Summary
Die vorliegende Arbeit beschreibt ein experimentelles Protokoll des transösophagealen Vorhofburst-Pacings zur effizienten Induktion von Vorhofflimmern (AF) bei Ratten. Das Protokoll kann bei Ratten mit gesunden oder umgebauten Herzen angewendet werden, was das Studium der AF-Pathophysiologie, die Identifizierung neuer therapeutischer Ziele und die Bewertung neuer therapeutischer Strategien ermöglicht.
Abstract
Tierstudien haben wichtige Erkenntnisse über unser Verständnis der Pathophysiologie und des therapeutischen Managements von Vorhofflimmern (AF) gewonnen. Der Wiedereintritt, einer der Hauptmechanismen der AF-Pathogenese, erfordert eine bestimmte Masse an Myokardgewebe, um auftreten zu können. Aufgrund der geringen Größe der Vorhöfe gelten Nagetiere seit langem als "resistent" gegen Vorhofflimmern. Obwohl gezeigt wurde, dass spontanes Vorhofflimmern bei Ratten auftritt, ist eine langfristige Nachbeobachtung (bis zu 50 Wochen) erforderlich, damit die Arrhythmie in diesen Modellen auftreten kann. Die vorliegende Arbeit beschreibt ein experimentelles Protokoll des transösophagealen atrialen Burst-Pacings für eine schnelle und effiziente Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten. Das Protokoll kann erfolgreich bei Ratten mit gesunden oder umgebauten Herzen in Gegenwart einer Vielzahl von Risikofaktoren angewendet werden, was die Untersuchung der AF-Pathophysiologie, die Identifizierung neuer therapeutischer Ziele und die Bewertung neuartiger prophylaktischer und / oder therapeutischer Strategien ermöglicht.
Introduction
Vorhofflimmern (AF) ist die häufigste anhaltende Herzrhythmusstörung, die in der klinischen Praxis auftritt, und ihre Inzidenz und Prävalenz nehmen weltweit dramatisch zu1. Diese Arrhythmie betrifft bis zu 4% der Weltbevölkerung nach neueren Studien2. Angesichts der Tatsache, dass paroxysmaler Vorhofflimmern asymptomatisch sein kann und daher der Erkennung entgehen kann, ist die tatsächliche Prävalenz von Vorhofflimmern wahrscheinlich viel höher als in der Literatur dargestellt.
Die Pathophysiologie von AF wurde intensiv untersucht. Dennoch bleiben die zugrunde liegenden Mechanismen dieser komplexen Arrhythmie unvollständig aufgeklärt und dies spiegelt sich in den begrenzten therapeutischen Möglichkeiten wider, mit fragwürdiger Wirksamkeit. Tierversuche haben wichtige Erkenntnisse über unser Verständnis der AF-Pathophysiologie und des therapeutischen Managements gewonnen. Der Wiedereintritt, einer der Hauptmechanismen der AF-Pathogenese3, erfordert eine bestimmte Masse an Myokardgewebe, um auftreten zu können. Daher wurden große Tiere in AF-Studien im Allgemeinen bevorzugt, während Nagetiere aufgrund der geringen Größe ihrer Vorhöfe lange Zeit als "resistent" gegen Vorhofflimmern galten. Der Einsatz von Großtieren wird jedoch vor allem durch Schwierigkeiten beim Umgang behindert. Obwohl gezeigt wurde, dass spontanes Vorhofflimmern bei Rattenauftritt 4, ist eine langfristige Nachbeobachtung (bis zu 50 Wochen) erforderlich, damit die Arrhythmie in diesen Modellenauftreten kann 5. Es wurden auch Modelle entwickelt, die ein schnelles Auftreten von Vorhofflimmern bei kleinen Nagetieren gewährleisten. Meistens verwenden diese Modelle eine akute elektrische Stimulation, oft in Gegenwart anderer günstiger Bedingungen, wie begleitender parasympathischer Stimulation oder Asphyxie, um AF 6,7 künstlich zu induzieren. Obwohl solche Modelle effizient sind, erlauben sie weder die Bewertung kritischer AF-bezogener Merkmale, wie z. B. des progressiven elektrischen, strukturellen, autonomen oder molekularen Umbaus der Vorhöfe, noch die Auswirkungen herkömmlicher oder nichtkonventioneller Antiarrhythmika auf das Vorhofsubstrat oder auf das Risiko einer ventrikulären Proarrhythmie 8,9.
Die vorliegende Arbeit beschreibt ein experimentelles Protokoll des langfristigen transösophagealen atrialen Burst-Pacings für eine schnelle und effiziente Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten. Das Protokoll eignet sich sowohl für akute als auch für Langzeitstudien und kann erfolgreich bei Ratten mit gesunden oder umgebauten Herzen in Gegenwart einer Vielzahl von Risikofaktoren angewendet werden, was die Untersuchung der AF-Pathophysiologie, die Identifizierung neuer therapeutischer Ziele und die Bewertung neuartiger prophylaktischer und / oder therapeutischer Strategien ermöglicht.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Verfahren mit tierischen Subjekten wurden von der Ethikkommission der Universität für Medizin, Pharmazie, Wissenschaft und Technologie "George Emil Palade" von Târgu Mureș, von der rumänischen nationalen Gesundheitsbehörde für Veterinärwesen und Lebensmittelsicherheit genehmigt und entsprachen den Richtlinien des Internationalen Rates für Labortierwissenschaften (Richtlinie 2010/63/EU).
1. Transösophageales atriales Burst-Pacing-Protokoll
- Randomisieren Sie erwachsene männliche Wistar-Ratten (200-400 g Körpergewicht) in zwei Gruppen: STIM und SHAM.
- Betäuben Sie die Tiere.
- Für die Induktion verwenden Sie 2,5% Isofluran, 4 l/min, 99,5%O2.
- Verwenden Sie zur Erhaltung eine Mischung aus Ketamin / Medetomidin (75,0 / 0,5 mg / kg), die intraperitoneal verabreicht wird.
- Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie den Hornhautreflex (5% ige Glukoselösung) und den nozizeptiven Entzugsreflex (Zehenpinch) testen. Überwachen Sie die Atemfrequenz (ein Rückgang von 50% ist während der Anästhesie akzeptabel; die normale Rate liegt zwischen 70-120 Atemzügen / Minute) und die Körpertemperatur mit einem Rektalthermometer (normale Temperatur liegt zwischen 96,5 - 99,5 ° F oder 35,9 - 37,5 ° C).
HINWEIS: Setzen Sie das Verfahren erst fort, nachdem die Wirksamkeit der Anästhesie bestätigt wurde. Überwachen Sie die Tiefe der Anästhesie regelmäßig während des gesamten Protokolls. Wiederholen Sie bei Bedarf die intraperitoneale Ketamin-/Medetomidin-Injektion. - Tragen Sie eine Augensalbe auf beide Augen auf, um Hornhautschäden zu vermeiden.
- Legen Sie das Tier in Rückenlage und legen Sie es auf ein Heizkissen, um die Körpertemperatur bei ~ 37 ° C zu halten.
- Befestigen Sie die drei Oberflächen-EKG-Elektroden in einer Blei-II-Konfiguration an den Gliedmaßen der Ratte (Abbildung 1A).
- Platzieren Sie die negative Elektrode auf dem rechten Vorderbein.
- Platzieren Sie die positive Elektrode auf dem linken Hinterbein.
- Platzieren Sie die Erdungselektrode auf dem linken Vorderbein.
- Befestigen Sie die Elektroden mit dünnen elastischen Armbandschnüren.
- Schalten Sie die Oberflächen-EKG-Aufzeichnung ein und führen Sie während des gesamten Vorgangs eine kontinuierliche EKG-Aufzeichnung durch (Abbildung 1B) mit einem kommerziellen oder lokal entwickelten Erfassungsprogramm10.
- Verwenden Sie für die elektrische Stimulation einen quadripolaren 5-6 F-Katheter, der mit einem Mikrocontroller-basierten Herzschrittmacher10 verbunden ist.
- Sobald das Tier betäubt ist, führen Sie den Katheter durch die Mundhöhle in die Speiseröhre ein. Messen Sie den Abstand zwischen den oberen Schneidezähnen und dem Herzen (beurteilt durch Palpation), um sich der Tiefe anzunähern, in der der Katheter in die Speiseröhre eingeführt werden sollte.
VORSICHT: Achten Sie darauf, den Katheter nicht zu zwingen, da die Gefahr einer Perforation der Speiseröhre besteht. - Bestätigen Sie die korrekte Position des Stimulationskatheters auf Höhe der Vorhöfe wie folgt.
- Wenden Sie die elektrische Stimulation mit einer Frequenz von 400 Reizen / Minute an (Reizdauer 6 ms).
- Überprüfen Sie, ob die EKG-Ablaufverfolgung eine konstante Erfassung der Vorhöfe zeigt (d.h. auf jeden elektrischen Reiz folgt ein schmaler QRS-Komplex) (Abbildung 2).
- Bestimmen Sie den diastolischen Schwellenwert, d. h. die niedrigste Spannung, die erforderlich ist, um eine Vorhoferfassung zu erhalten (im Allgemeinen zwischen 10 V und 20 V).
HINWEIS: Führen Sie für die Tiere in der STIM-Gruppe die folgenden Schritte aus. - Sobald die korrekte Position des Katheters bestimmt ist, stellen Sie den Stimulator auf eine Frequenz von 4.000 Reizen/Minute (Reizdauer 6 ms) bei einer Spannung 3 V über der diastolischen Schwelle ein (Abbildung 3).
- Wenden Sie auf jedes Tier 15 aufeinanderfolgende Stimulationszyklen an, jeweils 20 s, mit einem freien Intervall von 5 Minuten zwischen den Zyklen11. Abhängig von den Studienzielen wiederholen Sie das Protokoll für jede Ratte für 10 Tage mit einer Rate von 5 Tagen / Woche zur gleichen Zeit an jedem Tag.
- Überprüfen Sie die Wirksamkeit der Stimulation wie folgt.
- Identifizieren Sie die Sinusknoten-Wiederherstellungszeit (SNRT), die am Ende des schnellen Tempos als Zeitintervall angezeigt wird, das länger ist als die während des Sinusrhythmus aufgezeichnete Zykluslänge (Abbildung 4A) und das Zeitintervall darstellt, das für die Wiederaufnahme des Sinusrhythmus nach Beendigung der Overdrive-Unterdrückung erforderlich ist.
HINWEIS: Die Overdrive-Unterdrückung stellt die Hemmung der Sinusknotenaktivität dar, indem das Herz mit einer höheren Rate als der intrinsische Rhythmus elektrisch stimuliert wird. - Identifizieren Sie das Auftreten der AF-Episode, die hier als das Vorhandensein von drei oder mehr aufeinanderfolgenden unregelmäßigen, supraventrikulären Schlägen (d. h. unregelmäßige ventrikuläre Reaktion mit engen QRS-Komplexen) definiert ist, wobei P-Wellen fehlen oder durch kleine, verzerrte "f" -Wellen ersetzt werden (Abbildung 4B).
- Identifizieren Sie die Sinusknoten-Wiederherstellungszeit (SNRT), die am Ende des schnellen Tempos als Zeitintervall angezeigt wird, das länger ist als die während des Sinusrhythmus aufgezeichnete Zykluslänge (Abbildung 4A) und das Zeitintervall darstellt, das für die Wiederaufnahme des Sinusrhythmus nach Beendigung der Overdrive-Unterdrückung erforderlich ist.
- Wenn die AF-Episode nicht spontan endet, wenn der nächste Stimulationszyklus durchgeführt werden soll (d. h. bis zum Ende der fünf freien Minuten zwischen den Zyklen), wenden Sie die nächste Stimulation nicht an.
- Warten Sie weitere 5 Minuten. Wenn die AF-Episode nach diesen 10 Minuten immer noch fortgesetzt wird, beenden Sie das Protokoll für diesen Tag.
HINWEIS: Wenn eine Bewertung des Schweregrads des elektrisch induzierten AF gewünscht wird, kann eine längere EKG-Überwachung durchgeführt werden.
- Warten Sie weitere 5 Minuten. Wenn die AF-Episode nach diesen 10 Minuten immer noch fortgesetzt wird, beenden Sie das Protokoll für diesen Tag.
- Wenn am Ende der Stimulation eine schwere Bradykardie oder Asystole auftritt (d. H. Aufgrund einer elektrischen Stimulation des Vagusnervs), beenden Sie das Protokoll. Wenn sich die elektrische Aktivität nicht schnell wieder normalisiert, führen Sie eine externe Herzmassage durch und verabreichen Sie Atropinsulfat (0,05 mg / kg) intraperitoneal.
- Am Ende des Eingriffs kehren Sie die Anästhesie mit Atipamezol (1 mg / kg) um, das intraperitoneal verabreicht wird. Unterbringen Sie die Ratten einzeln in saubere Käfige mit zusätzlicher Wärme und beobachten Sie regelmäßig, bis sie vollständig geborgen sind. Am Ende des Protokolls ist keine weitere spezifische Tierpflege erforderlich.
- Analysieren Sie die Oberflächen-EKG-Nachzeichnungen und bestimmen Sie Folgendes.
- Die Induktibilität des Vorhofflimmerns, ausgedrückt in Prozent (d. h. [Anzahl der Stimulationszyklen, gefolgt von AF-Episoden / Gesamtzahl der angewendeten Stimulationszyklen] x 100).
- Die Dauer jeder AF-Episode.
- Das Vorhandensein von "persistenten" (d.h. >10 min) AF-Episoden.
HINWEIS: Führen Sie für die Tiere in der HAM-Gruppe die folgenden Schritte aus.
- Führen Sie für die Ratten in der HAM-Gruppe die Schritte 1.1 bis 1.7 wie oben beschrieben aus, ohne elektrische Stimulation anzuwenden.
- Halten Sie den Katheter 80 Minuten lang in Position (d. h. die Zeit, die für die Fertigstellung des Protokolls bei STIM-Ratten erforderlich ist), ohne elektrische Stimulation anzuwenden, während Sie das Oberflächen-EKG kontinuierlich aufzeichnen.
- Am Ende des Eingriffs kehren Sie die Anästhesie mit Atipamezol (1 mg / kg) um. Am Ende des Protokolls ist keine weitere spezifische Tierpflege erforderlich.
- Analysieren Sie die Oberflächen-EKG-Nachzeichnungen und bestimmen Sie die in Schritt 1.16 beschriebenen Parameter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
In einer Proof-of-Concept-Studie wurden 22 erwachsene männliche Wistar-Ratten (200-400 g) nach dem Zufallsprinzip in zwei Gruppen eingeteilt: STIM (n = 15) und SHAM (n = 7). Alle Tiere wurden einzeln in Polycarbonatkäfigen in einem klimatisierten Raum (21-22 °C) untergebracht und hatten während der gesamten Studie freien Zugang zu Wasser und Trockenfutter. Das oben beschriebene transösophageale Stimulationsprotokoll wurde auf alle Tiere für 10 Tage, 5 Tage pro Woche angewendet. Alle Tiere durchliefen das gleiche Protokoll, außer dass die Ratten in der HAM-Gruppe keine aktive elektrische Stimulation erhielten.
Wie erwartet, wurden bei den HAM-Tieren während des gesamten Protokolls keine AF-Episoden induziert. Daher konnten in dieser Gruppe keine anderen Parameter (d. h. die Dauer von AF-Episoden und das Vorhandensein von "persistenten" AF-Episoden) bewertet werden.
Am ersten Tag der Stimulation zeigten 12 (80%) der 15 STIM-Tiere AF-Episoden (relatives Risiko = 3,33, p < 0,001 vs. die HAM-Gruppe unter Verwendung von Fishers exaktem Test). Bei den STIM-Ratten folgten von 164 Stimulationszyklen, die am ersten Tag der Stimulation angewendet wurden, 42 von AF-Episoden (mediane Induktibilität von 20% [Interquartilsbereich von 6,67-72,22] vs. 0% in der HAM-Gruppe) (Abbildung 5).
Während der 10 Tage des Protokolls wurde Vorhofflimmern bei allen Tieren effizient induziert (Abbildung 6). Durchschnittlich 15,6 ± 8,7 Episoden von AF wurden bei den STIM-Tieren während der gesamten Dauer des Protokolls induziert. Von der Gesamtzahl der angewandten Stimulationszyklen folgten 20,05% von AF und 41 (17,30%) Episoden von AF dauerten mehr als 600 s. Die durchschnittliche Dauer von AF-Episoden, die weniger als 600 s dauern, beträgt 40,12 s (Tabelle 1).
Abbildung 1: Oberflächen-EKG-Aufzeichnung . (A) Positionierung der EKG-Elektroden – zwei auf Höhe der Vordergliedmaßen und eine auf der linken Hinterbeinhälfte des Tieres. (B) Oberflächen-EKG-Ablaufverfolgung, die vor der Anwendung der elektrischen Stimulation aufgezeichnet wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: EKG-Ablaufverfolgung, die die Erfassung der Vorhöfe bestätigt. Die EKG-Ablaufverfolgung bestätigt die korrekte Position des Katheters, d.h. nach jedem elektrischen Reiz wird ein enger QRS-Komplex mit einer Frequenz von 400 Reizen/Minute beobachtet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Mikrocontroller-basierte Herzschrittmachereinstellungen. Die Stimulationsparameter werden auf eine Frequenz von 4.000 Reizen/Minute (ppm: Impulse pro Minute), eine Reizdauer von 6 ms (WDTh: Breite) und eine Spannung von 11 V (d. h. 3 V über der diastolischen Schwelle) eingestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: EKG-Tracings, die die Wirksamkeit des Stimulationsprotokolls bestätigen. (A) Die Sinusknoten-Wiederherstellungszeit (SNRT). Beachten Sie, dass das Zeitintervall bei der Beendigung der Stimulation (SNRT) länger ist als die während des Sinusrhythmus aufgezeichnete Zykluslänge (RR-Intervall, d. h. das Intervall zwischen den R-Wellen zweier aufeinanderfolgender QRS-Komplexe, das die Dauer eines Herzzyklus darstellt). (B) Das Auftreten einer Vorhofflimmerepisode nach Abschluss des elektrischen Stimulationszyklus des Vorhofs. Beachten Sie die unregelmäßigen, schmalen QRS-Komplexe, das Fehlen von P-Wellen und die kleinen, verzerrten "f" -Wellen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: Induktibilität von Vorhofflimmern (AF) am ersten Stimulationstag in den Gruppen STIM (n = 15) und SHAM (n = 7). Die Daten werden als Median- und Interquartilsbereich ausgedrückt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 6: Mittlere tägliche Induzierbarkeit von Vorhofflimmern während der 10 Tage des Stimulationsprotokolls bei den STIM-Ratten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| Elektrisch induzierte Vorhofflimmern (n = 237) | Anzahl (%) | Mittlere Dauer (Sekunden) |
| Dauer ≥600 Sekunden | 41 (17.30%) | - |
| Dauer < 600 Sekunden | 196 (82.70%) | 40.12 |
Tabelle 1: Zeitliche Parameter elektrisch induzierter "persistenter" und "nicht persistenter" Vorhofflimmerepisoden in der STIM-Gruppe.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Die vorliegende Arbeit beschreibt ein experimentelles Protokoll des langfristigen transösophagealen atrialen Burst-Pacings für eine schnelle und effiziente Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten, das sowohl für akute als auch für langfristige Vorhofflimmerstudien geeignet ist. Das hierin beschriebene 10-Tage-Stimulationsprotokoll wurde erfolgreich verwendet, um ein "sekundäres spontanes AF-Modell" zu entwickeln (d. h. ein Modell, bei dem sich der AF nach einer Periode der AF-Induktion durch elektrische Stimulation spontan entwickelt)10. Die Dauer des Protokolls kann jedoch je nach dem genauen Zweck der Studie variieren.
Andere Parameter, wie die Größe des Stimulationskatheters, können ebenfalls angepasst werden, abhängig von der Größe der Tiere. Es sollte jedoch darauf geachtet werden, die Verwendung von übermäßig großen Kathetern zu vermeiden, da diese Druck auf die Luftröhre ausüben und die normale Atmung behindern können. Bei Ratten mit 200-400 g verursachen 5-6 F-Katheter einen vernachlässigbaren Druck auf die Luftröhre und ermöglichen die Implementierung des Protokolls ohne endotracheale Intubation.
Ein wichtiger Schritt des Protokolls ist die korrekte Positionierung des Stimulationskatheters in der Speiseröhre auf Höhe der Vorhöfe (Schritt 1.7). Dieser Schritt sollte nur nach sorgfältiger Überprüfung der Tiefe der Anästhesie durchgeführt werden, da das Fehlen einer wirksamen Anästhesie das Risiko eines kardiorespiratorischen Stillstands während der folgenden Schritte des Protokolls erhöht. Die Überwachung der elektrischen Aktivität des Herzens mittels Oberflächen-EKG liefert im Allgemeinen genügend Daten, um zu bestätigen, dass der Katheter korrekt in der Speiseröhre positioniert ist (dh die Stimulation mit einer Frequenz, die höher ist als die intrinsische Herzfrequenz, veranschaulicht das Overdrive-Unterdrückungsphänomen am Sinusknoten und jedem Reiz folgt ein schmaler QRS-Komplex). Die Durchführung von Ösophagus-Elektrokardiogrammaufzeichnungen könnte jedoch verwendet werden, um die korrekte Position des Stimulationskatheters weiter zu bestätigen.
In Anbetracht der normalen Ausgangsherzfrequenz von Wistar-Ratten12 ist es wichtig, die anfängliche Stimulation mit einer Frequenz durchzuführen, die höher ist als die eigene Herzfrequenz der Ratten (d. H. >400 Reize / Minute), um eine konstante Erfassung der Vorhöfe zu gewährleisten (Schritt 1.8). Während dieses Schritts sollte die Stimulationsfrequenz an die Grundherzfrequenz jedes Tieres angepasst werden. Bei Vorhandensein einer korrekten Stimulationsrate kann das Fehlen einer konstanten Vorhoferfassung entweder auf eine falsche Positionierung des Katheters oder auf eine Stimulation bei einer Spannung unterhalb der diastolischen Schwelle zurückzuführen sein (Schritt 1.9). Beide Szenarien können zu ineffizienter Stimulation und Protokollversagen führen. Da Schwankungen der Körpertemperatur Herzrhythmusstörungenfördern können 13, sollte während des gesamten Eingriffs auf die Aufrechterhaltung einer konstanten Körpertemperatur (37 ° C) geachtet werden.
Die hierin beschriebene Technik hat auch eine Reihe von Einschränkungen. Angesichts der anatomischen Nähe des Vagusnervs zur Speiseröhre kann während des Protokolls eine gleichzeitige elektrische Stimulation des Vagusnervs auftreten, was das Risiko eines kardiorespiratorischen Stillstands erhöht. Darüber hinaus sollte man bedenken, dass die parasympathische Stimulation wahrscheinlich auch zum Auftreten von Vorhofflimmern in diesem Modell beiträgt und dass andere Modelle für Studien, die darauf abzielen, das autonome Nervensystem zu bewerten und / oder zu manipulieren, besser geeignet sind.
Tiermodelle spielen nach wie vor eine wichtige Rolle bei der Entschlüsselung der pathophysiologischen Mechanismen, die dem Vorhofflimmern zugrunde liegen, und bei der Verbesserung therapeutischer Strategien. Ein ideales Tier-AF-Modell sollte schnell und einfach nachzubilden sein, reproduzierbar sein und so weit wie möglich die beim Menschen beobachtete Pathologie nachahmen14. Bei Nagetieren bestehen die meisten AF-Modelle in einer akuten AF-Induktion, am häufigsten in Gegenwart anderer günstiger Faktoren, zusätzlich zur elektrischen Stimulation der Vorhöfe 6,15. Solche Modelle können jedoch nicht die Rolle des progressiven Vorhofumbaus in der AF-Pathophysiologie beurteilen, die Langzeitwirkungen verschiedener Antiarrhythmika nicht testen und das ventrikuläre proarrhythmische Risiko im Zusammenhang mit der chronischen antiarrhythmischen Behandlung nicht beurteilen 8,9. In anderen Studien16 wurde ein einziges Stimulationsprotokoll auf chronisch umgestaltete, AF-anfällige Vorhöfe angewendet. Obwohl diese Strategie einige dieser Nachteile überwindet, berücksichtigt sie nicht die Auswirkungen des Vorhofflimmerns an sich auf die vordere proarrhythmische Umgestaltung und auf das zukünftige Auftreten von Vorhofflimmern 8,9. In der Zwischenzeit induziert eine längere (z. B. 10 Tage) Anwendung des oben beschriebenen transösophagealen Vorhofschrittmacherprotokolls einen progressiven vorhofproarrhythmischen Umbau und schafft die für das spontane Auftreten von Vorhofflimmern erforderliche atriale Umgebung, nachdem die Stimulationsprotokolle abgeschlossen sind10.
Das hierin beschriebene experimentelle Modell kann daher nicht nur zur Beurteilung der akuten Vorhofflimmerinduktion, sondern auch zur Erstellung eines Modells des (sekundären) spontanen Vorhofflimmerns effizient eingesetzt werden. Dieses Modell bringt daher eine Reihe von großen Vorteilen mit sich und schafft die Voraussetzungen für ein besseres Verständnis der Mechanismen, die am Auftreten und der Aufrechterhaltung von Vorhofflimmern beteiligt sind, sowie für die Identifizierung und Erprobung neuer therapeutischer Strategien.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium des rumänischen Ministeriums für Bildung und Forschung, CNCS - UEFISCDI, Projektnummer PN-III-P1-1.1-TE-2019-0370, im Rahmen von PNCDI III unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antisedan (Atipamezole Hydrochloride) 5mg / mL, solution for injection | Orion Corporation | 06043/4004 | for Rats use 1 mg / kg |
| Dormitor (Medetomidine Hydrochloride) 1 mg / mL, solution for injection | Orion Corporation | 06043/4003 | for Rats use 0.5 mg / kg |
| E-Z Anesthesia Single Animal System | E-Z Systems Inc | EZ-SA800 | Allows the manipulation of one animal at a time |
| Isoflurane 99.9%, 100 mL | Rompharm Company | N01AB06 | |
| Ketamine 10%, 25 mL | for Rats use 75 mg / kg | ||
| Microcontroller-based cardiac pacemaker for small animals | Developed in our laboratory (See Reference number 10 in the manuscript) | ||
| Surface ECG recording system | Developed in our laboratory (See Reference number 10 in the manuscript) |
References
- Kornej, J., Börschel, C. S., Benjamin, E. J., Schnabel, R. B. Epidemiology of atrial fibrillation in the 21st century: Novel methods and new insights. Circulation Research. 127 (1), 4-20 (2020).
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC). European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).
- Veenhuyzen, G. D., Simpson, C. S., Abdollah, H. Atrial fibrillation. Canadian Medical Association Journal. 171 (7), 755-760 (2004).
- Lau, D. H., et al. Atrial arrhythmia in ageing spontaneously hypertensive rats: unraveling the substrate in hypertension and ageing. PloS One. 8 (8), 72416 (2013).
- Scridon, A., et al. Unprovoked atrial tachyarrhythmias in aging spontaneously hypertensive rats: The role of the autonomic nervous system. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (3), 386-392 (2012).
- Haugan, K., Lam, H. R., Knudsen, C. B., Petersen, J. S. Atrial fibrillation in rats induced by rapid transesophageal atrial pacing during brief episodes of asphyxia: a new in vivo model. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 44 (1), 125-135 (2004).
- Sugiyama, A., Takahara, A., Honsho, S., Nakamura, Y., Hashimoto, K. A simple in vivo atrial fibrillation model of rat induced by transesophageal atrial burst pacing. Journal of Pharmacological Sciences. 98 (3), 315-318 (2005).
- Scridon, A. Dissociation between animal and clinical studies. where do we go wrong. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 497-500 (2021).
- Mulla, W., et al. Rapid atrial pacing promotes atrial fibrillation substrate in unanesthetized instrumented rats. Frontiers in Physiology. 10, 1218 (2019).
- Scridon, A., et al. Spontaneous atrial fibrillation after long-term transesophageal atrial burst pacing in rats. Technical and procedural approach to a new in vivo atrial fibrillation model. Romanian Journal of Laboratory Medicine. 26 (1), 105-112 (2018).
- Halatiu, V. B., et al. Chronic exposure to high doses of bisphenol A exhibits significant atrial proarrhythmic effects in healthy adult rats. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 587-595 (2021).
- Zaciragić, A., Nakas-ićindić, E., Hadzović, A., Avdagić, N. Average values of electrocardiograph parameters in healthy, adult Wistar rats. Medical Archives. 58 (5), 268-270 (2004).
- Cheshire, W. P. Thermoregulatory disorders and illness related to heat and cold stress. Autonomic Neuroscience: Basic and Clinical. 196, 91-104 (2016).
- Șerban, R. C., Scridon, A. Data linking diabetes mellitus and atrial fibrillation-how strong is the evidence? From epidemiology and pathophysiology to therapeutic implications. Canadian Journal of Cardiology. 34 (11), 1492-1502 (2018).
- Nishida, K., Michael, G., Dobrev, D., Nattel, S. Animal models for atrial fibrillation: clinical insights and scientific opportunities. Europace. 12 (2), 160-172 (2010).
- Qiu, H., et al. DL-3-n-Butylphthalide reduces atrial fibrillation susceptibility by inhibiting atrial structural remodeling in rats with heart failure. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 391 (3), 323-334 (2018).
