Summary
Ce protocole décrit les méthodes utilisées pour préparer les plis vocaux des rats pour l’étude neuromusculaire histochimique.
Abstract
Le but de ce tutoriel est de décrire la préparation du pli vocal du rat pour l’étude neuromusculaire histochimique. Ce protocole décrit les procédures de dissection laryngée chez le rat, de congélation éclair et de cryosection des plis vocaux. Cette étude décrit comment cryosectionner les plis vocaux dans les plans longitudinal et transversal. Une nouveauté de ce protocole est le suivi laryngé pendant la cryosection qui assure une identification précise des muscles laryngés intrinsèques et réduit le risque de perte de tissu. Les figures démontrent la cryosection progressive dans les deux plans. Vingt-neuf hémi-larynges de rats ont été cryosectionnés et suivis depuis l’émergence du cartilage thyroïdien jusqu’à l’apparition de la première section qui comprenait le pli vocal complet. Le pli vocal complet a été visualisé pour tous les animaux des deux plans. Il y avait une grande variabilité dans la distance entre l’apparition du cartilage thyroïdien et l’apparition du pli vocal complet dans les deux plans. Le poids n’était pas corrélé à la profondeur des repères laryngés, ce qui suggère que la variabilité individuelle et d’autres facteurs liés à la préparation des tissus peuvent être responsables de la grande variabilité de l’apparence des points de repère pendant la section. Cette étude détaille une méthodologie et présente des données morphologiques pour préparer le pli vocal du rat à l’investigation neuromusculaire histochimique. En raison de la grande variabilité individuelle, les repères laryngés doivent être suivis de près pendant la cryosection pour éviter la sursection des tissus et la perte de tissus. L’utilisation d’une méthodologie cohérente, y compris une préparation adéquate des tissus et la connaissance des points de repère dans le larynx du rat, aidera à obtenir des résultats cohérents dans toutes les études et aidera les nouveaux chercheurs intéressés à utiliser le pli vocal du rat comme modèle pour étudier les mécanismes neuromusculaires laryngés.
Introduction
Le larynx du rat est un modèle bien établi pour étudier les adaptations laryngées neuromusculaires structurelles et fonctionnelles au développement, au vieillissement, à la maladie et aux agents pharmacologiques1,2,3,4,5. La cohérence des méthodes histologiques est essentielle à cette ligne de travail, car il existe de multiples subtilités impliquées dans la préparation et l’analyse musculaires ainsi que des défis associés à la taille, à la forme et à la topographie des muscles laryngés encapsulés dans les cartilages laryngés1,6,7,8,9,10,11 . En raison de la petite taille des muscles laryngés intrinsèques du rat, l’intégration, la congélation et la cryosection systématiques sont essentielles pour obtenir des résultats cohérents et précis. Par exemple, lors de la section du pli vocal du rat dans le plan coronal, les jonctions neuromusculaires (NMJ) de quatre des muscles laryngés intrinsèques sont situées à moins de 1,8 mm de profondeur tissulaire11. Par conséquent, une surveillance précise de l’anatomie du muscle laryngé pendant la cryosection est impérative pour identifier avec précision la ou les sections d’intérêt et éviter la sursection des tissus. La sursection du muscle cible peut entraîner une identification inexacte du nombre et de la topographie des NMJ11 ou peut entraîner une réduction globale de la taille de l’échantillon si le muscle cible est écarté en raison d’une confusion d’orientation de repère12. Au fur et à mesure que de nouveaux modèles pour l’étude du muscle laryngé et de leurs adaptations respectives sont développés, des procédures opératoires normalisées sont essentielles pour garantir que les résultats sont précis, fiables et reproductibles dans toutes les études.
L’objectif de cet article est de détailler la préparation du pli vocal du rat pour une analyse longitudinale et transversale optimale. Des méthodes détaillées utilisées régulièrement dans notre laboratoire sont décrites pour identifier les repères musculaires cibles lors de la cryosection. Bien que des méthodes similaires soient utilisées dans plusieurs laboratoires, des détails plus détaillés sont fournis ici que dans la littérature pour assurer une réplication fiable et précise lorsqu’elle est mise en œuvre par des chercheurs novices. L’objectif de ce tutoriel est de fournir une méthodologie standard pour l’évaluation immunohistochimique (IHC) du pli vocal du rat afin d’améliorer la cohérence entre les laboratoires et les investigations.
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Protocol
Cette étude a été réalisée en conformité avec le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de la Faculté de médecine de l’Université de New York.
1. Disséquer le larynx du rat
- Euthanasier le rat selon le protocole approuvé par l’institution. Raser le cou ventral de la mandibule au manubrium et écouvillonner avec de l’alcool pour éviter la contamination de la fourrure dans les échantillons de tissus.
- Sous une lunette de dissection avec un grossissement de 10x, excisez tout le larynx en créant une incision du cou médiane avec un scalpel jusqu’à ce que la trachée soit exposée.
- Séparez les muscles laryngés extrinsèques ventraux à la ligne médiane pour exposer le larynx à l’aide d’une pince et de ciseaux disséquants ou d’un scalpel.
- Coupez la trachée caudale au troisième anneau trachéal et faites une incision rostrale à l’os hyoïde pour exciser tout le larynx à l’aide de ciseaux disséquants.
- Retirez les tissus laryngés extrinsèques (œsophage, glande thyroïde et muscles laryngés extrinsèques) du larynx à l’aide d’outils de microdissection (pinces à épiler, épingles et microscisseurs) sous grossissement.
- Avec les microcisseurs, coupez le larynx en deux entre les aryténoïdes en utilisant la ligne médiane entre les muscles cricoaryténoïdes postérieurs comme point de repère. Épingler les parois latérales du larynx pour exposer les plis vocaux, puis couper en deux par voie ventrale la ligne médiane du cartilage thyroïdien entre la commissure antérieure des plis vocaux avec des microscisseurs (Figure 1).
REMARQUE : cette étape peut être facultative ; il peut être sauté pour garder le larynx entier. La bisection des larynges permet plusieurs techniques d’immunocoloration en utilisant séparément les côtés droit et gauche du même larynx. - Rincez chaque hémi-larynx dans une solution tamponnée au phosphate (PBS) pendant environ 10 s et séchez délicatement avec un essuie-glace pour réduire la formation de cristaux de glace pendant la congélation.
2. Fixer et/ou congeler le tissu laryngé
REMARQUE: La fixation peut ne pas être idéale pour tous les protocoles de coloration immunologique. Souvent, les tissus laryngés sont surgelés frais immédiatement après la dissection. Sautez l’étape 2.1 pour congeler le tissu laryngé sans fixation.
- Pour fixer les hémi-larynges, placez les tissus dans un tube de centrifugeuse rempli de formaldéhyde à 4% dans du PBS pendant 1 h à température ambiante sur un agitateur orbital à 70 tr / min. Transférer les tissus dans un tube de centrifugeuse propre et rincer 3x pendant 20 min dans PBS. Transférer ensuite dans un tube de centrifugeuse propre et immerger dans une solution de saccharose à 20 % / 5 % de glycérol (~18 h ou jusqu’à ce que le tissu coule) à 4 °C.
ATTENTION : Le formaldéhyde est dangereux et doit être utilisé dans une hotte avec l’équipement de protection individuelle approprié. - Placez tous les hémi-larynges dans une position uniforme dans un cryo-moule rempli de composé de température de coupe optimale (OCT). Pour un hémilarynx, placez le tissu avec la surface médiale du pli vocal face au bas du cryomoulage et l’aspect longitudinal du pli vocal parallèle au bord inférieur de l’ouverture du cryomoulage. Pour les larynges entiers, placez le tissu avec les cricoaryténoïdes postérieurs face au fond du cryomoulage et l’aspect longitudinal du pli vocal parallèlement au bord inférieur de l’ouverture du cryomoulage.
REMARQUE: Une orientation laryngée cohérente dans le composé OCT est essentielle pour la cryosection du pli vocal du rat. Une fois que l’hemilarynx est incrusté et congelé, il doit être décongelé pour changer d’orientation, introduisant ainsi des risques de lésions tissulaires dues à de multiples cycles de décongélation. - Tissus surgelés à l’aide d’isopentane (2-méthylbutane) réfrigéré dans un bécher en acier entouré d’azote liquide.
REMARQUE: L’isopentane atteint une température optimale pour la congélation des tissus lorsque des précipités blancs commencent à se former sur les côtés et le fond du bécher13. L’isopentane est utilisé parce qu’il a une conductivité thermique plus élevée que l’azote liquide, ce qui aide à prévenir la fissuration du bloc tissulaire lors d’une congélation rapide. Pour une description plus détaillée de la congélation des tissus en vente libre, reportez-vous à Kumar et al.13. - Enveloppez chaque moule dans une feuille prélabellisée et placez-la dans un sac de congélation individuel pour éviter la déshydratation et conservez-la immédiatement sur de la glace carbonique jusqu’à ce qu’elle soit transférée pour être entreposée dans un congélateur à -80 °C.
3. Cryosection hemilarynx dans le plan de section transversale
- Réglez la température de la chambre dans le cryostat à -20 °C, ce qui se situe au milieu de la plage de température (15−25 °C) recommandée pour le sectionnement des tissus musculaires par le manuel du fabricant.
- Réglez l’épaisseur de la section du cryostat sur des sections de 10 μm d’épaisseur.
REMARQUE: Pour l’analyse en coupe transversale des fibres musculaires, des sections de 10 μm d’épaisseur sont optimales pour permettre une coloration complète et une intensité d’imagerie robuste des fibres musculaires marquées pour l’analyse du typage des fibres14,15,16. Certains protocoles peuvent nécessiter une épaisseur de section différente en fonction des cibles neuromusculaires. - Transférez les tissus dans la chambre du cryostat, ajoutez une couche uniforme de composé OCT sur le disque de l’échantillon de cryostat (mandrin) et placez le bloc de tissu incorporé au-dessus du composé OCT sur le disque de l’échantillon. Pour obtenir des coupes transversales du pli vocal pour l’analyse des fibres musculaires thyroaryténoïdes (TA), fixez l’échantillon au mandrin de sorte que le cartilage thyroïdien ventral fasse face à la lame du cryostat et que le cartilage aryténoïde fasse face au disque de l’échantillon.
REMARQUE: Il est essentiel de noter que ces points de repère ne sont pas visibles à ce stade, car le composé OCT devient blanc et opaque lorsqu’il est gelé. Ce manque de visibilité est la raison pour laquelle il est essentiel de noter l’orientation de l’hémilarynx pendant la phase de congélation du flash. - Couper le composé OCT en avançant la tête de l’échantillon de 100 μm jusqu’à ce que la partie ventrale du cartilage thyroïdien apparaisse.
- Ensuite, coupez et suivez des sections de 30 μm depuis l’apparition du cartilage thyroïdien jusqu’à ce que la lamina propria, les muscles TA médiaux et le muscle TA latéral soient exposés.
REMARQUE: Les repères laryngés doivent être suivis et notés dès l’apparition du cartilage thyroïdien tous les 100 μm pour s’assurer que l’angle de sectionnement n’est pas oblique. La figure 2 représente les deux ensembles de repères laryngés dans le plan de coupe transversale à un grossissement de 10x. - Une fois que le muscle TA cible est atteint, collectez des sections sur des lames chargées positivement à 10 μm.
- Conservez les sections dans du PBS à 4 °C pour retenir l’humidité jusqu’à ce qu’elles soient prêtes à être tachées.
REMARQUE: Les tissus fixes peuvent être stockés dans le PBS jusqu’à une semaine en fonction de la cible IHC, tandis que les tissus non fixés doivent être immédiatement traités.
4. Cryosection hemilarynx dans le plan longitudinal
- Avec la chambre de cryostat à nouveau réglée à -20 °C, modifiez l’épaisseur de la section à 30 μm.
REMARQUE: Pour l’analyse NMJ, une épaisseur de tissu comprise entre 30 et 60 μm peut être utilisée pour capturer plusieurs NMJ complets dans les muscles laryngés sans fragmentation de la terminaison nerveuse ou de la plaque d’extrémité motrice11,12,17. - Pour obtenir des coupes longitudinales du pli vocal pour l’analyse NMJ du muscle TA, fixez les échantillons au mandrin de sorte que l’épiglotte soit orientée vers la lame du cryostat et que la lumière trachéale soit orientée vers le bas vers le disque de l’échantillon.
- Coupez le composé OCT en avançant la tête de l’échantillon de 100 μm jusqu’à ce que le cartilage thyroïdien apparaisse.
- Couper et suivre des sections de 30 μm depuis l’apparition de la thyroïde jusqu’à ce que la lamina propria et les divisions médiales et latérales du muscle TA soient exposées.
REMARQUE: Cinq ensembles de repères laryngés dans le plan longitudinal sont recommandés pour suivre la progression de la profondeur des tissus vers le muscle TA cible. La figure 3 représente les repères laryngés dans le plan longitudinal à un grossissement de 10x. - Une fois le muscle TA cible atteint, collectez des sections sur des lames chargées positivement à 30 μm.
- Conservez les sections dans du PBS à 4 °C pour retenir l’humidité jusqu’à ce qu’elles soient prêtes à être tachées.
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Representative Results
Les résultats représentatifs faisaient partie d’une étude en cours sur les effets de l’exercice vocal sur le système neuromusculaire laryngé. Vingt-neuf rats mâles Fischer 344/bruns de Norvège (12 âgés de 9 mois, 17 âgés de 24 mois) ont été pesés et euthanasiés par inhalation de CO2 suivie d’une thoracotomie bilatérale.
Les procédures ont suivi le protocole décrit pour étiqueter les NMJ et la taille des fibres des muscles ta latéraux et médiaux. La distance entre les repères laryngés a été suivie dans les plans longitudinal et transversal à l’aide des muscles laryngés et des cartilages environnants pour déterminer la progression pendant la cryosection (tableau 1). Le suivi a commencé à la première apparition du cartilage thyroïdien dans les deux plans directionnels. La figure 2 illustre l’apparition de repères laryngés lors de la cryosection transversale dans l’ordre temporel avec la thyroïde (figure 2a,b) apparaissant avant le muscle TA médial et la lamina propria (figure 2c,d). La figure 3 illustre l’apparition de repères laryngés lors de la cryosection longitudinale dans l’ordre temporel, le muscle alaire (figure 3a,b) apparaissant avant le muscle TA médian (figure 3c,d) et la lamina propria (figure 3e,f).
Dans les deux plans directionnels, les distances entre les points de repère variaient considérablement pour chaque animal.
Le poids et l’apparence des repères laryngés présentaient des corrélations faibles à modérées chez les jeunes rats et de faibles corrélations chez les rats âgés (tableaux 2 et 3). Les distances entre les points de repère à l’intérieur de chaque plan étaient modérément à fortement corrélées pour les deux groupes d’âge, mais faiblement corrélées entre les deux plans de dissection. Par conséquent, la variabilité de l’apparence des points de repère ne pouvait pas être expliquée par le poids ou les variations individuelles de la taille du larynx.
Figure 1 : Un larynx de rat coupé en deux entre les cartilages aryténoïdes (ArC).
Le côté droit de l’hémi-larynx est annoté avec des repères dans le plan longitudinal (LZ1-LZ5) correspondant aux cinq repères longitudinaux du tableau 1. Le côté gauche de l’hémi-larynx est annoté avec des repères dans le plan de section transversale (CZ1 et CZ2) qui correspondent respectivement au début du muscle TA latéral et à la section transversale complète du pli vocal. VF = pli vocal, CrC = cartilage cricoïde, AlC = cartilage alaire et T1 = premier anneau trachéal. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Deux coupes transversales imagées à un grossissement de 10x en fond clair (à droite) et dans le canal fluorescent 488 (à gauche) après l’immunocoloration de la laminine pour délimiter les fibres musculaires.
Les sections (de haut en bas) montrent la progression pendant la cryosection dans l’ordre temporel avec la thyroïde (a, b) apparaissant avant le muscle TA médial et la lamina propria du pli vocal (c, d). ThC = cartilage thyroïdien, LTA = thyroaryténoïde latéral et MTA = thyroaryténoïde médial. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Trois sections longitudinales imagées à un grossissement de 10x en fond clair (à droite) et dans le canal fluorescent 488 (à gauche) après immunocoloration des jonctions neuromusculaires.
Les sections (de haut en bas) montrent la progression pendant la cryosection dans l’ordre temporel avec le muscle alaire (a, b) apparaissant avant le muscle TA médian (c, d) et la lamina propria (e, f) du pli vocal. AlC = cartilage alaire, ThC = cartilage thyroïdien, ArC = cartilage aryténoïde, LTA = thyroaryténoïde latéral, MTA = thyroaryténoïde médial et SCA = cricoaryténoïde supérieur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Repères longitudinaux | Moyenne (écart-type) en μm | Plage en μm | |
| 1. Les trois principaux cartilages (thyroïde, alar, aryténoïde) sont apparus avec l’émergence de fibres musculaires | 1,591 (665) | 350–2,800 | |
| 2. Des muscles cricoaryténoïdes supérieurs (SCA), cricoarytenoïdes alaires (ACA) et thyroarytenoïdes latéraux (LTA) sont apparus | 2,344 (591) | 91–3,500 | |
| 3. Les muscles ACA et LTA se sont complètement étendus sans fragmentation | 2,631 (532) | 1505–3,640 | |
| 4. Cartilage aryténoïde élargi, ACA disparu, muscle thyroaryténoïde médian (MTA) émergé | 2,948 (606) | 1765–4,305 | |
| 5. Cibler la section complète du pli vocal: les muscles LTA et MTA se sont complètement étendus sans fragmentation et la lamina propria a émergé | 3,131 (542) | 2205–4410 | |
| Repères en coupe transversale | |||
| 1. Le muscle LTA est apparu | 303 (138) | 110–690 | |
| 2. Le muscle MTA est apparu et représentait environ 50% de la taille du LTA avec une lamina propria et un épithélium clairs notés. | 482 (167) | 210–850 | |
Tableau 1 : Distances en μm entre la première apparition du cartilage thyroïdien et chaque repère laryngé pendant la cryosection (n = 29).
| CSA | Longitudinal | |||||||
| LTA | MTA | Cartilages | Alar/SCA | LTA | MTA | MICROSILLON | ||
| CSA | LTA | 1 | ||||||
| MTA | 0.88 | 1 | ||||||
| Longitudinal | Cartilages | 0.42 | 0.42 | 1 | ||||
| Alar/SCA | 0.57 | 0.47 | 0.77 | 1 | ||||
| LTA | 0.59 | 0.47 | 0.71 | 0.98 | 1 | |||
| MTA | 0.53 | 0.39 | 0.72 | 0.97 | 0.98 | 1 | ||
| MICROSILLON | 0.53 | 0.41 | 0.76 | 0.96 | 0.97 | 0.99 | 1 | |
| Poids | -0.55 | -0.35 | 0.08 | -0.45 | -0.46 | -0.46 | -0.41 | |
Tableau 2 : Résultats de la corrélation de Pearson entre le poids et la profondeur des repères laryngés dans les plans transversal (CSA) et longitudinal pour les jeunes rats mâles. LTA = thyroaryténoïde latéral, MTA = thyroaryténoïde médial, SCA = cricoaryténoïde supérieur et LP = lamina propria.
| CSA | Longitudinal | |||||||
| LTA | MTA | Cartilages | Alar/SCA | LTA | MTA | MICROSILLON | ||
| CSA | LTA | 1 | ||||||
| MTA | 0.9 | 1 | ||||||
| Longitudinal | Cartilages | 0.21 | 0.33 | 1 | ||||
| Alar/SCA | 0.05 | 0.07 | 0.73 | 1 | ||||
| LTA | -0.06 | -0.04 | 0.64 | 0.96 | 1 | |||
| MTA | -0.02 | -0.02 | 0.6 | 0.79 | 0.84 | 1 | ||
| MICROSILLON | -0.17 | -0.15 | 0.52 | 0.76 | 0.85 | 0.91 | 1 | |
| Poids | 0.23 | 0.13 | -0.24 | -0.07 | -0.15 | -0.15 | -0.3 | |
Tableau 3 : Résultats de la corrélation de Pearson entre le poids et la profondeur des repères laryngés dans les plans transversal (CSA) et longitudinal pour les vieux rats mâles. LTA = thyroaryténoïde latéral, MTA = thyroaryténoïde médial, SCA = cricoaryténoïde supérieur et LP = lamina propria.
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Discussion
La préparation des plis vocaux des rats pour l’analyse neuromusculaire peut présenter divers défis. Non seulement les muscles laryngés sont petits et entourés de cartilage, ce qui rend difficile l’extraction directe du muscle cible, mais une grande variabilité a également été observée entre les animaux en profondeur des repères anatomiques laryngés. Pour le muscle, le protocole du plan de coupe transversale, des sections complètes du pli vocal sont apparues entre 21 et 85 sections (10 μm par section) après l’apparition initiale du cartilage thyroïdien ventral, ce qui est un peu moins que les 63 à 126 sections (35 μm par section) dans le plan longitudinal pour les protocoles d’analyse NMJ (tableau 1).
Une variabilité a été observée dans les distances entre les repères laryngés malgré l’intégration, l’orientation et la section uniformes des tissus pour chaque type de protocole. De plus, les différences de poids corporel n’ont pas tenu compte de la variabilité des larges plages de profondeur tissulaire d’un ensemble de repères laryngés à l’autre. Cette variabilité de la distance entre les repères laryngés peut être due à des différences individuelles dans l’anatomie du larynx chez les animaux, à de petites différences d’orientation des larynges dans le cryomoulage dans le composé OCT au moment de la dissection, ou à la façon dont les échantillons ont été placés sur le disque de l’échantillon dans le cryostat lors de la section (c.-à-d. la quantité de composé OCT placée sur le disque de l’échantillon avant le montage ou de légères différences d’angle de placement).
Étant entendu que ces légères différences dans la préparation des échantillons peuvent entraîner une variabilité substantielle de la profondeur des repères du tissu laryngé, il est essentiel que les chercheurs novices disposent d’une carte de référence à partir de laquelle travailler. Les protocoles d’étude décrits définissant des méthodes pour identifier le(s) muscle(s) d’intérêt et prévenir les pièges du protocole – tels que ceux décrits dans ce document – peuvent améliorer la reproductibilité et prévenir la perte de tissus indésirables.
Bien que cette étude se soit concentrée sur le muscle TA, cette méthodologie est également applicable à d’autres muscles laryngés intrinsèques. Par exemple, la section dans le plan longitudinal du pli vocal donne des sections longitudinales de fibres musculaires des muscles alaires, TA latéraux, TA médiaux, cricoaryténoïdes latéraux et cricoarytenoïdes supérieurs, ainsi que des coupes transversales des muscles cricoaryténoïdes postérieurs. La section dans le plan de pli vocal en coupe transversale donne des sections transversales des muscles alaires, TA latéraux, TA médial, cricoarytenoïdes latéraux, cricoarytenoïdes supérieurs et cricothyroïdiens, ainsi que des sections longitudinales des muscles cricoarytenoïdes postérieurs. De plus, bien que cette étude n’ait pas inclus de rats femelles, les différences entre les rats mâles et femelles dans l’apparence du repère laryngé ne sont pas attendues parce que le dimorphisme sexuel dans le larynx du rat est spécifique au muscle et n’est pas lié à l’anatomie du cadre laryngé16,18.
La variabilité de la distance entre les repères laryngés peut rendre la cryosection du pli vocal du rat difficile pour les chercheurs novices. Cette étude a démontré que malgré la cohérence de la façon dont les larynges de rat étaient congelés, incrustés et cryosectionnés, la distance entre les repères laryngés variait considérablement; le poids des animaux ne tenait pas compte de cette variabilité. Cette étude fournit des procédures détaillées avec des images associées sur la façon de préparer correctement le tissu musculaire laryngé et d’identifier les repères laryngés pour l’investigation histologique neuromusculaire du pli vocal du rat.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Cette recherche a été soutenue par les subventions F31DC017053-01A1 (Lenell, PI) et K23DC014517 (Johnson, PI) du National Institute on Deafness and other Communication Disorders des National Institutes of Health.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-Methylbutane Certified | Fisher Chemical | 35514 | |
| Aluminum Foil | Fisherbrand | 1213101 | |
| Cryo Tongs SS | Thermo Scientific | 11679123 | |
| Cryostat | Leica Biosystems | CM3050 | |
| Cryostat blades | C.L. Sturkey D554X50 | 22-210-045 | |
| Disposable Base Molds 15mm x 15mm | Thermo Scientific | 41-741 | |
| Disposable Underpads | Medline | 23-666-062 | |
| Dissection kit | Thermo Scientific | 9996969 | |
| DPBS - Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline | Gibco | 14190136 | |
| Frozen Section Medium | Fisher Healthcare | 23-730-571 | |
| Ice Bucket | Bel-Art | 11999054 | |
| Immunostain Moisture Chamber | Ted Pella Inc | NC9425474 | |
| Needle holders | Assi | ASSI.B148 | |
| Non-Woven Sponges, 4 Ply | Quick Medical | 9023 | |
| Orbital shaker | Troemner | 02-217-987 | |
| Pap pen | |||
| Paraformaldehyde, 16% w/v aq. soln., methanol free | Alfa Aesar | 50-00-0 | |
| Premium Microcentrifuge Tubes | Fisherbrand | 5408129 | |
| Specimen Storage Bags | Fisherbrand | 19240093 | |
| Stainless Steel Graduated Measure 32 oz/100 mL | Polar Ware | 114231B | |
| Superfrost Plus Microscope Slides | Fisherbrand | 12-550-15 | |
| Task wiper | Kimberly-Clark Professional™ 34155 | 06666A | |
| Timer | Fisherbrand | 2261840 | |
| Vannas Pattern Scissors | Assi | ASSI.SAS15RV | |
| NOTE: For all supplies, these are examples of equipment to purchase. The exact model is not necessary to complete our methods. |
References
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