 a 60 seg antes de la intubación para reducir la posibilidad de espasmo de las cuerdas vocales y la obstrucción de las vías respiratorias.
- Intubate los cerdos pasando un tubo endotraqueal con balón (5,0 a 7,0 mm de diámetro interno (ID)) entre las cuerdas vocales y mantener la anestesia con gas isoflurano (0,5 a 2,0% de isoflurano en 1.000-2.000 ml / min O 2) utilizando un cerrado circuito de respiración del aire exhalado sistema de anestesia durante la cirugía. Evaluar el nivel de anestesia por el tono de la mandíbula, y las dos respuestas reflejas del pedal y palpebrales. gas anestésico espirado se compactarse y ventilado fuera de la sala de cirugía.
- Limpiar la superficie exterior de la oreja con una solución de lavado quirúrgico 2,0% de clorhexidina seguido de un enjuague con alcohol isopropílico al 70%. Con un catéter intravenoso 20 G, sondar una vena de la oreja para proporcionar líquidos por vía intravenosa (solución de Ringer lactato; 5-10 ml / kg / h) durante la cirugía. Asegurar un oxímetro de pulso a la superficie mucosa de la lengua con medcinta de iCal para monitorear el ritmo cardíaco y la saturación de oxigenación de la sangre periférica (SpO2).
- Coloque el cerdo anestesiado en una posición de decúbito dorsal y afeitar el abdomen ventral desde la mitad del tórax caudalmente a la cara ventral del pubis. Limpiar esta área con dos alternando 2,0% de clorhexidina lavados quirúrgicos y lavados con agua estéril.
- Transferir el cerdo anestesiado a la sala de cirugía y aplicar el lavado quirúrgico final de 70% de enjuague alcohol isopropílico, deje que se seque, y luego cubrir el animal.
- Inserte una sonda de temperatura rectal aproximadamente 2-4 cm en el recto para controlar la temperatura del cuerpo. Coloque los cerdos de una almohadilla eléctrica de recirculación de agua para mantener la temperatura corporal normal (38-40 ° C) durante el procedimiento quirúrgico.
- Coloque el cerdo con cuatro cortinas toallas colocadas en un patrón cuadrante suprayacente alrededor del abdomen. Coloque la primera cortina a través de xiphisternum, la segunda cortina a lo largo de la cara lateral de abdomen aproximadamente 5 cm lateral a la línea media abdominal. Coloque la tercera cubrir a través de la cresta ileal de la pelvis y el cuarto cortina, como el segundo paño (aunque en el lado opuesto), se coloca a lo largo de la cara lateral del abdomen aproximadamente 5 cm lateral a la línea media abdominal.
- Coloque un paño de mesa, con una abertura de ranura que permite el acceso a la zona quirúrgica, a través de las cortinas de toallas subyacentes y cubrir el cerdo y toda mesa de operaciones. La caída final es un Steri-paño desechable colocado sobre la mesa de cortina grande.
2. Cirugía abdominal y la cateterización de la linfático intestinal Tronco
- Hacer una incisión en la piel 20 cm con una cuchilla de escalpelo para exponer los músculos abdominales subyacentes. Incisión en las capas musculares abdominales con electrocauterio monopolar (20 ajuste de vatios) para exponer el peritoneo parietal. Abrir un segmento lineal de 20 cm de peritoneo parietal con tijeras Metzenbaum para acceder a las vísceras abdominales y vasos linfáticos.
- Humedecer todos los tejidos con agua caliente (37 ° C) solución salina estéril durante todo el procedimiento quirúrgico. Levante suavemente un gran segmento de intestino incluyendo el colon, intestino ciego, íleon y el yeyuno de la cavidad abdominal y exteriorizar que el flanco izquierdo del cerdo para acceder a la parte superior del abdomen, el hígado y vasos linfáticos. Asegurar el intestino exteriorizado en posición con cortinas de toallas adicionales para formar un cabestrillo para apoyar suavemente el intestino.
