Summary
В настоящей работе описан экспериментальный протокол чреспищеводного разрыва предсердий для эффективной индукции фибрилляции предсердий (ФП) у крыс. Протокол может быть использован у крыс со здоровым или реконструированным сердцем, что позволяет изучать патофизиологию ФП, идентифицировать новые терапевтические мишени и оценивать новые терапевтические стратегии.
Abstract
Исследования на животных внесли важные идеи в наше понимание патофизиологии фибрилляции предсердий (ФП) и терапевтического управления. Повторный вход, один из основных механизмов, участвующих в патогенезе ФП, требует определенной массы ткани миокарда для того, чтобы произойти. Из-за небольшого размера предсердий грызуны долгое время считались «устойчивыми» к ФП. Хотя было показано, что спонтанная ФП возникает у крыс, для возникновения аритмии в этих моделях требуется долгосрочное наблюдение (до 50 недель). В настоящей работе описан экспериментальный протокол чреспищеводного разрыва предсердий для быстрой и эффективной индукции ФП у крыс. Протокол может быть успешно использован у крыс со здоровым или реконструированным сердцем при наличии широкого спектра факторов риска, что позволяет изучать патофизиологию ФП, идентифицировать новые терапевтические мишени и оценивать новые профилактические и / или терапевтические стратегии.
Introduction
Фибрилляция предсердий (ФП) является наиболее распространенной устойчивой сердечной аритмией, встречающейся в клинической практике, и ее частота и распространенность продолжают резко расти во всеммире1. Этой аритмией страдает до 4% населения планеты согласно последним исследованиям2. Однако, учитывая, что пароксизмальная ФП может протекать бессимптомно и, следовательно, может избежать обнаружения, истинная распространенность ФП, вероятно, будет намного выше, чем представленная в литературе.
Патофизиология ФП интенсивно изучается. Тем не менее, основные механизмы этой сложной аритмии остаются не полностью выясненными, и это отражается в ограниченных терапевтических возможностях с сомнительной эффективностью. Исследования на животных внесли важные идеи в наше понимание патофизиологии ФП и терапевтического управления. Повторный вход, один из основных механизмов, участвующих в патогенезеФП 3, требует определенной массы ткани миокарда для того, чтобы произойти. Таким образом, крупные животные, как правило, были предпочтительными в исследованиях ФП, тогда как из-за небольшого размера их предсердий грызуны долгое время считались «устойчивыми» к ФП. Однако использование крупных животных затруднено в основном трудностями с обработкой. Между тем, хотя было показано, что спонтанная ФП возникает у крыс4, для возникновения аритмии в этих моделях 5 требуется долгосрочное наблюдение (до50 недель). Также были разработаны модели, обеспечивающие быстрое возникновение АС у мелких грызунов. Чаще всего эти модели используют острую электрическую стимуляцию, часто при наличии других благоприятных условий, таких как сопутствующая парасимпатическая стимуляция или асфиксия, для искусственного индуцирования ФП 6,7. Несмотря на свою эффективность, такие модели не позволяют оценить критические признаки, связанные с ФП, такие как прогрессирующее электрическое, структурное, вегетативное или молекулярное ремоделирование предсердий, а также влияние обычных или нетрадиционных антиаритмических препаратов на субстрат предсердий или на риск желудочковой проаритмии 8,9.
В настоящей работе описан экспериментальный протокол длительного чреспищеводного разрыва предсердий для быстрой и эффективной индукции ФП у крыс. Протокол подходит как для острых, так и для долгосрочных исследований и может быть успешно использован на крысах со здоровым или реконструированным сердцем при наличии широкого спектра факторов риска, что позволяет изучать патофизиологию ФП, идентифицировать новые терапевтические цели и оценивать новые профилактические и / или терапевтические стратегии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Процедуры, касающиеся животных, были одобрены Комитетом по этике Университета медицины, фармации, науки и технологии «Джордж Эмиль Паладе» Из Тыргу-Муреша, Румынским национальным органом по санитарной ветеринарии и безопасности пищевых продуктов и соответствовали руководящим принципам Международного совета по лабораторным наукам о животных (Директива 2010/63 /EU).
1. Протокол чреспищеводного разрыва предсердий
- Рандомизируйте взрослых самцов крыс Wistar (200-400 г массы тела) на две группы: STIM и SHAM.
- Обезболивание животных.
- Для индукции используют 2,5% изофлурана, 4 л/мин, 99,5% O2.
- Для поддержания используют смесь кетамина/медетомидина (75,0/0,5 мг/кг), вводимую внутрибрюшинно.
- Проверьте глубину анестезии, проверив рефлекс роговицы (5% раствор глюкозы) и ноцицептивный рефлекс отмены (защемление пальца ноги). Контролируйте частоту дыхания (падение на 50% допустимо во время анестезии; нормальная скорость составляет от 70 до 120 вдохов в минуту) и температуру тела с помощью ректального термометра (нормальная температура составляет от 96,5 до 99,5 ° F или 35,9 - 37,5 ° C).
ПРИМЕЧАНИЕ: Продолжайте процедуру только после того, как эффективность анестезии будет подтверждена. Периодически контролируйте глубину анестезии на протяжении всего протокола. При необходимости повторяют внутрибрюшинную инъекцию кетамина/медетомидина. - Нанесите офтальмологическую мазь на оба глаза, чтобы предотвратить повреждение роговицы.
- Уложите животное в положение лежа на спине и положите его на грелку для поддержания температуры тела на уровне ~37 °C.
- Прикрепите три поверхностных электрода ЭКГ к конечностям крыс в конфигурации свинца II (рисунок 1А).
- Поместите отрицательный электрод на правую переднюю часть.
- Поместите положительный электрод на левую заднюю конечность.
- Поместите заземляющий электрод на левую переднюю часть.
- Закрепите электроды в нужном положении с помощью тонких эластичных шнуров браслета.
- Включите запись ЭКГ на поверхности и выполните непрерывную запись ЭКГ на протяжении всей процедуры (рисунок 1B) с использованием коммерческой или локально разработанной программысбора 10.
- Для электрической стимуляции используют квадриполярный катетер 5-6 F, подключенный к кардиостимулятору10 на основе микроконтроллера.
- После того, как животное будет обезболено, вставьте катетер через ротовую полость, в пищевод. Измерьте расстояние между верхними резцами и сердцем (оценивается путем пальпации), чтобы приблизиться к глубине, на которой катетер должен быть вставлен в пищевод.
ВНИМАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы не форсировать катетер, так как существует риск перфорации пищевода. - Подтвердите правильное положение стимулирующего катетера на уровне предсердий следующим образом.
- Применяют электростимуляцию с частотой 400 раздражителей/мин (продолжительность стимула 6 мс).
- Проверьте, показывает ли трассировка ЭКГ постоянный захват предсердий (т.е. за каждым электрическим стимулом следует узкий комплекс QRS) (рисунок 2).
- Определите диастолический порог, то есть самое низкое напряжение, необходимое для получения захвата предсердий (как правило, от 10 В до 20 В).
ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните следующие действия для животных в группе STIM. - После определения правильного положения катетера установите стимулятор на частоту 4000 стимулов в минуту (длительность стимула 6 мс), при напряжении на 3 В выше диастолического порога (рисунок 3).
- Применяют к каждому животному 15 последовательных циклов стимуляции, по 20 с каждый, со свободным интервалом 5 мин между циклами11. В зависимости от целей исследования повторяйте протокол для каждой крысы в течение 10 дней, со скоростью 5 дней в неделю, в одно и то же время в каждый день.
- Проверьте эффективность стимуляции следующим образом.
- Определите время восстановления синусового узла (SNRT), которое появляется в конце быстрого темпа как интервал времени, который длиннее длины цикла, зарегистрированной во время синусового ритма (рисунок 4A), и представляет собой интервал времени, необходимый для возобновления синусового ритма после окончания подавления перегрузки.
ПРИМЕЧАНИЕ: Подавление овердрайва представляет собой ингибирование активности синусового узла путем электрической стимуляции сердца со скоростью, превышающей внутренний ритм. - Определите возникновение эпизода ФП, который определяется здесь как наличие трех или более последовательных нерегулярных, наджелудочковых ударов (т.е. нерегулярного желудочкового ответа с узкими комплексами QRS), при этом P-волны отсутствуют или заменяются небольшими, искаженными «f» волнами (рисунок 4B).
- Определите время восстановления синусового узла (SNRT), которое появляется в конце быстрого темпа как интервал времени, который длиннее длины цикла, зарегистрированной во время синусового ритма (рисунок 4A), и представляет собой интервал времени, необходимый для возобновления синусового ритма после окончания подавления перегрузки.
- Если эпизод ФП не заканчивается спонтанно к моменту выполнения следующего цикла стимуляции (т.е. к концу пяти свободных минут между циклами), не применяйте следующую стимуляцию.
- Подождите еще 5 минут. Если эпизод ФП все еще продолжается после этих 10 минут, завершите протокол на этот день.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если требуется оценка тяжести электроиндуцированной ФП, может быть выполнен более длительный мониторинг ЭКГ.
- Подождите еще 5 минут. Если эпизод ФП все еще продолжается после этих 10 минут, завершите протокол на этот день.
- Если тяжелая брадикардия или асистолия возникает в конце стимуляции (т.е. из-за электрической стимуляции блуждающего нерва), прекратите протокол. Если электрическая активность не возвращается к норме быстро, выполняют наружный массаж сердца и вводят атропина сульфат (0,05 мг/кг) внутрибрюшинно.
- В конце процедуры отмените анестезию с помощью атипамезола (1 мг/кг), вводимого внутрибрюшинно. Поместите крыс по отдельности в чистые клетки с дополнительным теплом и периодически наблюдайте, пока они полностью не восстановятся. Никакой другой конкретный уход за животными не требуется в конце протокола.
- Проанализируйте поверхностные трассировки ЭКГ и определите следующее.
- Индуцируемость ФП, которая выражается в процентах (т.е. [количество циклов стимуляции, за которыми следуют эпизоды ФП / общее количество примененных циклов стимуляции] х 100).
- Продолжительность каждого эпизода AF.
- Наличие «постоянных» (т.е. >10 мин) эпизодов ФП.
ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните следующие действия для животных в группе SHAM.
- Для крыс в группе SHAM выполните шаги с 1,1 по 1,7, как описано выше, без применения какой-либо электрической стимуляции.
- Поддерживайте катетер в нужном положении в течение 80 мин (т.е. времени, необходимого для завершения протокола у крыс STIM) без применения какой-либо электрической стимуляции, при этом непрерывно регистрируя поверхностную ЭКГ.
- В конце процедуры отмените анестезию атипамезолом (1 мг/кг). Никакой другой конкретный уход за животными не требуется в конце протокола.
- Проанализируйте поверхностные трассировки ЭКГ и определите параметры, описанные в шаге 1.16.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В экспериментальном исследовании 22 взрослых самца крыс Wistar (200-400 г) были случайным образом распределены на две группы: STIM (n = 15) и SHAM (n = 7). Все животные содержались индивидуально в клетках из поликарбоната, в помещении с климат-контролем (21-22 °C), имея свободный доступ к воде и сухому корму на протяжении всего исследования. Описанный выше протокол чреспищеводной стимуляции применялся ко всем животным в течение 10 дней, 5 дней в неделю. Все животные проходили один и тот же протокол, за исключением того, что крысы в группе SHAM не получали активной электрической стимуляции.
Как и ожидалось, никаких эпизодов ФП не было вызвано у животных SHAM на протяжении всего протокола. Следовательно, никакие другие параметры (т.е. продолжительность эпизодов ФП и наличие «постоянных» эпизодов ФП) не могут быть оценены в этой группе.
В первый день стимуляции у 12 (80%) из 15 животных STIM были эпизоды ФП (относительный риск = 3,33, p < 0,001 по сравнению с группой SHAM с использованием точного теста Фишера). У крыс STIM из 164 циклов стимуляции, примененных в первый день стимуляции, за 42 последовали эпизоды ФП (медиана индуцируемости 20% [межквартильный диапазон 6,67-72,22] против 0% в группе SHAM) (Рисунок 5).
В течение 10 дней протокола ФП была эффективно индуцирована у всех животных (рисунок 6). В среднем 15,6 ± 8,7 эпизодов ФП были индуцированы у животных STIM в течение всего срока действия протокола. Из общего числа примененных циклов стимуляции 20,05% сопровождались ФП, а 41 (17,30%) эпизод фП длился более 600 с. Средняя продолжительность эпизодов ФП продолжительностью менее 600 с составляет 40,12 с (табл. 1).
Рисунок 1: Запись поверхностной ЭКГ. (А) Позиционирование электродов ЭКГ — два на уровне передних конечностей и один на левой задней конечности животного. (B) Отслеживание поверхностной ЭКГ, регистрируемой перед применением электрической стимуляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Трассировка ЭКГ, подтверждающая захват предсердий. Трассировка ЭКГ подтверждает правильное положение катетера, т. е. после каждого электрического раздражителя с частотой 400 раздражителей в минуту наблюдается узкий комплекс QRS. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Настройки кардиостимулятора на основе микроконтроллера. Параметры стимуляции устанавливаются с частотой 4000 стимулов в минуту (ppm: импульсы в минуту), длительностью стимула 6 мс (WDTh: ширина) и напряжением 11 В (т.е. на 3 В выше диастолического порога). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Трассировка ЭКГ, подтверждающая эффективность протокола стимуляции. (A) Время восстановления синусового узла (SNRT). Отметим, что временной интервал при прекращении стимуляции (SNRT) длиннее длины цикла, регистрируемой во время синусового ритма (интервал RR, т. е. интервал между R-волнами двух последовательных комплексов QRS, представляющий продолжительность сердечного цикла). (B) Появление эпизода фибрилляции предсердий после завершения цикла электростимуляции предсердий. Обратите внимание на неправильные, узкие комплексы QRS, отсутствие волн P и небольшие, искаженные волны «f». Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Индуцируемость фибрилляции предсердий (ФП) в первый день стимуляции в группах STIM (n=15) и SHAM (n=7). Данные выражаются в виде медианного и межквартильного диапазона. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Среднесуточная индуцируемость фибрилляции предсердий в течение 10 дней протокола стимуляции у крыс STIM. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
| Электрически индуцированные эпизоды фибрилляции предсердий (n = 237) | Количество (%) | Средняя продолжительность (секунд) |
| продолжительность ≥600 секунд | 41 (17.30%) | - |
| продолжительность < 600 секунд | 196 (82.70%) | 40.12 |
Таблица 1: Временные параметры электрически индуцированных эпизодов «стойкой» и «непостоянной» фибрилляции предсердий в группе STIM.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В настоящей работе описывается экспериментальный протокол долгосрочного чреспищеводного разрыва предсердий для быстрой и эффективной индукции ФП у крыс, подходящий как для острых, так и для долгосрочных исследований ФП. 10-дневный протокол стимуляции, описанный в настоящем описании, был успешно использован для разработки «вторичной спонтанной модели ФП» (т.е. модели, в которой после периода индукции ФП электрической стимуляцией ФП развивается спонтанно)10. Однако продолжительность протокола может варьироваться в зависимости от точной цели исследования.
Другие параметры, такие как размер стимулирующего катетера, также могут быть скорректированы в зависимости от размера животных. Тем не менее, следует соблюдать осторожность, чтобы избежать использования чрезмерно больших катетеров, так как они могут вызвать давление на трахею и препятствовать нормальному дыханию. Для крыс весом 200-400 г катетеры 5-6 F вызывают незначительное давление на трахею и позволяют реализовать протокол без необходимости эндотрахеальной интубации.
Ключевым этапом протокола является правильное позиционирование стимулирующего катетера внутри пищевода, на уровне предсердий (шаг 1.7). Этот этап следует выполнять только после тщательной проверки глубины анестезии, так как отсутствие эффективной анестезии увеличивает риск остановки сердечно-дыхательных путей во время следующих этапов протокола. Мониторинг электрической активности сердца с использованием поверхностной ЭКГ обычно дает достаточные данные, чтобы подтвердить, что катетер правильно расположен внутри пищевода (то есть стимуляция на частоте, превышающей внутреннюю частоту сердечных сокращений, иллюстрирует явление подавления перегрузки на синусовом узле, и за каждым стимулом следует узкий комплекс QRS). Тем не менее, выполнение записей электрокардиограммы пищевода может быть использовано для дальнейшего подтверждения правильного положения стимулирующего катетера.
Учитывая нормальную базовую частоту сердечных сокращений крысWistar 12, важно выполнять начальную стимуляцию с частотой, превышающей частоту сердечных сокращений у крыс (т.е. >400 стимулов в минуту), чтобы обеспечить постоянный захват предсердий (шаг 1.8). На этом этапе частота стимуляции должна быть адаптирована к базовой частоте сердечных сокращений каждого животного. При наличии правильной скорости стимуляции отсутствие постоянного захвата предсердий может быть связано либо с неправильным позиционированием катетера, либо со стимуляцией при напряжении ниже диастолического порога (шаг 1.9). Оба сценария могут привести к неэффективной стимуляции и сбою протокола. Учитывая, что колебания температуры тела могут способствовать сердечным аритмиям13, следует обратить внимание на поддержание постоянной температуры тела (37 °C) в течение всей процедуры.
Способ, описанный в настоящем описании, также имеет ряд ограничений. Учитывая анатомическую близость блуждающего нерва к пищеводу, во время протокола может возникать сопутствующая электрическая стимуляция блуждающего нерва, повышающая риск остановки сердечно-дыхательных путей. Кроме того, следует иметь в виду, что парасимпатическая стимуляция, вероятно, также способствует возникновению ФП в этой модели и что другие модели могут быть более адекватными для исследований, направленных на оценку и / или манипулирование вегетативной нервной системой.
Животные модели продолжают играть важную роль в разгадке патофизиологических механизмов, лежащих в основе ФП, и в улучшении терапевтических стратегий. Идеальная модель ФП животных должна быть быстрой и легко воссоздаваемой, воспроизводимой и должна максимально имитировать патологию, наблюдаемую у людей14. У грызунов большинство моделей ФП заключаются в острой индукции ФП, чаще всего при наличии других благоприятных факторов, помимо электрической стимуляции предсердий 6,15. Однако такие модели не могут оценить роль прогрессирующего ремоделирования предсердий в патофизиологии ФП, не могут проверить долгосрочные эффекты различных антиаритмических препаратов и не могут оценить желудочковый проаритмический риск, связанный с хроническим антиаритмическим лечением 8,9. В других исследованиях16 один протокол стимуляции применялся к хронически реконструированным, склонным к ФП предсердиям. Хотя эта стратегия преодолевает некоторые из этих недостатков, она не учитывает влияние ФП как таковой на проаритмическое ремоделирование предсердий и на будущее возникновение ФП 8,9. Между тем, длительное (например, 10 дней) применение протокола чреспищеводной стимуляции предсердий, описанного выше, индуцирует прогрессирующее проаритмическое ремоделирование предсердий и создает предсердную среду, необходимую для спонтанного возникновения ФП, после завершения протоколов стимуляции10.
Поэтому экспериментальная модель, описанная в настоящем описании, может быть эффективно использована не только для оценки острой индукции ФП, но и для создания модели (вторичной) спонтанной ФП. Таким образом, эта модель приносит ряд основных преимуществ, создавая предпосылки для лучшего понимания механизмов, участвующих в возникновении и поддержании ФП, а также для выявления и тестирования новых терапевтических стратегий.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
У авторов нет конфликта интересов.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана грантом Министерства образования и исследований Румынии, CNCS - UEFISCDI, номер проекта PN-III-P1-1.1-TE-2019-0370, в рамках PNCDI III.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antisedan (Atipamezole Hydrochloride) 5mg / mL, solution for injection | Orion Corporation | 06043/4004 | for Rats use 1 mg / kg |
| Dormitor (Medetomidine Hydrochloride) 1 mg / mL, solution for injection | Orion Corporation | 06043/4003 | for Rats use 0.5 mg / kg |
| E-Z Anesthesia Single Animal System | E-Z Systems Inc | EZ-SA800 | Allows the manipulation of one animal at a time |
| Isoflurane 99.9%, 100 mL | Rompharm Company | N01AB06 | |
| Ketamine 10%, 25 mL | for Rats use 75 mg / kg | ||
| Microcontroller-based cardiac pacemaker for small animals | Developed in our laboratory (See Reference number 10 in the manuscript) | ||
| Surface ECG recording system | Developed in our laboratory (See Reference number 10 in the manuscript) |
References
- Kornej, J., Börschel, C. S., Benjamin, E. J., Schnabel, R. B. Epidemiology of atrial fibrillation in the 21st century: Novel methods and new insights. Circulation Research. 127 (1), 4-20 (2020).
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC). European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).
- Veenhuyzen, G. D., Simpson, C. S., Abdollah, H. Atrial fibrillation. Canadian Medical Association Journal. 171 (7), 755-760 (2004).
- Lau, D. H., et al. Atrial arrhythmia in ageing spontaneously hypertensive rats: unraveling the substrate in hypertension and ageing. PloS One. 8 (8), 72416 (2013).
- Scridon, A., et al. Unprovoked atrial tachyarrhythmias in aging spontaneously hypertensive rats: The role of the autonomic nervous system. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (3), 386-392 (2012).
- Haugan, K., Lam, H. R., Knudsen, C. B., Petersen, J. S. Atrial fibrillation in rats induced by rapid transesophageal atrial pacing during brief episodes of asphyxia: a new in vivo model. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 44 (1), 125-135 (2004).
- Sugiyama, A., Takahara, A., Honsho, S., Nakamura, Y., Hashimoto, K. A simple in vivo atrial fibrillation model of rat induced by transesophageal atrial burst pacing. Journal of Pharmacological Sciences. 98 (3), 315-318 (2005).
- Scridon, A. Dissociation between animal and clinical studies. where do we go wrong. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 497-500 (2021).
- Mulla, W., et al. Rapid atrial pacing promotes atrial fibrillation substrate in unanesthetized instrumented rats. Frontiers in Physiology. 10, 1218 (2019).
- Scridon, A., et al. Spontaneous atrial fibrillation after long-term transesophageal atrial burst pacing in rats. Technical and procedural approach to a new in vivo atrial fibrillation model. Romanian Journal of Laboratory Medicine. 26 (1), 105-112 (2018).
- Halatiu, V. B., et al. Chronic exposure to high doses of bisphenol A exhibits significant atrial proarrhythmic effects in healthy adult rats. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 587-595 (2021).
- Zaciragić, A., Nakas-ićindić, E., Hadzović, A., Avdagić, N. Average values of electrocardiograph parameters in healthy, adult Wistar rats. Medical Archives. 58 (5), 268-270 (2004).
- Cheshire, W. P. Thermoregulatory disorders and illness related to heat and cold stress. Autonomic Neuroscience: Basic and Clinical. 196, 91-104 (2016).
- Șerban, R. C., Scridon, A. Data linking diabetes mellitus and atrial fibrillation-how strong is the evidence? From epidemiology and pathophysiology to therapeutic implications. Canadian Journal of Cardiology. 34 (11), 1492-1502 (2018).
- Nishida, K., Michael, G., Dobrev, D., Nattel, S. Animal models for atrial fibrillation: clinical insights and scientific opportunities. Europace. 12 (2), 160-172 (2010).
- Qiu, H., et al. DL-3-n-Butylphthalide reduces atrial fibrillation susceptibility by inhibiting atrial structural remodeling in rats with heart failure. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 391 (3), 323-334 (2018).
