Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Een gemodificeerd twee nieren Een Clip Muis Model van Renine Regulatie in nierslagader Stenose

Published: October 26, 2020 doi: 10.3791/61058
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Medicine/Clinical Pharmacology Division, Vanderbilt University Medical Center

Summary

Een gemodificeerd 2 nier 1 clip (2K1C) Goldblatt muismodel werd ontwikkeld met behulp van polyurethaan tubing om nierslagaderstenose te initiëren, waardoor een toename van renine-expressie en nierbeschadiging werd geïnduceerd. Hier beschrijven we een gedetailleerde procedure voor het voorbereiden en plaatsen van de manchet op de nierslagader om een reproduceerbaar en consistent 2K1C-muismodel te genereren.

Abstract

Nierslagaderstenose is een veel voorkomende aandoening bij patiënten met coronaire of perifere vaatziekten waarbij het renine-angiotensine-aldosteronsysteem (RAAS) overactief is. In deze context is er een vernauwing van de nierslagaders die een toename van de expressie en afgifte van renine stimuleren, het snelheidsbeperkende protease in RAAS. De resulterende toename van renine-expressie is een bekende aanjager van renovasculaire hypertensie, vaak geassocieerd met nierbeschadiging en eindorgaanschade. Er is dus een grote interesse in het ontwikkelen van nieuwe behandelingen voor deze aandoening. Het moleculaire en cellulaire mechanisme van reninecontrole in nierslagaderstenose is niet volledig begrepen en rechtvaardigt verder onderzoek. Om nierslagaderstenose bij muizen te induceren, werd een gemodificeerd 2 nier 1 clip (2K1C) Goldblatt muismodel ontwikkeld. De rechter nier werd gestennoseerd bij wilde muizen en schijnmuizen werden gebruikt als controle. Na nierslagaderstenose bepaalden we renine-expressie en nierbeschadiging. Nieren werden geoogst en verse cortices werden gebruikt om eiwit- en mRNA-expressie van renine te bepalen. Dit diermodel is reproduceerbaar en kan worden gebruikt om pathofysiologische responsen, moleculaire en cellulaire routes te bestuderen die betrokken zijn bij renovasculaire hypertensie en nierbeschadiging.

Introduction

Nierslagaderstenose (RAStenose) is een hardnekkig probleem dat ongeveer 6% van de 65-plussers treft en bij maximaal 40% van de mensen met coronaire of perifere vaatziekten 1,2. De huidige behandelingen voor de ziekte zijn beperkt; daarom is er een kritieke behoefte om nieuwe therapieën te ontwikkelen voor de behandeling van renovasculaire hypertensie of resistente hypertensie geïnduceerd door RAStenose. Renine-angiotensine-aldosteronsysteem (RAAS) is de belangrijkste route die betrokken is bij de pathogenese van door RAStenose geïnduceerde hypertensie of renovasculaire hypertensie 3,4. Bekende therapieën gericht op RAAS, zoals ACE-remmers of angiotensinereceptorblokkers, verlichten hypertensie, maar moeten nauwkeurig worden onderzocht op nierfalen en hyperkaliëmie 5,6,7. Renine katalyseert de snelheidsbeperkende stap in RAAS; het zet angiotensinogeen om in angiotensine I. Bij atherosclerose veroorzaakt plaquevorming de vernauwing van de nierslagader die reninesecretie veroorzaakt, wat resulteert in renovasculaire hypertensie en nierschade8. Een aantal studies hebben verhoogde niveaus van oxidatieve stress gemeld tijdens renovasculaire hypertensie bij mensen, die werden bevestigd met het twee nier-en-een clip (2K1C) muizenmodel en andere hypertensieve diermodellen 2,9,10,11,12,13,14,15,16 . Het moleculaire mechanisme van renine-expressiecontrole tijdens rastenose geïnduceerde renovasculaire hypertensie is niet goed begrepen en rechtvaardigt verder onderzoek.

