Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

En modifierad tvånjure en klippmusmodell av reninreglering vid njurartärstenos

Published: October 26, 2020 doi: 10.3791/61058
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Medicine/Clinical Pharmacology Division, Vanderbilt University Medical Center

Summary

En modifierad 2 njure 1 clip (2K1C) Goldblatt musmodell utvecklades med hjälp av polyuretanslangar för att initiera njurartärstenos, vilket inducerar en ökning av reninuttryck och njurskada. Här beskriver vi en detaljerad procedur för att förbereda och placera manschetten på njurartären för att generera en reproducerbar och konsekvent 2K1C-musmodell.

Abstract

Njurartärstenos är ett vanligt tillstånd hos patienter med kranskärlssjukdom eller perifer kärlsjukdom där renin angiotensin aldosteronsystemet (RAAS) är överaktiverat. I detta sammanhang finns det en förträngning av njurartärerna som stimulerar en ökning av uttrycket och frisättningen av renin, det hastighetsbegränsande proteaset i RAAS. Den resulterande ökningen av reninuttryck är en känd drivkraft för renovaskulär hypertoni, ofta förknippad med njurskada och organskador. Således finns det ett stort intresse för att utveckla nya behandlingar för detta tillstånd. Den molekylära och cellulära mekanismen för reninkontroll vid njurartärstenos är inte helt förstådd och motiverar ytterligare undersökning. För att inducera njurartärstenos hos möss utvecklades en modifierad 2 njure 1 klipp (2K1C) Goldblatt-musmodell. Den högra njuren stenoserades hos vilda möss och skenopererade möss användes som kontroll. Efter njurartärstenos bestämde vi reninuttryck och njurskada. Njurar skördades och färska kortiker användes för att bestämma protein- och mRNA-uttryck av renin. Denna djurmodell är reproducerbar och kan användas för att studera patofysiologiska svar, molekylära och cellulära vägar som är involverade i renovaskulär hypertoni och njurskada.

Introduction

Njurartärstenos (RAStenosis) är ett svårlöst problem som drabbar cirka 6% av personer över 65 år och hos upp till 40% av personer med kranskärlssjukdomeller perifer kärlsjukdom 1,2. Nuvarande behandlingar för sjukdomen är begränsade; Därför finns det ett kritiskt behov av att utveckla nya terapier för att behandla renovaskulär hypertoni eller resistent hypertoni inducerad av RAStenosis. Renin angiotensin aldosteron system (RAAS) är den viktigaste vägen som är involverad i patogenesen av RAStenosis inducerad hypertoni eller renovaskulär hypertoni 3,4. Kända terapier riktade mot RAAS, såsom ACE-hämmare eller angiotensinreceptorblockerare, lindrar högt blodtryck, men behöver noggrant undersökas för njursvikt och hyperkalemi 5,6,7. Renin katalyserar det hastighetsbegränsande steget i RAAS; det omvandlar angiotensinogen till angiotensin I. Vid ateroskleros orsakar plackbildning förträngning av njurartären som driver reninsekretion, vilket resulterar i renovaskulär hypertoni och njurskada8. Ett antal studier har rapporterat ökade nivåer av oxidativ stress under renovaskulär hypertoni hos människor, vilket bekräftades med de två njure ett klipp (2K1C) mössmodellen samt andra hypertensiva djurmodeller 2,9,10,11,12,13,14,15,16 . Den molekylära mekanismen för reninuttryckskontroll under RAStenosinducerad renovaskulär hypertoni är inte väl förstådd och motiverar ytterligare undersökning.

Experimentella djurmodeller som på ett tillförlitligt och reproducerbart sätt rekapitulerar RAStenos är viktiga för att belysa de cellulära och molekylära mekanismerna för reninuttryckskontroll för utveckling av nya terapier. 2K1C-musmodellen är en väletablerad experimentell modell för att studera patogenesen av renovaskulär hypertoni17,18,19,20. Denna modell genereras av förträngning av njurartären med hjälp av ett klipp 17,20,21, vilket ger njurartärocklusion som resulterar i en ökning av reninuttryck och hypertoni17,19,20,21. Det finns dock inga tekniska rapporter tillgängliga, som beskriver en steg för steg-procedur för att generera njurartärstenos i djurmodeller.

Konventionella U-formade silverklämmor, polyuretanrör och andra klämmor har använts för att begränsa njurartären för att inducera njurartärstenos. Vissa studier har visat att klippets design och material är avgörande för att få tillförlitliga och reproducerbara data med 2K1C-djurmodellen. Enligt Lorenz et al., användningen av konventionella U-designade silverklipp inducerar en låg framgångsgrad för högt blodtryck (40-60%)21. På grund av klämdesignen pressas njurartären i sidled, vilket utlöser några förträngningar och större sannolikhet att lossna från njurartären. Silverformbarhet och duktilitet kan tillåta förändringar i klämbredder; Därför orsakar olika högt blodtrycksnivåer bland möss. Silverdioxider på klämman kan orsaka perivaskulär inflammation, intimal proliferation och vävnadsgranulering, vilket förändrar njurartärdiametern22. På grund av variationen i nivåerna av högt blodtryck som erhållits med det konventionella U-designsilverklämman har Warner et al. och Lorenz et al. framgångsrikt använt en rundare polyuretanslang för att initiera njurartärstenos hos möss, vilket genererar en mer tillförlitlig och konsekvent induktion av de två njurarna ett klipp djurmodell20,21.

I denna rapport beskriver vi ett kirurgiskt protokoll för att generera experimentell RAStenos hos möss, med hjälp av polyuretanslangen för att begränsa njurartären. Manschetten med rund design av polyuretan är ett mer reproducerbart, pålitligt och billigt klipp för att generera stenos i musen. Målet med denna experimentella modell är att studera och definiera den molekylära och cellulära mekanismen för reninuttryckskontroll under njurartärstenos. Vi bekräftade framgången för RAStenosis mössmodell genom att mäta reninuttryck och njurskademarkör neutrofil gelatinasassocierad lipocalin (N-GAL).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Möss inhystes och vårdades vid Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Division of Animal Care enligt riktlinjerna från National Institutes of Health (NIH) och Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, US Department of Health and Human Services. Alla djurförsök godkändes av VUMC Institutional Animal Care and Use Committee innan försöken påbörjades.

1. Beredning och dissektion av djur

  1. Slå på värmedynans groning och vattenpump ca 30 min innan operationen påbörjas.
  2. Skär 0,5 mm längd polyuretanslang med en skarp skalpell. Ta bort 0,2 mm av omkretsen genom att göra ett snitt i längdriktningen för att göra en manschett.
    OBS: Detta är en kritisk del av njurartärstenosproceduren som kräver extrem precision, uppmärksamhet på detaljer och tålamod. Försök att skära flera bitar av polyuretanrör åt gången. Utför all denna procedur under mikroskop.
  3. Innan du går vidare, sätt på kirurgiska sterila handskar och en kirurgisk mask.
  4. Använd C57BL/6 vildtypsmöss (WT) på 6-8 veckor. Använd lika många manliga och kvinnliga möss för att undvika könsfördomar.
  5. Registrera mössens vikt innan du utför operationen. Den ideala vikten för att utföra njurartärstenos med polyuretanrör är 18-22 g. Hantera möss försiktigt och agitera inte när du injicerar anestesi. Administrera preoperativ analgesi (Ketofgen, 5 mg/kg kroppsvissla).
    OBS: När du överför mössen från deras bostadsrum till operationsrummet, bär dem med stor mildhet och omsorg för att undvika agitation. Att bära mössburar i händerna istället för en vagn rekommenderas starkt.
  6. Bedöva mössen med en blandning av ketamin (100 mg/kg kroppsvikt) och xylazin (10 mg/kg kroppsvikt) via intraperitoneala (I.P.) injektioner.
  7. Placera musen tillbaka inuti buren tills den är helt bedövad. Det tar cirka 4-5 minuter innan musen är helt medvetslös. Nyp svansen eller tån med pincett för att kontrollera om musen är helt medvetslös och redo för operationen.
  8. Lägg musen på ryggen på en pappershandduk. Ta bort håret i den laterala buken med en elektrisk hårklippare som följer motsatt riktning av hårväxt. Efter rakning av operationsstället, rengör området med en kirurgisk skrubba som innehåller jod (eller klorhexidin) följt av sköljning med 70% etanol (eller steril saltlösning).  Upprepa 3 gånger.
    OBS: Hårborttagningsproceduren måste utföras på något avstånd eller helst vid en annan bänk än operationsbänken för att undvika hårstörningar och hårkontaminering under operationsproceduren.
  9. Täck värmedynan med ett sterilt ark. För musen till operationsbänken och placera på det sterila arket, vänd mot musens högra sidosida mot mikroskopet. Håll en konstant temperatur på 37 °C med cirkulerande vatten.
  10. Öppna den steriliserade påsen som innehåller all kirurgisk utrustning. Använd ett dissekerande mikroskop och sterila vassa saxar, gör ett litet flanksnitt (nära 13:e bröstkorgen, det sista revbenet i musen) och cirka 0,5 cm från ryggkotorna. Fortsätt längs ländryggen och gör ett snitt på 1 tum.
  11. Dra tillbaka huden och muskeln för att exponera njuren.
  12. Rengör och ta bort det omgivande fettet med sterila bomullspinne för att isolera njurartären. Isolera njurnerven från njurartären med hjälp av krökta pincett.
  13. När du utför skenoperationen, applicera suturer för att stänga huden och applicera antibiotikum på det slutna såret, fortsätt sedan till Postoperativ vård. Om inte, fortsätt med följande avsnitt för att styra artären.
    OBS: Varje experiment bör ha skendjur som kontroller av det kirurgiska ingreppet. Sham djur består av möss som har gått igenom det kirurgiska ingreppet för att exponera njurartären utan att placera en manschett på den.

2. Höger njurartärstenos

  1. Placera två nylonsuturer under den högra njurartären, gör lösa knutar och placera sedan manschetten runt njurartären ungefär lika långt mellan njuren och aortabifurkationen
  2. Stäng manschetten med nylonsuturerna. Gör fyra knop för varje sutur för att undvika sannolikheten att förlora suturerna efter operationen.
  3. Stäng snittet i muskeln genom att applicera en enkel kontinuerlig sutur.
  4. Gör enkla avbrutna suturer för att stänga huden.
  5. Administrera IACUC-godkända smärtstillande medel.
    OBS: Autoklav kirurgiska verktyg före varje användning. Om mer än en operation utförs samtidigt, torka av alla använda verktyg med en steril alkoholmätare och placera dem i varm groddar i 15-30 s efter varje operation. Byt sterila handskar också för varje mus.

3. Postoperativ vård

  1. Återför möss till buret och lämna buret halvt på, halvt av, en cirkulerande vattenvärmepanna i 2 - 3 timmar. Lägg till geldietåtervinningsmat inuti buret.
  2. Administrera smärtstillande medel (ketoprofen) intraperitonealt (dos: 5 mg / kg BW) nästa dag.
  3. Väg mössen de närmaste två dagarna; om vissa möss förlorar mer än 20% av sin vikt, kontakta veterinären och besluta om djuret behöver avlivas enligt lämpligt IACUC-godkänt förfarande.
  4. Övervaka mössen dagligen för att bedöma för rodnad, svullnad, smärta eller infektion.
  5. Sök veterinärkonsultation för postoperativa komplikationer i enlighet med de institutionella IACUC-policyerna..

4. Vävnadsskörd

  1. Skörda vävnad 3 veckor efter kirurgiskt ingrepp. Registrera vikten på varje mus.
  2. Avliva musen med ett IACUC-godkänt förfarande.
  3. Placera musen på en steril plattform i liggande läge för att dissekera.
  4. Säkra och förläng lemmarna för att begränsa rörelsen.
  5. Spraya mössen noggrant med 70% etanol.
  6. Gör ett snitt i mittlinjen för att öppna buken och bröstområdet med en skarp sax.
  7. Dra tillbaka huden och bukhinnans vägg.
  8. Exponera försiktigt hjärtat och punktera höger kammare och exsanguinate musen.
  9. Ta bort båda njurarna med pincett. Njurar finns på baksidan av mössen.
    OBS: Blanda inte båda njurarna. Var medveten om stenoserade, falska och kontralaterala njurar.
  10. Ta bort njurkapseln, rengör dem från fett och registrera vikten på varje njure separat.
  11. Skär en längsgående sektion av båda njurarna och fixera i 4% PFA över natten vid 4 ° C för att senare bearbetas för paraffinbäddning, för att utföra in situ hybridisering (ISH) och immunohistokemi (IHC). Följ ISH- och IHC-protokollen enligt rapport23,24.
  12. Isolera cortex av den återstående njuren och blixtfrysning i flytande kväve för att utföra western blot. Förvara proverna vid -80 °C tills de är analyserade.
  13. Kvantifiera renin- och N-GAL-uttryck med Western blot som beskrivs i litteraturen23,24.

5. Statistik

  1. Använd envägs- eller tvåvägs ANOVA för experiment med tre eller flera tillstånd följt av Bonferroni post-hoc-tester för jämförelser mellan enskilda grupper. Tänk på ett p-värde som är lika med eller mindre än 0,05 signifikant. Använd programvara (t.ex. GraphPad Prism 8.2) för att utföra all statistisk analys.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Njurartärförträngning ökar reninuttrycket i den stenoserade njuren medan den undertrycker uttrycket i den kontralaterala njuren. De två njurarna ett klipp (2K1C) eller Goldblatt modell av stenos inducerar ökat reninuttryck och njurskada. Detta är erkänt som den bästa representativa modellen för ensidig njurartärstenos hos människor.

Uttryck av renin och prorenin (föregångare till renin) mättes med hjälp av immunoblotting. Data visar att renin- och proreninuttrycket ökade i den stenoserade njuren jämfört med kontralaterala och skennjurar, vilket tyder på att manschetten förträngde njurartären och orsakade förändringar i njurperfusion (figur 1). För att visualisera lokaliseringen av reninuttryck utfördes IHC. IHC-bekräftade immunoblottingdata som visar ökat uttryck av renin i den klippta njuren (figur 2). Dessutom sågs rekrytering av juxtaglomerulära (JG) celler längs den afferenta arteriolen i den stenoserade njuren (figur 2). För att undersöka effekten på renin-mRNA-uttrycksnivåer utfördes ISH. ISH-data tyder på ökad rekrytering av renin-mRNA och JG-celler i den stenoserade njuren jämfört med kontralaterala och skennjurar (figur 3).

En annan egenskap hos njurartärstenos är uppreglering av njurskademarkörer på grund av förändringar i njurperfusion, superoxidproduktion och högt blodtryck 2,25,26. Neutrofilt gelatinasassocierat lipokalin (NGAL) är en väl karakteriserad akut skademarkör och överuttrycks vid njurskada27,28. Därför mättes markören för akut njurskada NGAL med hjälp av immunoblotting. Immunoblottingdata visade att N-GAL var starkt uppreglerat i den stenoserade njuren jämfört med de kontralaterala och skennjurarna (figur 4).

Figure 1
Bild 1: Renin-uttryck. Efter 15- och 3-dagars njurartärstenos avlivades möss. Njurar skördades och reninuttryck bestämdes av western blot. (A) visar representativa western blots-bilder från 15-dagars stenoserade (vänster panel) och skenmöss (höger panel). (B) visar den densitometriska analysen av proteinbanden prorenin (vänster panel) och renin (höger panel). Beta-aktin användes som lastkontroll. (C) visar de representativa western blots-bilderna från 3-dagars stenoserade (vänster panel) och bluffmöss (höger panel). (D) visar densitometrisk analys av prorenin (vänster panel) och renin (höger panel) proteinband. Beta-aktin användes som lastkontroll. Data presenteras som medelvärdet ± SD. P-värde beräknat med tvåvägs ANOVA följt av Tukey post-hoc test. *P<0,05, **P< 0,01, ***P< 0,001, N=3-6. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: Immunohistokemianalys för visualisering och lokalisering av reninuttryck efter njurartärstenos. Njurar isolerades efter avlivning av möss från 3-dagars njurartärstenos. En bit från längsgående snitt av hela njuren fixerades med 4% neutral buffrad formalinlösning, därefter uttorkad i en graderad etanolserie och inbäddad i paraffin. Grön färgning representerar reninproteinuttryck; blå, kärnor. (A) Representativa mikroskopibilder av stenoserad njure (vänster sida), kontralateral njure (höger sida) från stenoserade möss. (B) Representativa mikroskopibilder av skennjure (vänster sida) och kontralateral njure (höger sida) från skenmöss. Skala bar 30 mikron. 90X förstoring. (C) Representativa mikroskopibilder av stenoserad njure (vänster sida), kontralateral njure (höger sida) från stenoserade möss. (D) Representativa mikroskopibilder av skennjure (vänster sida) och kontralateral njure (höger sida) från skenmöss. Dessa bilder togs huvudsakligen från cortexregionen. Skala bar 50 μm. 15x förstoring. Vita prickade cirklar betecknar platsen för glomeruli. G: Glomeruli, AfAr: Afferent arteriole, N = 4. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3: In situ hybridiseringsanalys av renin-mRNA-uttryck efter njurartärstenos. Efter 3 dagars njurartärstenos avlivades möss och njurarna isolerades och perfusionsfixerades med 4% neutral buffrad formalinlösning, dehydrerades i en graderad etanolserie och inbäddades i paraffin. In situ hybridisering utfördes enligt tillverkarens instruktioner. Mörkröd färgning representerar mRNA reninuttryck; blå, kärnor. a) . Representativ mikroskopibild av stenoserade njurar (vänster sida) och kontralateral njure (höger sida) från stenoserade möss. b) . Representativ mikroskopibild av skennjure (vänster sida) och kontralateral njure (höger sida) från skenmöss. Skala bar 50 μm. Vita prickade cirklar betecknar glomeruli som uttrycker renin. G: Glomeruli, AfAr: Afferent arteriole, N = 4. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 4
Figur 4: Neutrofil gelatinasassocierad lipocalin (N-GAL) uttryck efter njurartärstenos. Efter 3-dagars njurartärstenos avlivades möss och njurar skördades och N-GAL-uttrycksmått av Western blot. (A) Representativa Western blottar bilder från 3-dagars stenoserade (vänster panel) och bluffmöss (höger panel). Beta-aktin användes som lastkontroll. (B) Densitometrisk analys av N-GAL-band. Proteindensitetsvärden för N-GAL normaliserades till β-aktin. Data presenteras som medelvärdet ± SD. P-värde beräknat med tvåvägs ANOVA följt av Tukey post-hoc test. **P<0,01, ***P< 0,001, N=3-5. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Njurartärstenos är en viktig orsak till sekundär eller resistent hypertoni och njurskada 1,29. Goldblatt-modellen med två njurar (2K1C) har använts för att studera RAStenos-inducerad renovaskulär hypertoni 1,17,18,19. Ett antal tidigare studier med olika djurmodeller har visat att stenos i njurartären är en stark stimulator för reninöveruttryck och frisättning och njurskada 18,30,31,32,33,34,35. Dessutom används denna modell för att studera immuncellsinfiltration, fibros, inflammation och akuta och kroniska njurskademarkörer29.

Här beskrev vi en detaljerad och steg för steg-procedur för att generera reproducerbar, pålitlig och konsekvent njurartärstenosmodell hos möss. Tidigare har metallklämmor använts för att initiera njurartärstenos36,37,38. Som ett alternativ använde vi polyuretanrunda rör (MRE 025; innerdiameter (ID) = 0,30 mm; ytterdiameter (OD) = 0,63 mm; väggtjocklek, (WT) = 0,16 mm). Vi använde slangar, eftersom placering av en polyuretanmanschett skulle resultera i förträngning i två dimensioner (förträngning) snarare än en (utplattning), som med en metallklämma. Att använda polyuretanrunda slangar ger också en fördel med enhetlig förträngning i njurartären. Det kritiska steget och utmaningarna är att skära rätt storlek på polyuretanslangar, vilket kräver extrem uppmärksamhet på detaljer som måste utföras med hjälp av ett mikroskop. Ett annat kritiskt kriterium är att hålla möss mellan 18-22 g för att passa slangen på njurartären. Möss inom detta viktintervall har normalt en yttre diameter (Renal Artery Outer Diameter) som konsekvent ligger inom intervallet för slangmanschettdiametern. En begränsning av metoden är att tunga (över 25 g) eller små (under 16 g) möss är svåra att utföra operation på grund av storleken på röret och manschetten i den. Vid behov kan dock ändringar i polyuretanslangen göras för att rymma yngre eller äldre möss.

Vi har genomfört 3-dagars och 15-dagars studier för att initiera njurartärstenos hos möss med cirka 95% framgång. Enligt vår erfarenhet gav induktion av njurartärstenosen med denna metod tillförlitliga, reproducerbara och konsekventa resultat bland mössen oavsett kön. För att bekräfta förträngningen av njurartären mätte vi reninuttryck och njurskada. Våra data tyder på att reninuttrycket ökade signifikant i den stenoserade njuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Inga intressekonflikter, ekonomiska eller på annat sätt, deklareras av upphovsmännen.

Acknowledgments

Forskningen stöddes av NHLBI Research Scientist Development Grant (1K01HL135461-01) till JAG. Tack till David Carmona-Berrio och Isabel Adarve-Rengifo för deras tekniska hjälp.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Diet Gel Clear H2O Diet-Gel 76A Surgery recovery diet
EMC Heated Hard pad Hallowell 000A2788B Heating pads were used to keep mice warm
Ethilon Nylon Suture Ethicon 662G 4-0 (1.5 metric), This suture was used to close the peritoneum, and skin
Ethilon Nylon Suture Ethicon 2815 G 8-0 (0.4 metric), This suture was used to close cuff to tie and constrict the artery
Germinator 500 Braintree Scientific Inc. GER 5287 Sterilize surgical tools between surgeries
Ketoprofen Zoetis Ketofen Painkiller
Polyurethane Braintree Scientific Inc. MRE-025 This tube was used to initiate stenosis
Povidone-iodine antiseptic swabsticks Medline MDS093901 It was applied after hair removal and surgery on the skin
Reflex 7 Clip Applier Roboz Surgical Instrument Co 204-1000 This clip applier was used to apply clip in case one or more sutures went off
Sterile towel drapes Dynarex 4410 It was used as a bedsheet for mice during surgery
Triple antibiotic ointment Medi-First 22312
Water pump Stryker T/pump Professionals Used to warm and circulate water in the heating hard pad to keep mice warm during and post-surgery

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kashyap, S., et al. Blockade of CCR2 reduces macrophage influx and development of chronic renal damage in murine renovascular hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 310 (5), 372-384 (2016).
  2. Wang, W., et al. Changes in inflammatory biomarkers after renal revascularization in atherosclerotic renal artery stenosis. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (9), 1437-1443 (2016).
  3. Yerram, P., Karuparthi, P. R., Chaudhary, K. Pathogenesis and management of renovascular hypertension and ischemic nephropathy. Minerva Urologica e Nefrologica. 64 (1), 63-72 (2012).
  4. Covic, A., Gusbeth-Tatomir, P. The role of the renin-angiotensin-aldosterone system in renal artery stenosis, renovascular hypertension, and ischemic nephropathy: diagnostic implications. Progress in Cardiovascular Diseases. 52 (3), 204-208 (2009).
  5. Barreras, A., Gurk-Turner, C. Angiotensin II receptor blockers. Proceedings. 16 (1), Baylor University. Medical Center. 123-126 (2003).
  6. Sica, D. A. Angiotensin-converting enzyme inhibitors side effects--physiologic and non-physiologic considerations. Journal of Clinical Hypertension. 6 (7), 410-416 (2004).
  7. Hill, R. D., Vaidya, P. N. Angiotensin II Receptor Blockers (ARB, ARb). StatPearls. , (2019).
  8. Durante, A., et al. Role of the renin-angiotensin-aldosterone system in the pathogenesis of atherosclerosis. Current Pharmaceutical Design. 18 (7), 981-1004 (2012).
  9. Chen, K., et al. Plasma reactive carbonyl species: Potential risk factor for hypertension. Free Radical Research. 45 (5), 568-574 (2011).
  10. Zhang, X., et al. Angiotensin receptor blockade has protective effects on the poststenotic porcine kidney. Kidney International. 84 (4), 767-775 (2013).
  11. Zou, X., et al. Renal scattered tubular-like cells confer protective effects in the stenotic murine kidney mediated by release of extracellular vesicles. Scientific Reports. 8 (1), 1263 (2018).
  12. Kinra, M., Mudgal, J., Arora, D., Nampoothiri, M. An insight into the role of cyclooxygenase and lipooxygenase pathway in renal ischemia. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (21), 5017-5020 (2017).
  13. Cavalcanti, C. O., et al. Inhibition of PDE5 Restores Depressed Baroreflex Sensitivity in Renovascular Hypertensive Rats. Frontiers in Physiology. 7, 15 (2016).
  14. Dias, A. T., et al. Sildenafil ameliorates oxidative stress and DNA damage in the stenotic kidneys in mice with renovascular hypertension. Journal of Translational Medicine. 12, 35 (2014).
  15. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 146 (3), 160-173 (2005).
  16. Reckelhoff, J. F., Romero, D. G., Yanes Cardozo, L. L. Sex, Oxidative Stress, and Hypertension: Insights From Animal Models. Physiology (Bethesda). 34 (3), 178-188 (2019).
  17. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on Experimental Hypertension : I. The Production of Persistent Elevation of Systolic Blood Pressure by Means of Renal Ischemia. Journal of Experimental Medicine. 59 (3), 347-379 (1934).
  18. Gollan, F., Richardson, E., Goldblatt, H. Hypertension in the systemic blood of animals with experimental renal hypertension. Journal of Experimental Medicine. 88 (4), 389-400 (1948).
  19. Lewis, H. A., Goldblatt, H. Studies on Experimental Hypertension: XVIII. Experimental Observations on the Humoral Mechanism of Hypertension. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 18 (7), 459-487 (1942).
  20. Warner, G. M., et al. Genetic deficiency of Smad3 protects the kidneys from atrophy and interstitial fibrosis in 2K1C hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 302 (11), 1455-1464 (2012).
  21. Lorenz, J. N., et al. Renovascular hypertension using a modified two-kidney, one-clip approach in mice is not dependent on the alpha1 or alpha2 Na-K-ATPase ouabain-binding site. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 301 (3), 615-621 (2011).
  22. Ebina, K., Iwabuchi, T., Suzuki, S. Histological change in permanently clipped or ligated cerebral arterial wall. Part II: Autopsy cases of aneurysmal neck clipping. Acta Neurochirurgica. 66 (1-2), 23-42 (1982).
  23. Saleem, M., et al. Sox6: A new modulator of renin expression during physiological conditions. bioRxiv. , (2019).
  24. Saleem, M., et al. Sox6 as a new modulator of renin expression in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology. , (2019).
  25. Chade, A. R., Williams, M. L., Engel, J., Guise, E., Harvey, T. W. A translational model of chronic kidney disease in swine. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (2), 364-373 (2018).
  26. Xue, Y., Xu, Z., Chen, H., Gan, W., Chong, T. Low-energy shock wave preconditioning reduces renal ischemic reperfusion injury caused by renal artery occlusion. Acta Cirúrgica Brasileira. 32 (7), 550-558 (2017).
  27. Lalanne, A., Beaudeux, J. L., Bernard, M. A. NGAL: a biomarker of acute and chronic renal dysfunction. Annales de Biologie Clinique. 69 (6), 629-636 (2011).
  28. Bolignano, D., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) as a marker of kidney damage. American Journal of Kidney Diseases. 52 (3), 595-605 (2008).
  29. Kashyap, S., et al. Development of renal atrophy in murine 2 kidney 1 clip hypertension is strain independent. Research in Veterinary Science. 107, 171-177 (2016).
  30. Anderson, W. P., Woods, R. L., Kline, R. L., Korner, P. I. Acute haemodynamic responses to unilateral renal artery stenosis in conscious dogs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 12 (3), 305-309 (1985).
  31. Imanishi, M., et al. Critical degree of renal arterial stenosis that causes hypertension in dogs. Angiology. 43 (10), 833-842 (1992).
  32. Ziecina, R., Abramczyk, P., Lisiecka, A., Papierski, K., Przybylski, J. Adrenal-renal portal circulation contributes to decrease in renal blood flow after renal artery stenosis in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 49 (4), 553-560 (1998).
  33. Johnson, J. A., Ichikawa, S., Kurz, K. D., Fowler, W. L., Payne, C. G. Pressor responses to vasopressin in rabbits with 3-day renal artery stenosis. American Journal of Physiology. 240 (6), 862-867 (1981).
  34. Eirin, A., et al. Changes in glomerular filtration rate after renal revascularization correlate with microvascular hemodynamics and inflammation in Swine renal artery stenosis. Circulation: Cardiovascular Interventions. 5 (5), 720-728 (2012).
  35. Ma, Z., Jin, X., He, L., Wang, Y. CXCL16 regulates renal injury and fibrosis in experimental renal artery stenosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory. 311 (3), 815-821 (2016).
  36. Cheng, J., et al. Temporal analysis of signaling pathways activated in a murine model of two-kidney, one-clip hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 297 (4), 1055-1068 (2009).
  37. Wiesel, P., Mazzolai, L., Nussberger, J., Pedrazzini, T. Two-kidney, one clip and one-kidney, one clip hypertension in mice. Hypertension. 29 (4), 1025-1030 (1997).
  38. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).

Tags

Medicin Utgåva 164 Två njurar ett klipp (2K1C) Njurartärstenos Renin Angiotensin Aldosteron System renin uttryck Njurskada musmodell
En modifierad tvånjure en klippmusmodell av reninreglering vid njurartärstenos
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Saleem, M., Barturen-Larrea, P.,… More

Saleem, M., Barturen-Larrea, P., Saavedra, L., Gomez, J. A. A Modified Two Kidney One Clip Mouse Model of Renin Regulation in Renal Artery Stenosis. J. Vis. Exp. (164), e61058, doi:10.3791/61058 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter