Summary
Dieser Artikel enthält Protokolle für die Konstruktion und Selbstmontage von Nanostrukturen aus gammamodifizierten Peptidnukleinsäure-Oligomeren in organischen Lösungsmittelmischungen.
Abstract
Aktuelle Strategien in der DNA- und RNA-Nanotechnologie ermöglichen die Selbstmontage einer Vielzahl von Nukleinsäure-Nanostrukturen in wässrigen oder im Wesentlichen hydratisierten Medien. In diesem Artikel beschreiben wir detaillierte Protokolle, die den Aufbau von Nanofaserarchitekturen in organischen Lösungsmittelmischungen durch die Selbstmontage von eindeutig adressierbaren, einsträngigen, gammamodifizierten Peptidnukleinsäurefliesen ermöglichen. Jede einsträngige Fliese (SST) ist ein 12-Basis-PNA-Oligomer, der aus zwei verketteten modularen Domänen mit jeweils 6 Basen besteht. Jede Domäne kann sich an eine sich gegenseitig ergänzende Domäne binden, die auf benachbarten Strängen vorhanden ist, indem programmierte Komplementarität verwendet wird, um Nanofasern zu bilden, die bis zu Mikron en länge nausen können. Das SST-Motiv besteht aus insgesamt 9 Oligomeren, um die Bildung von 3-Helix-Nanofasern zu ermöglichen. Im Gegensatz zu analogen DNA-Nanostrukturen, die durchmessermonodisperse Strukturen bilden, bilden diese PNA-Systeme Nanofasern, die sich bei der Selbstmontage in organischen Lösungsmittelmischungen entlang ihrer Breite bündeln. Die hier beschriebenen Selbstmontageprotokolle enthalten daher auch ein herkömmliches Tensid, Natriumdodecylsulfat (SDS), um Bündelungseffekte zu reduzieren.
Introduction
Erfolgreicher Aufbau zahlreicher komplexer Nanostrukturen1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12 in wässrigen oder im Wesentlichen hydratisierten Medien, die mit natürlich vorkommenden Nukleinsäuren wie DNA1,2,3,4,5,6,7,8,9,10 und RNA11,12 hergestellt wurden, wurde in früheren Arbeiten gezeigt. Natürlich vorkommende Nukleinsäuren unterliegen jedoch duplexen Spiralkonformationsveränderungen oder haben in organischen Lösungsmittelmischungen13,14die thermischen Stabilitäten verringert.
Zuvor hat unser Labor eine Methode zur Konstruktion von 3-Helix-Nanofasern unter Verwendung von Gamma-Position modifizierte synthetische Nukleinsäure-Mimikikos, sogenannte Gamma-Peptid-Nukleinsäuren, gemeldet ( PNA)15 (Abbildung 1A). Die Notwendigkeit einer solchen Entwicklung und potentiellen Anwendungen der synthetischen Nukleinsäure imitiert PNA wurde im Feld16,17diskutiert. Wir haben durch eine Anpassung der für DNA-Nanostrukturen18,19,20vorgestellten Strategie für einsträngige Fliesen (SST) gezeigt, dass 9 sequenziell unterschiedliche PNA-Oligomere so konzipiert werden können, dass sie 3-Helix-Nanofasern in ausgewählten polaren aprotischen organischen Lösungsmittelmischungen wie DMSO und DMF bilden. Die "PNA-Oligomere" wurden mit Modifikationen von (R)-Diethylenglykol (Mini-PEG) an drei γ-Positionen (1, 4 und 8 Basispositionen) entlang jedes 12-Basis-Oligomers auf der Grundlage von Methoden, die von Sahu et al.veröffentlicht wurden, kommerziell bestellt. 21 Diese Gamma-Modifikationen verursachen die spiralförmige Vororganisation, die mit der höheren Bindungsaffinität und thermischen Stabilität von PNA im Verhältnis zu unverändertem PNA verbunden ist.
Dieser Artikel ist eine Adaption unserer berichteten Arbeit, in der wir die Auswirkungen von Lösungsmittellösung und Substitution mit DNA auf die Bildung von "PNA-basierten Nanostrukturen" untersuchen15. Ziel dieses Artikels ist es, detaillierte Beschreibungen des Designs sowie detaillierte Protokolle für lösungsmittelangepasste Methoden zu liefern, die für die Selbstmontage und Charakterisierung von "PNA-Nanofaser" entwickelt wurden. So stellen wir zunächst die modulare SST-Strategie vor, eine allgemeine Plattform für Nanostrukturdesign mit der synthetischen Nukleinsäure-Mimik PNA.
Die Spiraltonhöhe für PNA-Duplexe wurde als 18 Basen pro Zug im Vergleich zu DNA-Duplexen berichtet, die eine Drehung pro 10,5 Basen durchlaufen(Abbildung 1B). Daher wurde die Domänenlänge der gezeigten "PNA SSTs" auf 6 Basen festgelegt, um ein Drittel einer vollen Drehung oder 120° Drehung aufzunehmen, um eine Interaktion zwischen drei dreieckig angeordneten Helices zu ermöglichen. Im Gegensatz zu früheren SST-Motiven enthält jeder SST nur 2 Domänen, wodurch eine eindimensionale, bandartige Struktur entsteht, die zu einem Drei-Helix-Bundle umschließt (Abbildung 1C). Jedes 12-Basis-PNA-Oligomer wird an den 1,4 und 8 Positionen gammamodifiziert, um eine gleichmäßige Verteilung der Mini-PEG-Gruppen über das gesamte SST-Motiv zu gewährleisten. Darüber hinaus gibt es innerhalb des Motivs zwei Arten von Oligomeren: "zusammenhängende" Stränge, die auf einer einzigen Spirale existieren, und helix-spannende "Crossover"-Stränge (Abbildung 1D). Darüber hinaus sind die Oligomere P8 und P6 mit fluoreszierendem Cy3 (grüner Stern) bzw. Biotin (gelb oval) gekennzeichnet,um den Nachweis der Strukturbildung mittels Fluoreszenzmikroskopie zu ermöglichen. Insgesamt besteht das SST-Motiv aus insgesamt 9 Oligomeren, um die Bildung von 3-Helix-Nanofasern durch programmierte Komplementarität jeder einzelnen Domäne zur entsprechenden Domäne auf einem benachbarten Oligomer zu ermöglichen (Abbildung 1E).
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Protocol
1. PNA-Sequenzdesign
- Laden Sie die DNA Design Toolbox22 herunter, die vom Winfree Lab bei Caltech23 entwickelt wurde, in den Ordner mit Programmierskripten zum Entwerfen von Sequenzen.
- Öffnen Sie in diesem Sequenzentwurfsordner eine Programmiersprache der vierten Generation, die mit der Dateierweiterung ".m" kompatibel ist, und fügen Sie dann den zuvor heruntergeladenen Ordner "DNAdesign" mit dem folgenden Befehl zum Pfad hinzu:
>> Pfad Hinzufügen DNAdesign - Führen Sie anschließend das folgende Skript mit dem Namen "PNA3nanofiber.m" (siehe Ergänzende Abbildung 1) mit dem folgenden Befehl aus:
>> PNA3nanofiber - Führen Sie dieses Skript aus, um Variablen mit den Namen "thisSeqs" und "thisScore" zu erstellen. Die Variable "thisSeqs" enthält die Sequenzen der entworfenen Oligomere, und "thisScore" ist der Strafpunkt.
- Führen Sie das Skript mehrmals aus, um die minimalste Punktzahl zu erhalten. Eine Stichprobe von 20 solcher Durchläufe ist in Tabelle 1dargestellt.
- Bestätigen Sie manuell die gewünschte Watson-Crick Komplementarität jeder Domäne der generierten Sequenzen für das angegebene SST-Strukturmotiv. Sequenzspezifikationen für die 3-Helix-Nanofaserstruktur sind in Tabelle 2dargestellt.
- Überprüfen Sie Folgendes auf generierte Sequenzen.
- Vermeiden Sie die Verwendung von vier aufeinanderfolgenden C- und G-Basen.
- Wählen Sie manuell spezifische Sequenzen für die N-Terminal-Funktionalisierung mit Fluoreszenzfarbstoff und Biotinmolekülen aus, um fluoreszierende Mikroskopiestudien zu ermöglichen.
- Fügen Sie mindestens 3 Mini-PEG-Gamma-Modifikationen auf dem Rückgrat ein, um eine vororganisierte Spiralkonformation in den einsträngigen Oligomeren zu ermöglichen, wie von Sahu et albeschrieben. 21
2. Vorbereitung von PNA-Stocksträngen
- Erhalten Sie die Komponentenstränge von PNA spezifizierten Sequenzen bei der 50-nmol-Skala-Synthese mit Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie (HPLC)-Reinigung von einem kommerziellen Hersteller.
- Setzen Sie jeden Strang in entionisiertem Wasser auf 300 M Konzentrationen aus. Bewahren Sie die resuspendierten Stränge bis zu mehreren Monaten in einem Gefrierschrank auf, bis sie zum Experimentieren benötigt werden.
3. Schmelzkurvenstudien von PNA-Oligomer-Untergruppen
- Erhalten Sie Schmelztemperaturbereiche für verschiedene Kombinationen von komplementären 2-Oligomer- und 3-Oligomer-Untergruppen, indem Sie eine Schmelzkurvenstudie in wässrigen Puffern wie 1x Phosphatgepuffern (PBS) oder bevorzugtes polares organisches Lösungsmittel wie Dimethylformamid (DMF) oder Dimethylsulfoxid (DMSO) durchführen (siehe Abbildung 2).
ANMERKUNG: Thermische Schmelzkurven bei >50% der DMF beginnen, die obere Grundlinie zu verlieren und zeigen schwere Störungen, teilweise aufgrund der hohen Absorption von DMF bei der Wellenlänge, die für die Experimente erforderlich ist. Dies ist ein bekanntes Phänomen in der Literatur24. Es ist jedoch möglich, die Schmelzkurven bei 5 m pro Strangkonzentration unter diesen Lösungsmittelbedingungen zu erhalten.- Aliquot 16,7 l aus dem 300-M-Bestand jedes Oligomers und machen das Endvolumen entweder in 1x PBS oder 100% (v/v) DMSO oder 100% (v/v) DMF effektiv zu einer Endkonzentration von 5 m pro Oligomer. Übertragen Sie diese Oligomer-Untermenge auf einen 1 cm optischen Pfad, Quarzküvette.
- Führen Sie UV-Vis-Experimente mit variabler Temperatur in einem Spektralphotometer durch, das mit einem programmierbaren Temperaturblock ausgestattet ist.
- Sammeln Sie Datenpunkte für die Schmelzkurven über einen Temperaturbereich von 15 bis 201290 °C sowohl für Kühl- (Glühen) als auch Für Heizzyklen (Schmelzen) mit einer Rate von 0,5 °C/min. Bewahren Sie die Proben 10 min bei 90 °C vor dem Abkühlen und bei 15 °C vor dem Erhitzen auf. Bestimmen Sie die Schmelztemperatur (Tm) vom Höhepunkt der ersten Ableitung der Heizkurve.
- Stellen Sie sicher, dass die Schmelztemperaturbereiche für 2-Oligomer-Teilmengen in allen Lösungsmittelfällen über 35 °C liegen. Überprüfen Sie außerdem, ob die entsprechenden 3-Oligomer-Untermengen, die einen zusätzlichen Strang zu ihrer äquivalenten 2-Oligomer-Untermenge enthalten, aufgrund der erhöhten Kooperativität einen erheblichen Anstieg der Tm aufweisen.
HINWEIS: Dies würde sicherstellen, dass eine einzelne Topf-Selbstmontage mehrerer Oligomere mit angemessener thermischer Stabilität kooperativ in die gewünschte Nanostruktur gefaltet werden kann.
4. Selbstmontage-Protokoll für mehrere unterschiedliche PNA-Oligomere
ANMERKUNG: Um ein selbstbauliches thermisches Rampenprotokoll für die Nanostrukturen von PNA zu entwickeln, ist ein langsames Glüh-Glühen wünschenswert.
- Bei erzeugten Oligomersequenzen werden die Proben für 22,5 h in einer thermischen Cyclerkühlung von 90 bis 20 °C anneal. Typischerweise liegt die Schmelztemperatur, die für 2-Oligomer- und 3-Oligomer-Untergruppen erhalten wird, in Bereichen von 40 bis 201270 °C für unterschiedliche Lösungsmittelbedingungen.
- Programmieren Sie den Thermischen Cycler wie folgt: halten Sie bei 90 °C für 5 min, Rampe von 90 bis 70 °C bei einer konstanten Rate von 0,1 °C/min, Rampe von 70 bis 40 °C bei einer Rate von 0,1 °C/3 min, Rampe von 40 bis 20 °C bei einer Geschwindigkeit von 0,1 °C/min und halten Sie bei 4 °C (siehe Tabelle 3). Proben können in 4 °C für 12-u201224 h vor der Charakterisierung gelagert werden.
HINWEIS: Während 2- und 3-Oligomer-Teilmengen unseres Nanofasersystems in 1x PBS bilden können, werden die nanofaserigen Nanofasern im gesamten Mikron-Maßstab in 1x PBS aggregiert. Daher sollten die Lösungsmittelbedingungen basierend auf der Größe und Größe der gebildeten Struktur sowie der Art und Dichte von Gammamodifikationen optimiert werden. - Für Mikron lange 3-Helix-Nanofasern, bereiten Sie Neal-Chargenproben in 75% DMSO: H2O (v/v), 75% DMF: H2O (v/v), 40% 1,4-Dioxan:H2O (v/v) auf Basis von Lösungsmitteloptimierungsstudien15.
- Bereiten Sie anneale Chargen wie folgt vor (siehe Tabelle 4). Zunächst können Sie für jeden Oligomer 10 L-Unterbestände mit 20-M-Konzentrationen von 20 M aus den 300-M-Hauptbeständen vorbereiten, indem Sie 0,67 l aus dem Hauptbestand aliquotieren und das Volumen mit entionisiertem Wasser auf 10 l erhöhen.
- Aliquot 1 l aus den 20-M-Unterbeständen für jeden Oligomer und fügen Sie es zu einem 200-L-PCR-Rohr hinzu. Dies entspricht einem Gesamtvolumen von 9 l für 9 Oligomere.
- Fügen Sie entweder 30 l wasserfreies DMSO/DMF für die 75% DMSO-Gehäuse und 75% DMF-Fälle mit einem zusätzlichen 1 l entionisiertem Wasser hinzu, um ein Endvolumen von 40 l mit jedem Oligomer bei 500 nM Endkonzentrationen zu machen. Fügen Sie 16 l von 1,4-Dioxan hinzu und machen Sie das Volumen mit entionisiertem Wasser auf 40 l für den 40% Dioxan-Lösungsmittelzustand.
- Laden Sie die Nealchargen auf den thermischen Cycler und an neal mit dem in Schritt 4.2 genannten Protokoll.
5. Gesamte interne Reflexionsfluoreszenz (TIRF) Mikroskopie-Bildgebung
- Bereiten Sie eine Feuchtigkeitskammer aus einer leeren Pipettenspitzenbox vor. Füllen Sie die Box mit ca. 5 ml Wasser, um eine Trocknung der wie folgt beschriebenen Probendurchflusskanäle zu verhindern (siehe Abbildung 3).
- Bereiten Sie die Durchflusskammer mit einem Mikroskopschlitten, 2 doppelseitigen Bandstreifen und nitrozellulosebeschichtetem Abdeckrutsch vor. Um den Deckelmitrutsch mit Nitrocellulose zu beschichten, tauchen Sie den Deckelschlupf in ein Becherglas, das 0,1% Kollodium in Amylacetat und lufttrocken enthält.
- Bereiten Sie die Nitrocelluloselösung vor, indem Sie eine 20-fache Verdünnung aus handelsüblichen 2% Kollodium in Amylacetat mit Isoamylacetatlösungsmittel herstellen.
- Bereiten Sie die biotinylierte Rinderserumalbuminlösung (Biotin-BSA) vor, indem Sie 1 mg Biotin-BSA wiegen und in 1 ml 1x 1x PBS auflösen. Durchfluss von 1mg/ml Biotin-BSA im 1x PBS-Puffer, indem der Durchflusskanal in einem Winkel platziert wird. Inkubieren Sie den Strömungskanal für 2-4 min bei Raumtemperatur in einer befeuchteten Kammer.
- Bereiten Sie den Waschpuffer vor, indem Sie 1 mg BSA in 1 ml 1x PBS auflösen. Waschen Sie den überschüssigen Biotin-BSA, indem Sie 15 l des Waschpuffers fließen. Um die Oberfläche passivieren, inkubieren Sie den Strömungskanal für 2–4 Min. bei Raumtemperatur in einer befeuchteten Kammer.
- Bereiten Sie die Streptavidin-Lösung vor, indem Sie 0,5 mg Streptavidin und 1 mg BSA messen und sich dann mit 1 ml 1x PBS auflösen. Durchfluss von 0,5 mg/ml Streptavidin in 1x PBS mit 1 mg/ml BSA. Inkubieren Sie den Strömungskanal für 2-4 min bei Raumtemperatur in einer befeuchteten Kammer. Durchfluss 15 l des Waschpuffers, um ungebundenes Streptavidin wegzuwaschen.
- Durchfluss von 15 l der zuvor geglühten Charge von PNA-Oligomeren bei 500 nM Konzentration pro Strang in entweder 75% DMSO, 75% DMF oder 40% 1,4-Dioxan-Zustand. Inkubieren Sie den Durchflusskanal für 2–4 Min. bei Raumtemperatur in einer befeuchteten Kammer.
- Bereiten Sie 1 mM Trolox unter bevorzugten Lösungsmittelbedingungen vor, indem Sie das 10-fache aus einem 10 mM-Bestand von Trolox in DMSO verdünnen (Maßnahme 2,5 mg Trolox und in 1 ml DMSO auflösen). Waschen Sie die ungebundenen Nanostrukturen im Strömungskanal mit 15 l von 1 mM Trolox mit der gleichen Lösungsmittelzusammensetzung wie die Nanostrukturen.
HINWEIS: Der DMSO-Gehalt von >50 % im Durchflusskanal würde aufgrund des unterschiedlichen Brechungsindex des Lösungsmittelzustands während TIRF geringfügige Signalstörungen verursachen, die typischerweise für Deckenrutschwasser-TIRF-Winkel kalibriert sind. Dies kann durch Waschen mit 1 mM Trolox durch Verdünnung der 10 mM Trolox 10-fach mit entionisiertem Wasser behoben werden. Diese Technik liefert klarere Bilder, ist aber nur nützlich, um zu beurteilen, ob die Bildung stattgefunden hat, da sie zweiphasige Mikroblasen im Strömungskanal erzeugt. Dadurch können Nanostrukturen an der Schnittstelle der zweiphasigen sichtbar sein, wie in Abbildung 4Ddargestellt. - Übertragen Sie den Durchflusskanal auf den Diahalter und das Bild mit einem Fluoreszenzmikroskop, das mit TIRF-Bildgebung ausgestattet ist, mit einem 60-fachen Öl-Immersion-Objektiv und einer 1,5-fachen Lupe. Scannen Sie den Durchflusskanal mit einer 60-fachen oder 90-fachen Vergrößerung, indem Sie den Cy3-Kanal überwachen (siehe Abbildung 4).
6. Transmissionselektronenmikroskopie (TEM)
- Wiegen Sie 0,5 g Uranylacetat in 50 ml destilliertem Wasser, um eine 1% wässrige Uranylacetat-Färbung summieren. Filtern Sie die 1% wässrige Uranlacetat-Färbungslösung mit einem 0,2 m-Filter, der an einer Spritze befestigt ist.
HINWEIS: Alternativ könnten 2% wässriges Uranylacetat bei einem kommerziellen Hersteller erworben werden. - Kaufen Sie handelsübliche Formvar-Unterstützungsschicht beschichtete Kupfergitter mit 300-Maschen-Größe.
HINWEIS: Es ist wichtig zu beachten, dass die Formvar-Stützschicht durch Lösungsmittel wie DMSO über 2 min gelöst werden könnte. Für eine längere Probeninkubation stehen handelsübliche Formwaren mit Siliziummonoxid auf Kupfergittern zur Verfügung, die es ermöglichen, hydrophiler zu sein als kohlenstoffbeschichtete Gitter und können kräftigen Probenbedingungen und Elektronenstrahl standhalten, wie in Abbildung 5Cdargestellt. - Pipette 4 l Der Probe auf das Gitter für 15 s. Verwenden Sie ein Stück Filterpapier, um die Probe abzuleiten, indem Sie das Filterpapier von der Seite mit dem Gitter in Kontakt bringen.
- Fügen Sie sofort 4 l der Fleckenlösung für 5 s ins Gitter.
- Wick aus dem Fleck wie zuvor und halten Sie das Filterpapier gegen das Gitter für 1-u20122 min, um sicherzustellen, dass das Gitter trocken ist. Die Proben sollten in der Regel innerhalb von 1-u20122 h nach der Färbung abgebildet werden. Wenn das Gitter vollständig trocken ist, können die Gitter bis zu 3 Tage vor der Bildgebung in einer TEM-Gitterlagerbox gelagert werden.
- Übertragen Sie das Gitter auf einen TEM-Probenhalter und ein Bild mit einem Transmissionselektronenmikroskop, das mit 80 kV betrieben wird und eine Vergrößerung von 10 K bis 150K hat (siehe Abbildung 5).
7. Unterschiedliche Morphologien für PNA-DNA-Hybriden auf Basis des selektiven Ersatzes mit DNA
- Erhalten Sie DNA-Oligomere spezifizierter Sequenzen (siehe Tabelle 5) von kommerziellen Oligonukleotidherstellern, die im 25 nmol-Skala mit Standardentaltisierung synthetisiert werden. Setzen Sie diese DNA-Sequenzen mit RNase-freiem entionisiertem Wasser bei 20 M Lagerkonzentrationen aus.
- Für zusammenhängende Strängeersatzteile mit DNA können sequenzen D3, D5 und D9 die Stränge p3, p5 und p9 ersetzen. Ebenso können die Sequenzen D1, D4 und D7 bei Crossover-PNA-Strangersatz durch DNA die Stränge p1, p4 und p7 ersetzen.
- Aliquot 1 l aus den 20-M-Unterbeständen für jeden PNA- oder DNA-Oligomer und fügen Sie es wie in Schritt 2.7 zu einem 200-L-PCR-Rohr hinzu. Fügen Sie 30 l wasserfreies DMSO und 1 l RNase-freies entionisiertes Wasser hinzu, um das Endvolumen auf 40 l zu erhöhen (siehe Tabelle 6).
- Laden Sie die Nealchargen auf den thermischen Cycler und an neal mit dem in Schritt 4.2 genannten Protokoll.
- Charakterisieren Sie die in Abschnitt 6 genannten PNA-DNA-Hybrid-Nanostrukturen unter Verwendung des TIRF-Protokolls nach den Schritten in Abschnitt 5 oder unter Verwendung des tem-Bildgebungsprotokolls (siehe Abbildung 6).
8. Unterschiedliche Morphologien für DiePNA-Nanofasern in unterschiedlichen SDS-Konzentrationen
- Bereiten Sie einen 20% (wt/v) SDS-Hauptbestand vor, indem Sie 20 mg SDS messen und in 100 l entionisiertem Wasser auflösen.
- Bereiten Sie einen 6% (wt/v) SDS-Unterbestand vor, indem Sie 3 l aus dem 20% SDS-Bestand aliquotieren und das Volumen mit entionisiertem Wasser auf 10 'L erhöhen.
- Anneal die PNA-Oligomere in Endkonzentrationen von 5,25 mM und 17,5 mM SDS wie folgt. Aliquot 1 l aus den 20-M-Unterbeständen für jedes PNA-Oligomer und fügen Sie es wie in Schritt 2.7 zu einem 200-L-PCR-Rohr hinzu. Fügen Sie 30 l wasserfreies DMSO und 1 l 6 % bzw. 20 % SDS hinzu, um das Endvolumen auf 40 l zu erhöhen, um SDS-Endkonzentrationen von 5,25 mM bzw. 17,5 mM zu erreichen (siehe Tabelle 7).
- Laden Sie die Nealchargen mit unterschiedlichen SDS-Konzentrationen auf den thermischen Cycler und an Neal mit dem in Schritt 4.2 genannten Protokoll.
- Charakterisieren Sie die In-PNA-Nanostrukturen in Gegenwart von SDS unter Verwendung des TIRF-Protokolls, die den Schritten in Abschnitt 5 folgen, oder mit dem in Abschnitt 6 erwähnten TEM-Bildgebungsprotokoll (siehe Abbildung 7).
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Representative Results
Die in den obigen Abschnitten besprochenen Protokolle beschreiben die Konstruktion eines angepassten SST-Motivs aus DNA-Nanofasern für die robuste Erzeugung selbstmontierter Nanofaserstrukturen unter Verwendung mehrerer, ausgeprägter PNA-Oligomere. In diesem Abschnitt wird die Interpretation der Daten beschrieben, die aus der erfolgreichen Wiedererstellung der beschriebenen Protokolle gewonnen wurden.
Nach dem in Abschnitt 5 beschriebenen Protokoll für die TIRF-Bildgebung von Proben von PNA-Oligomeren, die in 75% DMSO geglüht sind: H2O (v/v) liefert am ehesten Hinweise auf gut organisierte Architekturen unter mikroskopischen Beobachtungen, wie in Abbildung 4Adargestellt. 75% DMF: H2O (v/v) Lösungsmittelzustand führt zu spikulierenförmigen oder nadelartigen Nanostrukturen (Abbildung 4B) und unserer Erfahrung nach zeigt der Zustand 40% 1,4 Dioxan:H2O (v/v) eine spärliche Dekoration fadenförmiger Nanostrukturen, wenn man ihn mit TIRF-Mikroskopie betrachtet (Abbildung 4C). Darüber hinaus zeigen die Proben von In-PNA-Nanoröhren, die in 75% DMSO gebildet wurden:H2O (v/v) zeigen die Bündelung von Nanofasern bei hoher Vergrößerung oder nanoskopischen Auflösungen während der TEM-Bildgebung nach den in Abschnitt 6 (Abbildung 5)genannten Schritten. Quantitative Analysen der Breite der Nanostrukturen zeigten eine Mittlere Breite von 16,3 nm mit Höchstwerten jenseits von 80 nm15.
Für die Entwicklung eines Schemas zur Erzeugung von "PNA-DNA-Hybrid-Nanostrukturen" in organischen Lösungsmittelmischungen, um eine weitere Funktionalisierung mittels DNA zu ermöglichen, ist es wichtig, die oligomere Position im SST-Motiv zu berücksichtigen, die durch isosequenzive DNA-Oligomere ersetzt wird. Die in Abschnitt 7 genannten Anpassungsschritte für den Fall des hier beschriebenen Nanoröhrchenkonstrukts bilden isosequential DNA-Oligomere, die die angrenzenden PNA-Oligomere ersetzen, gerade fadenförmige Strukturen, während der Ersatz der Crossover-PNA-Oligomere stellate Strukturen bildet, wenn sie mit TIRF- und TEM-Bildgebung betrachtet werden (Abbildung 6). Quantitative Analysen der Breite der Nanostrukturen, die durch zusammenhängende DNA-Oligomere ersetzt wurden, zeigten mittlere Breiten um 19 nm15.
Schließlich übernehmen die Nanofasern nach der Anpassung der Schritte aus Abschnitt 8 dünnere Morphologien, die mit einer reduzierten Bündelung in Gegenwart von SDS-Konzentrationen unterhalb ihrer kritischen Micelle-Konzentrationen (CMC, 8,2 mM) in Einklang stehen. PNA-Nanofasern verwenden auch hoch vernetzte Morphologien mit hohen SDS-Konzentrationen im Vergleich zu ihrem CMC, wenn sie mit TIRF-Bildgebung betrachtet werden (Abbildung 7). Die TEM-Bildgebung von in Gegenwart von SDS selbst zusammengesetzten PNA-Oligomeren zeigt, dass die 5,25 mM SDS-Bedingung die wesentlichsten Reduktionen der strukturellen Bündelung mit Breiten im Bereich von 8 bis 201212 nm anzeigt , wie inAbbildung 7Cdargestellt ).
Abbildung 1: Peptid-Nukleinsäure-Oligomere als Bausteine für komplexe Nanostrukturen.
(A) Chemische Strukturen von DNA (PNA), PNA- und MP-haltigen PNA-Einheiten. (Abbildung wurde mit Genehmigung von Ref21nachgedruckt.) (B) PNA-PNA-Helices sind weniger verdreht als DNA-DNA-Helices und haben 18 Basen pro Zug statt 10,5. (C) Dieses dreihelixische Struktur-Einzelstrand-Fliesen (SST) Motiv besteht aus 9 unterschiedlichen 12-Basis-langen PNA-Oligomeren, die jeweils zwei Sechs-Basis-Domänen haben. (D) Innerhalb der Struktur gibt es zwei Arten von Oligomeren: "zusammenhängende" Stränge, die auf einer einzigen Helix existieren, und helix-spannende "Crossover"-Stränge. (E) Dieses 18-Basis-lange Strukturmotiv kann zu Mikron-Filamenten polymerisieren. Die Panels B, C und E wurden mit Genehmigung von Ref15geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Repräsentative Schmelzkurven ausgewählter PNA-Oligomere unter verschiedenen Lösungsmittelbedingungen.
2-Oligomer (p4, p5) Teilmenge, die 6-Basis-Domänen zeigt, kann mit angemessener thermischer Stabilität (schwarze Kurve) in 1x PBS binden. 3- Oligomer (p4, p5, p6) zeigt eine erhöhte thermische Stabilität aufgrund der Kooperativeität in 1x PBS (blaue Kurve) und zeigt wenig bis gar keine Instabilität in Bezug auf Tm, wenn Lösungsmittel in organische Lösungsmittel wie DMF (rote gepunktete Kurve) geändert werden. Abbildung wurde mit Genehmigung von Ref15geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Flussdiagramm für Fluidflusskanal für die TIRF-Probebildgebung.
Ein Schritt-für-Schritt-Workflow, der die Schritte an der Probenvorbereitung für die TIRF-Bildgebung von PNA-Nanofasern nach der Durchflusskanalmontage anzeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: TIRF-Mikroskopie-Bildgebung von Nanofaser-Nanofasern, die sich unter verschiedenen Lösungsmittelbedingungen selbst zusammengebaut haben.
PNA-Nanofasern visualisiert mit TIRF-Mikroskopie (5 m Skala bar) während der Überwachung des Cy3-Kanals, wenn die Oligomere von PNA in (A) 75% DMSO: Wasser (v/v), (B) 75% DMF: Wasser (v/v) und (C) 40% Dioxan: Wasser (v/v) Lösungsmittelbedingungen selbst zusammengesetzt werden. (D) Wenn sich die in 75% DMSO selbst zusammengesetzten PNA-Nanofasern: Wasser (v/v), das an den Durchflusskanal gebunden ist, mit 1mM Trolox in Wasser gewaschen wird, bilden sich zweiphasige Mikroblasen von DMSO-Wasser mit Nanostrukturen, die entlang der Schnittstelle der Mikroblase ausgerichtet sind. Abbildung wurde mit Genehmigung von Ref15geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: TEM-Bildgebung von Nanofasern von PNA, die selbst in 75% DMSO zusammengesetzt sind: Wasser. (v/v) verwendung formvar stütz layer copper 300 mesh grids.
(A) TEM-Bilder von Nanofasern von PNA unter geringer Vergrößerung (15x) visualisiert. (B) TEM-Bilder von "PNA-Nanofasern", die unter hoher Vergrößerung (150x) visualisiert werden, zeigen die Bündelung von Nanoröhren entlang der Breite bei nanoskopischen Auflösungen. (C) TEM-Bilder von "PNA-Nanofasern", die unter geringer Vergrößerung (10x) mit einer Formvar-Silizium-Monoxid-Stützschicht auf einem Kupfergitter visualisiert werden, ermöglichen die Bildgebung unter kräftigen Probenbedingungen. Abbildung wurde mit Genehmigung von Ref15geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: Unterschiedliche Morphologien für PNA-DNA-Hybriden auf der Grundlage des selektiven Ersatzes mit DNA.
(A) TIRF (5 'm scale bar) und (C) TEM-Bilder (60x Vergrößerung) der Selbstmontage von PNA-DNA-Hybriden beim Ersetzen zusammenhängender ,PNA-Oligomere (p3, p5, p9) durch isosequenzisequentiale DNA-Oligomere (D3, D5 D9) zeigen Nanoröhren, die eine gerade Filamentmorphologie verwenden. (B) TIRF (5 'm scale bar) und (D) TEM-Bilder (25x Vergrößerung) der Selbstmontage von PNA-DNA-Hybriden beim Ersetzen von Crossover-PNA-Oligomeren (p1, p4, p7) durch isosequenzisequentiale DNA-Oligomere (D1, D4 D7) zeigen Nanofasern, die eine stellate Morphologie annehmen. Abbildung wurde mit Genehmigung von Ref15geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 7: Unterschiedliche Morphologien für DiePNA-Nanofasern in unterschiedlichen SDS-Konzentrationen.
TIRF-Bilder (5 m Skala bar) der Selbstmontage von PNA-Nanofasern in Gegenwart von SDS in Konzentrationen von (A) 5,25 mM und (B) 17,5 mM. Die Selbstmontage in Gegenwart von SDS-Konzentrationen kleiner als die CMC (8,2 mM) zeigt dünnere Morphologien aus TIRF-Bildern basierend auf der Fluoreszenzintensität. (C) Dies wird durch TEM-Bilder (100-fache Vergrößerung) des Systems bestätigt, bei denen die Mittlere Breite für Nanofasern im Bereich von 8-u201212 nm liegt. Bei Konzentrationen, die deutlich über dem CMC liegen, scheinen die "PNA-Nanoröhren" durch hochvernetzte Nanoröhrenstrukturen Baugruppen höherer Ordnung zu bilden. Abbildung wurde mit Genehmigung von Ref15geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| MATLAB-Skriptzeichenfolgenausgabe "thisSeq" | Penalty Score "thisScore" | ||
| 'acttcgctaaaa cgaagtgaggaa cagtatttcctc aacgagaacacc ctcgttgcccgc ttttaggcgggc ggattgatactg caatcccatagc ggtgttgctatg ' | 0.08 | ||
| 'ccctcccgaccg ggagggttcagg cacttgcctgaa tggcgttgctat acgccattccaa cggtcgttggaa gagatacaagtg tatctcatttac atagcagtaaat ' | 0.0544 | ||
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| 'cgggagaaccac ctcccgtttagg cttgaccctaaa gcttacactcgc gtaagccgatga gtggtttcatcg gcaatagtcaag tattgccctgct gcgagtagcagg ' | 0.0656 | ||
| 'aatgagccgtgc ctcattttatct tagggcagataa ctttcgccacaa cgaaagcagtcc gcacggggactg caatacgcccta gtattggaggaa ttgtggttcctc ' | 0.0592 | ||
| 'gatggaagcccc tccatcgcctgt ccagagacaggc aagtcaagtagg tgacttttattg ggggctcaataa gcaacgctctgg cgttgctcggtg cctactcaccga ' | 0.0688 | ||
| 'tagccccccagt gggctatctcgt ttcaggacgaga cttgcggtgtcg cgcaagagtatt actgggaatact gatttacctgaa taaatcaaaggc cgacacgccttt ' | 0.0656 | ||
| 'taggcaacagac tgcctaccactc tttggagagtgg tagcccctgcgg gggctattcatc gtctgtgatgaa ttcccgtccaaa cgggaaacctta ccgcagtaaggt ' | 0.0736 | ||
| 'aatgtctctatc cacattcccttc cgccaagaaggg gtgctgttatgc cagcacgactaa gatagattagtc cctcggttggcg ccgaggtcaaac gcataagtttga ' | 0.0768 | ||
| 'ttggcgttatcc cgccaaatgctt ggacgaaagcat accgagtgaaca ctcggtggtc ggataagacccc tctacatcgtcc tgtagagtgccc tgttcagggcac ' | 0.0576 | ||
| 'ctgtaaggtctc ttacaggtgctt cacgcaaagcac ttcgggatggag cccgaacaatct gagaccagattg gcggactgcgtg gtccgcctattt ctccataaatag ' | 0.072 | ||
| 'actccaatctat tggagttttgtt ctacccaacaaa cgctcaagtaat tgagcgaacggc atagatgccgtt ctgcgggggtag ccgcaggtcttc attactgaagac ' | 0.064 | ||
| 'ggttgttccacg acaacctgaagc ttatgtgcttca ttgccccgagcg gggcaatctttc cgtggagaaaga ctactgacataa cagtagacgatg cgctcgcatcgt ' | 0.0688 | ||
| 'gatttgctgtct caaatcccttct agcgttagaagg cataaaacccag tttatgcctcac agacaggtgagg ctacggaacgct ccgtagtcgtcc ctgggtggacga ' | 0.0688 | ||
| 'gaaggtctaatg accttcatcctg gcagttcaggat ttggtagcggag taccaaaaatcg cattagcgattt acgacaaactgc tgtcgtaagtgg ctccgcccactt ' | 0.0576 | ||
| 'tgtagttggtct actacacccttg ggacatcaaggg ttcggcaggcgg gccgaacgctaa agaccattagcg acgagtatgtcc actcgtattttg ccgcctcaaaat ' | 0.0624 | ||
| 'tggaaccttgta gttccattcgca atcacctgcgaa ccacacttactg gtgtggtcggct tacaagagccga ggcgttggtgat aacgccctatct cagtaaagatag ' | 0.0656 | ||
| 'agaggtcgtatt acctctgtgagt cggtttactcac actttccagcaa gaaagtccatcc aatacgggatgg tagcccaaaccg gggctaaggcga ttgctgtcgcct ' | 0.0688 | ||
| 'cggcaaactatg ttgccgatttct acttacagaaat cgtgtcctaaag gacacgggatgg catagtccatcc tgaggcgtaagt gcctcacagcga ctttagtcgctg ' | 0.0704 | ||
Tabelle 1: 20 Beispielalgorithmische Ergebnisse für eine mögliche Optimierung des Sequenzdesigns. 20 Beispielalgorithmische Ergebnisse mit Sequenzausgängen in Spalte 1 und der entsprechenden Punktzahl in Spalte 2. Wiederholte Iterationen des Skripts werden durchgeführt, um die minimalste Punktzahl zu erhalten.
| •PNA-Sequenz-ID | Sequenz | Domain 1 Ergänzung | Domain 2 Ergänzung |
| p1 | N-AATAGCGTTCAC-C | p2-Domäne 1 | p6-Biotin Domäne 1 |
| p2 | N-GCTATTGAGTAA-C | p1 Domäne 1 | p3 Domäne 2 |
| p3 | N-GACATCTTACTC-C | p7-Domäne 2 | p2-Domäne 2 |
| p4 | N-CTGGCGTGCGGA-C | p5 Domäne 1 | p9 Domäne 1 |
| p5 | N-CGCCAGCCCTCG-C | p4 Domäne 1 | p6-Biotin Domäne 2 |
| p6-Biotin | N-Biotin-GTGAACCGAGGG-C | p1 Domäne 2 | p5 Domäne 2 |
| p7 | N-AGTTTTGATGTC-C | p8-Cy3 Domäne 1 | p3 Domäne 1 |
| p8-Cy3 | N-Cy3-AAAACTACAGAA-C | p7-Domäne 1 | p9 Domäne 2 |
| p9 | N-TCCGCATTCTGT-C | p4 Domäne 2 | p8-Cy3 Domäne 2 |
Tabelle 2: Ergebnisse des Sequenzdesigns für Nanofasern. Einzelne Oligomersequenzen wurden wie in dieser Tabelle angegeben erzeugt. Unterstrichene Basen zeigen die Gamma-Positionsänderungen mit Mini-PEG an. Die Tabelle wurde mit Genehmigung von Ref15geändert.
| Temperaturbereich | Rampenrate |
| 90 °C | Halten Sie für 3 Minuten |
| 90-80 °C | 0,1°C/Minute |
| 80-70 °C | 0,1°C/Minute |
| 70-60 °C | 0,1°C/3 Minuten |
| 60-50 °C | 0,1°C/3 Minuten |
| 50-40 °C | 0,1°C/3 Minuten |
| 40-30 °C | 0,1°C/Minute |
| 30-20 °C | 0,1°C/Minute |
| 4 °C | Halten Sie unbestimmt |
Tabelle 3: Neal Rampenprotokoll für Thermische reine Radfahrer. Die Tabelle wurde mit Genehmigung von Ref15geändert.
| Lagerkonzentration | 75% DMSO: Wasser (v/v) Annealprobe | 75% DMF: Wasser (v/v) Nealprobe | 40% Dioxan: Wasser (v/v) Annealprobe | Endgültige Konzentration | |
| PNA-Oligomer (x9) | 20 m | 9 l (1 l x 9) | 9 l (1 l x 9) | 9 l (1 l x 9) | 500 nM |
| Dmso | - | 30 l | - | - | 75 % (v/v) |
| Dmf | - | - | 30 l | - | 75 % (v/v) |
| 1,4-Dioxan | - | - | - | 16 l | 40 % (v/v) |
| deionisiertes Wasser | - | 1 L | 1 L | 15 l | 25 oder 60% (v/v) |
| Gesamtvolumen | - | 40 l | 40 l | 40 l | - |
Tabelle 4: Protokoll zur Herstellung von Annealchargen von PNA-Oligomer unter verschiedenen Lösungsmittelbedingungen.
| DNA-Sequenz-ID | Sequenz |
| D1 | 5'-AATAGCGTTCAC-3' |
| D3 | 5'-GACATCTTACTC-3' |
| D4 | 5'-CTGGCGTGCGGA-3' |
| D5 | 5'-CGCCAGCCCTCG-3' |
| D7 | 5'-AGTTTTGATGTC-3' |
| D9 | 5'-TCCGCATTCTGT-3' |
Tabelle 5: Isosequential DNA-Sequenzen als Ersatzoligomere zu PNA. Die Tabelle wurde mit Genehmigung von Ref15geändert.
| Lagerkonzentration | DNA Zusammenhängende Strangersatzstoffe | DNA Crossover Strang Ersatz | Endgültige Konzentration | |
| PNA-Oligomer (x6) | 20 m | 6 l (1 l x 6) | 6 l (1 l x 6) | 500 nM |
| DNA-Oligomer (x3) | 20 m | 3 l (1 l x 3) | 3 l (1 l x 3) | 500 nM |
| Dmso | - | 30 l | 30 l | 75 % (v/v) |
| deionisiertes Wasser | - | 1 L | 1 L | 25 % (v/v) |
| Gesamtvolumen | - | 40 l | 40 l | - |
Tabelle 6: Protokoll zur Herstellung von Annealchargen von PNA-DNA-Hybrid-Nanostrukturen in 75% DMSO: H2O (v/v) durch Ersatz von zusammenhängenden oder Crossover-PNA-Oligomeren durch isosequenzive DNA-Oligomere.
| Lagerkonzentration | SDS-Konzentrationen unter CMC | SDS-Konzentrationen über CMC | Endgültige Konzentration | |
| PNA-Oligomer (x9) | 20 m | 9 l (1 l x 9) | 9 l (1 l x 9) | 500 nM |
| 6% SDS | 6% (wt/v) | 1 L | - | 5,25 mM |
| 20% SDS | 20% (wt/v) | - | 1 L | 17,5 mM |
| Dmso | - | 30 l | 30 l | 75 % (v/v) |
| deionisiertes Wasser | - | - | - | 25 % (v/v) |
| Gesamtvolumen | - | 40 l | 40 l | - |
Tabelle 7: Protokoll zur Herstellung von Annealchargen von PNA-Nanostrukturen in 75% DMSO: H2O (v/v) in Gegenwart von SDS-Konzentrationen unterhalb und oberhalb von CMC.
Ergänzende Abbildung 1: Programmierskript PNA3nanofiber.m zum Entwerfen von Oligomersequenzen. Bitte klicken Sie hier, um diese Abbildung herunterzuladen.
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Discussion
Dieser Artikel konzentriert sich auf die Anpassung und Verbesserung bestehender Nukleinsäure-Nanotechnologieprotokolle an organische Lösungsmittelgemische. Die hier beschriebenen Methoden konzentrieren sich auf Modifikationen und Fehlerbehebung innerhalb eines definierten experimentellen Raumes ausgewählter polarer aprotischer organischer Lösungsmittel. Es gibt noch unerforschtes Potenzial für andere etablierte Nukleinsäure-Nanotechnologie-Protokolle, die in diesem Raum angepasst werden. Dies könnte potenzielle Anwendungen durch die Integration in andere Bereiche wie Polymer- und Peptidsynthese verbessern, die typischerweise in ähnlichen organischen Lösungsmitteln25,26durchgeführt werden. Darüber hinaus konzentrieren wir uns hier auf kritische Schritte, die beim Üben der oben genannten Protokolle zu beachten sind.
Bei der Vorbereitung der Probe zur Selbstmontage ist es wichtig, die Volumenprozentsätze des Wassers bei 25 % (v/v) für DMSO- und DMF-Bedingungen zu halten. Dementsprechend ist es wichtig zu erkennen, dass das organische Lösungsmittel, das zur Selbstmontage verwendet wird, auch aus wasserfreien Beständen stammen sollte. Die Nanofaserstrukturen sind hydrophob und in erhöhtem Wassergehalt aggregiert.
Im Gegensatz zu Gerüst-DNA-Origami-Ansätzen, die Strukturen diskreter Längen erzeugen können, ergibt das aktuelle SST-Motivdesign für "PNA-Nanofasern" und andere zuvor etablierte DNA-SST-Nanoröhren keine Strukturen diskreter Längen. Nanoröhren polymerisieren und erreichen eine Reihe von Multi-Mikron-Längen (bis zu 11 m). Aus dem gleichen Grund kann der mit der Strukturbildung verbundene Ertrag nicht quantifiziert werden.
Aufgrund des ungeladenen Peptid-Rückgrats von PNA gibt es jedoch keine Abhängigkeiten vom Gegenionensaldo in Bezug auf die Strukturbildung. Bildgebende Puffer müssen daher keine Kationen wie Mg2+ enthalten, die typischerweise für die Stabilisierung von Nanostrukturen aus natürlich vorkommenden Nukleinsäuren erforderlich sind.
Schließlich sind die "PNA-Nanostrukturbündelung und -aggregation unter unterschiedlichen Lösungsmittelbedingungen auch von den einzelnen Oligomerkonzentrationen abhängig, die bei der Selbstmontage eingeführt werden. Konzentrationen von 1 M und höher bei einzelnen Oligomeren erhöhen die Neigung zur Bündelung und Aggregation und beeinflussen die klare Bildgebung von Nanostrukturen entweder während der TIRF- oder TEM-Bildgebung.
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Disclosures
Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde teilweise durch das Stipendium der National Science Foundation 1739308, das NSF CAREER-Stipendium 1944130 und das Air Force Office of Science Research Grant-Nummer FA9550-18-1-0199 unterstützt. "PNA-Sequenzen waren ein großzügiges Geschenk von Dr. Tumul Srivastava von Trucode Gene Repair, Inc. Wir danken Dr. Erik Winfree und Dr. Rizal Hariadi für ihre hilfreichen Gespräche zum DNA Design Toolbox MATLAB Code. Wir danken auch Joseph Suhan, Mara Sullivan und dem Center for Biological Imaging für ihre Unterstützung bei der Erfassung von TEM-Daten.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| γPNA strands/oligomers | Trucode Gene Repair Inc. | Section 2.1 | |
| UV-Vis Spectrophotometer | Agilent | Varian Cary 300 | Section 3.1.2 |
| Quartz cuvettes | Starna | 29-Q-10 | Section 3.1.1 |
| Thermal cycler | Bio Rad | C1000 touch | Section 4.1 |
| 0.2 mL PCR tubes | VWR | 53509-304 | Section 4.5 |
| Anhydrous DMF | VWR | EM-DX1727-6 | Section 4.6 |
| Anhydrous DMSO | VWR | EM-MX1457-6 | Section 4.6 |
| Anhydrous 1,4-Dioxane | Fisher Scientific | AC615121000 | Section 4.6 |
| 10X Phosphate Buffered Saline (PBS) | VWR | 75800-994 | Section 3.1.1 |
| Microscope slides | VWR | 89085-399 | Section 5.2 |
| Glass cover slips | VWR | 48382-126 | Section 5.2 |
| 2% Collodion in Amyl Acetate | Sigma-Aldrich | 9817 | Section 5.2 |
| Isoamyl Acetate | VWR | 200001-180 | Section 5.2 |
| Biotinylated Bovine Serum Albumin (Biotin-BSA) | Sigma-Aldrich | A8549 | Section 5.3 |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A2153 | Section 5.4 |
| Streptavidin | Sigma-Aldrich | 189730 | Section 5.5 |
| Trolox | Sigma-Aldrich | 238813 | Section 5.7 |
| Total Internal Reflection Fluorescence microscope | Nikon | Nikon Ti2-E | Section 5.8 |
| Transmission Electron Microscope | Joel | JEM 1011 | Section 6.6 |
| Tweezers | Dumont | 0203-N5AC-PO | Section 6.3 |
| Uranyl Acetate | Electron Microscopy Sciences | 22400 | Section 6.1 |
| Formvar, 300 mesh, Copper grids | Ted Pella Inc. | 1701-F | Section 6.2 |
| Formvar-Silicon monoxide Type A, 300 mesh, Copper grids | Ted Pella Inc. | 1829 | Section 6.2 |
| DNA oligomers/strands | IDT | Section 7.1 | |
| Sodium Dodecyl Sulphate (SDS) | VWR | 97064-860 | Section 8.1 |
References
- Fu, T. J., Seeman, N. C. DNA double-crossover molecules. Biochemistry. 32 (13), 3211-3220 (1993).
- Winfree, E., Liu, F., Wenzler, L. A., Seeman, N. C. Design and self-assembly of two-dimensional DNA crystals. Nature. 394 (6693), 539-544 (1998).
- Shih, W., Quispe, J., Joyce, G. A 1.7-kilobase single-stranded DNA that folds into a nanoscale octahedron. Nature. 427 (6975), 618-621 (2004).
- Rothemund, P. W. K. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns. Nature. 440 (7082), 297-302 (2006).
- He, Y., et al. Hierarchical self-assembly of DNA into symmetric supramolecular polyhedra. Nature. 452 (7184), 198-201 (2008).
- Douglas, S. M., Dietz, H., Liedl, T., Högberg, B., Graf, F., Shih, W. M. Self-assembly of DNA into nanoscale three-dimensional shapes. Nature. 459 (7245), 414-418 (2009).
- Andersen, E. S., et al. Self-assembly of a nanoscale DNA box with a controllable lid. Nature. 459 (7243), 73-76 (2009).
- Dietz, H., Douglas, S. M., Shih, W. M. Folding DNA into twisted and curved nanoscale shapes. Science. 325 (5941), 725-730 (2009).
- Han, D., et al. DNA origami with complex curvatures in three-dimensional space. Science. 332 (6024), 342-346 (2011).
- Liu, Y., Kumar, S., Taylor, R. E. Mix-and-match nanobiosensor design: Logical and spa421 tial programming of biosensors using self-assembled DNA nanostructures. WIREs Nanomedicne Nanobiotechnology. 10, 1518 (2018).
- Chworos, A., et al. Building programmable jigsaw puzzles with RNA. Science. 306 (5704), 2068-2072 (2004).
- Delebecque, C. J., Lindner, A. B., Silver, P. A., Aldaye, F. A. Organization of intracellular reactions with rationally designed RNA assemblies. Science. 333 (6041), 470-474 (2011).
- Wang, X., Lim, H. J., Son, A. Characterization of denaturation and renaturation of DNA for DNA hybridization. Environmental health and toxicology. 29, 2014007 (2014).
- Bonner, G., Klibanov, A. M. Structural stability of DNA in nonaqueous solvents. Biotechnology and Bioengineering. 68, 339 (2000).
- Kumar, S., Pearse, A., Liu, Y., Taylor, R. E. Modular self-assembly of gamma-modified peptide nucleic acids in organic solvent mixtures. Nature Communications. 11 (1), 1-10 (2020).
- Barluenga, S., Winssinger, N. PNA as a biosupramolecular tag for programmable assemblies and reactions. Accounts of chemical research. 48, 1319-1331 (2015).
- Berger, O., Gazit, E. Molecular self-assembly using peptide nucleic acids. Peptide Science. 108, 22930 (2017).
- Rothemund, P. W., et al. Design and characterization of programmable DNA nanotubes. Journal of American Chemical Society. 126, 16344-16352 (2004).
- Yin, P., et al. Programming DNA tube circumferences. Science. 321, 824-826 (2008).
- Yang, Y., et al. Self-assembly of DNA rings from scaffold-free DNA tiles. Nano Letters. 13, 1862-1866 (2013).
- Sahu, B., et al. Synthesis and characterization of conformationally preorganized, (R)-diethylene glycol-containing -peptide nucleic acids with superior hybridization properties and water solubility. Journal of Organic Chemisty. 76, 5614-5627 (2011).
- DNA Sequence Design Tools. , Available from: http://www.dna.caltech.edu/DNA_Sequence_Design_Tools/ (2020).
- Dirks, R. M., Lin, M., Winfree, E., Pierce, N. A. Paradigms for computational nucleic acid design. Nucleic Acids Research. 32 (4), 1392-1403 (2004).
- Sen, A., Nielsen, P. E. On the stability of peptide nucleic acid duplexes in the presence of organic solvents. Nucleic Acids Research. 35, 3367-3374 (2007).
- Yang, Z., Williams, D., Russell, A. J. Synthesis of protein-containing polymers in organic solvents. Biotechnology and Bioengineering. 45, 10-17 (1995).
- Coin, I., Beyermann, M., Bienert, M. Solid-phase peptide synthesis: from standard procedures to the synthesis of difficult sequences. Nature Protocols. 2, 3247 (2007).