Experimentele diermodellen die RAStenose betrouwbaar en reproduceerbaar recapituleren, zijn belangrijk bij het ophelderen van de cellulaire en moleculaire mechanismen van renine-expressiecontrole voor de ontwikkeling van nieuwe therapieën. Het 2K1C muismodel is een goed ingeburgerd experimenteel model om de pathogenese van renovasculaire hypertensie te bestuderen 17,18,19,20. Dit model wordt gegenereerd door de vernauwing van de nierslagader met behulp van een clip 17,20,21, waardoor nierslagader occlusie wordt geproduceerd die resulteert in een toename van renine-expressie en hypertensie 17,19,20,21. Er zijn echter geen technische rapporten beschikbaar, die een stapsgewijze procedure beschrijven om nierslagaderstenose in diermodellen te genereren.

Conventionele U-vormige zilveren clips, polyurethaanbuizen en andere clips zijn gebruikt om de nierslagader te vernauwen om nierslagaderstenose te induceren. Sommige studies hebben aangetoond dat het ontwerp en het materiaal van de clip van cruciaal belang zijn voor het verkrijgen van betrouwbare en reproduceerbare gegevens met het 2K1C-diermodel. Volgens Lorenz et al. induceert het gebruik van conventionele U-ontworpen zilveren clips een laag slagingspercentage van hypertensie (40-60%)21. Door het clipontwerp wordt de nierslagader zijdelings gedrukt, waardoor enkele vernauwingen en een grotere kans om uit de nierslagader te worden losgemaakt, wordt veroorzaakt. De kneedbaarheid en vervormbaarheid van zilver kunnen veranderingen in clipbreedten mogelijk maken; daarom, het veroorzaken van verschillende hypertensie niveaus bij muizen. Zilverdioxiden op de clip kunnen perivasculaire ontsteking, intimale proliferatie en weefselgranulatie veroorzaken, waardoor de diameter van de nierslagader22 verandert. Vanwege de variabiliteit in de niveaus van hypertensie verkregen met de conventionele U-design zilveren clip, hebben Warner et al. en Lorenz et al. met succes een ronder ontworpen polyurethaanbuis gebruikt om nierslagaderstenose bij muizen te initiëren, waardoor een betrouwbaardere en consistentere inductie van de twee nieren één clip diermodel20,21 wordt gegenereerd.

In dit rapport beschrijven we een chirurgisch protocol om experimentele RAStenose bij muizen te genereren, met behulp van de polyurethaanbuis om de nierslagader te vernauwen. De polyurethaan manchet met rond ontwerp is een meer reproduceerbare, betrouwbare en goedkope clip om stenose bij muizen te genereren. Het doel van dit experimentele model is om het moleculaire en cellulaire mechanisme van renine-expressiecontrole tijdens nierslagaderstenose te bestuderen en te definiëren. We bevestigden het succes van het RAStenosis-muizenmodel door renine-expressie en nierbeschadigingsmarker neutrofiele gelatinase-geassocieerd lipocaline (N-GAL) te meten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Muizen werden gehuisvest en verzorgd in de Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Division of Animal Care volgens de richtlijnen van de National Institutes of Health (NIH) en de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, US Department of Health and Human Services. Alle dierprocedures zijn goedgekeurd door de VUMC Institutional Animal Care and Use Committee voordat de experimenten werden gestart.

1. Bereiding en dissectie van dieren

  1. Schakel de kiemkracht en waterpomp van het verwarmingskussen ongeveer 30 minuten voordat u met de operatie begint in.
  2. Snijd 0,5 mm lange polyurethaan buis met een scherpe scalpel. Verwijder 0,2 mm van de omtrek door in de lengte een snede te maken om een manchet te maken.
    OPMERKING: Dit is een cruciaal onderdeel van de nierslagaderstenoseprocedure die extreme precisie, aandacht voor details en geduld vereist. Probeer meerdere stukken polyurethaanbuis tegelijk te snijden. Voer al deze procedures onder microscoop uit.
  3. Voordat u verder gaat, trekt u chirurgische steriele handschoenen en een chirurgisch masker aan.
  4. Gebruik C57BL/6 wild-type (WT) muizen van 6-8 weken. Gebruik een gelijk aantal mannelijke en vrouwelijke muizen om seksuele vooroordelen te voorkomen.
  5. Noteer het gewicht van de muizen voordat u een operatie uitvoert. Het ideale gewicht om nierslagaderstenose uit te voeren met polyurethaanbuis is 18-22 g. Behandel muizen voorzichtig en roer niet tijdens het injecteren van de anesthesie. Pre-operatieve analgesie toedienen (Ketofgen, 5 mg/kg body wieght).
    OPMERKING: Terwijl u de muizen van hun woonkamer naar de operatiekamer overbrengt, moet u ze met grote zachtheid en zorg dragen om agitatie te voorkomen. Het dragen van muizenkooien in de handen in plaats van een trolley wordt ten zeerste aanbevolen.
  6. Verdoof de muizen met een mengsel van ketamine (100 mg/kg LICHAAMSGEWICHT) en xylazine (10 mg/kg LICHAAMSGEWICHT) via intraperitoneale (I.P.) injecties.
  7. Plaats de muis terug in de kooi totdat deze volledig verdoofd is. Het duurt ongeveer 4-5 minuten voordat de muis volledig bewusteloos is. Knijp met een tang in de staart of teen om te controleren of de muis volledig bewusteloos is en klaar voor de operatie.
  8. Leg de muis op zijn rug op een papieren handdoek. Verwijder het haar van de laterale buik met behulp van een elektrische tondeuse die de tegenovergestelde richting van de haargroei volgt. Na het scheren van de chirurgische site, reinigt u het gebied met een chirurgische scrub die jodium (of chloorhexidine) bevat, gevolgd door een spoeling met 70% ethanol (of steriele zoutoplossing).  Herhaal dit 3 keer.
    OPMERKING: De ontharingsprocedure moet op enige afstand worden uitgevoerd of bij voorkeur op een andere bank dan de operatieprocedurebank om haarinterferentie en haarbesmetting tijdens de operatieprocedure te voorkomen.
  9. Bedek het verwarmingskussen met een steriel vel. Breng de muis naar de operatiebank en plaats deze op het steriele vel, gericht op de rechter zijzijde van de muis naar de microscoop. Houd een constante padtemperatuur van 37 °C aan met circulerend water.
  10. Open de gesteriliseerde zak met alle chirurgische apparatuur. Maak met behulp van een ontleedmicroscoop en steriele scherpe schaar een kleine flankincisie (bijna13e thoracale rib, de laatste rib bij muis) en ongeveer 0,5 cm afstand van wervels. Ga verder langs de lendenwervels en maak een incisie van 1 inch.
  11. Trek de huid en spier terug om de nier bloot te leggen.
  12. Reinig en verwijder het omringende vet met steriele wattenstaafjes om de nierslagader te isoleren. Isoleer de nierzenuw uit de nierslagader met behulp van een gebogen tang.
  13. Breng bij het uitvoeren van de schijnoperatie hechtingen aan om de huid te sluiten en breng antibiotica aan op de gesloten wond en ga vervolgens verder met postoperatieve zorg. Zo niet, ga dan verder met de volgende sectie om de slagader te stenose.
    OPMERKING: Elk experiment moet schijndieren hebben als controle van de chirurgische procedure. Schijndieren bestaan uit muizen die de chirurgische procedure hebben doorlopen om de nierslagader bloot te stellen zonder er een manchet op te plaatsen.

2. Stenose van de rechter nierslagader

  1. Plaats twee nylon hechtingen onder de rechter nierslagader, maak losse knopen en plaats de manchet rond de hoofdnierslagader ongeveer op gelijke afstand tussen de nier- en aorta-bifurcatie
  2. Sluit de manchet met behulp van de nylon hechtingen. Maak vier knopen voor elke hechting om de kans op verlies van de hechtingen na de operatie te voorkomen.
  3. Sluit de incisie in de spier door een eenvoudige continue hechting aan te brengen.
  4. Maak eenvoudige onderbroken hechtingen om de huid te sluiten.
  5. Dien IACUC-goedgekeurde pijnstillers toe.
    OPMERKING: Autoclaaf chirurgische hulpmiddelen voor elk gebruik. Als er meer dan één operatie tegelijk wordt uitgevoerd, veegt u alle gebruikte gereedschappen af met een steriele alcoholmeter en plaatst u ze na elke operatie 15-30 s in de hete kiemkracht. Vervang steriele handschoenen ook voor elke muis.

3. Postoperatieve zorg

  1. Breng muizen terug naar hun kooi en laat de kooi half aan, half uit, een circulerend waterverwarmingskussen gedurende 2 - 3 uur. Voeg gel dieet herstel voedsel toe in de kooi.
  2. Dien de volgende dag intraperitoneaal (dosis: 5 mg/kg LICHAAMSGEWICHT) de pijnstiller (ketoprofen) toe.
  3. Weeg de muizen de komende twee dagen; als sommige muizen meer dan 20% van hun gewicht verliezen, raadpleeg dan de dierenarts en beslis of het dier moet worden geëuthanaseerd volgens de juiste IACUC-geautoriseerde procedure.
  4. Controleer de muizen dagelijks om te beoordelen op roodheid, zwelling, pijn of infectie.
  5. Zoek veterinair overleg voor postoperatieve complicaties in overeenstemming met het institutionele IACUC-beleid.

4. Weefseloogst

  1. Oogst weefsel 3 weken na chirurgische ingreep. Noteer het gewicht van elke muis.
  2. Euthanasie de muis met een door de IACUC goedgekeurde procedure.
  3. Plaats de muis op een steriel platform in rugligging om te ontleden.
  4. Beveilig en strek de ledematen uit om beweging te beperken.
  5. Spuit de muizen grondig in met 70% ethanol.
  6. Maak een middellijnincisie om de buik en borststreek te openen met een scherpe schaar.
  7. Trek de huid en de peritoneale wand terug.
  8. Leg het hart voorzichtig bloot en prik de rechterkamer door en exsanguineer de muis.
  9. Verwijder beide nieren met behulp van een tang. Nieren bevinden zich op de rug van de muizen.
    OPMERKING: Meng niet beide nieren. Wees je bewust van stenosed, sham en contralaterale nieren.
  10. Verwijder de niercapsule, reinig ze van vet en noteer het gewicht van elke nier afzonderlijk.
  11. Snijd een longitudinaal gedeelte van beide nieren en fixeer in 4% PFA 's nachts bij 4 ° C om later te worden verwerkt voor paraffine-inbedding, om in situ hybridisatie (ISH) en immunohistochemie (IHC) uit te voeren. Volg ISH- en IHC-protocollen zoals gemeld23,24.
  12. Isoleer de cortex van de resterende nier en flash bevries in vloeibare stikstof om western blot uit te voeren. Bewaar monsters bij -80 °C tot analyse.
  13. Kwantificeer renine en N-GAL-expressies met Western blot zoals beschreven in literatuur23,24.

5. Statistieken

  1. Gebruik eenrichtings- of tweerichtings-ANOVA voor experimenten met drie of meer voorwaarden, gevolgd door Bonferroni post-hoctests voor vergelijkingen tussen individuele groepen. Beschouw een p-waarde gelijk aan of kleiner dan 0,05 significant. Gebruik software (bijv. GraphPad Prism 8.2) om alle statistische analyses uit te voeren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Nierslagadervernauwing verhoogt de renine-expressie in de gestennoseerde nier terwijl de expressie in de contralaterale nier wordt onderdrukt. De twee nier een clip (2K1C) of Goldblatt model van stenose induceert verhoogde renine expressie en nierbeschadiging. Dit wordt erkend als het beste representatieve model van unilaterale nierslagaderstenose bij mensen.

Expressie van renine en prorenine (voorloper van renine) werden gemeten met behulp van immunoblotting. De gegevens tonen aan dat de expressie van renine en prorenine in de gestennoseerde nier toenam in vergelijking met contralaterale en schijnnieren, wat suggereert dat de manchet de nierslagader vernauwde en veranderingen in nierperfusie veroorzaakte (figuur 1). Om de lokalisatie van renine-expressie te visualiseren, werd IHC uitgevoerd. IHC bevestigde immunoblottinggegevens die een verhoogde expressie van renine in de geknipte nier lieten zien (figuur 2). Bovendien werd juxtaglomerulaire (JG) cellen rekrutering langs de afferente arteriole gezien in de stenosed nier (figuur 2). Om het effect op renine mRNA-expressieniveaus te onderzoeken, werd ISH uitgevoerd. De ISH-gegevens suggereren een verhoogde rekrutratie van renine-mRNA en JG-cellen in de stenosed nier in vergelijking met contralaterale en schijnnieren (figuur 3).

Een ander kenmerk van nierslagaderstenose is de upregulatie van nierbeschadigingsmarkers als gevolg van veranderingen in nierperfusie, superoxideproductie en hypertensie 2,25,26. Neutrofiel gelatinase-geassocieerd lipocaline (NGAL) is een goed gekarakteriseerde acute letselmarker en wordt overexpressie tijdens nierbeschadiging27,28. Daarom werd acute nierschademarker NGAL gemeten met behulp van immunoblotting. Immunoblottinggegevens toonden aan dat N-GAL sterk upreguleerd was in de stenosed nier in vergelijking met de contralaterale en schijnnieren (figuur 4).

Figure 1
Figuur 1: Renine-expressie. Na 15- en 3-dagen nierslagaderstenose werden muizen geëuthanaseerd. Nieren werden geoogst en renine-expressie werd bepaald door western blot. (A) toont representatieve western blots-afbeeldingen van 15-daagse stenosed (linkerpaneel) en schijnmuizen (rechterpaneel). (B) toont de densitometrische analyse van prorenine (linkerpaneel) en renine (rechterpaneel) eiwitbanden. Beta-actine werd gebruikt als belastingscontrole. (C) toont de representatieve western blots beelden van 3-daagse stenosed (linkerpaneel) en sham muizen (rechterpaneel). (D) toont densitometrische analyse van prorenine (linkerpaneel) en renine (rechterpaneel) eiwitbanden. Beta-actine werd gebruikt als belastingscontrole. Gegevens worden gepresenteerd als de gemiddelde ± SD. P-waarde berekend met tweerichtings-ANOVA gevolgd door Tukey post-hoc test. *P<0,05, **P< 0,01, ***P< 0,001, N=3-6. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: Immunohistochemische analyse voor visualisatie en lokalisatie van renine-expressie na nierslagaderstenose. Nieren werden geïsoleerd na het euthanaseren van muizen uit 3-daagse nierslagaderstenose. Een stuk uit de longitudinale snede van de hele nier werd gefixeerd met 4% neutrale gebufferde formaline-oplossing, daarna gedehydrateerd in een gegradueerde ethanolreeks en ingebed in paraffine. Groene kleuring vertegenwoordigt renine-eiwitexpressie; blauw, kernen. (A) Representatieve microscopiebeelden van stenosed nier (linkerkant), contralaterale nier (rechterkant) van stenosed muizen. (B) Representatieve microscopiebeelden van schijnnier (linkerkant) en contralaterale nier (rechterkant) van schijnmuizen. Schaalbalk 30 micron. 90X vergroting. (C) Representatieve microscopiebeelden van stenosed nier (linkerkant), contralaterale nier (rechterkant) van stenosed muizen. (D) Representatieve microscopiebeelden van schijnnier (linkerkant) en contralaterale nier (rechterkant) van schijnmuizen. Deze beelden zijn voornamelijk afkomstig uit het cortexgebied. Schaalbalk 50 μm. 15x vergroting. Witte stippelcirkels geven de locatie van glomeruli aan. G: Glomeruli, AfAr: Afferente arteriole, N=4. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: In situ hybridisatie analyse van renine mRNA expressie na nierslagaderstenose. Na 3 dagen nierslagaderstenose werden muizen geëuthanaseerd en werden de nieren geïsoleerd en perfusie-gefixeerd met 4% neutrale gebufferde formalineoplossing, gedehydrateerd in een gegradueerde ethanolreeks en ingebed in paraffine. In situ hybridisatie werd uitgevoerd volgens de instructies van de fabrikant. Donkerrode kleuring vertegenwoordigt mRNA renine expressie; blauw, kernen. A) . Representatief microscopiebeeld van stenosed nieren (linkerkant) en contralaterale nier (rechterkant) van stenosed muizen. B) . Representatief microscopiebeeld van schijnnier (linkerkant) en contralaterale nier (rechterkant) van schijnmuizen. Schaalbalk 50 μm. Witte stippelcirkels duiden glomeruli aan die renine uitdrukt. G: Glomeruli, AfAr: Afferente arteriole, N=4. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 4
Figuur 4: Neutrofiele gelatinase-geassocieerde lipocaline (N-GAL) expressie na nierslagaderstenose. Na 3-daagse nierslagaderstenose werden muizen geëuthanaseerd en nieren geoogst, en N-GAL-expressiemaatstaf door Western blot. (A) Vertegenwoordiger Western vlekt beelden van 3-daagse stenosed (linkerpaneel) en schijnmuizen (rechterpaneel). Beta-actine werd gebruikt als belastingscontrole. (B) Densitometrische analyse van N-GAL-banden. Eiwitdichtheidswaarden van N-GAL werden genormaliseerd tot β-actine. Gegevens worden gepresenteerd als de gemiddelde ± SD. P-waarde berekend met tweerichtings-ANOVA gevolgd door Tukey post-hoc test. **P<0,01, ***P< 0,001, N=3-5. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Nierslagaderstenose is een belangrijke oorzaak van secundaire of resistente hypertensie en nierbeschadiging 1,29. Het twee nier één clip (2K1C) Goldblatt-model is gebruikt om RAStenose geïnduceerde renovasculaire hypertensie te bestuderen 1,17,18,19. Een aantal eerdere studies met behulp van verschillende diermodellen hebben aangetoond dat stenose in de nierslagader een sterke stimulator is van renine-overexpressie en -afgifte, en nierbeschadiging 18,30,31,32,33,34,35. Bovendien wordt dit model gebruikt om immuuncelinfiltratie, fibrose, ontsteking en acute en chronische nierschademarkerste bestuderen 29.

Hier beschreven we een gedetailleerde en stapsgewijze procedure om een reproduceerbaar, betrouwbaar en consistent nierslagaderstenosemodel bij muizen te genereren. Eerder werden metalen clips gebruikt om nierslagaderstenose36,37,38 te initiëren. Als alternatief gebruikten we ronde polyurethaanbuizen (MRE 025; inwendige diameter (ID) = 0,30 mm; buitendiameter (OD) = 0,63 mm; wanddikte, (WT) = 0,16 mm). We gebruikten buizen, omdat plaatsing van een polyurethaan manchet zou resulteren in vernauwing in twee dimensies (vernauwing) in plaats van één (afvlakken), zoals bij een metalen clip. Ook biedt het gebruik van polyurethaan ronde buizen een voordeel van uniforme vernauwing in de nierslagader. De kritieke stap en uitdagingen zijn om de juiste maat polyurethaanbuizen te snijden, wat extreme aandacht vereist voor details die met een microscoop moeten worden uitgevoerd. Een ander kritisch criterium is om muizen tussen 18-22 g te houden om de slang op de nierslagader te plaatsen. Muizen binnen dit gewichtsbereik hebben normaal gesproken een nierslagader buitendiameter (OD) die consistent binnen het bereik van de diameter van de buismanchet ligt. Een beperking van de methode is dat zware (boven 25 g) of kleine (minder dan 16 g) muizen moeilijk uit te voeren zijn vanwege de grootte van de buis en manchet die erin is gemaakt. Indien nodig kunnen echter wijzigingen in de polyurethaanbuis worden aangebracht om jongere of oudere muizen tegemoet te komen.

We hebben 3-daagse en 15-daagse studies uitgevoerd om nierslagaderstenose te initiëren bij muizen met een slagingspercentage van ongeveer 95%. In onze ervaring produceerde inductie van de nierslagaderstenose met behulp van deze methode betrouwbare, reproduceerbare en consistente resultaten bij de muizen, ongeacht het geslacht. Om de vernauwing van de nierslagader te bevestigen, maten we renine-expressie en nierbeschadiging. Onze gegevens suggereren dat de renine-expressie aanzienlijk is toegenomen in de gestennoseerde nier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Er worden geen belangenconflicten, financieel of anderszins, verklaard door de auteurs.

Acknowledgments

Onderzoek werd ondersteund door NHLBI Research Scientist Development Grant (1K01HL135461-01) aan JAG. Dank aan David Carmona-Berrio en Isabel Adarve-Rengifo voor hun technische bijstand.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Diet Gel Clear H2O Diet-Gel 76A Surgery recovery diet
EMC Heated Hard pad Hallowell 000A2788B Heating pads were used to keep mice warm
Ethilon Nylon Suture Ethicon 662G 4-0 (1.5 metric), This suture was used to close the peritoneum, and skin
Ethilon Nylon Suture Ethicon 2815 G 8-0 (0.4 metric), This suture was used to close cuff to tie and constrict the artery
Germinator 500 Braintree Scientific Inc. GER 5287 Sterilize surgical tools between surgeries
Ketoprofen Zoetis Ketofen Painkiller
Polyurethane Braintree Scientific Inc. MRE-025 This tube was used to initiate stenosis
Povidone-iodine antiseptic swabsticks Medline MDS093901 It was applied after hair removal and surgery on the skin
Reflex 7 Clip Applier Roboz Surgical Instrument Co 204-1000 This clip applier was used to apply clip in case one or more sutures went off
Sterile towel drapes Dynarex 4410 It was used as a bedsheet for mice during surgery
Triple antibiotic ointment Medi-First 22312
Water pump Stryker T/pump Professionals Used to warm and circulate water in the heating hard pad to keep mice warm during and post-surgery

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kashyap, S., et al. Blockade of CCR2 reduces macrophage influx and development of chronic renal damage in murine renovascular hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 310 (5), 372-384 (2016).
  2. Wang, W., et al. Changes in inflammatory biomarkers after renal revascularization in atherosclerotic renal artery stenosis. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (9), 1437-1443 (2016).
  3. Yerram, P., Karuparthi, P. R., Chaudhary, K. Pathogenesis and management of renovascular hypertension and ischemic nephropathy. Minerva Urologica e Nefrologica. 64 (1), 63-72 (2012).
  4. Covic, A., Gusbeth-Tatomir, P. The role of the renin-angiotensin-aldosterone system in renal artery stenosis, renovascular hypertension, and ischemic nephropathy: diagnostic implications. Progress in Cardiovascular Diseases. 52 (3), 204-208 (2009).
  5. Barreras, A., Gurk-Turner, C. Angiotensin II receptor blockers. Proceedings. 16 (1), Baylor University. Medical Center. 123-126 (2003).
  6. Sica, D. A. Angiotensin-converting enzyme inhibitors side effects--physiologic and non-physiologic considerations. Journal of Clinical Hypertension. 6 (7), 410-416 (2004).
  7. Hill, R. D., Vaidya, P. N. Angiotensin II Receptor Blockers (ARB, ARb). StatPearls. , (2019).
  8. Durante, A., et al. Role of the renin-angiotensin-aldosterone system in the pathogenesis of atherosclerosis. Current Pharmaceutical Design. 18 (7), 981-1004 (2012).
  9. Chen, K., et al. Plasma reactive carbonyl species: Potential risk factor for hypertension. Free Radical Research. 45 (5), 568-574 (2011).
  10. Zhang, X., et al. Angiotensin receptor blockade has protective effects on the poststenotic porcine kidney. Kidney International. 84 (4), 767-775 (2013).
  11. Zou, X., et al. Renal scattered tubular-like cells confer protective effects in the stenotic murine kidney mediated by release of extracellular vesicles. Scientific Reports. 8 (1), 1263 (2018).
  12. Kinra, M., Mudgal, J., Arora, D., Nampoothiri, M. An insight into the role of cyclooxygenase and lipooxygenase pathway in renal ischemia. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (21), 5017-5020 (2017).
  13. Cavalcanti, C. O., et al. Inhibition of PDE5 Restores Depressed Baroreflex Sensitivity in Renovascular Hypertensive Rats. Frontiers in Physiology. 7, 15 (2016).
  14. Dias, A. T., et al. Sildenafil ameliorates oxidative stress and DNA damage in the stenotic kidneys in mice with renovascular hypertension. Journal of Translational Medicine. 12, 35 (2014).
  15. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 146 (3), 160-173 (2005).
  16. Reckelhoff, J. F., Romero, D. G., Yanes Cardozo, L. L. Sex, Oxidative Stress, and Hypertension: Insights From Animal Models. Physiology (Bethesda). 34 (3), 178-188 (2019).
  17. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on Experimental Hypertension : I. The Production of Persistent Elevation of Systolic Blood Pressure by Means of Renal Ischemia. Journal of Experimental Medicine. 59 (3), 347-379 (1934).
  18. Gollan, F., Richardson, E., Goldblatt, H. Hypertension in the systemic blood of animals with experimental renal hypertension. Journal of Experimental Medicine. 88 (4), 389-400 (1948).
  19. Lewis, H. A., Goldblatt, H. Studies on Experimental Hypertension: XVIII. Experimental Observations on the Humoral Mechanism of Hypertension. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 18 (7), 459-487 (1942).
  20. Warner, G. M., et al. Genetic deficiency of Smad3 protects the kidneys from atrophy and interstitial fibrosis in 2K1C hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 302 (11), 1455-1464 (2012).
  21. Lorenz, J. N., et al. Renovascular hypertension using a modified two-kidney, one-clip approach in mice is not dependent on the alpha1 or alpha2 Na-K-ATPase ouabain-binding site. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 301 (3), 615-621 (2011).
  22. Ebina, K., Iwabuchi, T., Suzuki, S. Histological change in permanently clipped or ligated cerebral arterial wall. Part II: Autopsy cases of aneurysmal neck clipping. Acta Neurochirurgica. 66 (1-2), 23-42 (1982).
  23. Saleem, M., et al. Sox6: A new modulator of renin expression during physiological conditions. bioRxiv. , (2019).
  24. Saleem, M., et al. Sox6 as a new modulator of renin expression in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology. , (2019).
  25. Chade, A. R., Williams, M. L., Engel, J., Guise, E., Harvey, T. W. A translational model of chronic kidney disease in swine. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (2), 364-373 (2018).
  26. Xue, Y., Xu, Z., Chen, H., Gan, W., Chong, T. Low-energy shock wave preconditioning reduces renal ischemic reperfusion injury caused by renal artery occlusion. Acta Cirúrgica Brasileira. 32 (7), 550-558 (2017).
  27. Lalanne, A., Beaudeux, J. L., Bernard, M. A. NGAL: a biomarker of acute and chronic renal dysfunction. Annales de Biologie Clinique. 69 (6), 629-636 (2011).
  28. Bolignano, D., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) as a marker of kidney damage. American Journal of Kidney Diseases. 52 (3), 595-605 (2008).
  29. Kashyap, S., et al. Development of renal atrophy in murine 2 kidney 1 clip hypertension is strain independent. Research in Veterinary Science. 107, 171-177 (2016).
  30. Anderson, W. P., Woods, R. L., Kline, R. L., Korner, P. I. Acute haemodynamic responses to unilateral renal artery stenosis in conscious dogs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 12 (3), 305-309 (1985).
  31. Imanishi, M., et al. Critical degree of renal arterial stenosis that causes hypertension in dogs. Angiology. 43 (10), 833-842 (1992).
  32. Ziecina, R., Abramczyk, P., Lisiecka, A., Papierski, K., Przybylski, J. Adrenal-renal portal circulation contributes to decrease in renal blood flow after renal artery stenosis in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 49 (4), 553-560 (1998).
  33. Johnson, J. A., Ichikawa, S., Kurz, K. D., Fowler, W. L., Payne, C. G. Pressor responses to vasopressin in rabbits with 3-day renal artery stenosis. American Journal of Physiology. 240 (6), 862-867 (1981).
  34. Eirin, A., et al. Changes in glomerular filtration rate after renal revascularization correlate with microvascular hemodynamics and inflammation in Swine renal artery stenosis. Circulation: Cardiovascular Interventions. 5 (5), 720-728 (2012).
  35. Ma, Z., Jin, X., He, L., Wang, Y. CXCL16 regulates renal injury and fibrosis in experimental renal artery stenosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory. 311 (3), 815-821 (2016).
  36. Cheng, J., et al. Temporal analysis of signaling pathways activated in a murine model of two-kidney, one-clip hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 297 (4), 1055-1068 (2009).
  37. Wiesel, P., Mazzolai, L., Nussberger, J., Pedrazzini, T. Two-kidney, one clip and one-kidney, one clip hypertension in mice. Hypertension. 29 (4), 1025-1030 (1997).
  38. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).

Tags

Geneeskunde Nummer 164 Twee nieren een clip (2K1C) Nierslagaderstenose Renin Angiotensine Aldosterone Systeem renine expressie Nierbeschadiging muis model
Een gemodificeerd twee nieren Een Clip Muis Model van Renine Regulatie in nierslagader Stenose
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Saleem, M., Barturen-Larrea, P.,… More

Saleem, M., Barturen-Larrea, P., Saavedra, L., Gomez, J. A. A Modified Two Kidney One Clip Mouse Model of Renin Regulation in Renal Artery Stenosis. J. Vis. Exp. (164), e61058, doi:10.3791/61058 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter