Summary
Deze studie beschrijft een vereenvoudigde chirurgische ingreep en techniek voor het uitvoeren van cavernous zenuwstimulatie met het isolement van de zenuw-elektrode complex met siliconen lijm en meting van de intracavernous druk.
Abstract
De stimulatie van de cavernous zenuw (CN) en meting van intracavernous druk (ICP) hebben veel gebruikt voor het testen en evalueren van therapieën voor erectiele disfunctie. Echter, de gebruikte methoden verschillen tussen laboratoria en valkuilen bestaan nog steeds. Het doel van deze studie was om een chirurgische techniek waarmee een betrouwbare en reproduceerbare model te beschrijven. Door de ischiocavernosus spier op zijn punt van plaatsing op de ischial radii bloot te leggen, kon de penile crus worden gecanuleerd met minimale dissectie en schade aan de structuren die betrokken zijn bij de erectiele functie. Herhaaldelijke stimulatie van de GN, zonder de noodzaak voor het heffen en drogen, werd bereikt door het gebruik van een 125 µm bipolaire zilveren elektrode en biocompatibel silicon lijm te isoleren van het elektrode-zenuw-complex. Deze methode voorkomt neuropraxia door vermindering van de rekken en drogen van de zenuw en biedt volledige isolatie van de zenuw, ontkenning van elektrische lekkage en preventie stimuleren van alternatieve trajecten.
Introduction
In vivo onderzoek van erectiele functie bij proefdieren begon in 1863 met het experimentele pionierswerk van Eckhard1. Elektrostimulatie van de bekken zenuwen werd gebruikt voor het opwekken van de verhoogde ICP bij honden. Gedurende de 20ste eeuw, werden soortgelijke experimentele protocollen gebruikt in grotere dieren zoals honden, apen, katten en konijnen. Evaluatie van erectiele functie in een rat werd eerst ontwikkeld door Quinlan et al. in 19892. De methode heeft sindsdien werden aangepast en bijgewerkt door verschillende andere groepen34. Vandaag, is de rat de meest gebruikte dierlijk model voor het bestuderen van de pathologie van erectiestoornissen en evalueren van opkomende behandelmogelijkheden. De belangrijkste stappen van de procedure opnemen, opnemen van de systemische bloeddruk met behulp van een regel in de halsslagader, cannulation van de penile crus maatregel ICP en stimulatie van de GN voor het opwekken van een toename van het ICP. Hoewel verschillende onderzoekers hebben het model verfijnd, de reproduceerbaarheid blijft een probleem en variabele resultaten hebben gemeld door verschillende laboratoria. Verschillende valkuilen behouden blijven.
Vorige artikelen5,6,7,8,9,10 beschrijven het gebruik van het volledige penile blootstelling met degloving van de penis voor holle lichaam cannulation. Dit is niet een optimale aanpak als manipulatie en storend dissectie veroorzaakt schade aan structuren, die essentieel voor de erectiele functie zijn. De dissectie van de GN is goed beschreven10,11, maar van de zenuw stimulatie is niet optimaal zijn als gevolg van meerdere factoren die van invloed kunnen zijn op de experimentele resultaten. De techniek van CN stimulatie omvat de opheffing van de zenuw van het omringende weefsel door te trekken op de elektrode bipolaire haak, die is gepositioneerd rond de zenuw, en drogen van de zenuw vóór elke stimulatie. Dit kan leiden tot verschillende graden van schade aan de zenuwen en elektrische huidige lekkage, resulterend in een verminderde reactie of valse stijging van het ICP door stimulatie van alternatieve trajecten bv, bekkenbodemspieren, blaas en gastro-intestinale Tract12. Al deze factoren beperken de reproduceerbaarheid.
Tijdens onze studie vastgesteld we hebben dat zowel de diepte en de soort verdoving een diepgaand effect op de ICP hebben. De verdoving gebruikt zijn natrium pentobarbital, ketamine/xylazine of ketamine/midazolam injectie of Isofluraan/zuurstof inademen.
Hier beschrijven we een vereenvoudigde chirurgische methode en gegevens ter ondersteuning van normalisatie van het experimentele protocol verstrekken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dieren gehuisvest waren in de Universiteit van Zuid-Denemarken dier zorg faciliteit per institutionele richtsnoeren. Alle dierproeven zijn uitgevoerd volgens de National Institutes of Health Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Dit is een acute, niet-survival chirurgie-procedure.
1. bereiding van de buis, elektrode en instrumenten voor de chirurgische ingreep.
- Gebruik de volgende microchirurgische instrumenten: chirurgische scharen, schuine micro schaar, een pincet weefsel, een paar Dumont #7 en #5 gebogen micro pincet, een micro naald houder en oprolmechanismen.
Opmerking: Aangezien dit een acute procedure, hoeft de instrumenten niet te worden gesteriliseerd. Na gebruik schoon en veeg de tips met 70% ethanol. - Geniet van de buis in 70% ethanol en spoel het daarna met steriele 0.9% NaCl met 100 U/mL heparine vóór gebruik. Laat de buis gevuld om te voorkomen dat de invoering van de luchtbellen in het systeem.
- Knip een stukje van 20-30 cm lengte van polyethyleen (PE)-50 slang te maken van een katheter voor de ICP-meting. Zorg ervoor dat de slang zo kort mogelijk te zijn om de demping van de druk.
- Buig een steriele 24G naald side-to-side tot de naald in het midden breekt. Sluit het stuk met de schuine kant aan het distale einde van de PE-buis voor plaatsing in de penile crus. De andere helft op de hub voor de aansluiting op de drukopnemer invoegen. Vul het systeem met EDTA saline (100 U/mL).
- Om de bipolaire Teflon beklede elektrode, draden gesneden twee 125 µm zilveren aan gelijke lengte. Gebruik een stuk tape te hechten de draden aan de rand van de tafel en rijg ze samen. Vervolgens, de elektrode te hechten aan een zwarte plaat.
- Maak een kleine incisie in de Teflon en gebruik van #5 micro pincet te strippen van een 4-5 mm-lengte van Teflon coating uit de toppen van de elektroden. De tips afgesneden met een scalpel te bereiken zelfs lengte en haken door buigen de uiteinden de stompe randen van een scalpel blad.
- Tape de elektrode met het einde enigermate te verlengen over de rand van de zwarte plaat met de haken naar boven gericht. Meng de lijm silicium op een kunststof plaat voor 10 s en wrap een lijm bubble rond de elektrode 1-2 mm van de haak.
- Laat het drogen voor ongeveer 5 min vóór gebruik (Figuur 1). Strip de Teflon uit een langere sectie aan de andere kant, voor verbinding aan de stimulator.
Opmerking: Met opnieuw doen de haken op de distale uiteinde, kan de elektrode vele malen worden hergebruikt.
2. voorbereiding van het dier
- Scheren na het anesthetizing van het dier, de onderste helft van de buik, hals en perineum. Scrub het dier met 70% alcohol gevolgd door Povidon-jodium driemaal. Plaats de rat op een verwarmde chirurgische pad in een liggende positie. Dierenarts oog zalf van toepassing en de narcose overstappen naar een neus kegel met 2,5% Isofluraan en 0.8 L/min zuurstof als de vervoerder.
Opmerking: Pas het niveau van Isofluraan en zuurstof aan het bereiken van een aanvaardbaar niveau van de verdoving.
3. prechirurgische voorbereiding
- Uitvoeren van de gehele chirurgische ingreep onder een operationele Microscoop: een variërend van 3.15 X tot 20 X vergroting is voldoende. Handschoenen gebruiken en onderhouden van een schoon milieu tijdens de operatie. Plaats de rat op een gordijn.
4. Ischiocavernosus spier dissectie voor de ICP-meting
- Gebruik een scalpel, rechte schaar en Dumont #7 gebogen micro pincet zodat een 1 cm verticaal 5 mm lateraal van de insnijding van de huid aan de middellijn beginnend op het niveau van de basis van de penis en uitbreiding van neerwaartse (figuur 2A). U kunt een Q-tip en zorgvuldig scheiden de fascia laterale naar het scrotum (figuur 2B). Na de ontrafeling van de fascia, koppelen van oprolmechanismen en palperen met een katoen-getipt swap te vinden van de ischial radii (figuur 2C).
- Ontleden door middel van het mediale adipeus weefsel van dit punt tot de ischiocavernosus spier is gevisualiseerd (figuur 3A). U kunt een paar Dumont #7 gebogen micro pincet en lengterichting scheiden de spier. De tunica albuginea verschijnt als een helder wit structuur (figuur 3B). Met behulp van micro pincet en een micro schaar, bloot de tunica albuginea adequaat om te zien van de cursus (Figuur 3 c).
- Na kalibratie van de instellingen van de systemen wordt invoegen buizen via de huid op het perineum, ervoor te zorgen dat het parallel aan de penile crus (Figuur 4 loopt). Laat de regel in plaats en de incisie met zoutoplossing vochtig te houden.
5. CN dissectie voor stimulatie
- Het maken van een 2 cm lager, middellijn abdominale incisie via de huid gebruikt, eerst een scalpel, en vervolgens een paar rechte schaar en micro pincet. Maken van een overeenkomende incisie door de fascia langs de linea alba en de onderliggende spier weefsel bloot de blaas en de prostaat.
- Het gebruik van oprolmechanismen om goede belichting. Katoen-tip swabs gebruikt om de prostaat te scheiden van het vetweefsel aan het verkrijgen van duidelijke visualisatie van het grote bekken ganglion (MPG) en GN, waarop het dorsolateral aspect van de prostaat (Figuur 5).
- Na de visualisatie van de MPG en de GN, incise zorgvuldig de fascia overliggende de zenuw 2-5 mm distale naar de MPG met schuine micro schaar (Figuur 6a). Met het gebruik van micro verlostang #5, verspreid het weefsel aan weerskanten van de zenuw en eronder te bevrijden van een 4-mm lange deel (Figuur 6b) en schuif een 9-0 hechtdraad onder de zenuw (Figuur 6 c).
- Verhoog de zenuw iets met de hulp van de hechtdraad (figuur 7a) ter vergemakkelijking van de plaatsing van de haken van de bipolaire elektrode rond de zenuw (figuur 7b). Laat een assistent mengeling de silicon tweecomponenten lijm met het puntje van een insuline naald voor 5 s. droog de zenuw en de lijm toepassen in het gebied rond de haken en de zenuw (Figuur 7 c, d). Houd de zenuw verhoogde door te trekken licht op de elektrode voor ongeveer 1 minuut om de lijm drogen.
- Verwijder de oprolmechanismen, met uitzondering van de oprolmechanismen aan de rechterkant om eventuele trekken of verdraaien van de elektrode te vermijden. NAT de blootgestelde organen met zoute en lag gaas gedrenkt in zout over de incisie.
6. cavernous lichaam Cannulation voor het meten van ICP
- Visualisatie van de tunica albuginea met oprolmechanismen herstellen. Zorg ervoor dat niet de oprolmechanismen hechten aan de ischiocavernosus spier als het de crus verstoren zal.
- Bevestig de naald en de slang met EDTA saline vóór de invoering ervan in de tunica albuginea leegmaken. Houd de tunica albuginea uitgerekt, met behulp van Dumont #7 gebogen micro pincet in de ene hand (niet-dominante), houden de tunica albuginea en de rest van de bovenliggende spier distale tot het punt van de invoegpositie. Houd de naald met rechte micro pincet in de andere dominante hand en zorg ervoor dat in te voeren parallel met de cursus van het holle lichaam (Figuur 8).
- Duw de naald 5-8 mm in de holle lichaam. Spoel de slang en druk op de crus voor het testen van de lijn (Figuur 9). Zorg ervoor dat er geen lekken zijn. Bevestig de slang aan de tabel met tape om te voorkomen dat per ongeluk trekken op de regel. Verwijder de oprolmechanismen.
7. stimulatie van de GN
- Met het programma voor het opnemen (bijvoorbeeldSpike 2) uitgevoerd, zowel de intracavernous en de gemiddelde arteriële druk continu opnemen.
- De volgende parameters instellen op een stimulator (bijvoorbeeldSD9 gras instrumenten, Zie Tabel of Materials) voor GN-stimulatie: huidige op 1,5 mA, frequentie 16 Hz, spanning op 3 V en pulsbreedte op 5 ms. toepassing 50 s van stimulatie met een minimum van 1 min van rusten tussen stimulaties.
Opmerking: De eerste stimulaties resulteert dit meestal in verminderde reactie (Figuur 10).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Het gebruik van dit protocol met de stimulatie van de aanbevolen instellingen, onder inademing verdoving met Isofluraan 2,0% zuurstof 0.8 L/min, moeten produceren resultaten zoals weergegeven in Figuur 11 en figuur12, waar er meerdere rug aan rug stimulaties tussen 75-80 mm Hg. Figuur 13 toont de dezelfde stabiele reactie over een 20-min stimulatie met het antwoord stabiel op 73-77 mm Hg. Test de regel voor ICP meting door de buis te spoelen en te tikken op de crus (Figuur 9). De snelle reactie terug naar basislijn is het kenmerk van een goed geplaatste lijn. Als de integriteit van de tunica albuginea is beschadigd, de test zou leiden tot lagere piek druk en trage reactie terug naar basislijn na spoelen en te onttrekken, en een verminderde reactie wanneer stimuleren (Figuur 14). Ook zou er lekkage van de heparinized NaCl wanneer spoelen en bloeden tijdens stimulaties.
De soorten en niveaus van anesthesie alsmede het gebruik van zuurstof gehad een grote invloed op ICP. Figuur 15 toont het effect van de verschillende niveaus van Isofluraan op ICP, met zowel een verminderde respons en een minder stabiele plateau. Met Isofluraan op 2%, er was een stabiele reactie in de ICP-meting met meerdere stimulaties op 78 mm Hg. verhoging van de concentratie van Isofluraan tot 3,5%, echter, resulteerde in een snelle daling van de 50% tot 34 mm Hg in veelvoud, latere stimulaties. Hetzelfde effect werd waargenomen toen over te schakelen van de Isofluraan van 2,0% naar 3,0%, waar een 19% afname van reactie werd waargenomen, en van 2.5% tot 5%, waar een nog meer snelle afname van de respons van 70% werd gezien. Bloeddruk stabiel gedurende alle stimulaties. In ratten verdoofd met behulp van de narcose Isofluraan/zuurstof tijdens chirurgie en eerste stimulaties, die toen kreeg 25% van de aanbevolen dosis fentanyl/midazolam (terwijl de Isofluraan werd stopgezet), was er een reactie ook stabiel maar het met 25% verhoogd tijdens de narcose van fentanyl/midazolam t.o.v. Isofluraan (Figuur 16).
Toediening van zuurstof via een neus kegel verhoogd de verzadiging van de zuurstof in het bloed van 61-75% tot 99-100% in ongeveer 20 s. Toen de zuurstoftoevoer werd gestopt, werd de dezelfde daling gezien over ongeveer 1 min. bloeddruk stabiel gedurende de stimulaties, maar beheer van de zuurstof via een neus kegel (0.8 L/min) had een groot effect op de maximale ICP-meting, verlaagd door 35-45% in back-to-back stimulaties (Figuur 17).
Figuur 1 . De bipolaire Teflon gecoate zilveren elektrode. (A) lijm bubble in het overgangsgebied tussen de coated en uncoated elektrode. (B) Distal 2 cm van de elektrode strak braded. (C) parallelle ongecoate haken 1 mm uit elkaar. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2 . Dissectie van de holle lichaam - bezienswaardigheden. (A) 1 cm verticale huid incisie, neerwaartse begin 2 mm lateraal van de basis van de penis. (B) Fascia lateral aan het scrotum gescheiden met behulp van katoen-tipped swabs. (C) weergave van de operationele veld na plaatsing van het oprolmechanisme (pm: pyramidalis spier, het: invoegpositie van crus aan de ischial radii). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3 . De tunica albuginea bloot. (A) de ischiocavernosus spier (pijl). (B) Tunica albuginea (pijl). (C) energiebesparende vergroting weergegeven: de cursus van het holle lichaam. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 4 . Lijn voor cavernous druk opname. Naald via de huid van het perineum loopt parallel met holle lichaam (pijl) ingevoerd. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 5 . Blootstelling van de MPG gekenmerkt door pijl en verticale waarop het dorsolateral aspect van de prostaat CN. Grote bekken ganglion (MPG) gekenmerkt door pijl, cavernous zenuw (CN). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 6 . Dissectie van de cavernous zenuw. (A) de fascia overliggende de cavernous zenuw met micro schaar te knippen. (B) het scheiden van de zenuw van het onderliggende weefsel met behulp van micro pincet. (C) het plaatsen van een 9-0 ligatuur onder de zenuw. Grote bekken ganglion (MPG) gekenmerkt door pijl, cavernous zenuw (CN). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 7 . Aansluiten van de zenuw. (A) de zenuw door zachtjes te trekken op het hechtdraad verheffen. (B) zenuw rusten in de haken van de elektrode. (C) zenuwen en elektrode complexe geïsoleerd met de lijm biocompatibel silicium. (D) extra lijm zeepbel toegevoegd aan de zenuw-elektrode complex volledig te isoleren. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 8 . Cannulation van de tunica albuginea. Een 23 G naald aangesloten op buizen van PE-50 ingevoegd in de tunica albuginea. Punt van invoeging gekenmerkt door pijl. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 9 . De intracavernous lijn testen. De reacties gezien met een juiste lijn plaatsing. Opmerking het afboeken van de lijn en de reactie op het onttrekken op de crus. Merk ook op de snelle drukval terug naar basislijn. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 10 . Eerste reacties op cavernous zenuwstimulatie. Verminderde eerste reactie. Eerste stimulatie van 50 mm Hg en een schommelende plateau. Tweede en derde stimulatie van 66 mm Hg. De volgende metingen werden opgetekend op het normale niveau tijdens 73 mm Hg. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 11 . Herhaalde cavernous zenuwstimulatie en intracavernous druk opname. Toont de stabiliteit van de resultaten met behulp van dit protocol. Tien back-to-back stimulaties tussen 75-78 mm Hg. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 12 . Cavernous zenuwstimulatie en druk opname. Ongeveer 30 back-to-back stimulaties met < 6 mm Hg variabiliteit in de druk. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 13 . Continu stimulatie duurzame 20 min. Grotere schommelingen op het einde, maar de daaropvolgende stimulaties, na een 1 min rust, geproduceerd een stabiele reactie. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 14 . Lekkende tunica albuginea. Langdurige reactie terug naar basislijn na spoelen en tik op. Verminderde reactie na stimulatie. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 15 . Het effect van anesthesie dosis op intracavernous druk. Daalde en meer wisselende respons op het vergroten van Isofluraan vergeleken met de stabiele reactie op 2% in de eerste twee en de laatste drie stimulaties. De blauwe trace bovenop weergegeven: constante gemiddelde arteriële druk. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 16 . Het effect van anesthesie type op intracavernous druk. De eerste stimulaties uitgevoerd onder Isofluraan verdoving weergeven een drukverhoging van de van 80 mm Hg, zodra fentanyl/midazolam werd toegediend, was er een toename van de reactie op 110 mm Hg. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 17 . Het effect van zuurstof toediening via de neus kegel. Stoppen met het beheer van de zuurstof via de neus kegel resulteerde in een significante vermindering van cavernous drukverhoging met cavernous zenuwstimulatie. Geen effect op de gemiddelde arteriële druk werd opgemerkt (wel blauwe trace hierboven). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 18 . Het effect van spanning op druk reactie op de stimulatie. De spanning tussen 1,5-6 V geproduceerd een identieke druk reactie. De reactie verminderd onder 1.5 V. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het belangrijkste doel van deze studie was om een vereenvoudigde chirurgische techniek van penile crus cannulation voor ICP opname en isolatie van de GN voor elektrostimulatie te beschrijven. Introduceerden we wijzigingen aan de dissectie van de holle lichaam te vereenvoudigen van de operatie en reproduceerbare opnamen van de toename van het ICP voorzien van CN stimulatie. Met een verticale huid incisie van 1 cm, laterale aan de basis van de penis, met behulp van de tastbare ischial radii als begeleiding, we bereikt goede belichting van de ischiocavernosus spier- en tunica albuginea. Deze procedure is sneller (onder 15 min) dan die welke zijn beschreven in de literatuur en oorzaken minimale weefsel verstoring2,3,4.
De momenteel gebruikte techniek van CN stimulatie omvat aansluiten, tillen, en drogen van de GN vóór elke elektrostimulatie toegepaste10is. Deze techniek kan niet garanderen dat de voorwaarden hetzelfde voor elke stimulatie blijven. Opheffing van de zenuw ook, vereist het gebruik van een micromanipulator en herhaalde zich het uitrekken en het vrijgeven van de zenuw, die tot neuropraxia leiden kan. Vergeleken met de huidige CN stimulatie techniek, vermindert het gebruik van een lijm biocompatibel silicium te isoleren van het zenuw-elektrode complex de frequentie van de zenuw die zich uitstrekt tot twee exemplaren; eenmaal om de bipolaire elektrode rond de zenuw, en eenmaal om de zenuw en de elektrode met behulp van lijm te isoleren. Meerdere neurostimulations kon vervolgens worden uitgevoerd zonder de noodzaak voor manipulaties van de zenuw.
Inbrengen van de naald in het holle lichaam voor druk opname vormt een belangrijke stap. Nieuwe gebruikers van deze techniek moeten de praktijk van dit deel voordat experimenten. Bij de implementatie van de naald in de crus, is het essentieel dat de crus is uitgerekt en de naald wordt ingezet parallel aan de cursus. De andere kritieke stap is de zenuw die behandeling tijdens zijn dissectie van het omliggende weefsel en de plaatsing van de elektrode onder. Terwijl dissectie zelf niet een moeilijke taak is, een stuk of crush van de zenuw kan leiden tot schade. Onze wijziging van deze stap maakt de behoefte aan een micromanipulator overbodig en zenuw behandeling vereenvoudigt. Het gebruik van de lijm biocompatibel silicium te isoleren van de zenuw en te zorgen voor stabiele en betrouwbare contact tussen de elektrode en de zenuw vermindert de nodige manipulatie. Siliconen lijm kan ook worden gebruikt in andere dierlijke modellen waar in vivo neurostimulatie wordt toegepast.
De parameters van de stimulatie uit talrijke studies variëren van 14-20 Hz en 1.5-12 V11,13,14. Deze techniek bleek dat stimulatie met behulp van een 1.5 mA, 16 Hz, 3 V, en 5 ms pulse geproduceerd een volledig antwoord. Met de toenemende stimulatie parameters, toeneemt de ICP (Figuur 18) niet. Dit suggereert dat stimulatie via eventuele parameters, die boven de drempel voor triggering arterial (cavernous slagader), arteriolar, en sinusoïdale glad spierweefsel ontspanning, volstaan om te leiden tot de reflex en leiden een volledige fysiologische tot zou reactie. De verdere toename van de frequentie, de amplitude, of de pulsbreedte leidt niet tot een sterkere fysiologische respons en het kon afbreken van neurotransmitters of zelfs zenuw letsel veroorzaken. Met de hierboven beschreven parameters, konden we bereiken een reproduceerbare respons met een rusttijd zo kort als 30 s meer dan 40 keer op rij.
De diepte van de verdoving heeft duidelijk invloed op de fysiologische respons. Met inademing verdoving, kan het worden goed gecontroleerd, echter het antwoord van de piek is ongeveer 25% lager in vergelijking met fentanyl/midazolam verdoving toegediend door injectie. We hebben vastgesteld dat de dosis van Isofluraan konden worden gehandhaafd op het niveau bepaald door de minimale Isofluraan concentratie moet elimineren teen snuifje reactie. De meeste onderzoekers, injectie anesthesie met natrium pentobarbital, fentanyl/midazolam, ketamine/xylazine of ketamine/midazolam15gebruiken.
Geen van de gepubliceerde artikelen vermeld hetgebruik van gecontroleerde oxygenatie. Resultaten van deze studie blijkt dat dit een grote invloed gehad op de ICP. Daarom is het belangrijk dat, ongeacht het soort narcose gebruikt, het dier zuurstof via de neus krijgt.
Het gebruik van ratten is voordelig vanwege hun omvang en veerkracht. Zowel in eerder gepubliceerde studies en bevestigde in dit onderzoek, Sprague-Dawley ratten is gebleken dat een intact reactie op de stimulatie van de CN in het bereik van 6-12 weken oud en met een gewicht van 200-550 g. gebruiken muizen is uitdagend, maar gunstig vanwege de beschikbaarheid van transgene technologie12.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs hebben geen bevestigingen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adson forceps | Fine Science Tool | 11006-12 | |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tool | 11271-30 | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 11273-20 | |
| ToughCut Mayo scissor | Fine Science Tool | 14110-15 | |
| Miniature Vannas Spring scissor | Fine Science Tool | 15006-09 | |
| Ultra Fine Hemostat | Fine Science Tool | 13020-12 | |
| Crile Hemostat | Fine Science Tool | 13004-14 | |
| Kwik-Sil Adhesive | World Precision Instruments | KWIK-SIL | |
| Teflon coated silver wire 0.125 mm | World Precision Instruments | AGT0510 | |
| Elastic wire retractors | Custom made | ||
| Scalpel blade | Fine Science Tool | 10023-00 | |
| PE-50 tubing | Warner Instruments | 64-0753 | |
| 23 G Needle | Kruuse | 121272 | |
| SD-9 Square Pulse Stimulator | Somatco | 1077/183 | |
| Blood pressure transducer and cable | World Precision Instruments | BLPR2 | |
| Raucotupf Cotton-tipped Applicators | Lohmann-Raucher | 11966 | |
| Pro-ophta Ocular Sticks | Lohmann-Raucher | 16515 | |
| NaCl 0,9 % 100 mL | Local pharmacy | ||
| Heparin | Local pharmacy | ||
| 25 mL Syringe | Odense University Hospital | ||
| Vet eye ointment - Viscotears | Local pharmacy | ||
| silver wires | Science Products GmbH, Heidelberg, Germany | ||
| Silicon Glue | Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA |
References
- Eckhard, C. Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).
- Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
- Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
- Martinez-Pineiro, L., et al. Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters. Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).
- Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).
- Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).
- Yamashita, S., et al. Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model. Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).
- Burnett, A. L., et al. GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).
- Lin, H., et al. Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury. J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).
- Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H.
- Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
- Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article. J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).
- Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
- Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).
- Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).
