Introduction
Лимфатическая система является изученной областью физиологии. Доклинические модели лимфатической катетеризацией встречаются у разных видов животных 1-8 и используются фармацевтической промышленности и научно - исследовательских институтов для изучения механизмов , участвующих в липида и 8-12 метаболизма лекарственных средств, 13-15 метастазирования рака 16 с экспериментального лечения 17 и иммунной функции 18 -26. Это исследование исследует использование кишечного лимфатического ствола катетеризацию в отечественной модели свиньи для измерения компонентов метаболизма липопротеинов. Метаболизм липопротеинов участвует в производстве и секреции хиломикронов, а также изменения в связанных липидов и общего белка. Это важные соображения, как существуют значительные различия в липидного обмена между наиболее часто используемых моделях грызунов и человека, и как таковые, с использованием модели свиньи для сбора кишечных лимфы может обеспечить более сопоставимую информацию для изучения липидного меняtabolism у людей 27-31.
Несколько хирургических методов используются для сбора кишечника лимфу в крупных видов животных: черепную плечо подход (т.е. грудной проток катетеризацию) 5, боковая верхняя бочка подход 32-34 и вентральной средней линии или парамедианный подход 22,35. Это видео подробно описывает хирургическую процедуру в свиней с использованием вентральной средней линии хирургического подхода к катетеризацией кишечного лимфатического ствола. Осторожная хирургическая техника допускает этот метод лимфатической катетеризацией для сбора большого количества лимфы и его составные части в течение длительного периода времени.
Этот метод открывает множество приложений для многих дисциплин, исследующих различные физиологические функции. Приложения могут включать в себя, но не ограничиваются ими, весь липопротеина тела и липидного обмена, иммунологического, генезис и метастазирования опухолей, функции кишечника, и Разработлор и прогрессирование воспалительного заболевания кишечника.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры на экспериментальных животных, описанных в обоих видео и рукописи были утверждены по уходу и использованию комитета Institutional животных путем и следовал руководящим принципам, установленным Канадским советом по уходу за животными.
1. хирургической анестезии и хирургических Подготовка новорожденных поросят
- В отделенной прихожую, Premedicate 25 кг свиней у основания шеи с внутримышечной коктейлем седативно-анестезирующий препарат, содержащий: azaperone (0,3 мг / кг), гидрохлорид кетамина (10 мг / кг), Дексмедетомидин (15 мкг / кг).
Примечание: Добавить бупренорфин (0,005-0,02 мг / кг) в предварительно анестетика коктейль наркотиков для улучшенного интраоперационного контроля боли. - Обезболить свиней с вдыхаемым изофлуран ингаляции газа (4-5% изофлуран в 500 мл-1000 мл / мин O 2) , используя маску. Визуализируйте голосовые связки с помощью ветеринарного ларингеальный сферы (длинная 17-25 см ПРЯМОЛОПАСТНОЙ), а также применять местное 10% лидокаина Spay вокалушнуры. Дайте лидокаин спрей связаться голосовые связки 30-60 сек до интубации, чтобы уменьшить возможность вокального спазма шнура и обструкции дыхательных путей.
- Интубировать свиней путем пропускания манжетой эндотрахеальной трубки (5,0-7,0 мм Внутренний диаметр (ID)) между голосовыми связками и поддержания анестезии с изофлуран газа (0,5-2,0% изофлуран в 1000-2000 мл / мин O 2) с использованием закрытой схема передыханию обезболивающий системы по всей операции. Оценить уровень анестезии щековыми тон, и обе педали и антимонголоидный разрез глаз рефлекторных реакций. Истекло анестезирующий газ продувается и выводятся за пределы хирургического набора.
- Очистите внешнюю поверхность уха с 2,0% раствором хлоргексидина хирургический скраб с последующим 70% изопропилового спирта полощут. С внутривенный катетер 20 G, катетеризировать в вену уха, чтобы обеспечить внутривенное введение жидкости (раствор Рингера с лактатом; 5-10 мл / кг / ч) во время операции. Закрепить пульсоксиметр на поверхности слизистой оболочки языка с медскую ленту для контроля частоты сердечных сокращений и насыщенность периферической крови кислородом (SPO 2).
- Поместите наркозом кота в дорсальной лежачем положении и бритье вентральной части живота от середины грудной клетки каудально к вентральной лобка. Очистите эту область с двумя чередующимися 2,0% хлоргексидина хирургических скрабы и стерильные промывок водой.
- Передача обезболены свинью хирургического набора и применить окончательный хирургический скраб 70% полоскании изопропилового спирта, дайте ему высохнуть, а затем задрапировать животное.
- Вставьте ректального датчика температуры примерно 2-4 см в прямую кишку, чтобы контролировать температуру тела. Поместите свиней на грелку воды рециркуляционным для поддержания нормальной температуры тела (38-40 ° C) во время хирургической процедуры.
- Драпируйте свинья с четырьмя полотенцами драпировками, помещенных в вышележащих шаблон квадранта вокруг живота. Поместите первый драпировка через мечевидного отростка, второй драпировка вдоль латеральной части живота примерно 5 грм сбоку от брюшной средней линии. Поместите третий драпировка через подвздошную гребня таза и четвертой драпировка, как и второй драпировки (хотя на противоположной стороне), расположена вдоль латеральной поверхности живота примерно 5 см латеральнее брюшной средней линии.
- Поместите большой стол драпировка, с щелевой отверстия, дающего возможность доступа к операционному полю, над нижележащих полотенце драпировки и покрывают свинью и весь операционный стол. Окончательный драпировка представляет собой одноразовый стерильными-драпировки помещается над большим столом драпировкой.
2. Абдоминальная хирургия и катетеризация кишечника лимфатической Магистральные
- Сделайте разрез кожи на 20 см с скальпелем, чтобы выставить основные мышцы живота. Надрезать брюшной мышечные слои с однополярного электрокоагуляции (20 Вт) настройки, чтобы выставить париетальной брюшины. Открыть 20 см линейный сегмент париетальной брюшины с Metzenbaum ножницами, чтобы получить доступ к брюшной полости и лимфатический сосуд.
- Смочить все ткани с теплым (37 ° С) стерильного солевого раствора в течение всей хирургической процедуры. Аккуратно поднимите большой сегмент кишечника, включая рак толстой кишки, слепой кишки, подвздошной и тощей из брюшной полости и экстериоризоваться его на левый фланг свиньи, чтобы получить доступ к верхней части живота, печени и лимфатический сосуд. Закрепите выводили кишечник в положении с дополнительными полотенцесушители шторами, чтобы сформировать стропу, чтобы мягко поддерживать кишечник.
- Найдите лимфатический сосуд, он лежит около 4 см черепно-медиальной правой почечной вены, 6 см каудально-medial- вентральной из кавальных бригадиров и под висцеральной аспектом правой доли печени вблизи поджелудочной железы 22,36,37. Определить лимфатический сосуд в виде полупрозрачной структуры , примыкающего к правой вентральной сегмент воротной вены 36,37.
- Отделить лимфатическую VESSэль от окружающих фасции, осторожно дразня прочь прилагаемую ткань с Q-Tip аппликаторов. После того, как боковые стороны судна отделены от окружающих тканей, создают "Туннель" отверстие под сосуд с тонкой тупым наконечником пинцет.
- Проходят три 2-0 шелковыми швами под лимфатический сосуд с тонким пинцетом. Перевязывать наиболее хвостового швом сначала закупорить, и заполнить расширяют сосуд с лимфой. Целенаправленно оставить концы этой нити относительно длинной (4 см), чтобы закрепить катетер в лимфатический сосуд. Поместите две другие шовные материалы разделены 1,0 см друг от друга и составляют примерно 1,0-1,5 см черепных обеспеченному хвостового швом. Оставьте эти два швами с «одной свободной лигатуры галстука", чтобы позволить для более быстрого закрепления катетера в сосуд.
Примечание: Сегмент лимфатический сосуд, расположенный между наиболее хвостового лигирования швом и средним швом (из двух черепных швов) является местом для катетеризацией. Что касается суратура материал, 2-0 полиглактином шовный материал может заменить 2-0 шелковыми швами, если требуется. - Вырезать небольшое отверстие в сосуд с ирисами ножницами и расширяют сосуд с мелкими тупыми щипцами. Вставьте приблизительно 1,0-1,5 см специализированной трубки катетера (4,06 Внешний диаметр (OD) X 2,31 мм ID) со скошенным концом в сосуд и связать два черепных швов, чтобы закрепить катетер на месте. Используйте длинные шовные концы хвостового швом, чтобы закрепить катетер в сосуд.
- Промыть выводили кишечник с большим количеством теплого солевого раствора и осторожно вернуть его в брюшной полости, обеспечивая правильное анатомическое расположение кишечника.
- Экстериоризироваться катетер на левой середине фланг (5-10 см вентрально от paralumbar ямки). Делают разрез кожи скальпелем и проходить троакара из брюшной полости к поверхности кожи, чтобы создать отверстие для экстериоризацию катетера. Используйте большой пинцет Келли экстериоризоваться катетер из брюшной CAVности через отверстие троакара.
- Закройте париетальной брюшины с простым непрерывным швом узор 2-0 полиглактином швом с круглым (коническим) иглы. Закройте брюшной мышечные слои с помощью простого прерванного паттерна шовного с 2-0 полиглактином швом на круглом иглы.
- Закройте кожу в субкутикулярных модели с 2-0 полиглактином швом на разделочной иглы. Закрепите экстериоризированного катетер к коже с рисунком шовного кошелек-струнной и 2-0 нейлоновой нити на разделочной иглы.
- Поместите специальную куртку на свинье, все еще под наркозом, чтобы облегчить его размещение и уменьшить стресс свиньи во время восстановления.
3. Послеоперационное восстановление и лимфы Коллекция
- Примерно за 10 минут до прекращения ингаляционной анестезии, управлять bupenorphine (0,1 мг / кг) внутримышечно, чтобы обеспечить немедленное после операции обезболивание. Продолжить bupenorphine (0,1 мг / кг) каждые 12 ч в течение 24-48 ч для поддержанияпослеоперационное обезболивание.
- Монитор свиней для послеоперационных осложнений каждые 8-12 ч в течение периода 7 дней.
- Собирают лимфу в 500 мл полипропилен вымытые бутылки, покрытые этилендиаминтетрауксусной кислоты (ЭДТА), и дополненной антибиотиками; пенициллин (6000 МЕ), стрептомицин (6 мг) и амфотерицином В (3 мг) каждые 12 ч в течение периода 7 дней.
4. Количественное липопротеина ApoB48, триглицерида, холестерина и общего белка Собранные из Лимфы
- Центрифуга лимфы образца при 1,800 мкг в течение 5 мин при температуре 4 ° С. Собирают супернатант и использовать его для определения количества триглицеридов, холестерина и общего белка.
- Разделить супернатант на три образца: неразведенном образце, образец разводили 1:20 дистиллированной водой и окончательного образца, разбавленного 1: 100 с дистиллированной водой.
- Используйте неразбавленный супернатант для измерения уровня холестерина, с помощью коммерчески доступного набора.
- Используйте в 1:20 и 1:100 разведенные образцы для измерения триглицеридов и уровни общего белка с коммерчески доступного набора и кислотостойкой общего белка анализа бицинхониновой соответственно.
5. Количественное липопротеина ApoB48, собранный из Лимфы 38
- Определить концентрацию липопротеинов ApoB48 с адаптированной иммунной Вестерн - блоттинга методом 38. Отдельная общая лимфы с 3-8% трис-acetate- додецилсульфат натрия сульфат электрофорез в полиакриламидном геле (SDS-PAGE).
- Передача Разделенные белки в поливинилиденфторидом мембраной (0,45 мкм) и инкубировать их с козьим поликлональных антител апоВ (1: 4000), а затем связать его с анти-козьими вторичными антителами.
- Количественная липопротеинов ApoB48 с хемилюминесценции с использованием линейного денситометрическую сравнения с очищенными грызунами стандарта ApoB48 белка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Лимфатической катетеризацию кишечника лимфатической ствола неонатальных свиней позволяет собирать около 1 л / 24 ч центральной лимфы в течение 7 дней. Лимфы, собранные в этом эксперименте содержали компоненты липидного обмена, а именно общего белка лимфы, ApoB48 липопротеинов, триглицеридов, общего белка и холестерина. Таблица 1 Основные представительные количества этих липидных компонентов из консервированной лимфатических образцов трех свиней. Следует отметить, что лимфоток и липидные компоненты находятся на одной линии с значениями центральной лимфы сообщили другими исследователями после катетеризацией кишечных лимфатических сосудов (лимфоток 570 ± 158 до 979 ± 284 мл / 24 ч 25, 360 ± 120 MLL / 24 ч до 1080 ± 720 мл / 24 ч 26; триглицерид 687 ± 110 мг / дл 9; холестерин 63,1 ± 5,6 мг / дл 9); с указанием правильной установки катетера в лимфатический сосуд.
ontent "ВОК: Keep-together.within-страницу =" 1 ">
Рисунок 2. быстрой жидкостной хроматографии протеинов (FPLC) профиль демонстрирует чистоту препарата хиломикронов в неонатальный передельного кишечника лимфы. Лимфатические собрана из трех свиней, разделенных с использованием протокола градиента плотности ультрацентрифугирования в 1,006 г / мл. Профиль показывает один пик для (A) холестерина и (В) триглицерида в лимфатической образце. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 1. Представитель Вестерн - блот - анализ демонстрирует вклад ApoB48 и ApoB100 липопротеинов в неонатальный передельного кишечника лимфы. Лимфатические собраны из трехсвиней отделено с использованием протокола с градиентом плотности ультрацентрифугирования в 1,006 г / мл. На рисунке показано небольшое количество загрязнений с приблизительно 15% плазмы , полученной ApoB100. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
| Лимфатические Характеристики | |
| ApoB48 (мг / мл) | 3022,4 ± 440,4 |
| Триглицериды (мг / дл) | 607 ± 203,6 |
| Холестерин (мг / дл) | 58,5 ± 9,6 |
| Результаты выражены в виде среднего значения ± стандартное отклонение (n = 3) | |
Таблица 1. Компоненты кишечника лимфы , собранные от новорожденных поросят 7 дней после хирургии. Результаты повторных MEASures лимфо- и выражается в виде среднего SD (n = 3)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Сбор кишечника лимфы является отличным методом для изучения механизмов , участвующих в липида 8-12 и наркотиков 13-15 метаболизма, метастаз рака 16,17, незаконный оборот клеток и иммунной функции 18-26, в различных экспериментальных моделях на животных. Действительно, способность собирать большие количества либо периферического (афферентную) и центральный (эфферентные и большие магистральные сосуды) лимфы в течение длительного периода было особенно важным для понимания временных изменений , которые происходят в клеточных популяциях следующих проблем с иммуномодулирующие агенты 18-22 , 25,26. Кроме того , коллекция центральной лимфе было полезно в разграничении процессы , вовлеченные в метаболизм липопротеинов 8-12. Полезность лимфатического коллекции зависит от успешности процедуры катетеризации и проходимость катетера в лимфатический сосуд.
Катетеризация крупных лимфатических сосудов, участвующих вкишечного лимфодренаж у крупных животных обычно использует один из трех хирургических подходов. Первый метод использует черепную подход плечо , чтобы войти в грудной проток , перекрывающую общую яремную вену (телячья грудном протоке) 5. Второй использует верхний подход фланговую по середине латеральной правой почки 32,33. Третий метод , как описано в этом видео работает либо вентральный срединный или парасрединную 22,35 лапаротомии подвергать кишечника лимфатическую ствол вблизи поджелудочной железы и примыкающего к правой вентральной воротной вены 22,36,37. Несмотря на то, как верхняя и фланговые вентральной срединной линии хирургические методы позволяют катетеризацию кишечной лимфатической ствола, мы полагаем, что вентральный срединный подход позволяет лучше экспозиции судна с достаточным пространством в верхней части живота, чтобы обрабатывать и манипулировать ими судно.
Важно отметить, что, как и в любой экспериментальной хирургии есть шаги, которые партикулярно решающее значение для успешного исхода экспериментальной процедуры. Есть четыре ключевых области, которые требуют пристального внимания с помощью вентральной срединной линии подход для доступа к кишечную лимфатический сосуд. Во-первых, отличный приток крови к экстериоризированного кишечника требуется, так как длительное скомпрометированы кровообращение в кишечнике вызывает ишемический некроз кишечника слизистой оболочки и хирургической недостаточности. В этой процедуре 'полотенце слинг' уменьшает натяжение брыжейки кровеносных сосудов, поддерживая вес кишечника, обеспечивая отличную перфузии тканей. Во-вторых, тщательные манипуляции судна, включая: выпуск судна из окружающих фасции и жировой ткани, вставки и надежно фиксации катетера внутри сосуда для длительного сбора лимфы имеет решающее значение для успешной катетеризации. Действительно, предполагается , что структурная целостность сосудов у новорожденных поросят не столь надежен , как и у взрослых животных и как таковой может легко разорвать 39,40 41, очень трудно удалить тромб из катетера , как тромб развивается внутри катетера и глубинный в лимфатический сосуд. Следовательно, это позволит значительно сократить (примерно 40%) числа животных успешно катетеризированных на длительный срок экспериментирования (неопубликованные данные). Поэтому, если лимфоток замедляется или прекращается во время процедуры, лимфатической катетер должен быть повторно краниально 0,5-1 см от исходного сайта катетеризацией.
Все модели, используемые для изучения научных вопросов имеют inherant ограничения и катетеризация кишечника лимфатической ствола не является исключением. Наиболее выраженное ограничение для процедуры является невозможность эффективно изолировать, катетеризировать лимфатический сосуд, и стабилизировать катетер внутри сосуда. Таким образом, эта процедура требует, чтобы люди с отличной технической и хирургического мастерстваs. Другим существенным ограничением является то, что длительные хирургические раз во время крупных абдоминальной хирургии увеличивает риск и послеоперационной заболеваемости и смертности. Примечательно, однако, что свиньи в нашем эксперименте быстро восстановился после операции и не было никаких осложнений, таких как инфекции, кишечные непроходимости, чрезмерное повреждение ткани или потеря аппетита после процедуры. Большинство, конечно, были обнаружены свиньи, чтобы быть ярким, отзывчивым, ambulating и нормально питаться 24 ч после операции и это продолжалось в течение периода сбора лимфы 7 дней. Следует отметить, что хотя биохимического или полный анализ крови не были оценены в этих свиней после 7 - дневного эксперимента, предыдущая работа исследователей в долговременной лимфатического коллекции у овец 41 показано , что катетеризация овцы никогда не были leukopenic, lymphopenic, hypoproteinemic с дисбалансом электролитов или клинически изображая плохое состояние здоровья (неопубликованные данные). Важно отметить и, как было указано выше, это наблюдение коррелирует с catheteriZed свиней также показывая клинические характеристики хорошего здоровья.
Интересно отметить, что исследователи отметили изменения в объеме лимфы. Поток был наибольший в течение дня, когда свиньи кормления и активными с приблизительно 70% от суточной собранную лимфатическую происходят в это время. Оставшиеся 30% лимфы происходит в вечернее время во время отдыха и сна.
Дальнейшая характеристика лимфы образцов представлены на рисунках 1, 2 и в таблице 1. На рисунке 1 показано небольшое количество загрязнений с приблизительно 15% плазмы , полученной ApoB100. Присутствие плазмы липопротеинов в лимфу кишечника является наблюдение , что часто встречается у свиней 42. В поросят, большая часть липопротеинов производится в печени и выпущен в плазме. Из плазмы, ApoB100 вероятно просачивается в сборе млечными сосудами 42 , а затем через лимфатическую сосудистой сетистекает в кишечном лимфатический ствол. Различные методы хроматографии используются для оценки холестерина, триглицеридов и фосфолипидов других содержание в образцах , собранных лимфатическими 42-45. Единственный пик на рисунке 2 четко демонстрирует уровень холестерина и триглицеридов присутствуют в хиломикронов фракции. Этот метод является удобным и точным методом профилирующих лимфатических липопротеинов и их следует учитывать при оценке чистоты образцов хиломикронов из кишечника лимфы 45. Наконец, В таблице 1 приведены биохимические компоненты кишечной лимфы, полученной от новорожденных поросят через 7 дней после операции.
В заключение, долгосрочная катетеризацию кишечного лимфатического ствола успешна у молодых свиней. С помощью данной методики, лимфатический катетеризацию можно использовать для сбора и исследовать компоненты липидного обмена. Чистота лимфе, количество лимфы производства и количества составляющих липидного обменааналогичны количествах , присутствующих в свиноводстве центральной лимфы в других экспериментах 9,25,26,42. Результаты показывают, что использование вентральной средней линии хирургического подхода с тщательным рассечение тканей и сосуд обработки катетеризировать кишечника лимфатический ствол у молодых свиней является отличным методом для сбора большого количества центральной лимфы.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Miller laryngoscope blade | Welch Allyn | 68044 | 182 mm length |
| Surgivet advisor: Vital signs monitor | Surgivet | V9203 | |
| Rectal temperature probe | Surgivet | V3417 | |
| Mono-polar electrosurgery generator | Valley Lab | ||
| Metzenbaum scissors | Fine Science | 14518-18 | |
| Tuffier retractor | Stevens | 162-11-676 | |
| Mosquito forceps | Stevens | 162-7-10 | |
| Kelly forceps-curved (14cm) | Stevens | 162-7-38 | |
| Allis tissue forceps | Stevens | 162-7-38 | |
| Forceps dressing-eye (10.2cm) | Stevens | 162-18-780 | |
| Forceps dressing-Adison (12.1cm) | Stevens | 162-17-2510 | |
| Needle Drivers | Stevens | 162-V98-42 | |
| Iris scissors | Fine science | 14058-11 | |
| Circulating water pump | Jorvet | J-783X | |
| Maxitherm-Vinyl blanket | Jorvet | J-784C | |
| Q tip applicators | Fisher Scientific | 22-037-960 | |
| Catheterization tubing (4.06 OD X 2.31 ID) | Braintree Scientific Inc. | MRE-160 | Micro-Renethane implantation tubing |
| 2-0 silk suture | Ethicon | LA556 | |
| 2-0 polyglactin suture | Ethicon | J443H | 2-0 vicryl |
| Large animal jacket | Lomir Biomedical Inc. | SSJ2YC | |
| Polypropylene wash bottles | Fisher Scientific | 03-409-22C | 500 ml |
| Penicillin-Streptomycin | Sigma Aldrich | D4333 | |
| EDTA | Sigma Aldrich | 60-00-4 | |
| Amphotericin B | Sigma Aldrich | A2411 | |
| Azaperone | Elanco Animal Health | Stresnil | |
| Dexmedetomidine hydrochloride | Zoetis | 6295 | Dexdomitor |
| Isoflurane | Abbott Animal Health | 05260-5 | IsoFlo |
| Ketamine hydrochloride | Zoetis | 2626 | Ketaset |
| Bupenorphine hydrochloride | Champion Alstoe Animal Health | DIN:02347510 | |
| 6 mm Endotracheal tube | Jorvet | J-165d | |
| 10% Lidocaine spray | AstraZeneca | DIN:02003767 | |
| 4 % Chlorhexidine surgical scrub | Partnar Animal Health | PCH-011 | Diluted: 2.0% solution |
| 3M Surgical steri- drape | 3M Health Care | 1040 | |
| SDS page gel | Invitrogen | EA0375BOX | 3-8 % tris acetate |
| Polyvinylidene fluoride membrane | Millipore | IPVH00010 | 0.45 μm pore size |
| ApoB antibody | EMD Millipore | AB742 | 1:4000 dilution |
| Donkey anti-goat IgG-HRP | Santa Cruz Biotechnology | Sc-2304 | |
| ECL Prime Western Blotting Reagent | GE Healthcare LifeSciences | RPN2232 | |
| Triglyceride Kit | Wako Pure Chemicals | 998-40391/994-40491 | |
| Total Cholesterol Kit | Wako Pure Chemicals | 439-17501 | |
| Total Protein | Pierce | 23225 | Bicinchoninic Acid Assay |
References
- Lindsay, F. E. F. The cisterna chyli as a source of lymph samples in the cat and dog. Res. Vet. Sci. 17, 256-258 (1974).
- Kohan, A. B., Howles, P. N., Tso, P. Methods for studying rodent intestinal lipoprotein production and metabolism. Curr. Protoc. Mouse Biol. 2, 219-230 (2012).
- Wang, X. D., et al. Intestinal uptake and lymphatic absorption of beta-carotene in ferrets: a model for human beta-carotene metabolism. Am. J. Physiol. 263 (4 Pt 1), G480-G486 (1992).
- Hein, W. R., Barber, T., Cole, S. A., Morrison, L., Pernthaner, A. Long-term collection and characterization of afferent lymph from the ovine small intestine. J.Immunol. Methods. 293 (1-2), 153-168 (2004).
- Hartmann, P. E., Lascelles, A. K. The flow and lipid composition of thoracic duct lymph in the grazing cow. J. Physiol. 184 (1), 193-202 (1966).
- Redgrave, T. G., Dunne, K. B. Chylomicron formation and composition in unanaesthetised rabbits. Atherosclerosis. 22 (3), 389-400 (1975).
- Binns, R. M., Hall, J. G. The paucity of lymphocytes in the lymph of unanaesthetised pigs. Br. J. Exp. Pathol. 47 (3), 275-280 (1966).
- Ohlsson, L., Kohan, A. B., Tso, P., Ahren, B. GLP-1 released to the mesenteric lymph duct in mice: Effects of glucose and fat. Regul. Pept. 189, 40-45 (2014).
- Ho, H. T., Kim, D. N., Lee, K. T. Intestinal apolipoprotein B-48 synthesis and lymphatic cholesterol transport are lower in swine fed high fat, high cholesterol diet with soy protein than with casein. Atherosclerosis. 77 (1), 15-23 (1989).
- Arnold, M., Dai, Y., Tso, P., Langhans, W. Meal-contingent intestinal lymph sampling from awake, unrestrained rats. Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol. 302 (12), R1365-R1371 (2012).
- Nguyen, T. M., Sawyer, J. K., Kelley, K. L., Davis, M. A., Kent, C. R., Rudel, L. L. ACAT2 and ABCG5/G8 are both required for efficient cholesterol absorption in mice: evidence from thoracic lymph duct cannulation. J. Lipid Res. 53 (8), 1598-1609 (2012).
- Sato, M., Kawata, Y., Erami, K., Ikeda, I., Imaizumi, K. LXR agonist increases the lymph HDL transport in rats by promoting reciprocally intestinal ABCA1 and apo A-I mRNA levels. Lipids. 43 (2), 125-131 (2008).
- Boyd, M., Risovic, V., Jull, P., Choo, E., Wasan, K. M. A stepwise surgical procedure to investigate the lymphatic transport of lipid-based oral drug formulations: Cannulation of the mesenteric and thoracic lymph ducts within the rat. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49 (2), 115-120 (2004).
- Sugawara, T., et al. Intestinal absorption of dietary maize glucosylceramide in lymphatic duct cannulated rats. J. Lipid Res. 51 (7), 1761-1769 (2010).
- Shackleford, D. M., et al. Contribution of lymphatically transported testosterone undecanoate to the systemic exposure of testosterone after oral administration of two andriol formulations in conscious lymph duct-cannulated dogs. J. Pharmacol. Exp. Ther. 306 (3), 925-933 (2003).
- Lespine, A., et al. Contribution of lymphatic transport to the systemic exposure of orally administered moxidectin in conscious lymph duct-cannulated dogs. Eur. J. Pharm. Sci. 27 (1), 37-43 (2006).
- Carr, J., Carr, I., Dreher, B., Betts, K. Lymphatic metastasis: invasion of lymphatic vessels and efflux of tumour cells in the afferent popliteal lymph as seen in the Walker rat carcinoma. J. Pathol. 132 (4), 287-305 (1980).
- Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. I. Lymphocyte circulation in gut-associated lymphoid tissue. Immunology. 42 (3), 469-474 (1981).
- Knight, J. S., Baird, D. B., Hein, W. R., Pernthaner, A. The gastrointestinal nematode Trichostrongylus colubriformis down-regulates immune gene expression in migratory cells in afferent lymph. BMC Immunol. 11, 51 (2010).
- Milling, S. W., Jenkins, C., MacPherson, G. Collection of lymph-borne dendritic cells in the rat. Nat. Protoc. 1 (5), 2263-2270 (2006).
- Pernthaner, A., Cole, S. A., Gatehouse, T., Hein, W. R. Phenotypic diversity of antigen-presenting cells in ovine-afferent intestinal lymph. Arch. Med. Res. 33 (4), 405-412 (2002).
- Thielke, K. H., Pabst, R., Rothkotter, H. J. Quantification of proliferating lymphocyte subsets appearing in the intestinal lymph and the blood. Clin. Exp. Immunol. 117 (2), 277-284 (1999).
- Mayrhofer, G., Fisher, R. IgA-containing plasma cells in the lamina propria of the gut: failure of a thoracic duct fistula to deplete the numbers in rat small intestine. Eur. J. Immunol. 9 (1), 85-91 (1979).
- Beh, K. J. The origin of IgA-containing cells in intestinal lymph of sheep. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 55 (3), 263-274 (1977).
- Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. II. Migration to the intestinal lamina propria of antigen-specific cells generated in response to intestinal immunization in the pig. Immunology. 42 (3), 475-479 (1981).
- Rothkotter, H. J., Huber, T., Barman, N. N., Pabst, R. Lymphoid cells in afferent and efferent intestinal lymph: lymphocyte subpopulations and cell migration. Clin. Exp. Immunol. 92 (2), 317-322 (1993).
- Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. J. Biomed. Biotechnol. 1, (2011).
- Getz, G. S., Reardon, C. A. Animal models of atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 32 (5), 1104-1115 (2012).
- Skold, B. H., Getty, R., Ramsey, F. K. Spontaneous atherosclerosis in the arterial system of aging swine. Am. J. Vet. Res. 27 (116), 257-273 (1966).
- Reiser, R., Sorrels, M. F., Williams, M. C. Influence of high levels of dietary fats and cholesterol on atherosclerosis and lipid distribution in swine. Circ. Res. 7, 833-846 (1959).
- Casani, L., Sanchez-Gomez, S., Vilahur, G., Badimon, L. Pravastatin reduces thrombogenicity by mechanisms beyond plasma cholesterol lowering. Thromb. Haemost. 94 (5), 1035-1041 (2005).
- Romosos, D. R., McGilliard, A. D. Preparation of thoracic and intestinal lymph duct shunts in calves. J. Dairy Sci. 53 (9), 1275-1278 (1970).
- Shannon, A. D., Lascelles, A. K. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 5 (2), 194-205 (1968).
- Aliev, A. A. Intestinal lymph of ruminants. I. Operative techniques for collecting intestinal lymph from ruminants. Acta Vet.Hung. 38 (1-2), 105-120 (1990).
- Butterfield, A. B., Lumb, W. V., Litwak, P. Surgical preparation of miniature swine for atherosclerosis research. Am. J. Vet. Res. 37 (12), 1519-1523 (1976).
- Saar, L. I., Getty, R. Lymphatic system. Sisson and Grossman's: The anatomy of domestic animals. 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia PA. 1343-1358 (1975).
- Zanchet, D. J., de Souza Montero, E. F. Pig liver sectorization and segmentation and virtual reality depiction. Acta. Cirurgica. Basilera. 17 (6), 382-387 (2002).
- Vine, D. F., Takechi, R., Russell, J. C., Proctor, S. D. Impaired postprandial apolipoprotein-B48 metabolism in the obese, insulin-resistant JCR:LA-cp rat: increased atherogenicity for the metabolic syndrome. Atherosclerosis. 190 (2), 282-290 (2007).
- Li, W. C., et al. Biomechanical properties of ascending aorta and pulmonary trunk in pigs and humans. Xenotransplantation. 15 (6), 384-389 (2008).
- Arkill, K. P., Moger, J., Winlove, C. P. The structure and mechanical properties of collecting lymphatic vessels: an investigation using multimodal nonlinear microscopy. J. Anat. 216 (5), 547-555 (2010).
- Uwiera, R. R. E., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cell. Immunol. 214 (2), 155-164 (2001).
- Black, D. D., Davidson, N. O. Intestinal apolipoprotein synthesis and secretion in the suckling pig. J. Lipid Res. 30 (2), 207-218 (1989).
- Heider, J. G., Pickens, C. E., Lawrence, K. A. Role of acyl CoA:cholesterol acyltransferase in cholesterol absorption and its inhibition by 57-118 in the rabbit. J. Lipid Res. 24, 1127-1134 (1983).
- Noh, S. K., Koo, S. I. Milk sphingomyelin is more effective than egg sphingomyelin in inhibiting intestinal absorption of cholesterol and fat in rats. J. Nutr. 134, 2611-2616 (2004).
- Brunham, L. R., et al. Intestinal ABCA1 directly contributes to HDL biogenesis in vivo. J. Clin. Invest. 116 (4), 1052-1062 (2006).