- Localizar el vaso linfático, que establece unos 4 cm craneal-medial de la vena renal derecha, 6 cm ventral caudal-medial- de los capataces cava y por debajo de la cara visceral del lóbulo hepático derecho, cerca del páncreas 22,36,37. Identificar el vaso linfático como una estructura translúcida yuxtapuesto al segmento ventral derecha de la vena portal 36,37.
- Se separa la Vess linfáticoel de la fascia que rodean por las burlas suavemente el tejido adjunto con aplicadores Q-tip. Una vez que las caras laterales de recipiente se separan del tejido circundante, crear una abertura "túnel" bajo el buque con finas punta roma fórceps.
- Pasar tres suturas de seda 2-0 debajo del vaso linfático con unas pinzas finas. Ligar la sutura más caudal primero para ocluir, dilatar y llenar el recipiente con la linfa. A propósito dejar los extremos de este hilo de sutura relativamente largo (4 cm) para asegurar el catéter al vaso linfático. Colocan otros dos suturas separadas 1,0 cm entre sí y son aproximadamente 1,0-1,5 cm craneales a la sutura caudal garantizado. Deje estas dos suturas con una 'sola lazo de ligadura floja' para permitir la obtención más rápida del catéter en el vaso.
Nota: El segmento del vaso linfático situado entre la sutura de ligadura más caudal y la sutura media (de las dos suturas craneales) es el sitio para la cateterización. En cuanto a sutura de material, 2-0 poliglactina de sutura puede sustituir a 2-0 suturas de seda, si es necesario. - Corte un pequeño agujero en el vaso con tijeras iris y dilatar el vaso con unas pinzas finas romos. Inserto de aproximadamente 1,0 a 1,5 cm de tubo de catéter especializado (4,06 Diámetro exterior (OD) X 2,31 mm ID) con un extremo biselado en el recipiente y atar los dos suturas craneales para asegurar el catéter en su lugar. Usa los extremos de la sutura largos de la sutura caudal para asegurar el catéter al vaso.
- Lavar el intestino exteriorizado con cantidades copiosas de solución salina tibia y suavemente volver a la cavidad abdominal asegurar el posicionamiento anatómica correcta del intestino.
- Exteriorizar el catéter en la mitad del flanco izquierdo (5-10 cm ventral desde la fosa paralumbar). Hacer una incisión en la piel con un bisturí y pasar un trocar de la cavidad abdominal a la superficie de la piel para crear una abertura para la exteriorización del catéter. Utilizar una gran pinza de Kelly para exteriorizar el catéter del cav abdominaldad a través del orificio de un trócar.
- Cerrar el peritoneo parietal con un simple patrón de sutura continua de 2-0 sutura de poliglactina con una aguja redonda (cónica). Cierre las capas musculares abdominales con un simple patrón de sutura interrumpida con una sutura de poliglactina 2-0 en una aguja redonda.
- Cerrar la piel en un patrón subcuticular con 2-0 sutura de poliglactina en una aguja de corte. Asegurar el catéter exteriorizada a la piel con un patrón de sutura en bolsa de tabaco y una sutura 2-0 nylon en una aguja de corte.
- Colocar una chaqueta especializado en el cerdo mientras que todavía anestesiado para facilitar su colocación y reducir el estrés del cerdo durante la recuperación.
3. La recuperación post-quirúrgica y la linfa Colección
- Aproximadamente 10 minutos antes de la interrupción de la anestesia de inhalación, administrar bupenorphine (0,1 mg / kg) por vía intramuscular para proporcionar analgesia inmediata post-cirugía. Continuar bupenorphine (0,1 mg / kg) cada 12 h durante 24-48 horas para manteneranalgesia post-cirugía.
- Monitorear los cerdos de complicaciones post-quirúrgicas cada 8-12 h durante un período de 7 días.
- Recoger la linfa en botellas de 500 ml de lavado de polipropileno, revestidos con ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), y suplementado con antibióticos; penicilina (6.000 UI), estreptomicina (6 mg) y anfotericina B (3 mg) cada 12 horas durante un período de 7 días.
4. Cuantificación de lipoproteína APOB48, triglicéridos, colesterol y proteínas totales Recogidos de linfa
- Centrifugar la muestra de la linfa a 1.800 xg durante 5 min a 4 ° C. Recoger el sobrenadante y utilizarla para la cuantificación de triglicéridos, colesterol y proteínas totales.
- Divida el sobrenadante en tres muestras: una muestra no diluida, un 1:20 de agua destilada muestra diluida y una muestra final se diluyó 1: 100 con agua destilada.
- Usar el sobrenadante sin diluir para medir niveles de colesterol, con un kit disponible en el mercado.
- Utilice la 1:20 y 1:100 muestras diluidas para medir niveles de triglicéridos y de proteína total con un kit disponible en el mercado y el ensayo de ácido bicinconínico total de proteína, respectivamente.
5. La cuantificación de la lipoproteína APOB48, recopilada a partir de nódulos 38
- Determinar la concentración de lipoproteínas de APOB48 con un método de Western Blotting inmune adaptado 38. linfático total de separada con 3-8% de sodio dodecil electroforesis en gel de poliacrilamida con tris-etilo-(SDS-PAGE).
- Transferir las proteínas separadas a una membrana de fluoruro de polivinilideno (0,45 micras) y se incuba con un anticuerpo policlonal de cabra a la ApoB (1: 4.000), y luego se unen con un anticuerpo secundario anti-cabra.
- Cuantificar la lipoproteína APOB48 con quimioluminiscencia utilizando una comparación densitométrica lineal con el estándar de proteína APOB48 roedor purificada.
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Representative Results
cateterismo linfático del tronco linfático intestinal de cerdos recién nacidos permite colección de aproximadamente 1 l / 24 h de la linfa central sobre un período de 7 días. La linfa recogida en estos experimentos contenía componentes del metabolismo de los lípidos, la proteína es decir, total de la linfa, la lipoproteína de APOB48, triglicéridos, proteínas totales, y el colesterol. La Tabla 1 destaca cantidades representativas de estos componentes lipídicos de muestras ganglios agrupados de tres cerdos. Notablemente, el flujo linfático y lípidos constituyentes están en línea con los valores de los ganglios centro reportados por otros investigadores tras la cateterización de vasos linfáticos intestinales (linfa flujo 570 ± 158 a 979 ± 284 ml / 24 hr 25, 360 ± 120 MLL / 24 hr a 1080 ± 720 ml / 24 h 26; triglicérido 687 ± 110 mg / dl 9; el colesterol 63,1 ± 5,6 mg / dl 9); que indica la colocación correcta del catéter dentro del vaso linfático.
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Figura 2. A Liquid perfil de proteínas rápida Chromatography (FPLC) que demuestra la pureza de la preparación de quilomicrones en el cerdo neonatal linfático intestinal. Linfáticos recogidos de tres cerdos se separa usando un protocolo de ultracentrifugación en gradiente de densidad de 1,006 g / ml. El perfil muestra un pico único para el colesterol (A) y triglicéridos (B) en la muestra de linfa. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 1. Un análisis de Western blot representativo que demuestra la contribución de la apolipoproteína B100 APOB48 y lipoproteínas en cerdos neonatales linfático intestinal. La linfa recogieron del discursocerdos se separaron utilizando un protocolo de ultracentrifugación en gradiente de densidad de 1,006 g / ml. La figura muestra una pequeña cantidad de contaminación con aproximadamente el 15% de plasma derivado ApoB100. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Características ganglios | |
| APOB48 (mg / ml) | 3022,4 ± 440,4 |
| Triglicéridos (mg / dL) | 607 ± 203,6 |
| Colesterol (mg / dL) | 58,5 ± 9,6 |
| Los resultados se expresan como media ± SD (n = 3) | |
Tabla 1. Componentes de la linfa intestinal recogidos de cerdos neonatales 7 días después de la cirugía. Los resultados se repiten meaSures de la linfa y se expresaron como media ± DE (n = 3)
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Discussion
Recogida linfático intestinal es un excelente método para investigar los mecanismos que participan en los lípidos 8-12 y 13-15 de drogas metabolismo, metástasis de cáncer de 16,17, el tráfico de células y la función inmune 18-26, en varios modelos animales experimentales. De hecho, la capacidad para cosechar grandes cantidades de cualquiera periférica (aferente) y central (eferente y los grandes vasos del tronco) linfático durante un período prolongado ha sido especialmente importante para la comprensión de los cambios temporales que se producen en las poblaciones de células siguientes desafíos con agentes moduladores inmunes 18-22 , 25,26. Del mismo modo, la recogida de la linfa central ha sido de gran ayuda en los procesos que intervienen en el metabolismo de las lipoproteínas de 8-12 delinear. La utilidad de la recogida de la linfa depende del éxito del procedimiento de cateterización y la permeabilidad del catéter dentro del vaso linfático.
La cateterización de los vasos linfáticos principales implicados enEl drenaje linfático intestinal en animales grandes generalmente utiliza uno de los tres enfoques quirúrgicos. La primera técnica utiliza un enfoque de hombro del cráneo para entrar en el conducto torácico que cubre la vena yugular común (vaca conducto torácico) 5. El segundo utiliza un enfoque flanco superior sobre el aspecto mediados de los laterales del riñón derecho 32,33. La tercera técnica como se describe en este vídeo emplea, ya sea una línea media ventral o paramedian 22,35 laparotomía para exponer el tronco linfático intestinal cerca del páncreas y yuxtapuesta a la cara ventral derecha de la vena portal 22,36,37. Aunque tanto el flanco superior y de la línea media ventral técnicas quirúrgicas permiten el cateterismo del tronco linfático intestinal, creemos que el enfoque de la línea media ventral permite una mejor exposición del recipiente con un espacio adecuado dentro de la parte superior del abdomen de manejar y manipular el recipiente.
Es importante destacar que, como en cualquier cirugía experimental hay pasos que son particialmente crucial para el éxito del procedimiento experimental. Hay cuatro áreas clave que requieren atención cuidadosa mediante el abordaje ventral para acceder al vaso linfático intestinal. En primer lugar, se requiere un excelente suministro de sangre al intestino exteriorizado, como prolongada circulación comprometida al intestino induce isquémica necrosis de la mucosa intestinal y el fracaso quirúrgico. En este procedimiento una "toalla cabestrillo 'reduce la tensión sobre los vasos sanguíneos mesentéricos por soportar el peso de los intestinos, lo que garantiza una excelente perfusión tisular. En segundo lugar, cuidadosas manipulaciones del buque, incluidos: la liberación del buque de los alrededores de la fascia y el tejido adiposo, insertar y sujetar firmemente el dispositivo de catéter dentro del recipiente para la recogida de la linfa a largo plazo es fundamental para el éxito del procedimiento. De hecho, se sugiere que la integridad estructural de los vasos en cerdos neonatales no es tan robusto como en animales maduros y como tal puede rasgar fácilmente 39,40 41, es muy difícil de eliminar el coágulo del catéter como el coágulo se desarrolla dentro del catéter y es profunda dentro del vaso linfático. En consecuencia, esto reducirá en gran medida (aproximadamente 40%) el número de animales por sondaje con éxito a largo plazo de experimentación (datos no publicados). Por lo tanto, si el flujo de la linfa se hace más lenta o se ha interrumpido durante el procedimiento, el catéter linfático debe ser reinsertado craneal 0,5-1 cm desde el punto de cateterismo inicial.
Todos los modelos utilizados para investigar cuestiones científicas tienen limitaciones inherant y cateterización del tronco linfático intestinal no es una excepción. La limitación más pronunciado para el procedimiento es la incapacidad de aislar eficazmente, cateterizar los vasos linfáticos, y estabilizar el catéter dentro del vaso. Como tal, este procedimiento requiere que las personas con una excelente habilidad técnica y quirúrgicas. Otra limitación importante es que los tiempos quirúrgicos prolongados durante la cirugía mayor abdominal aumenta el riesgo y la morbilidad y la mortalidad post-quirúrgica. Notablemente, sin embargo, los cerdos en nuestro experimento se recuperaron rápidamente de la cirugía y no hubo complicaciones tales como infecciones, íleo intestinal, lesión tisular excesiva, o inapetencia después del procedimiento. Sin duda alguna, se observaron los cerdos a ser brillante, sensible, deambular y comer normalmente 24 horas después de la cirugía y esto continuó durante el periodo de recogida de la linfa de 7 días. Cabe destacar que, a pesar de bioquímica sérica o recuentos sanguíneos completos no se evaluaron en estos cerdos siguientes experimento de 7 días, el trabajo previo de los investigadores en la recolección de la linfa a largo plazo en el ganado ovino 41 demostró que las ovejas por sondaje nunca fueron leucopenia, linfopenia, hipoproteinemia con desequilibrios electrolíticos o clínicamente retratar la mala salud (datos no publicados). Es importante destacar que, y como se ha indicado anteriormente, esta observación se correlaciona con catheteriZed cerdos también presentan características clínicas de buena salud.
Curiosamente, los investigadores observaron variaciones en el volumen de flujo de la linfa. El flujo fue mayor durante el día cuando los cerdos se alimentaban y activa con aproximadamente el 70% de la linfa recogida diaria que ocurre en este momento. El 30% restante del flujo de la linfa pasa por la noche durante el descanso y el sueño.
Además de la caracterización de las muestras de ganglios se proporcionan en las Figuras 1, 2 y en la Tabla 1. La figura 1 muestra una pequeña cantidad de contaminación con aproximadamente 15% de plasma derivado ApoB100. La presencia de la lipoproteína de plasma dentro de la linfa intestinal es una observación que a menudo se produce en los cerdos 42. En lechones, la mayoría de la lipoproteína es producida por el hígado y se libera en el plasma. Desde el plasma, ApoB100 probable filtra en la recogida de lactíferos 42 y luego a través de la red vascular linfáticodesagües en el tronco linfático intestinal. Varios métodos de cromatografía se utilizan para evaluar el colesterol, los triglicéridos y otros contenidos de fosfolípidos en las muestras de ganglios recogidos 42-45. El único pico en la Figura 2 demuestra claramente el colesterol y los triglicéridos están presentes en la fracción de quilomicrones. Este método es una técnica conveniente y precisa de los perfiles de las lipoproteínas de ganglios y se debe considerar al evaluar la pureza de las muestras de quilomicrones de la linfa intestinal 45. Por último, la Tabla 1 proporciona los componentes bioquímicos de la linfa intestinal recogidos de cerdos neonatales 7 días después de la cirugía.
En conclusión, la cateterización a largo plazo del tronco linfático intestinal es éxito en cerdos jóvenes. Con esta técnica, la cateterización linfático se puede utilizar para recoger e investigar los componentes del metabolismo lipídico. La pureza de la linfa, la cantidad de linfa producido y las cantidades de los componentes del metabolismo lipídicoson similares a las cantidades presentes en cerdos linfático central en otros experimentos 9,25,26,42. Los resultados indican que el empleo de un enfoque quirúrgico línea media ventral con disección de los tejidos y los vasos cuidadosa manipulación de sondar el tronco linfático intestinal en cerdos jóvenes es un método excelente para recoger grandes cantidades de linfático central.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Miller laryngoscope blade | Welch Allyn | 68044 | 182 mm length |
| Surgivet advisor: Vital signs monitor | Surgivet | V9203 | |
| Rectal temperature probe | Surgivet | V3417 | |
| Mono-polar electrosurgery generator | Valley Lab | ||
| Metzenbaum scissors | Fine Science | 14518-18 | |
| Tuffier retractor | Stevens | 162-11-676 | |
| Mosquito forceps | Stevens | 162-7-10 | |
| Kelly forceps-curved (14cm) | Stevens | 162-7-38 | |
| Allis tissue forceps | Stevens | 162-7-38 | |
| Forceps dressing-eye (10.2cm) | Stevens | 162-18-780 | |
| Forceps dressing-Adison (12.1cm) | Stevens | 162-17-2510 | |
| Needle Drivers | Stevens | 162-V98-42 | |
| Iris scissors | Fine science | 14058-11 | |
| Circulating water pump | Jorvet | J-783X | |
| Maxitherm-Vinyl blanket | Jorvet | J-784C | |
| Q tip applicators | Fisher Scientific | 22-037-960 | |
| Catheterization tubing (4.06 OD X 2.31 ID) | Braintree Scientific Inc. | MRE-160 | Micro-Renethane implantation tubing |
| 2-0 silk suture | Ethicon | LA556 | |
| 2-0 polyglactin suture | Ethicon | J443H | 2-0 vicryl |
| Large animal jacket | Lomir Biomedical Inc. | SSJ2YC | |
| Polypropylene wash bottles | Fisher Scientific | 03-409-22C | 500 ml |
| Penicillin-Streptomycin | Sigma Aldrich | D4333 | |
| EDTA | Sigma Aldrich | 60-00-4 | |
| Amphotericin B | Sigma Aldrich | A2411 | |
| Azaperone | Elanco Animal Health | Stresnil | |
| Dexmedetomidine hydrochloride | Zoetis | 6295 | Dexdomitor |
| Isoflurane | Abbott Animal Health | 05260-5 | IsoFlo |
| Ketamine hydrochloride | Zoetis | 2626 | Ketaset |
| Bupenorphine hydrochloride | Champion Alstoe Animal Health | DIN:02347510 | |
| 6 mm Endotracheal tube | Jorvet | J-165d | |
| 10% Lidocaine spray | AstraZeneca | DIN:02003767 | |
| 4 % Chlorhexidine surgical scrub | Partnar Animal Health | PCH-011 | Diluted: 2.0% solution |
| 3M Surgical steri- drape | 3M Health Care | 1040 | |
| SDS page gel | Invitrogen | EA0375BOX | 3-8 % tris acetate |
| Polyvinylidene fluoride membrane | Millipore | IPVH00010 | 0.45 μm pore size |
| ApoB antibody | EMD Millipore | AB742 | 1:4000 dilution |
| Donkey anti-goat IgG-HRP | Santa Cruz Biotechnology | Sc-2304 | |
| ECL Prime Western Blotting Reagent | GE Healthcare LifeSciences | RPN2232 | |
| Triglyceride Kit | Wako Pure Chemicals | 998-40391/994-40491 | |
| Total Cholesterol Kit | Wako Pure Chemicals | 439-17501 | |
| Total Protein | Pierce | 23225 | Bicinchoninic Acid Assay |
References
- Lindsay, F. E. F. The cisterna chyli as a source of lymph samples in the cat and dog. Res. Vet. Sci. 17, 256-258 (1974).
- Kohan, A. B., Howles, P. N., Tso, P. Methods for studying rodent intestinal lipoprotein production and metabolism. Curr. Protoc. Mouse Biol. 2, 219-230 (2012).
- Wang, X. D., et al. Intestinal uptake and lymphatic absorption of beta-carotene in ferrets: a model for human beta-carotene metabolism. Am. J. Physiol. 263 (4 Pt 1), G480-G486 (1992).
- Hein, W. R., Barber, T., Cole, S. A., Morrison, L., Pernthaner, A. Long-term collection and characterization of afferent lymph from the ovine small intestine. J.Immunol. Methods. 293 (1-2), 153-168 (2004).
- Hartmann, P. E., Lascelles, A. K. The flow and lipid composition of thoracic duct lymph in the grazing cow. J. Physiol. 184 (1), 193-202 (1966).
- Redgrave, T. G., Dunne, K. B. Chylomicron formation and composition in unanaesthetised rabbits. Atherosclerosis. 22 (3), 389-400 (1975).
- Binns, R. M., Hall, J. G. The paucity of lymphocytes in the lymph of unanaesthetised pigs. Br. J. Exp. Pathol. 47 (3), 275-280 (1966).
- Ohlsson, L., Kohan, A. B., Tso, P., Ahren, B. GLP-1 released to the mesenteric lymph duct in mice: Effects of glucose and fat. Regul. Pept. 189, 40-45 (2014).
- Ho, H. T., Kim, D. N., Lee, K. T. Intestinal apolipoprotein B-48 synthesis and lymphatic cholesterol transport are lower in swine fed high fat, high cholesterol diet with soy protein than with casein. Atherosclerosis. 77 (1), 15-23 (1989).
- Arnold, M., Dai, Y., Tso, P., Langhans, W. Meal-contingent intestinal lymph sampling from awake, unrestrained rats. Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol. 302 (12), R1365-R1371 (2012).
- Nguyen, T. M., Sawyer, J. K., Kelley, K. L., Davis, M. A., Kent, C. R., Rudel, L. L. ACAT2 and ABCG5/G8 are both required for efficient cholesterol absorption in mice: evidence from thoracic lymph duct cannulation. J. Lipid Res. 53 (8), 1598-1609 (2012).
- Sato, M., Kawata, Y., Erami, K., Ikeda, I., Imaizumi, K. LXR agonist increases the lymph HDL transport in rats by promoting reciprocally intestinal ABCA1 and apo A-I mRNA levels. Lipids. 43 (2), 125-131 (2008).
- Boyd, M., Risovic, V., Jull, P., Choo, E., Wasan, K. M. A stepwise surgical procedure to investigate the lymphatic transport of lipid-based oral drug formulations: Cannulation of the mesenteric and thoracic lymph ducts within the rat. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49 (2), 115-120 (2004).
- Sugawara, T., et al. Intestinal absorption of dietary maize glucosylceramide in lymphatic duct cannulated rats. J. Lipid Res. 51 (7), 1761-1769 (2010).
- Shackleford, D. M., et al. Contribution of lymphatically transported testosterone undecanoate to the systemic exposure of testosterone after oral administration of two andriol formulations in conscious lymph duct-cannulated dogs. J. Pharmacol. Exp. Ther. 306 (3), 925-933 (2003).
- Lespine, A., et al. Contribution of lymphatic transport to the systemic exposure of orally administered moxidectin in conscious lymph duct-cannulated dogs. Eur. J. Pharm. Sci. 27 (1), 37-43 (2006).
- Carr, J., Carr, I., Dreher, B., Betts, K. Lymphatic metastasis: invasion of lymphatic vessels and efflux of tumour cells in the afferent popliteal lymph as seen in the Walker rat carcinoma. J. Pathol. 132 (4), 287-305 (1980).
- Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. I. Lymphocyte circulation in gut-associated lymphoid tissue. Immunology. 42 (3), 469-474 (1981).
- Knight, J. S., Baird, D. B., Hein, W. R., Pernthaner, A. The gastrointestinal nematode Trichostrongylus colubriformis down-regulates immune gene expression in migratory cells in afferent lymph. BMC Immunol. 11, 51 (2010).
- Milling, S. W., Jenkins, C., MacPherson, G. Collection of lymph-borne dendritic cells in the rat. Nat. Protoc. 1 (5), 2263-2270 (2006).
- Pernthaner, A., Cole, S. A., Gatehouse, T., Hein, W. R. Phenotypic diversity of antigen-presenting cells in ovine-afferent intestinal lymph. Arch. Med. Res. 33 (4), 405-412 (2002).
- Thielke, K. H., Pabst, R., Rothkotter, H. J. Quantification of proliferating lymphocyte subsets appearing in the intestinal lymph and the blood. Clin. Exp. Immunol. 117 (2), 277-284 (1999).
- Mayrhofer, G., Fisher, R. IgA-containing plasma cells in the lamina propria of the gut: failure of a thoracic duct fistula to deplete the numbers in rat small intestine. Eur. J. Immunol. 9 (1), 85-91 (1979).
- Beh, K. J. The origin of IgA-containing cells in intestinal lymph of sheep. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 55 (3), 263-274 (1977).
- Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. II. Migration to the intestinal lamina propria of antigen-specific cells generated in response to intestinal immunization in the pig. Immunology. 42 (3), 475-479 (1981).
- Rothkotter, H. J., Huber, T., Barman, N. N., Pabst, R. Lymphoid cells in afferent and efferent intestinal lymph: lymphocyte subpopulations and cell migration. Clin. Exp. Immunol. 92 (2), 317-322 (1993).
- Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. J. Biomed. Biotechnol. 1, (2011).
- Getz, G. S., Reardon, C. A.
- Skold, B. H., Getty, R., Ramsey, F. K. Spontaneous atherosclerosis in the arterial system of aging swine. Am. J. Vet. Res. 27 (116), 257-273 (1966).
- Reiser, R., Sorrels, M. F., Williams, M. C. Influence of high levels of dietary fats and cholesterol on atherosclerosis and lipid distribution in swine. Circ. Res. 7, 833-846 (1959).
- Casani, L., Sanchez-Gomez, S., Vilahur, G., Badimon, L. Pravastatin reduces thrombogenicity by mechanisms beyond plasma cholesterol lowering. Thromb. Haemost. 94 (5), 1035-1041 (2005).
- Romosos, D. R., McGilliard, A. D. Preparation of thoracic and intestinal lymph duct shunts in calves. J. Dairy Sci. 53 (9), 1275-1278 (1970).
- Shannon, A. D., Lascelles, A. K. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 5 (2), 194-205 (1968).
- Aliev, A. A. Intestinal lymph of ruminants. I. Operative techniques for collecting intestinal lymph from ruminants. Acta Vet.Hung. 38 (1-2), 105-120 (1990).
- Butterfield, A. B., Lumb, W. V., Litwak, P. Surgical preparation of miniature swine for atherosclerosis research. Am. J. Vet. Res. 37 (12), 1519-1523 (1976).
- Saar, L. I., Getty, R. Lymphatic system. Sisson and Grossman's: The anatomy of domestic animals. 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia PA. 1343-1358 (1975).
- Zanchet, D. J., de Souza Montero, E. F. Pig liver sectorization and segmentation and virtual reality depiction. Acta. Cirurgica. Basilera. 17 (6), 382-387 (2002).
- Vine, D. F., Takechi, R., Russell, J. C., Proctor, S. D. Impaired postprandial apolipoprotein-B48 metabolism in the obese, insulin-resistant JCR:LA-cp rat: increased atherogenicity for the metabolic syndrome. Atherosclerosis. 190 (2), 282-290 (2007).
- Li, W. C., et al. Biomechanical properties of ascending aorta and pulmonary trunk in pigs and humans. Xenotransplantation. 15 (6), 384-389 (2008).
- Arkill, K. P., Moger, J., Winlove, C. P. The structure and mechanical properties of collecting lymphatic vessels: an investigation using multimodal nonlinear microscopy. J. Anat. 216 (5), 547-555 (2010).
- Uwiera, R. R. E., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cell. Immunol. 214 (2), 155-164 (2001).
- Black, D. D., Davidson, N. O. Intestinal apolipoprotein synthesis and secretion in the suckling pig. J. Lipid Res. 30 (2), 207-218 (1989).
- Heider, J. G., Pickens, C. E., Lawrence, K. A. Role of acyl CoA:cholesterol acyltransferase in cholesterol absorption and its inhibition by 57-118 in the rabbit. J. Lipid Res. 24, 1127-1134 (1983).
- Noh, S. K., Koo, S. I. Milk sphingomyelin is more effective than egg sphingomyelin in inhibiting intestinal absorption of cholesterol and fat in rats. J. Nutr. 134, 2611-2616 (2004).
- Brunham, L. R., et al. Intestinal ABCA1 directly contributes to HDL biogenesis in vivo. J. Clin. Invest. 116 (4), 1052-1062 (2006).
