Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

En modificeret to nyre en klip musemodel af reninregulering i nyrearteriestenose

Published: October 26, 2020 doi: 10.3791/61058
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Medicine/Clinical Pharmacology Division, Vanderbilt University Medical Center

Summary

En modificeret 2 nyre 1 klip (2K1C) Goldblatt musemodel blev udviklet ved hjælp af polyurethanrør til at initiere nyrearteriestenose, hvilket inducerede en stigning i reninekspression og nyreskade. Her beskriver vi en detaljeret procedure for forberedelse og placering af manchetten på nyrearterien for at generere en reproducerbar og konsistent 2K1C musemodel.

Abstract

Nyrearteriestenose er en almindelig tilstand hos patienter med koronar eller perifer vaskulær sygdom, hvor renin angiotensin aldosteronsystemet (RAAS) er overaktiveret. I denne sammenhæng er der en indsnævring af nyrearterierne, der stimulerer en stigning i ekspressionen og frigivelsen af renin, den hastighedsbegrænsende protease i RAAS. Den resulterende stigning i reninekspression er en kendt driver af renovasculær hypertension, ofte forbundet med nyreskade og slutorganskade. Der er således stor interesse for at udvikle nye behandlinger for denne tilstand. Den molekylære og cellulære mekanisme for reninkontrol i nyrearteriestenose er ikke fuldt ud forstået og berettiger yderligere undersøgelse. For at inducere nyrearteriestenose hos mus blev der udviklet en modificeret 2 nyre 1 klip (2K1C) Goldblatt musemodel. Den højre nyre blev stenoseret i vildtypemus, og falske opererede mus blev brugt som kontrol. Efter nyrearteriestenose bestemte vi reninekspression og nyreskade. Nyrer blev høstet, og friske cortices blev brugt til at bestemme protein og mRNA-ekspression af renin. Denne dyremodel er reproducerbar og kan bruges til at studere patofysiologiske reaktioner, molekylære og cellulære veje involveret i renovasculær hypertension og nyreskade.

Introduction

Nyrearteriestenose (RAStenose) er et uhåndterligt problem, der påvirker ca. 6% af mennesker over 65 år og hos op til 40% af mennesker med koronar eller perifer vaskulær sygdom 1,2. Nuværende behandlinger for sygdommen er begrænsede; derfor er der et kritisk behov for at udvikle nye terapier til behandling af renovasculær hypertension eller resistent hypertension induceret af RAStenose. Renin angiotensin aldosteron system (RAAS) er den vigtigste vej involveret i patogenesen af RAStenose induceret hypertension eller renovascular hypertension 3,4. Kendte terapier rettet mod RAAS, såsom ACE-hæmmere eller angiotensinreceptorblokkere, lindrer hypertension, men skal undersøges nøje for nyresvigt og hyperkaliæmi 5,6,7. Renin katalyserer det hastighedsbegrænsende trin i RAAS; det omdanner angiotensinogen til angiotensin I. I aterosklerose forårsager plaquedannelse indsnævring af nyrearterien, der driver reninsekretion, hvilket resulterer i renovasculær hypertension og nyreskade8. En række undersøgelser har rapporteret øgede niveauer af oxidativ stress under renovascular hypertension hos mennesker, som blev bekræftet med to nyre en klip (2K1C) mus model samt andre hypertensive dyremodeller 2,9,10,11,12,13,14,15,16 . Den molekylære mekanisme for reninekspressionskontrol under RAStenose-induceret renovasculær hypertension er ikke godt forstået og berettiger yderligere undersøgelse.

Eksperimentelle dyremodeller, der pålideligt og reproducerbart rekapitulerer RAStenose, er vigtige for at belyse de cellulære og molekylære mekanismer for reninekspressionskontrol til udvikling af nye terapier. 2K1C musemodellen er en veletableret eksperimentel model til undersøgelse af patogenesen af renovasculær hypertension 17,18,19,20. Denne model genereres af indsnævring af nyrearterien ved hjælp af et klip 17,20,21, hvilket producerer renal arterieokklusion, der resulterer i en stigning i reninekspression og hypertension 17,19,20,21. Der er dog ingen tekniske rapporter til rådighed, som beskriver en trinvis procedure til at generere nyrearteriestenose i dyremodeller.

Konventionelle U-formede sølvklip, polyurethanrør og andre klip er blevet brugt til at indsnævre nyrearterien for at inducere nyrearteriestenose. Nogle undersøgelser har vist, at klippets design og materiale er afgørende for at opnå pålidelige og reproducerbare data med 2K1C-dyremodellen. Ifølge Lorenz et al. inducerer brugen af konventionelle U-designede sølvclips en lav succesrate for hypertension (40-60%)21. På grund af klipdesignet presses nyrearterien sideværts, hvilket udløser et par indsnævringer og større sandsynlighed for at blive løsnet fra nyrearterien. Sølvformbarhed og duktilitet kan tillade ændringer i klipbredder; derfor forårsager forskellige hypertensionsniveauer blandt mus. Sølvdioxider på klippet kan forårsage perivaskulær betændelse, intim proliferation og vævsgranulering, hvilket ændrer nyrearteriediameteren22. På grund af variationen i niveauerne af hypertension opnået med den konventionelle U-design sølvclips har Warner et al. og Lorenz et al. med succes brugt en polyurethanslange af rundere design til at initiere nyrearteriestenose hos mus, hvilket genererer en mere pålidelig og konsekvent induktion af de to nyrer et klip dyremodel20,21.

I denne rapport beskriver vi en kirurgisk protokol til at generere eksperimentel RAStenose hos mus ved hjælp af polyurethanrørene til at indsnævre nyrearterien. Polyurethan runddesignmanchetten er en mere reproducerbar, pålidelig og billig klemme til at generere stenose i mus. Målet med denne eksperimentelle model er at studere og definere den molekylære og cellulære mekanisme for reninekspressionskontrol under nyrearteriestenose. Vi bekræftede succesen med RAStenosis mus model ved at måle renin ekspression og nyreskade markør neutrofil gelatinase-associeret lipocalin (N-GAL).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Mus blev anbragt og plejet på Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Division of Animal Care efter National Institutes of Health (NIH) retningslinjer og Vejledning til pleje og brug af forsøgsdyr, US Department of Health and Human Services. Alle dyreforsøg blev godkendt af VUMC Institutional Animal Care and Use Committee, inden forsøgene blev påbegyndt.

1. Tilberedning og dissektion af dyr

  1. Tænd for kimen og vandpumpen på varmepuden ca. 30 minutter før operationen påbegyndes.
  2. Skær 0,5 mm længde polyurethanrør med en skarp skalpel. Fjern 0,2 mm af omkredsen ved at lave et snit i længderetningen for at lave en manchet.
    BEMÆRK: Dette er en kritisk del af nyrearteriestenoseproceduren, der kræver ekstrem præcision, opmærksomhed på detaljer og tålmodighed. Prøv at skære flere stykker polyurethanrør ad gangen. Udfør hele denne procedure under mikroskop.
  3. Før du går videre, skal du tage kirurgiske sterile handsker og en kirurgisk maske på.
  4. Brug C57BL/6 vildtypemus (WT) på 6-8 uger. Brug lige mange han- og hunmus for at undgå kønsbias.
  5. Registrer musenes vægt, før du udfører operationen. Den ideelle vægt til at udføre nyrearteriestenose med polyurethanrør er 18-22 g. Håndter mus forsigtigt og agitér ikke, mens du injicerer anæstesien. Administrer præoperativ analgesi (Ketofgen, 5 mg/kg kropsvisiter).
    BEMÆRK: Mens du overfører musene fra deres boligrum til operationsstuen, skal du bære dem med stor mildhed og omhu for at undgå agitation. Det anbefales stærkt at bære musebure i hænderne i stedet for en vogn.
  6. Bedøv musene med en blanding af ketamin (100 mg/kg legemsvægt) og xylazin (10 mg/kg legemsvægt) via intraperitoneale (IP) injektioner.
  7. Placer musen tilbage i buret, indtil den er fuldt bedøvet. Det tager cirka 4-5 minutter, før musen er helt bevidstløs. Klem halen eller tåen med pincet for at kontrollere, om musen er helt bevidstløs og klar til operationen.
  8. Læg musen på ryggen på et papirhåndklæde. Fjern håret i den laterale mave ved hjælp af en elektrisk hårklipper, der følger den modsatte retning af hårvækst. Efter barbering af operationsstedet skal du rengøre området med en kirurgisk skrubbe indeholdende jod (eller chlorhexidin) efterfulgt af en skylning med 70% ethanol (eller steril saltvand).  Gentag 3 gange.
    BEMÆRK: Hårfjerningsproceduren skal udføres på en vis afstand eller helst på en anden bænk end operationsprøvebænken for at undgå hårinterferens og hårforurening under operationen.
  9. Dæk varmepuden med et sterilt ark. Bring musen til operationsbænken og læg den på det sterile ark, der vender mod musens højre side mod mikroskopet. Oprethold en konstant pudetemperatur på 37 °C med cirkulerende vand.
  10. Åbn den steriliserede pose, der indeholder alt kirurgisk udstyr. Brug et dissekeringsmikroskop og steril skarp saks, lav et lille flanke snit (tæt på 13. thoraxribbe, det sidste ribben i musen) og ca. 0,5 cm væk fra hvirvler. Fortsæt langs lændehvirvlerne og lav et 1 tommer snit.
  11. Træk huden og musklen tilbage for at udsætte nyren.
  12. Rengør og fjern det omgivende fedt ved hjælp af sterile vatpinde for at isolere nyrearterien. Isoler nyrenerven fra nyrearterien ved hjælp af buede pincet.
  13. Når du udfører den falske operation, skal du anvende suturer for at lukke huden og anvende antibiotika på det lukkede sår og derefter fortsætte til postoperativ pleje. Hvis ikke, fortsæt med følgende afsnit for at stenose arterien.
    BEMÆRK: Hvert forsøg skal have falske dyr som kontrol af den kirurgiske procedure. Sham dyr består af mus, der har gennemgået den kirurgiske procedure for at udsætte nyrearterien uden at placere en manchet på den.

2. Højre nyrearteriestenose

  1. Placer to nylon suturer under højre nyrearterie, lav løse knuder, og placer derefter manchetten omkring hoved nyrearterien omtrent lige langt mellem nyren og aorta bifurcation
  2. Luk manchetten ved hjælp af nylonsuturerne. Lav fire knob for hver sutur for at undgå sandsynligheden for at miste suturerne efter operationen.
  3. Luk snittet i musklen ved at anvende en simpel kontinuerlig sutur.
  4. Lav enkle afbrudte suturer for at lukke huden.
  5. Administrer IACUC-godkendte analgetika.
    BEMÆRK: Autoklave kirurgiske værktøjer før hver brug. Hvis der udføres mere end en operation på én gang, skal du tørre alle brugte værktøjer med en steril alkoholmåler og placere dem i hot germinator i 15-30 s efter hver operation. Skift sterile handsker også til hver mus.

3. Postoperativ pleje

  1. Returner mus til deres bur og lad buret være halvt tændt, halvt slukket, en cirkulerende vandvarmepude i 2 - 3 timer. Tilsæt gel diætgendannelsesmad inde i buret.
  2. Administrer smertestillende middel (ketoprofen) intraperitonealt (dosis: 5 mg/ kg BW) den næste dag.
  3. Vej musene i de næste to dage; hvis nogle mus taber mere end 20% af deres vægt, skal du kontakte dyrlægen og beslutte, om dyret skal aflives efter den relevante IACUC-autoriserede procedure.
  4. Overvåg musene dagligt for at vurdere for rødme, hævelse, smerte eller infektion.
  5. Søg veterinærkonsultation for postoperative komplikationer i overensstemmelse med de institutionelle IACUC-politikker.

4. Vævshøst

  1. Høst væv 3 uger efter kirurgisk procedure. Optag vægten af hver mus.
  2. Afliv musen med en IACUC-godkendt procedure.
  3. Placer musen på en steril platform i liggende stilling for at dissekere.
  4. Fastgør og udvid lemmerne for at begrænse bevægelsen.
  5. Sprøjt musene grundigt med 70% ethanol.
  6. Lav et midterlinjesnit for at åbne maven og brystområdet ved hjælp af skarpe sakse.
  7. Træk huden og peritonealvæggen tilbage.
  8. Udsæt forsigtigt hjertet og punkter den højre ventrikel og exsanguinate musen.
  9. Fjern begge nyrer ved hjælp af tang. Nyrer er placeret på bagsiden af musene.
    BEMÆRK: Bland ikke begge nyrer. Vær opmærksom på stenoserede, falske og kontralaterale nyrer.
  10. Fjern nyrekapslen, rengør dem fra ethvert fedt og registrer vægten af hver nyre separat.
  11. Skær en langsgående sektion af begge nyrer og fikseret i 4% PFA natten over ved 4 ° C for senere at blive behandlet til paraffinindlejring for at udføre in situ hybridisering (ISH) og immunohistokemi (IHC). Følg ISH- og IHC-protokoller som rapporteret23,24.
  12. Isoler cortex af den resterende nyre og flash fryse i flydende nitrogen for at udføre western blot. Prøverne opbevares ved -80 °C indtil analysen.
  13. Kvantificer renin og N-GAL udtryk med Western blot som beskrevet i litteratur23,24.

5. Statistik

  1. Brug envejs- eller tovejs-ANOVA til forsøg med tre eller flere betingelser efterfulgt af Bonferroni post-hoc-tests til sammenligning mellem individuelle grupper. Overvej en p-værdi lig med eller mindre end 0,05 signifikant. Brug software (f.eks. GraphPad Prism 8.2) til at udføre al statistisk analyse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Nyrearterieforsnævring øger reninekspression i den stenoserede nyre, mens den undertrykker ekspression i den kontralaterale nyre. De to nyrer et klip (2K1C) eller Goldblatt model af stenose inducerer øget reninekspression og nyreskade. Dette anerkendes som den bedste repræsentative model for ensidig nyrearteriestenose hos mennesker.

Ekspression af renin og prorenin (forløber for renin) blev målt ved hjælp af immunblotting. Dataene viser, at renin- og proreninekspression steg i den stenoserede nyre sammenlignet med kontralaterale og falske nyrer, hvilket tyder på, at manchetten indsnævrede nyrearterien og forårsagede ændringer i renal perfusion (figur 1). For at visualisere lokaliseringen af reninudtryk blev IHC udført. IHC-bekræftede immunblottingdata, der viser øget ekspression af renin i den udklippede nyre (figur 2). Desuden blev juxtaglomerulære (JG) celler rekrutteret langs den afferente arteriole set i den stenoserede nyre (figur 2). For at undersøge effekten på renin mRNA-ekspressionsniveauer blev ISH udført. ISH-dataene tyder på øget rekruttering af renin mRNA- og JG-celler i den stenoserede nyre sammenlignet med kontralaterale og falske nyrer (figur 3).

Et andet kendetegn ved nyrearteriestenose er opregulering af nyreskademarkører på grund af ændringer i nyreperfusion, superoxidproduktion og hypertension 2,25,26. Neutrofil gelatinase-associeret lipocalin (NGAL) er en velkarakteriseret akut skademarkør og overudtrykkes under nyreskade 27,28. Derfor blev akut nyreskademarkør NGAL målt ved hjælp af immunblotting. Immunoblotting data viste, at N-GAL var stærkt opreguleret i den stenoserede nyre sammenlignet med de kontralaterale og falske nyrer (figur 4).

Figure 1
Figur 1: Renin udtryk. Efter 15- og 3-dages nyrearteriestenose blev mus aflivet. Nyrer blev høstet, og reninekspression blev bestemt af western blot. (A) viser repræsentative western blots-billeder fra 15-dages stenosed (venstre panel) og sham mus (højre panel). (B) viser den densitometriske analyse af prorenin (venstre panel) og renin (højre panel) proteinbånd. Beta-actin blev brugt som indlæsningskontrol. (C) viser de repræsentative western blots-billeder fra 3-dages stenosed (venstre panel) og sham mus (højre panel). (D) viser densitometrisk analyse af prorenin (venstre panel) og renin (højre panel) proteinbånd. Beta-actin blev brugt som indlæsningskontrol. Data præsenteres som den gennemsnitlige ± SD. P-værdi beregnet med tovejs ANOVA efterfulgt af Tukey post-hoc test. *P<0,05, **P< 0,01, ***P< 0,001, N=3-6. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Immunohistokemianalyse til visualisering og lokalisering af reninekspression efter nyrearteriestenose. Nyrer blev isoleret efter aflivning af mus fra 3-dages nyrearteriestenose. Et stykke fra langsgående snit af hele nyren blev fastgjort med 4% neutral bufferet formalinopløsning, efter at det dehydreret i en gradueret ethanolserie og indlejret i paraffin. Grøn farvning repræsenterer reninproteinekspression; blå, kerner. (A) Repræsentative mikroskopibilleder af stenoseret nyre (venstre side), kontralateral nyre (højre side) fra stenoserede mus. (B) Repræsentative mikroskopibilleder af sham nyre (venstre side) og kontralateral nyre (højre side) fra sham mus. Skala bar 30 mikron. 90X forstørrelse. (C) Repræsentative mikroskopibilleder af stenoseret nyre (venstre side), kontralateral nyre (højre side) fra stenoserede mus. (D) Repræsentative mikroskopibilleder af sham nyre (venstre side) og kontralateral nyre (højre side) fra sham mus. Disse billeder blev hovedsageligt taget fra cortex-regionen. Skala bar 50 μm. 15x forstørrelse. Hvide stiplede cirkler angiver placeringen af glomeruli. G: Glomeruli, AfAr: Afferent arteriole, N = 4. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: In situ hybridiseringsanalyse af renin mRNA-ekspression efter nyrearteriestenose. Efter 3 dages nyrearteriestenose blev mus aflivet, og nyrerne blev isoleret og perfusionsfikseret med 4% neutral bufferet formalinopløsning, dehydreret i en gradueret ethanolserie og indlejret i paraffin. In situ hybridisering blev udført efter producentens anvisninger. Mørkerød farvning repræsenterer mRNA renin udtryk; blå, kerner. A) . Repræsentativt mikroskopibillede af stenoserede nyrer (venstre side) og kontralateral nyre (højre side) fra stenoserede mus. B) . Repræsentativ mikroskopi billede af sham nyre (venstre side) og kontralateral nyre (højre side) fra sham mus. Skala bar 50 μm. Hvide stiplede cirkler betegner glomeruli, der udtrykker renin. G: Glomeruli, AfAr: Afferent arteriole, N = 4. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 4
Figur 4: Neutrofil gelatinase-associeret lipocalin (N-GAL) ekspression efter renal arteriestenose. Efter 3-dages nyrearteriestenose blev mus aflivet og nyrer høstet, og N-GAL-ekspressionsmål ved Western blot. (A) Repræsentative Western blots billeder fra 3-dages stenosed (venstre panel) og sham mus (højre panel). Beta-actin blev brugt som indlæsningskontrol. (B) Densitometrisk analyse af N-GAL-bånd. Proteindensitetsværdier af N-GAL blev normaliseret til β-actin. Data præsenteres som den gennemsnitlige ± SD. P-værdi beregnet med tovejs ANOVA efterfulgt af Tukey post-hoc test. **P<0,01, ***P< 0,001, N=3-5. Klik her for at se en større version af denne figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Nyrearteriestenose er en vigtig årsag til sekundær eller resistent hypertension og nyreskade 1,29. Den to nyre en klip (2K1C) Goldblatt model er blevet anvendt til at studere RAStenose induceret renovascular hypertension 1,17,18,19. En række tidligere undersøgelser ved hjælp af forskellige dyremodeller har vist, at stenose i nyrearterien er en stærk stimulator for renin overekspression og frigivelse og nyreskade 18,30,31,32,33,34,35. Desuden bruges denne model til at studere immuncelleinfiltration, fibrose, betændelse og akutte og kroniske nyreskademarkører29.

Her beskrev vi en detaljeret og trin for trin procedure for at generere reproducerbar, pålidelig og konsistent nyrearteriestenosemodel hos mus. Tidligere har metalclips været anvendt til at initiere nyrearteriestenose 36,37,38. Som et alternativ brugte vi polyurethan rundrør (MRE 025; indvendig diameter (ID) = 0,30 mm; udvendig diameter (OD) = 0,63 mm; vægtykkelse, (WT) = 0,16 mm). Vi brugte slanger, da placering af en polyurethanmanchet ville resultere i indsnævring i to dimensioner (indsnævring) snarere end en (udfladning), som med en metalclips. Brug af polyurethan runde slanger giver også en fordel ved ensartet indsnævring i nyrearterien. Det kritiske trin og udfordringer er at skære den rigtige størrelse polyurethanrør, hvilket kræver ekstrem opmærksomhed på detaljer, der skal udføres ved hjælp af et mikroskop. Et andet kritisk kriterium er at holde mus mellem 18-22 g for at passe slangen på nyrearterien. Mus inden for dette vægtinterval har normalt en nyrearterie ydre diameter (OD), der konsekvent ligger inden for slangemanchetdiameterens rækkevidde. En begrænsning af metoden er, at tunge (over 25 g) eller små (under 16 g) mus er vanskelige at udføre kirurgi på grund af størrelsen på røret og manchetten lavet i den. Men når det er nødvendigt, kan ændringer i polyurethan slangen foretages for at rumme yngre eller ældre mus.

Vi har gennemført 3-dages og 15-dages studier for at initiere nyrearteriestenose hos mus med ca. 95% succesrate. Efter vores erfaring producerede induktion af nyrearteriestenose ved hjælp af denne metode pålidelige, reproducerbare og konsistente resultater blandt musene uanset køn. For at bekræfte indsnævring af nyrearterien målte vi reninekspression og nyreskade. Vores data tyder på, at reninekspression signifikant steg i den stenoserede nyre.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Ingen interessekonflikter, økonomiske eller på anden måde, erklæres af forfatterne.

Acknowledgments

Forskning blev støttet af NHLBI Research Scientist Development Grant (1K01HL135461-01) til JAG. Tak til David Carmona-Berrio og Isabel Adarve-Rengifo for deres tekniske assistance.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Diet Gel Clear H2O Diet-Gel 76A Surgery recovery diet
EMC Heated Hard pad Hallowell 000A2788B Heating pads were used to keep mice warm
Ethilon Nylon Suture Ethicon 662G 4-0 (1.5 metric), This suture was used to close the peritoneum, and skin
Ethilon Nylon Suture Ethicon 2815 G 8-0 (0.4 metric), This suture was used to close cuff to tie and constrict the artery
Germinator 500 Braintree Scientific Inc. GER 5287 Sterilize surgical tools between surgeries
Ketoprofen Zoetis Ketofen Painkiller
Polyurethane Braintree Scientific Inc. MRE-025 This tube was used to initiate stenosis
Povidone-iodine antiseptic swabsticks Medline MDS093901 It was applied after hair removal and surgery on the skin
Reflex 7 Clip Applier Roboz Surgical Instrument Co 204-1000 This clip applier was used to apply clip in case one or more sutures went off
Sterile towel drapes Dynarex 4410 It was used as a bedsheet for mice during surgery
Triple antibiotic ointment Medi-First 22312
Water pump Stryker T/pump Professionals Used to warm and circulate water in the heating hard pad to keep mice warm during and post-surgery

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kashyap, S., et al. Blockade of CCR2 reduces macrophage influx and development of chronic renal damage in murine renovascular hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 310 (5), 372-384 (2016).
  2. Wang, W., et al. Changes in inflammatory biomarkers after renal revascularization in atherosclerotic renal artery stenosis. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (9), 1437-1443 (2016).
  3. Yerram, P., Karuparthi, P. R., Chaudhary, K. Pathogenesis and management of renovascular hypertension and ischemic nephropathy. Minerva Urologica e Nefrologica. 64 (1), 63-72 (2012).
  4. Covic, A., Gusbeth-Tatomir, P. The role of the renin-angiotensin-aldosterone system in renal artery stenosis, renovascular hypertension, and ischemic nephropathy: diagnostic implications. Progress in Cardiovascular Diseases. 52 (3), 204-208 (2009).
  5. Barreras, A., Gurk-Turner, C. Angiotensin II receptor blockers. Proceedings. 16 (1), Baylor University. Medical Center. 123-126 (2003).
  6. Sica, D. A. Angiotensin-converting enzyme inhibitors side effects--physiologic and non-physiologic considerations. Journal of Clinical Hypertension. 6 (7), 410-416 (2004).
  7. Hill, R. D., Vaidya, P. N. Angiotensin II Receptor Blockers (ARB, ARb). StatPearls. , (2019).
  8. Durante, A., et al. Role of the renin-angiotensin-aldosterone system in the pathogenesis of atherosclerosis. Current Pharmaceutical Design. 18 (7), 981-1004 (2012).
  9. Chen, K., et al. Plasma reactive carbonyl species: Potential risk factor for hypertension. Free Radical Research. 45 (5), 568-574 (2011).
  10. Zhang, X., et al. Angiotensin receptor blockade has protective effects on the poststenotic porcine kidney. Kidney International. 84 (4), 767-775 (2013).
  11. Zou, X., et al. Renal scattered tubular-like cells confer protective effects in the stenotic murine kidney mediated by release of extracellular vesicles. Scientific Reports. 8 (1), 1263 (2018).
  12. Kinra, M., Mudgal, J., Arora, D., Nampoothiri, M. An insight into the role of cyclooxygenase and lipooxygenase pathway in renal ischemia. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (21), 5017-5020 (2017).
  13. Cavalcanti, C. O., et al. Inhibition of PDE5 Restores Depressed Baroreflex Sensitivity in Renovascular Hypertensive Rats. Frontiers in Physiology. 7, 15 (2016).
  14. Dias, A. T., et al. Sildenafil ameliorates oxidative stress and DNA damage in the stenotic kidneys in mice with renovascular hypertension. Journal of Translational Medicine. 12, 35 (2014).
  15. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 146 (3), 160-173 (2005).
  16. Reckelhoff, J. F., Romero, D. G., Yanes Cardozo, L. L. Sex, Oxidative Stress, and Hypertension: Insights From Animal Models. Physiology (Bethesda). 34 (3), 178-188 (2019).
  17. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on Experimental Hypertension : I. The Production of Persistent Elevation of Systolic Blood Pressure by Means of Renal Ischemia. Journal of Experimental Medicine. 59 (3), 347-379 (1934).
  18. Gollan, F., Richardson, E., Goldblatt, H. Hypertension in the systemic blood of animals with experimental renal hypertension. Journal of Experimental Medicine. 88 (4), 389-400 (1948).
  19. Lewis, H. A., Goldblatt, H. Studies on Experimental Hypertension: XVIII. Experimental Observations on the Humoral Mechanism of Hypertension. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 18 (7), 459-487 (1942).
  20. Warner, G. M., et al. Genetic deficiency of Smad3 protects the kidneys from atrophy and interstitial fibrosis in 2K1C hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 302 (11), 1455-1464 (2012).
  21. Lorenz, J. N., et al. Renovascular hypertension using a modified two-kidney, one-clip approach in mice is not dependent on the alpha1 or alpha2 Na-K-ATPase ouabain-binding site. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 301 (3), 615-621 (2011).
  22. Ebina, K., Iwabuchi, T., Suzuki, S. Histological change in permanently clipped or ligated cerebral arterial wall. Part II: Autopsy cases of aneurysmal neck clipping. Acta Neurochirurgica. 66 (1-2), 23-42 (1982).
  23. Saleem, M., et al. Sox6: A new modulator of renin expression during physiological conditions. bioRxiv. , (2019).
  24. Saleem, M., et al. Sox6 as a new modulator of renin expression in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology. , (2019).
  25. Chade, A. R., Williams, M. L., Engel, J., Guise, E., Harvey, T. W. A translational model of chronic kidney disease in swine. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (2), 364-373 (2018).
  26. Xue, Y., Xu, Z., Chen, H., Gan, W., Chong, T. Low-energy shock wave preconditioning reduces renal ischemic reperfusion injury caused by renal artery occlusion. Acta Cirúrgica Brasileira. 32 (7), 550-558 (2017).
  27. Lalanne, A., Beaudeux, J. L., Bernard, M. A. NGAL: a biomarker of acute and chronic renal dysfunction. Annales de Biologie Clinique. 69 (6), 629-636 (2011).
  28. Bolignano, D., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) as a marker of kidney damage. American Journal of Kidney Diseases. 52 (3), 595-605 (2008).
  29. Kashyap, S., et al. Development of renal atrophy in murine 2 kidney 1 clip hypertension is strain independent. Research in Veterinary Science. 107, 171-177 (2016).
  30. Anderson, W. P., Woods, R. L., Kline, R. L., Korner, P. I. Acute haemodynamic responses to unilateral renal artery stenosis in conscious dogs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 12 (3), 305-309 (1985).
  31. Imanishi, M., et al. Critical degree of renal arterial stenosis that causes hypertension in dogs. Angiology. 43 (10), 833-842 (1992).
  32. Ziecina, R., Abramczyk, P., Lisiecka, A., Papierski, K., Przybylski, J. Adrenal-renal portal circulation contributes to decrease in renal blood flow after renal artery stenosis in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 49 (4), 553-560 (1998).
  33. Johnson, J. A., Ichikawa, S., Kurz, K. D., Fowler, W. L., Payne, C. G. Pressor responses to vasopressin in rabbits with 3-day renal artery stenosis. American Journal of Physiology. 240 (6), 862-867 (1981).
  34. Eirin, A., et al. Changes in glomerular filtration rate after renal revascularization correlate with microvascular hemodynamics and inflammation in Swine renal artery stenosis. Circulation: Cardiovascular Interventions. 5 (5), 720-728 (2012).
  35. Ma, Z., Jin, X., He, L., Wang, Y. CXCL16 regulates renal injury and fibrosis in experimental renal artery stenosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory. 311 (3), 815-821 (2016).
  36. Cheng, J., et al. Temporal analysis of signaling pathways activated in a murine model of two-kidney, one-clip hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 297 (4), 1055-1068 (2009).
  37. Wiesel, P., Mazzolai, L., Nussberger, J., Pedrazzini, T. Two-kidney, one clip and one-kidney, one clip hypertension in mice. Hypertension. 29 (4), 1025-1030 (1997).
  38. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).

Tags

Medicin Udgave 164 To nyre et klip (2K1C) Nyrearteriestenose Renin Angiotensin Aldosteron System renin udtryk Nyreskade musemodel
En modificeret to nyre en klip musemodel af reninregulering i nyrearteriestenose
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Saleem, M., Barturen-Larrea, P.,… More

Saleem, M., Barturen-Larrea, P., Saavedra, L., Gomez, J. A. A Modified Two Kidney One Clip Mouse Model of Renin Regulation in Renal Artery Stenosis. J. Vis. Exp. (164), e61058, doi:10.3791/61058 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter