Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Um modelo modificado de rato de dois rins um clipe de regulação de renin em estenose da artéria renal

Published: October 26, 2020 doi: 10.3791/61058
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Medicine/Clinical Pharmacology Division, Vanderbilt University Medical Center

Summary

Um modelo modificado de 2 rim 1 (2K1C) O modelo de rato Goldblatt foi desenvolvido usando tubos de poliuretano para iniciar a estenose da artéria renal, induzindo um aumento na expressão de renin e lesão renal. Aqui, descrevemos um procedimento detalhado de preparação e colocação da braçadeira na artéria renal para gerar um modelo de mouse 2K1C reprodutível e consistente.

Abstract

A estenose da artéria renal é uma condição comum em pacientes com doença vascular coronariana ou periférica onde o sistema de aldosterona renin angiotensin (RAAS) é superativado. Nesse contexto, há um estreitamento das artérias renais que estimulam o aumento da expressão e liberação de renin, a protease que limita a taxa no RAAS. O aumento resultante da expressão de renin é um conhecido condutor da hipertensão renovascular, frequentemente associada a lesões renais e danos nos órgãos finais. Assim, há um grande interesse em desenvolver novos tratamentos para essa condição. O mecanismo molecular e celular do controle de renin na estenose da artéria renal não é totalmente compreendido e merece uma investigação mais aprofundada. Para induzir estenose da artéria renal em camundongos, foi desenvolvido um modelo de rato Goldblatt modificado de 2 rins 1 (2K1C). O rim direito foi estenoso em camundongos do tipo selvagem e camundongos operados por vergonha foram usados como controle. Após estenose da artéria renal, determinamos expressão de renin e lesão renal. Os rins foram colhidos, e cortices frescos foram usados para determinar a expressão proteica e mRNA de renin. Este modelo animal é reprodutível e pode ser usado para estudar respostas fiofoficológicas, vias moleculares e celulares envolvidas na hipertensão renovascular e lesão renal.

Introduction

A estenose da artéria renal (RAStenosis) é um problema intratável que afeta cerca de 6% das pessoas com mais de 65 anos e em até 40% das pessoas com doença vascular coronariana ou periférica 1,2. Os tratamentos atuais para a doença são limitados; portanto, há uma necessidade crítica de desenvolver novas terapias para tratar hipertensão renovascular ou hipertensão resistente induzida por RAStenosis. O sistema de aldosterona de angiotensina renin (RAAS) é o caminho-chave envolvido na patogênese da hipertensão induzida por RAStenose ou hipertensão renovascular 3,4. Terapias conhecidas voltadas para o RAAS, como inibidores de ACE ou bloqueadores de receptores de angiotensina, aliviam a hipertensão, mas precisam de um exame próximo para insuficiência renal e hipercalemia 5,6,7. Renin catalisa o passo limitante de taxas no RAAS; converte angiotensinogênio em angiotensina I. Na aterosclerose, a formação da placa provoca o estreitamento da artéria renal que impulsiona a secreção de renin, resultando em hipertensão renovascular e danos nos rins8. Vários estudos relataram aumento dos níveis de estresse oxidativo durante a hipertensão renovascular em humanos, que foram corroborados com o modelo de dois camundongos de um rim (2K1C), bem como outros modelos animais hipertensos 2,9,10,11,12,13,14,15,16 . O mecanismo molecular de controle de expressão de renin durante a hipertensão renovascular induzida por RAStenosis não é bem compreendido e merece uma investigação mais aprofundada.

Modelos animais experimentais que recapitulam RAStenosis de forma confiável e reprodutiva são importantes na elucidação dos mecanismos celulares e moleculares do controle de expressão de renin para o desenvolvimento de novas terapias. O modelo de camundongo 2K1C é um modelo experimental bem estabelecido para estudar a patogênese da hipertensão renovascular 17,18,19,20. Este modelo é gerado pela constrição da artéria renal utilizando um clipe 17,20,21, produzindo assim oclusão da artéria renal que resulta em um aumento na expressão de renin e hipertensão 17,19,20,21. No entanto, não há relatórios técnicos disponíveis, que descrevam um procedimento passo a passo para gerar estenose da artéria renal em modelos animais.

Clipes de prata convencionais em forma de U, tubos de poliuretano e outros clipes têm sido usados para restringir a artéria renal para induzir estenose da artéria renal. Alguns estudos têm demonstrado que o design e o material do clipe são fundamentais para obter dados confiáveis e reprodutíveis com o modelo animal 2K1C. De acordo com Lorenz et al., o uso de clipes de prata convencionais projetados por U induz uma baixa taxa de sucesso de hipertensão (40-60%)21. Devido ao desenho do clipe, a artéria renal é pressionada lateralmente, desencadeando algumas constrições e maior probabilidade de ser desalojada da artéria renal. Maleabilidade prateada e ductilidade podem permitir alterações nas larguras do clipe; portanto, causando diferentes níveis de hipertensão entre camundongos. Os dióxidos de prata no clipe podem causar inflamação perivascular, proliferação intimal e granulação tecidual, alterando o diâmetro da artéria renal22. Devido à variabilidade nos níveis de hipertensão obtida com o clipe de prata u-design convencional, Warner et al. e Lorenz et al. usaram com sucesso um tubo de poliuretano de design arredondador para iniciar a estenose da artéria renal em camundongos, gerando uma indução mais confiável e consistente dos dois rins um clipe modelo animal20,21.

Neste relatório, descrevemos um protocolo cirúrgico para gerar RAStenosis experimental em camundongos, usando a tubulação de poliuretano para restringir a artéria renal. O manguito de design redondo de poliuretano é um clipe mais reprodutível, confiável e de baixo custo para gerar estenose no mouse. O objetivo deste modelo experimental é estudar e definir o mecanismo molecular e celular do controle da expressão de renin durante a estenose da artéria renal. Confirmamos o sucesso do modelo de camundongos RAStenosis medindo a expressão de renin e o marcador de lesão renal neutrófilo gelatinase-associado lipocalina (N-GAL).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Os camundongos foram alojados e atendidos na Divisão de Cuidados com Animais do Centro Médico da Universidade Vanderbilt (VUMC) seguindo as diretrizes do National Institutes of Health (NIH) e o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório, Departamento de Saúde e Serviços Humanos dos EUA. Todos os procedimentos em animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da VUMC antes do início dos experimentos.

1. Preparação e dissecção animal

  1. Ligue o germinador e a bomba de água da almofada de aquecimento cerca de 30 minutos antes de iniciar a cirurgia.
  2. Corte tubo de poliuretano de 0,5 mm de comprimento com um bisturi afiado. Remova 0,2 mm da circunferência fazendo um corte longitudinal para fazer uma braçadeira.
    NOTA: Esta é uma parte crítica do procedimento de estenose da artéria renal que requer extrema precisão, atenção aos detalhes e paciência. Tente cortar vários pedaços de tubos de poliuretano de cada vez. Realize todo este procedimento sob microscópio.
  3. Antes de prosseguir, coloque luvas cirúrgicas estéreis e uma máscara cirúrgica.
  4. Use ratos C57BL/6 (WT) de 6-8 semanas. Use um número igual de ratos machos e fêmeas para evitar qualquer viés sexual.
  5. Grave o peso dos camundongos antes de realizar a cirurgia. O peso ideal para realizar estenose da artéria renal com tubo de poliuretano é de 18 a 22 g. Manuseie os ratos suavemente e não se agite ao injetar a anestesia. Administrar analgesia pré-operatória (Ketofgen, 5 mg/kg de musculação corporal).
    NOTA: Ao transferir os ratos de sua sala de alojamento para a sala de cirurgia, leve-os com grande gentileza e cuidado para evitar agitação. Carregar gaiolas de ratos nas mãos em vez de um carrinho é altamente recomendado.
  6. Anestesiar os camundongos com uma mistura de cetamina (100 mg/kg BW) e xilazina (10 mg/kg BW) através de injeções intraperitoneais (I.P.).
  7. Coloque o mouse de volta dentro da gaiola até anestesiar completamente. Leva cerca de 4-5 minutos antes que o rato esteja totalmente inconsciente. Aperte a cauda ou o dedo do pé com fórceps para verificar se o rato está totalmente inconsciente e pronto para a cirurgia.
  8. Coloque o rato de costas em uma toalha de papel. Remova o cabelo do abdômen lateral usando um cortador de cabelo elétrico seguindo a direção oposta do crescimento capilar. Após raspar o local cirúrgico, limpe a área com um esfoliante cirúrgico contendo iodo (ou clorexidina), seguido de uma lavagem com 70% de etanol (ou soro fisiológico estéril).  Repita 3 vezes.
    NOTA: O procedimento de depilação deve ser realizado a alguma distância ou preferencialmente em um banco diferente do banco do procedimento cirúrgico para evitar qualquer interferência capilar e contaminação capilar durante o procedimento cirúrgico.
  9. Cubra a almofada de aquecimento com uma folha estéril. Leve o mouse para o banco cirúrgico e coloque na folha estéril, de frente para o lado lateral direito do mouse em direção ao microscópio. Mantenha uma temperatura constante da almofada de 37 °C com água circulante.
  10. Abra o saco esterilizado contendo todo o equipamento cirúrgico. Usando um microscópio dissecando e uma tesoura afiada estéril, faça uma pequena incisão flanco (perto da costela torácica de13º , a última costela no rato) e cerca de 0,5 cm de distância das vértebras. Prossiga ao longo das vértebras lombares e faça uma incisão de 1 polegada.
  11. Puxe a pele e o músculo para expor o rim.
  12. Limpe e remova a gordura circundante usando cotonetes estéreis para isolar a artéria renal. Isole o nervo renal da artéria renal usando fórceps curvos.
  13. Ao realizar a cirurgia falsa, aplique suturas para fechar a pele e aplicar antibiótico na ferida fechada, em seguida, prossiga para cuidados pós-operatórios. Se não, prossiga com a seguinte seção para stenose a artéria.
    NOTA: Todo experimento deve ter animais falsos como controles do procedimento cirúrgico. Animais falsos consistem em camundongos que passaram pelo procedimento cirúrgico de expor a artéria renal sem colocar uma braçadeira sobre ela.

2. Estenose da artéria renal direita

  1. Coloque duas suturas de nylon sob a artéria renal direita, faça nós soltos e, em seguida, coloque o manguito ao redor da artéria renal principal aproximadamente equidistante entre o rim e a bifurcação da aorta
  2. Feche a braçadeira usando as suturas de nylon. Faça quatro nós para cada sutura para evitar a probabilidade de perder as suturas após a cirurgia.
  3. Feche a incisão no músculo aplicando uma sutura contínua simples.
  4. Faça suturas simples interrompidas para fechar a pele.
  5. Administrar analgésicos aprovados pela IACUC.
    NOTA: Ferramentas cirúrgicas autoclave antes de cada uso. Se mais de uma cirurgia estiver sendo realizada de uma só vez, limpe todas as ferramentas usadas com um medidor de álcool estéril e coloque-as em germinadores quentes para 15-30 s após cada cirurgia. Troque luvas estéreis também para cada rato.

3. Cuidados pós-operatórios

  1. Voltem os ratos para sua gaiola e deixem a gaiola meio em frente, meio fora, uma almofada de aquecimento de água circulante por 2 - 3 horas. Adicione alimentos de recuperação da dieta gel dentro da gaiola.
  2. Administrá-lo com analgésico (cetoprofeno) intraperitoneal (dose: 5 mg/kg BW) no dia seguinte.
  3. Pesar os ratos pelos próximos dois dias; se alguns camundongos perderem mais de 20% de seu peso consultar o veterinário e decidir se o animal precisa ser eutanizado após o procedimento autorizado pela IACUC.
  4. Monitore os camundongos diariamente para avaliar vermelhidão, inchaço, dor ou infecção.
  5. Procure consulta veterinária para complicações pós-operatórias de acordo com as políticas institucionais da IACUC..

4. Colheita de tecidos

  1. Colher tecido 3 semanas após o procedimento cirúrgico. Grave o peso de cada rato.
  2. Eutanize o mouse com um procedimento aprovado pela IACUC.
  3. Coloque o mouse em uma plataforma estéril em posição supina para dissecar.
  4. Segure e estenda os membros para limitar o movimento.
  5. Pulverize minuciosamente os ratos com 70% de etanol.
  6. Faça uma incisão midline para abrir o abdômen e a área do peito usando uma tesoura afiada.
  7. Puxe a pele e a parede peritoneal.
  8. Exponha cuidadosamente o coração e perfure o ventrículo direito e exsanguine o rato.
  9. Remova ambos os rins usando fórceps. Os rins estão localizados na parte de trás dos ratos.
    NOTA: Não misture os dois rins. Esteja ciente dos rins estenosed, falso e contralateral.
  10. Remova a cápsula renal, limpe-as de qualquer gordura e grave o peso de cada rim separadamente.
  11. Corte uma seção longitudinal de ambos os rins e fixada em 4% pfa durante a noite a 4 °C para ser posteriormente processada para incorporação de parafina, para realizar em situ hibridização (ISH) e imunohistoquímica (IHC). Siga os protocolos ISH e IHC conforme relatado23,24.
  12. Isole o córtex do rim restante e o flash congele em nitrogênio líquido para realizar a mancha ocidental. Armazene amostras a -80 °C até a análise.
  13. Quantifique expressões de renin, e N-GAL com mancha ocidental como descrito na literatura23,24.

5. Estatísticas

  1. Use ANOVA unidirecional ou bidirecional para experimentos com três ou mais condições seguidas de testes pós-hoc bonferroni para comparações entre grupos individuais. Considere um valor p igual ou inferior a 0,05 significativo. Use software (por exemplo, GraphPad Prism 8.2) para realizar todas as análises estatísticas.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

A constrição da artéria renal aumenta a expressão de renin no rim estenoso enquanto reprime a expressão no rim contralateral. O dois rim um clipe (2K1C) ou modelo Goldblatt de estenose induz aumento da expressão renin e lesão renal. Este é reconhecido como o melhor modelo representativo de estenose unilateral da artéria renal em humanos.

A expressão de renin e prorenina (precursora da renin) foram medidas utilizando-se imunoblotting. Os dados mostram que a expressão de renin e prorenina aumentou no rim estenoso comparando com rins contralaterais e falsos, sugerindo que a braçadeira estava restringindo a artéria renal causando alterações na perfusão renal (Figura 1). Para visualizar a localização da expressão renin, foi realizado o IHC. IHC corroborou dados de imunoblotação mostrando aumento da expressão de renin no rim cortado (Figura 2). Além disso, o recrutamento de células justaglomerulares (JG) ao longo da arteriola aferente foi visto no rim estenoso (Figura 2). Para investigar o efeito sobre os níveis de expressão de renin mRNA, foi realizado o ISH. Os dados do ISH sugerem o aumento do recrutamento de células renin mRNA e JG no rim estenose quando comparado com rins contralaterais e falsos (Figura 3).

Outra característica da estenose da artéria renal é a regulação dos marcadores de lesão renal devido a alterações na perfusão renal, produção de superóxido e hipertensão 2,25,26. A lipocalina associada à gelatina neutrófila (NGAL) é um marcador de lesão aguda bem caracterizado e é superexpressa durante a lesão renal27,28. Portanto, o marcador de lesão renal aguda NGAL foi medido por meio de imunoblotação. Os dados de imunoblotting mostraram que a N-GAL foi altamente regulamentada no rim estenose quando comparada aos rins contralateral e falso (Figura 4).

Figure 1
Figura 1: Expressão renin. Após 15 e 3 dias de estenose da artéria renal, os camundongos foram eutanizados. Rins foram colhidos, e a expressão renin foi determinada pela mancha ocidental. (A) está mostrando imagens representativas de manchas ocidentais de 15 dias de stenosed (painel esquerdo) e ratos falsos (painel direito). (B) está mostrando a análise densitométrica das bandas proteicas prorenina (painel esquerdo) e renin (painel direito). Beta-actin foi usado como controle de carregamento. (C) está mostrando as imagens representativas das manchas ocidentais de 3 dias (painel esquerdo) e ratos falsos (painel direito). (D) está mostrando análise densitométrica de bandas proteicas de prorenina (painel esquerdo) e renin (painel direito). Beta-actin foi usado como controle de carregamento. Os dados são apresentados como a média ± valor SD. P calculado com ANOVA bidirecional seguido pelo teste pós-hoc de Tukey. *P<0,05, **P< 0,01, ***P< 0,001, N=3-6. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: Análise imunohistoquímica para visualização e localização da expressão de renin após estenose da artéria renal. Os rins foram isolados após eutanásia de camundongos de estenose da artéria renal de 3 dias. Uma peça do corte longitudinal de todo o rim foi fixada com 4% de solução de formalina tamponada neutra, depois dessa desidratada em uma série de etanol graduado, e embutida em parafina. A coloração verde representa a expressão da proteína renin; azul, núcleos. (A) Imagens representativas de microscopia de rim estenose (lado esquerdo), rim contralateral (lado direito) de camundongos estenosos. (B) Imagens representativas de microscopia de rim falso (lado esquerdo) e rim contralateral (lado direito) de camundongos falsos. Barra de escala 30 mícrons. Ampliação de 90X. (C) Imagens representativas de microscopia de rim estenose (lado esquerdo), rim contralateral (lado direito) de camundongos estenosos. (D) Imagens representativas de microscopia de rim falso (lado esquerdo) e rim contralateral (lado direito) de camundongos falsos. Essas imagens foram tiradas principalmente da região do córtex. Barra de escala 50 μm. 15x de ampliação. Círculos pontilhados brancos denotam a localização de glomeruli. G: Glomeruli, AfAr: Arteriole Afferent, N=4. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: Análise de hibridização in situ da expressão renin mRNA após estenose da artéria renal. Após 3 dias de estenose da artéria renal, os camundongos foram eutanizados e os rins foram isolados e fixados por perfusão com 4% de solução de formalina tamponada neutra, desidratada em uma série de etanol graduado, e incorporada na parafina. A hibridização in situ foi realizada seguindo as instruções do fabricante. A coloração vermelha escura representa a expressão mRNA renin; azul, núcleos. (A) . Imagem representativa de microscopia de rins estenosos (lado esquerdo) e rim contralateral (lado direito) de camundongos estenosos. (B) . Imagem representativa de microscopia de rim falso (lado esquerdo) e rim contralateral (lado direito) de camundongos falsos. Barra de escala 50 μm. Círculos pontilhados brancos denotam glomeruli expressando renin. G: Glomeruli, AfAr: Arteriole Afferent, N=4. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: Expressão de lipocalina associada à gelatinase de nêutrons (N-GAL) após estenose da artéria renal. Após 3 dias de estenose da artéria renal, os camundongos foram eutanizados e os rins foram colhidos, e a expressão N-GAL medida por mancha ocidental. (A) O representante ocidental mancha imagens de 3 dias de stenosed (painel esquerdo) e ratos falsos (painel direito). Beta-actin foi usado como controle de carregamento. (B) Análise densitométrica das bandas N-GAL. Os valores de densidade proteica de N-GAL foram normalizados para β-actin. Os dados são apresentados como a média ± valor SD. P calculado com ANOVA bidirecional seguido pelo teste pós-hoc de Tukey. **P<0,01, ***P< 0,001, N=3-5. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

A estenose da artéria renal é uma importante causa de hipertensão secundária ou resistente, e lesão renal 1,29. O modelo goldblatt de dois rins (2K1C) foi empregado para estudar a hipertensão renovascular induzida por RAStenosis 1,17,18,19. Vários estudos anteriores utilizando vários modelos de animais mostraram que a estenose na artéria renal é um forte estimulador da superexpressão e liberação de renin, e lesão renal 18,30,31,32,33,34,35. Além disso, este modelo é usado para estudar infiltração de células imunes, fibrose, inflamação e marcadores de lesão renal aguda e crônica29.

Aqui, descrevemos um procedimento detalhado e passo a passo para gerar modelo de estenose arterial renal reprodutível, confiável e consistente em camundongos. Anteriormente, foram empregados clipes metálicos para iniciar a estenose da artéria renal 36,37,38. Como alternativa, utilizou-se tubos redondos de poliuretano (MRE 025; diâmetro interno (ID) = 0,30 mm; diâmetro externo (OD) = 0,63 mm; espessura da parede, (TL) = 0,16 mm). Usamos tubos, uma vez que a colocação de um manguito de poliuretano resultaria em constrição em duas dimensões (constrição) em vez de uma (achatamento), como com um clipe de metal. Além disso, o uso de tubos redondos de poliuretano proporciona uma vantagem da constrição uniforme na artéria renal. O passo crítico e os desafios são cortar o tamanho certo da tubulação de poliuretano, o que requer extrema atenção aos detalhes que devem ser realizados usando um microscópio. Outro critério crítico é manter os camundongos entre 18-22 g para encaixar o tubo na artéria renal. Camundongos dentro desta faixa de peso normalmente têm um diâmetro externo da artéria renal (OD) que está consistentemente dentro do alcance do diâmetro do manguito de tubulação. Uma limitação do método é que ratos pesados (acima de 25 g) ou pequenos (abaixo de 16 g) são difíceis de realizar cirurgia por causa do tamanho do tubo e do manguito feito nele. No entanto, quando necessário, mudanças na tubulação de poliuretano podem ser feitas para acomodar camundongos mais jovens ou mais velhos.

Realizamos estudos de 3 dias e 15 dias para iniciar a estenose da artéria renal em camundongos com cerca de 95% de taxa de sucesso. Em nossa experiência, a indução da estenose da artéria renal usando este método produziu resultados confiáveis, reprodutíveis e consistentes entre os camundongos, independentemente do sexo. Para confirmar a constrição da artéria renal, medimos expressão de renin e lesão renal. Nossos dados sugerem que a expressão de renin aumentou significativamente no rim estenoso.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Nenhum conflito de interesses, financeiro ou não, é declarado pelos autores.

Acknowledgments

A pesquisa foi apoiada pela NHLBI Research Scientist Development Grant (1K01HL135461-01) para a JAG. Obrigado a David Carmona-Berrio e Isabel Adarve-Rengifo por sua assistência técnica.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Diet Gel Clear H2O Diet-Gel 76A Surgery recovery diet
EMC Heated Hard pad Hallowell 000A2788B Heating pads were used to keep mice warm
Ethilon Nylon Suture Ethicon 662G 4-0 (1.5 metric), This suture was used to close the peritoneum, and skin
Ethilon Nylon Suture Ethicon 2815 G 8-0 (0.4 metric), This suture was used to close cuff to tie and constrict the artery
Germinator 500 Braintree Scientific Inc. GER 5287 Sterilize surgical tools between surgeries
Ketoprofen Zoetis Ketofen Painkiller
Polyurethane Braintree Scientific Inc. MRE-025 This tube was used to initiate stenosis
Povidone-iodine antiseptic swabsticks Medline MDS093901 It was applied after hair removal and surgery on the skin
Reflex 7 Clip Applier Roboz Surgical Instrument Co 204-1000 This clip applier was used to apply clip in case one or more sutures went off
Sterile towel drapes Dynarex 4410 It was used as a bedsheet for mice during surgery
Triple antibiotic ointment Medi-First 22312
Water pump Stryker T/pump Professionals Used to warm and circulate water in the heating hard pad to keep mice warm during and post-surgery

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kashyap, S., et al. Blockade of CCR2 reduces macrophage influx and development of chronic renal damage in murine renovascular hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 310 (5), 372-384 (2016).
  2. Wang, W., et al. Changes in inflammatory biomarkers after renal revascularization in atherosclerotic renal artery stenosis. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (9), 1437-1443 (2016).
  3. Yerram, P., Karuparthi, P. R., Chaudhary, K. Pathogenesis and management of renovascular hypertension and ischemic nephropathy. Minerva Urologica e Nefrologica. 64 (1), 63-72 (2012).
  4. Covic, A., Gusbeth-Tatomir, P. The role of the renin-angiotensin-aldosterone system in renal artery stenosis, renovascular hypertension, and ischemic nephropathy: diagnostic implications. Progress in Cardiovascular Diseases. 52 (3), 204-208 (2009).
  5. Barreras, A., Gurk-Turner, C. Angiotensin II receptor blockers. Proceedings. 16 (1), Baylor University. Medical Center. 123-126 (2003).
  6. Sica, D. A. Angiotensin-converting enzyme inhibitors side effects--physiologic and non-physiologic considerations. Journal of Clinical Hypertension. 6 (7), 410-416 (2004).
  7. Hill, R. D., Vaidya, P. N. Angiotensin II Receptor Blockers (ARB, ARb). StatPearls. , (2019).
  8. Durante, A., et al. Role of the renin-angiotensin-aldosterone system in the pathogenesis of atherosclerosis. Current Pharmaceutical Design. 18 (7), 981-1004 (2012).
  9. Chen, K., et al. Plasma reactive carbonyl species: Potential risk factor for hypertension. Free Radical Research. 45 (5), 568-574 (2011).
  10. Zhang, X., et al. Angiotensin receptor blockade has protective effects on the poststenotic porcine kidney. Kidney International. 84 (4), 767-775 (2013).
  11. Zou, X., et al. Renal scattered tubular-like cells confer protective effects in the stenotic murine kidney mediated by release of extracellular vesicles. Scientific Reports. 8 (1), 1263 (2018).
  12. Kinra, M., Mudgal, J., Arora, D., Nampoothiri, M. An insight into the role of cyclooxygenase and lipooxygenase pathway in renal ischemia. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (21), 5017-5020 (2017).
  13. Cavalcanti, C. O., et al. Inhibition of PDE5 Restores Depressed Baroreflex Sensitivity in Renovascular Hypertensive Rats. Frontiers in Physiology. 7, 15 (2016).
  14. Dias, A. T., et al. Sildenafil ameliorates oxidative stress and DNA damage in the stenotic kidneys in mice with renovascular hypertension. Journal of Translational Medicine. 12, 35 (2014).
  15. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 146 (3), 160-173 (2005).
  16. Reckelhoff, J. F., Romero, D. G., Yanes Cardozo, L. L. Sex, Oxidative Stress, and Hypertension: Insights From Animal Models. Physiology (Bethesda). 34 (3), 178-188 (2019).
  17. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on Experimental Hypertension : I. The Production of Persistent Elevation of Systolic Blood Pressure by Means of Renal Ischemia. Journal of Experimental Medicine. 59 (3), 347-379 (1934).
  18. Gollan, F., Richardson, E., Goldblatt, H. Hypertension in the systemic blood of animals with experimental renal hypertension. Journal of Experimental Medicine. 88 (4), 389-400 (1948).
  19. Lewis, H. A., Goldblatt, H. Studies on Experimental Hypertension: XVIII. Experimental Observations on the Humoral Mechanism of Hypertension. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 18 (7), 459-487 (1942).
  20. Warner, G. M., et al. Genetic deficiency of Smad3 protects the kidneys from atrophy and interstitial fibrosis in 2K1C hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 302 (11), 1455-1464 (2012).
  21. Lorenz, J. N., et al. Renovascular hypertension using a modified two-kidney, one-clip approach in mice is not dependent on the alpha1 or alpha2 Na-K-ATPase ouabain-binding site. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 301 (3), 615-621 (2011).
  22. Ebina, K., Iwabuchi, T., Suzuki, S. Histological change in permanently clipped or ligated cerebral arterial wall. Part II: Autopsy cases of aneurysmal neck clipping. Acta Neurochirurgica. 66 (1-2), 23-42 (1982).
  23. Saleem, M., et al. Sox6: A new modulator of renin expression during physiological conditions. bioRxiv. , (2019).
  24. Saleem, M., et al. Sox6 as a new modulator of renin expression in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology. , (2019).
  25. Chade, A. R., Williams, M. L., Engel, J., Guise, E., Harvey, T. W. A translational model of chronic kidney disease in swine. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (2), 364-373 (2018).
  26. Xue, Y., Xu, Z., Chen, H., Gan, W., Chong, T. Low-energy shock wave preconditioning reduces renal ischemic reperfusion injury caused by renal artery occlusion. Acta Cirúrgica Brasileira. 32 (7), 550-558 (2017).
  27. Lalanne, A., Beaudeux, J. L., Bernard, M. A. NGAL: a biomarker of acute and chronic renal dysfunction. Annales de Biologie Clinique. 69 (6), 629-636 (2011).
  28. Bolignano, D., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) as a marker of kidney damage. American Journal of Kidney Diseases. 52 (3), 595-605 (2008).
  29. Kashyap, S., et al. Development of renal atrophy in murine 2 kidney 1 clip hypertension is strain independent. Research in Veterinary Science. 107, 171-177 (2016).
  30. Anderson, W. P., Woods, R. L., Kline, R. L., Korner, P. I. Acute haemodynamic responses to unilateral renal artery stenosis in conscious dogs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 12 (3), 305-309 (1985).
  31. Imanishi, M., et al. Critical degree of renal arterial stenosis that causes hypertension in dogs. Angiology. 43 (10), 833-842 (1992).
  32. Ziecina, R., Abramczyk, P., Lisiecka, A., Papierski, K., Przybylski, J. Adrenal-renal portal circulation contributes to decrease in renal blood flow after renal artery stenosis in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 49 (4), 553-560 (1998).
  33. Johnson, J. A., Ichikawa, S., Kurz, K. D., Fowler, W. L., Payne, C. G. Pressor responses to vasopressin in rabbits with 3-day renal artery stenosis. American Journal of Physiology. 240 (6), 862-867 (1981).
  34. Eirin, A., et al. Changes in glomerular filtration rate after renal revascularization correlate with microvascular hemodynamics and inflammation in Swine renal artery stenosis. Circulation: Cardiovascular Interventions. 5 (5), 720-728 (2012).
  35. Ma, Z., Jin, X., He, L., Wang, Y. CXCL16 regulates renal injury and fibrosis in experimental renal artery stenosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory. 311 (3), 815-821 (2016).
  36. Cheng, J., et al. Temporal analysis of signaling pathways activated in a murine model of two-kidney, one-clip hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 297 (4), 1055-1068 (2009).
  37. Wiesel, P., Mazzolai, L., Nussberger, J., Pedrazzini, T. Two-kidney, one clip and one-kidney, one clip hypertension in mice. Hypertension. 29 (4), 1025-1030 (1997).
  38. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).

Tags

Medicina Edição 164 Dois rim um clipe (2K1C) estenose da artéria renal Sistema De Aldosterone Renin Angiotensin expressão de renin lesão renal modelo de rato
Um modelo modificado de rato de dois rins um clipe de regulação de renin em estenose da artéria renal
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Saleem, M., Barturen-Larrea, P.,… More

Saleem, M., Barturen-Larrea, P., Saavedra, L., Gomez, J. A. A Modified Two Kidney One Clip Mouse Model of Renin Regulation in Renal Artery Stenosis. J. Vis. Exp. (164), e61058, doi:10.3791/61058 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter