Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Модифицированная модель регуляции ренина при стенозе почечной артерии

Published: October 26, 2020 doi: 10.3791/61058
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Medicine/Clinical Pharmacology Division, Vanderbilt University Medical Center

Summary

Модифицированная модель мыши Голдблатта с 2 почками (2K1C) была разработана с использованием полиуретановых трубок для инициирования стеноза почечной артерии, вызывающего увеличение экспрессии ренина и повреждение почек. Здесь мы описываем подробную процедуру подготовки и размещения манжеты на почечной артерии для создания воспроизводимой и последовательной мышиной модели 2K1C.

Abstract

Стеноз почечной артерии является распространенным состоянием у пациентов с коронарными или периферическими сосудистыми заболеваниями, когда ренин-ангиотензин альдостероновая система (RAAS) чрезмерно активирована. В этом контексте наблюдается сужение почечных артерий, которые стимулируют увеличение экспрессии и высвобождения ренина, ограничивающего скорость протеазы при РААС. Результирующее повышение экспрессии ренина является известным фактором реноваскулярной гипертензии, часто связанной с повреждением почек и повреждением конечных органов. Таким образом, существует большой интерес к разработке новых методов лечения этого состояния. Молекулярный и клеточный механизм контроля ренина при стенозе почечной артерии не полностью понят и требует дальнейшего изучения. Чтобы вызвать стеноз почечной артерии у мышей, была разработана модифицированная модель мыши Goldblatt с 2 почками (2K1C). Правая почка была стенозирована у мышей дикого типа, а мыши с фиктивной операцией использовались в качестве контроля. После стеноза почечной артерии мы определили экспрессию ренина и повреждение почек. Почки были собраны, и свежие коры были использованы для определения экспрессии белка и мРНК ренина. Эта животная модель воспроизводима и может быть использована для изучения патофизиологических реакций, молекулярных и клеточных путей, участвующих в реноваскулярной гипертензии и повреждении почек.

Introduction

Стеноз почечной артерии (RAStenosis) является трудноразрешимой проблемой, затрагивающей около 6% людей старше 65 лет и до 40% людей с ишемической или периферической сосудистой болезнью 1,2. Современные методы лечения заболевания ограничены; поэтому существует острая необходимость в разработке новых методов лечения реноваскулярной гипертензии или резистентной гипертензии, вызванной РАСтенозом. Ренин ангиотензин альдостероновая система (РААС) является ключевым путем, участвующим в патогенезе индуцированной РАСтенозом гипертонии или реноваскулярной гипертензии 3,4. Известные методы лечения, нацеленные на РААС, такие как ингибиторы АПФ или блокаторы рецепторов ангиотензина, облегчают гипертонию, но нуждаются в тщательном изучении на предмет почечной недостаточности и гиперкалиемии 5,6,7. Ренин катализирует стадию ограничения скорости при РААС; превращает ангиотензиноген в ангиотензин I. При атеросклерозе образование бляшек вызывает сужение почечной артерии, что приводит к секреции ренина, что приводит к реноваскулярной гипертензии и повреждению почек8. В ряде исследований сообщалось о повышении уровня окислительного стресса во время реноваскулярной гипертензии у людей, которые были подтверждены моделью двух мышей с одной почкой (2K1C), а также другими гипертоническими моделями животных 2,9,10,11,12,13,14,15,16 . Молекулярный механизм контроля экспрессии ренина при реноваскулярной гипертензии, вызванной РАСтенозом, недостаточно изучен и требует дальнейшего изучения.

Экспериментальные модели на животных, которые надежно и воспроизводимо рекапитулируют RAStenosis, важны для выяснения клеточных и молекулярных механизмов контроля экспрессии ренина для разработки новых методов лечения. Мышиная модель 2K1C является хорошо зарекомендовавшей себя экспериментальной моделью для изучения патогенеза реноваскулярной гипертензии 17,18,19,20. Эта модель генерируется сужением почечной артерии с использованиемклипсы 17,20,21, что приводит к окклюзии почечной артерии, что приводит к увеличению экспрессии ренина и гипертонии 17,19,20,21. Тем не менее, нет доступных технических отчетов, которые описывают пошаговую процедуру для создания стеноза почечной артерии на животных моделях.

Обычные U-образные серебряные клипсы, полиуретановые трубки и другие клипсы использовались для сужения почечной артерии, чтобы вызвать стеноз почечной артерии. Некоторые исследования показали, что конструкция и материал клипа имеют решающее значение для получения надежных и воспроизводимых данных с помощью животной модели 2K1C. По данным Lorenz et al., использование обычных U-образных серебряных клипс вызывает низкий уровень успеха гипертонии (40-60%)21. Из-за клипсовой конструкции почечная артерия прессуется сбоку, вызывая несколько сужений и большую вероятность смещения из почечной артерии. Податливость и пластичность серебра могут привести к изменению ширины зажима; следовательно, вызывая различные уровни гипертонии среди мышей. Диоксиды серебра на клипсе могут вызывать периваскулярное воспаление, интимальную пролиферацию и грануляцию тканей, изменяя диаметр почечной артерии22. Из-за изменчивости уровней гипертонии, полученных с помощью обычного серебряного клипа U-design, Warner et al. и Lorenz et al. успешно использовали полиуретановую трубку круглой конструкции для инициирования стеноза почечной артерии у мышей, генерируя более надежную и последовательную индукцию двух почек с одним клипом животной модели20,21.

В этом отчете мы описываем хирургический протокол для генерации экспериментального RAStenosis у мышей, используя полиуретановые трубки для сужения почечной артерии. Полиуретановая манжета круглой конструкции является более воспроизводимым, надежным и недорогим зажимом для создания стеноза у мышей. Целью данной экспериментальной модели является изучение и определение молекулярно-клеточного механизма контроля экспрессии ренина при стенозе почечной артерии. Мы подтвердили успех модели RAStenosis на мышах, измерив экспрессию ренина и маркер повреждения почек нейтрофильной желатиназой-ассоциированный липокалин (N-GAL).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Мыши содержались и ухаживали за ними в Отделе по уходу за животными Медицинского центра Университета Вандербильта (VUMC) в соответствии с руководящими принципами Национального института здравоохранения (NIH) и Руководством по уходу и использованию лабораторных животных Министерства здравоохранения и социальных служб США. Все процедуры для животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию VUMC до начала экспериментов.

1. Подготовка и вскрытие животных

  1. Включите проращиватель и водяной насос грелки примерно за 30 минут до начала операции.
  2. Нарежьте полиуретановые трубки длиной 0,5 мм острым скальпелем. Удалите 0,2 мм окружности, сделав разрез вдоль, чтобы сделать манжету.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это важная часть процедуры стеноза почечной артерии, которая требует предельной точности, внимания к деталям и терпения. Попробуйте разрезать несколько кусков полиуретановой трубки за один раз. Выполните всю эту процедуру под микроскопом.
  3. Прежде чем продолжить дальше, наденьте хирургические стерильные перчатки и хирургическую маску.
  4. Используйте C57BL/6 мышей дикого типа (WT) 6-8 недель. Используйте равное количество самцов и самок мышей, чтобы избежать какой-либо сексуальной предвзятости.
  5. Запишите вес мышей перед выполнением операции. Идеальный вес для выполнения стеноза почечной артерии с полиуретановой трубкой составляет 18-22 г. Обращайтесь с мышами осторожно и не перемешивайте во время инъекции анестезии. Вводят предоперационную анальгезию (Кетофген, 5 мг/кг тела).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перенося мышей из их комнаты в операционную, переносите их с большой мягкостью и осторожностью, чтобы избежать возбуждения. Настоятельно рекомендуется носить клетки для мышей в руках вместо тележки.
  6. Анестезируйте мышей смесью кетамина (100 мг/кг BW) и ксилазина (10 мг/кг BW) с помощью внутрибрюшинных (I.P.) инъекций.
  7. Поместите мышь обратно в клетку до полного обезболивания. Проходит около 4-5 минут, прежде чем мышь полностью потеряет сознание. Зажмите хвост или палец ноги щипцами, чтобы проверить, находится ли мышь полностью без сознания и готова ли она к операции.
  8. Положите мышь на спину на бумажное полотенце. Удалите волосы бокового живота с помощью электрической машинки для стрижки волос, следуя противоположному направлению роста волос. После бритья места операции очистите область хирургическим скрабом, содержащим йод (или хлоргексидин), с последующим полосканием 70% этанолом (или стерильным физиологическим раствором).  Повторите 3 раза.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Процедура удаления волос должна выполняться на некотором расстоянии или предпочтительно на другой скамье, чем на скамейке хирургических процедур, чтобы избежать любого вмешательства в волосы и загрязнения волос во время хирургической процедуры.
  9. Накройте грелку стерильным листом. Поднесите мышь к хирургической скамье и положите на стерильный лист, повернувшись лицом к правой боковой стороне мыши к микроскопу. Поддерживайте постоянную температуру прокладки 37 °C с циркулирующей водой.
  10. Откройте стерилизованный пакет, содержащий все хирургическое оборудование. Используя рассекающий микроскоп и стерильные острые ножницы, делают небольшой разрез пашины (близкое к13-му грудному ребру, последнее ребро у мыши) и примерно в 0,5 см от позвонков. Пройдите вдоль поясничных позвонков и сделайте 1-дюймовый разрез.
  11. Оттяните кожу и мышцы, чтобы обнажить почки.
  12. Очистите и удалите окружающий жир с помощью стерильных ватных тампонов для изоляции почечной артерии. Изолируйте почечный нерв от почечной артерии с помощью изогнутых щипцов.
  13. При выполнении фиктивной операции наложите швы, чтобы закрыть кожу и приложить антибиотик к закрытой ране, затем приступайте к послеоперационному уходу. Если нет, перейдите к следующему разделу, чтобы стенозировать артерию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В каждом эксперименте должны быть фиктивные животные в качестве контроля хирургической процедуры. Фиктивные животные состоят из мышей, которые прошли через хирургическую процедуру обнажения почечной артерии, не наложив на нее манжету.

2. Стеноз правой почечной артерии

  1. Поместите два нейлоновых шва под правую почечную артерию, сделайте свободные узлы, а затем поместите манжету вокруг главной почечной артерии, примерно равноудаленной между почкой и бифуркацией аорты.
  2. Закройте манжету нейлоновыми швами. Сделайте четыре узла для каждого шва, чтобы избежать вероятности потери швов после операции.
  3. Закройте разрез в мышце, наложив простой непрерывный шов.
  4. Сделайте простые прерванные швы, чтобы закрыть кожу.
  5. Назначать одобренные IACUC анальгетики.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Автоклавные хирургические инструменты перед каждым использованием. Если одновременно проводится более одной операции, протрите все использованные инструменты стерильным спиртовым датчиком и поместите их в горячий проращиватель на 15-30 с после каждой операции. Смените стерильные перчатки также для каждой мыши.

3. Послеоперационный уход

  1. Верните мышей в клетку и оставьте клетку наполовину включенной, наполовину выключенной, циркулирующей водяной грелкой на 2 - 3 часа. Добавьте гелевую диету восстановительной пищи внутрь клетки.
  2. Вводят обезболивающее (кетопрофен) внутрибрюшинно (доза: 5 мг/кг BW) на следующий день.
  3. Взвешивайте мышей в течение следующих двух дней; если некоторые мыши теряют более 20% своего веса, проконсультируйтесь с ветеринаром и решите, нужно ли усыплять животное в соответствии с соответствующей разрешенной процедурой IACUC.
  4. Ежедневно контролируйте мышей, чтобы оценить покраснение, отек, боль или инфекцию.
  5. Обратитесь за ветеринарной консультацией при послеоперационных осложнениях в соответствии с институциональной политикой IACUC.

4. Сбор ткани

  1. Заготавливают ткань через 3 недели после хирургической процедуры. Запишите вес каждой мыши.
  2. Усыплите мышь с помощью процедуры, одобренной IACUC.
  3. Поместите мышь на стерильную платформу в лежачее положение для рассечения.
  4. Закрепите и вытяните конечности, чтобы ограничить движение.
  5. Тщательно опрыскайте мышей 70% этанолом.
  6. Сделайте разрез средней линии, чтобы открыть область живота и груди с помощью острых ножниц.
  7. Оттяните кожу и брюшинную стенку.
  8. Осторожно обнажите сердце и проколите правый желудочек и отшлифуйте мышь.
  9. Удалите обе почки с помощью щипцов. Почки расположены на спине мышей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не смешивайте обе почки. Помните о стенозированных, фиктивных и контралатеральных почках.
  10. Удалите почечные капсулы, очистите их от любого жира и запишите вес каждой почки отдельно.
  11. Вырежьте продольный участок обеих почек и зафиксируйте в 4% PFA на ночь при 4 °C, чтобы затем обработать для встраивания парафина, для выполнения гибридизации in situ (ISH) и иммуногистохимии (IHC). Следовать протоколам ISH и IHC, как сообщалось23,24.
  12. Изолируйте кору оставшейся почки и мгновенно заморозьте в жидком азоте, чтобы выполнить вестерн-блоттинг. Храните образцы при температуре -80 °C до анализа.
  13. Количественная оценка выражений ренина и N-GAL с помощью вестерн-блотта, как описано в литературе 23,24.

5. Статистика

  1. Используйте одностороннюю или двустороннюю ANOVA для экспериментов с тремя или более условиями, за которыми следуют пост-специальные тесты Бонферрони для сравнения между отдельными группами. Рассмотрим p-значение, равное или меньшее 0,05 значимого. Используйте программное обеспечение (например, GraphPad Prism 8.2) для выполнения всего статистического анализа.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Сужение почечной артерии увеличивает экспрессию ренина в стенозированной почке, одновременно подавляя экспрессию в контралатеральной почке. Модель стеноза с двумя почками (2K1C) или Модель стеноза Голдблатта вызывает повышенную экспрессию ренина и повреждение почек. Это признано лучшей репрезентативной моделью одностороннего стеноза почечной артерии у человека.

Экспрессия ренина и проренина (предшественника ренина) измеряли с помощью иммуноблоттинга. Данные показывают, что экспрессия ренина и проренина увеличилась в стенозированной почке по сравнению с контралатеральными и фиктивными почками, предполагая, что манжета сужала почечную артерию, вызывая изменения в перфузии почек (рисунок 1). Для визуализации локализации экспрессии ренина проводили IHC. IHC подтвердил данные иммуноблоттинга, показывающие повышенную экспрессию ренина в обрезанной почке (рисунок 2). Кроме того, рекрутирование юкстагломерулярных (JG) клеток вдоль афферентной артериолы наблюдалось в стенозированной почке (рисунок 2). Для исследования влияния на уровни экспрессии мРНК ренина проводили ISH. Данные ISH свидетельствуют об увеличении набора мРНК и JG-клеток ренина в стенозированной почке по сравнению с контралатеральными и фиктивными почками (рисунок 3).

Другой характеристикой стеноза почечной артерии является повышение регуляции маркеров повреждения почек вследствие изменения перфузии почек, выработки супероксидов и гипертонии 2,25,26. Нейтрофильная желатиназа-ассоциированная липокалин (NGAL) является хорошо охарактеризованным маркером острого повреждения и чрезмерно экспрессируется при повреждении почек27,28. Поэтому острый маркер повреждения почек NGAL измеряли с помощью иммуноблоттинга. Данные иммуноблоттинга показали, что N-GAL был сильно повышен в стенозированной почке по сравнению с контралатеральными и фиктивными почками (рисунок 4).

Figure 1
Рисунок 1: Выражение лица Ренина. После 15- и 3-дневного стеноза почечной артерии мышей усыпляли. Почки были собраны, и экспрессия ренина определялась вестерн-блоттингом. (A) показывает репрезентативные изображения вестерн-пятен от 15-дневных стенозированных (левая панель) и фиктивных мышей (правая панель). (B) показывает денситометрический анализ белковых полос проренина (левая панель) и ренина (правая панель). Бета-актин использовался в качестве контроля нагрузки. (C) показывает репрезентативные изображения вестерн-блотов с 3-дневных стенозированных (левая панель) и фиктивных мышей (правая панель). (D) показывает денситометрический анализ прорениновых (левая панель) и рениновых (правая панель) белковых полос. Бета-актин использовался в качестве контроля нагрузки. Данные представлены в виде среднего значения ± SD. P рассчитывается с помощью двустороннего ANOVA, за которым следует пост-специальный тест Tukey. *<0,05, **< 0,01, ***< 0,001, Н=3-6. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Иммуногистохимический анализ для визуализации и локализации экспрессии ренина после стеноза почечной артерии. Почки были выделены после эвтаназии мышей от 3-дневного стеноза почечной артерии. Один кусок из продольного разреза всей почки фиксировали 4% нейтральным буферизованным раствором формалина, после чего обезвоживали в градуированный этаноловый ряд и внедряли в парафин. Зеленое окрашивание представляет собой экспрессию белка ренина; синий, ядра. (A) Репрезентативные микроскопические изображения стенозированной почки (левая сторона), контралатеральной почки (правая сторона) у стенозированных мышей. (B) Репрезентативные микроскопические изображения фиктивной почки (левая сторона) и контралатеральной почки (правая сторона) от фиктивных мышей. Шкала 30 мкм. 90-кратное увеличение. (C) Репрезентативные микроскопические изображения стенозированной почки (левая сторона), контралатеральной почки (правая сторона) у стенозированных мышей. (D) Репрезентативные микроскопические изображения фиктивной почки (левая сторона) и контралатеральной почки (правая сторона) от фиктивных мышей. Эти изображения были в основном взяты из области коры. Шкала 50 мкм. 15-кратное увеличение. Белые пунктирные круги обозначают расположение клубочков. G: Клубочки, AfAr: Афферентная артериола, N=4. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Анализ гибридизации in situ экспрессии мРНК ренина после стеноза почечной артерии. После 3-х дней стеноза почечной артерии мышей усыпляли, а почки изолировали и перфузионно-фиксировали 4% нейтральным буферным раствором формалина, обезвоживали в градуированном ряду этанола и внедряли в парафин. Гибридизация in situ проводилась в соответствии с инструкциями завода-изготовителя. Темно-красное окрашивание представляет собой экспрессию ренина мРНК; синий, ядра. (А) . Репрезентативное микроскопическое изображение стенозированных почек (левая сторона) и контралатеральной почки (правая сторона) у стенозированных мышей. (Б) . Репрезентативное микроскопическое изображение фиктивной почки (левая сторона) и контралатеральной почки (правая сторона) от фиктивных мышей. Шкала 50 мкм. Белые пунктирные круги обозначают клубочки, выражающие ренин. G: Клубочки, AfAr: Афферентная артериола, N=4. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Экспрессия нейтрофильной желатиназы, связанной с липокалином (N-GAL), после стеноза почечной артерии. После 3-дневного стеноза почечной артерии мышей усыпляли, а почки собирали, а экспрессию N-GAL измеряли вестерн-блоттингом. (A) Репрезентативные изображения вестерн-блотов от 3-дневных стенозированных (левая панель) и фиктивных мышей (правая панель). Бета-актин использовался в качестве контроля нагрузки. (B) Денситометрический анализ N-GAL диапазонов. Значения плотности белка N-GAL были нормализованы до β-актина. Данные представлены в виде среднего значения ± SD. P рассчитывается с помощью двустороннего ANOVA, за которым следует пост-специальный тест Tukey. **<0,01, ***< 0,001, Н=3-5. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Стеноз почечной артерии является важной причиной вторичной или резистентной гипертонии и повреждения почек 1,29. Модель Голдблатта с двумя почками (2K1C) была использована для изучения реноваскулярной гипертензии, вызванной RAStenosis 1,17,18,19. Ряд предыдущих исследований с использованием различных моделей животных показал, что стеноз в почечной артерии является сильным стимулятором гиперэкспрессии и высвобождения ренина, а также повреждения почек 18,30,31,32,33,34,35. Кроме того, эта модель используется для изучения инфильтрации иммунных клеток, фиброза, воспаления, а также маркеров острого и хронического повреждения почек29.

Здесь мы описали подробную и пошаговую процедуру для создания воспроизводимой, надежной и последовательной модели стеноза почечной артерии у мышей. Ранее металлические клипсы использовались для инициирования стеноза почечной артерии 36,37,38. В качестве альтернативы мы использовали полиуретановые круглые трубки (MRE 025; внутренний диаметр (ID) = 0,30 мм; наружный диаметр (OD) = 0,63 мм; толщина стенки, (WT) = 0,16 мм). Мы использовали трубки, так как размещение полиуретановой манжеты привело бы к сужению в двух измерениях (сужение), а не в одном (сплющивание), как в случае с металлическим зажимом. Также использование полиуретановых круглых трубок обеспечивает преимущество равномерного сужения в почечной артерии. Критическим этапом и задачами являются вырезание полиуретановых труб правильного размера, что требует особого внимания к деталям, которые должны быть выполнены с помощью микроскопа. Другим важным критерием является удержание мышей между 18-22 г, чтобы поместить трубку на почечную артерию. Мыши в пределах этого диапазона веса обычно имеют наружный диаметр почечной артерии (OD), который постоянно находится в пределах диапазона диаметра манжеты трубки. Ограничением метода является то, что тяжелым (выше 25 г) или маленьким (ниже 16 г) мышам трудно выполнять операцию из-за размера трубки и манжеты, сделанной в ней. Однако, при необходимости, изменения в полиуретановых трубках могут быть сделаны для размещения молодых или пожилых мышей.

Мы провели 3-дневные и 15-дневные исследования, чтобы инициировать стеноз почечной артерии у мышей с вероятностью успеха около 95%. По нашему опыту, индукция стеноза почечной артерии с использованием этого метода дала надежные, воспроизводимые и последовательные результаты среди мышей независимо от пола. Чтобы подтвердить сужение почечной артерии, мы измерили экспрессию ренина и повреждение почек. Наши данные свидетельствуют о том, что экспрессия ренина значительно увеличивается в стенозированной почке.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не заявляют о каких-либо конфликтах интересов, финансовых или иных.

Acknowledgments

Исследования были поддержаны грантом NHLBI Research Scientist Development Grant (1K01HL135461-01) для JAG. Спасибо Дэвиду Кармоне-Беррио и Изабель Адарве-Ренгифо за их техническую помощь.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Diet Gel Clear H2O Diet-Gel 76A Surgery recovery diet
EMC Heated Hard pad Hallowell 000A2788B Heating pads were used to keep mice warm
Ethilon Nylon Suture Ethicon 662G 4-0 (1.5 metric), This suture was used to close the peritoneum, and skin
Ethilon Nylon Suture Ethicon 2815 G 8-0 (0.4 metric), This suture was used to close cuff to tie and constrict the artery
Germinator 500 Braintree Scientific Inc. GER 5287 Sterilize surgical tools between surgeries
Ketoprofen Zoetis Ketofen Painkiller
Polyurethane Braintree Scientific Inc. MRE-025 This tube was used to initiate stenosis
Povidone-iodine antiseptic swabsticks Medline MDS093901 It was applied after hair removal and surgery on the skin
Reflex 7 Clip Applier Roboz Surgical Instrument Co 204-1000 This clip applier was used to apply clip in case one or more sutures went off
Sterile towel drapes Dynarex 4410 It was used as a bedsheet for mice during surgery
Triple antibiotic ointment Medi-First 22312
Water pump Stryker T/pump Professionals Used to warm and circulate water in the heating hard pad to keep mice warm during and post-surgery

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kashyap, S., et al. Blockade of CCR2 reduces macrophage influx and development of chronic renal damage in murine renovascular hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 310 (5), 372-384 (2016).
  2. Wang, W., et al. Changes in inflammatory biomarkers after renal revascularization in atherosclerotic renal artery stenosis. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (9), 1437-1443 (2016).
  3. Yerram, P., Karuparthi, P. R., Chaudhary, K. Pathogenesis and management of renovascular hypertension and ischemic nephropathy. Minerva Urologica e Nefrologica. 64 (1), 63-72 (2012).
  4. Covic, A., Gusbeth-Tatomir, P. The role of the renin-angiotensin-aldosterone system in renal artery stenosis, renovascular hypertension, and ischemic nephropathy: diagnostic implications. Progress in Cardiovascular Diseases. 52 (3), 204-208 (2009).
  5. Barreras, A., Gurk-Turner, C. Angiotensin II receptor blockers. Proceedings. 16 (1), Baylor University. Medical Center. 123-126 (2003).
  6. Sica, D. A. Angiotensin-converting enzyme inhibitors side effects--physiologic and non-physiologic considerations. Journal of Clinical Hypertension. 6 (7), 410-416 (2004).
  7. Hill, R. D., Vaidya, P. N. Angiotensin II Receptor Blockers (ARB, ARb). StatPearls. , (2019).
  8. Durante, A., et al. Role of the renin-angiotensin-aldosterone system in the pathogenesis of atherosclerosis. Current Pharmaceutical Design. 18 (7), 981-1004 (2012).
  9. Chen, K., et al. Plasma reactive carbonyl species: Potential risk factor for hypertension. Free Radical Research. 45 (5), 568-574 (2011).
  10. Zhang, X., et al. Angiotensin receptor blockade has protective effects on the poststenotic porcine kidney. Kidney International. 84 (4), 767-775 (2013).
  11. Zou, X., et al. Renal scattered tubular-like cells confer protective effects in the stenotic murine kidney mediated by release of extracellular vesicles. Scientific Reports. 8 (1), 1263 (2018).
  12. Kinra, M., Mudgal, J., Arora, D., Nampoothiri, M. An insight into the role of cyclooxygenase and lipooxygenase pathway in renal ischemia. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (21), 5017-5020 (2017).
  13. Cavalcanti, C. O., et al. Inhibition of PDE5 Restores Depressed Baroreflex Sensitivity in Renovascular Hypertensive Rats. Frontiers in Physiology. 7, 15 (2016).
  14. Dias, A. T., et al. Sildenafil ameliorates oxidative stress and DNA damage in the stenotic kidneys in mice with renovascular hypertension. Journal of Translational Medicine. 12, 35 (2014).
  15. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 146 (3), 160-173 (2005).
  16. Reckelhoff, J. F., Romero, D. G., Yanes Cardozo, L. L. Sex, Oxidative Stress, and Hypertension: Insights From Animal Models. Physiology (Bethesda). 34 (3), 178-188 (2019).
  17. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on Experimental Hypertension : I. The Production of Persistent Elevation of Systolic Blood Pressure by Means of Renal Ischemia. Journal of Experimental Medicine. 59 (3), 347-379 (1934).
  18. Gollan, F., Richardson, E., Goldblatt, H. Hypertension in the systemic blood of animals with experimental renal hypertension. Journal of Experimental Medicine. 88 (4), 389-400 (1948).
  19. Lewis, H. A., Goldblatt, H. Studies on Experimental Hypertension: XVIII. Experimental Observations on the Humoral Mechanism of Hypertension. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 18 (7), 459-487 (1942).
  20. Warner, G. M., et al. Genetic deficiency of Smad3 protects the kidneys from atrophy and interstitial fibrosis in 2K1C hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 302 (11), 1455-1464 (2012).
  21. Lorenz, J. N., et al. Renovascular hypertension using a modified two-kidney, one-clip approach in mice is not dependent on the alpha1 or alpha2 Na-K-ATPase ouabain-binding site. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 301 (3), 615-621 (2011).
  22. Ebina, K., Iwabuchi, T., Suzuki, S. Histological change in permanently clipped or ligated cerebral arterial wall. Part II: Autopsy cases of aneurysmal neck clipping. Acta Neurochirurgica. 66 (1-2), 23-42 (1982).
  23. Saleem, M., et al. Sox6: A new modulator of renin expression during physiological conditions. bioRxiv. , (2019).
  24. Saleem, M., et al. Sox6 as a new modulator of renin expression in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology. , (2019).
  25. Chade, A. R., Williams, M. L., Engel, J., Guise, E., Harvey, T. W. A translational model of chronic kidney disease in swine. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (2), 364-373 (2018).
  26. Xue, Y., Xu, Z., Chen, H., Gan, W., Chong, T. Low-energy shock wave preconditioning reduces renal ischemic reperfusion injury caused by renal artery occlusion. Acta Cirúrgica Brasileira. 32 (7), 550-558 (2017).
  27. Lalanne, A., Beaudeux, J. L., Bernard, M. A. NGAL: a biomarker of acute and chronic renal dysfunction. Annales de Biologie Clinique. 69 (6), 629-636 (2011).
  28. Bolignano, D., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) as a marker of kidney damage. American Journal of Kidney Diseases. 52 (3), 595-605 (2008).
  29. Kashyap, S., et al. Development of renal atrophy in murine 2 kidney 1 clip hypertension is strain independent. Research in Veterinary Science. 107, 171-177 (2016).
  30. Anderson, W. P., Woods, R. L., Kline, R. L., Korner, P. I. Acute haemodynamic responses to unilateral renal artery stenosis in conscious dogs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 12 (3), 305-309 (1985).
  31. Imanishi, M., et al. Critical degree of renal arterial stenosis that causes hypertension in dogs. Angiology. 43 (10), 833-842 (1992).
  32. Ziecina, R., Abramczyk, P., Lisiecka, A., Papierski, K., Przybylski, J. Adrenal-renal portal circulation contributes to decrease in renal blood flow after renal artery stenosis in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 49 (4), 553-560 (1998).
  33. Johnson, J. A., Ichikawa, S., Kurz, K. D., Fowler, W. L., Payne, C. G. Pressor responses to vasopressin in rabbits with 3-day renal artery stenosis. American Journal of Physiology. 240 (6), 862-867 (1981).
  34. Eirin, A., et al. Changes in glomerular filtration rate after renal revascularization correlate with microvascular hemodynamics and inflammation in Swine renal artery stenosis. Circulation: Cardiovascular Interventions. 5 (5), 720-728 (2012).
  35. Ma, Z., Jin, X., He, L., Wang, Y. CXCL16 regulates renal injury and fibrosis in experimental renal artery stenosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory. 311 (3), 815-821 (2016).
  36. Cheng, J., et al. Temporal analysis of signaling pathways activated in a murine model of two-kidney, one-clip hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 297 (4), 1055-1068 (2009).
  37. Wiesel, P., Mazzolai, L., Nussberger, J., Pedrazzini, T. Two-kidney, one clip and one-kidney, one clip hypertension in mice. Hypertension. 29 (4), 1025-1030 (1997).
  38. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).

Tags

Медицина Выпуск 164 Две почки один клип (2K1C) Стеноз почечной артерии Ренин Ангиотензин Альдостероновая система экспрессия ренина Повреждение почек мышиная модель
Модифицированная модель регуляции ренина при стенозе почечной артерии
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Saleem, M., Barturen-Larrea, P.,… More

Saleem, M., Barturen-Larrea, P., Saavedra, L., Gomez, J. A. A Modified Two Kidney One Clip Mouse Model of Renin Regulation in Renal Artery Stenosis. J. Vis. Exp. (164), e61058, doi:10.3791/61058 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter